Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Environment
Click here for the English version

Environment

Todimensjonal visualisering og kvantifisering av Labile, uorganiske plante næringsstoffer og forurensninger i jord

Published: September 1, 2020 doi: 10.3791/61661
Automatic Translation
1, 2, 1, 1,3
1Department General, Analytical and Physical Chemistry, Chair of General and Analytical Chemistry, Montanuniversität Leoben, 2Department of Forest and Soil Sciences, Institute of Soil Research, Rhizosphere Ecology and Biogeochemistry Group, University of Natural Resources and Life Sciences, Vienna, 3Department of Crop Sciences, Institute of Agronomy, University of Natural Resources and Life Sciences, Vienna

Summary

Denne protokollen presenterer en arbeidsflyt for under mm 2D-visualisering av flere labile uorganiske næringsstoffer og forurensningssolute arter ved hjelp av diffusive gradienter i tynne filmer (DGT) kombinert med massespektrometriavbildning. Solute prøvetaking og høyoppløselig kjemisk analyse er beskrevet i detalj for kvantitativ kartlegging av solutes i jordsmonikasfæren av terrestriske planter.

Abstract

Vi beskriver en metode for todimensjonal (2D) visualisering og kvantifisering av fordelingen av labile (f.eks. reversibelt adsorbert) uorganisk næringsstoff (f.eks. P, Fe, Mn) og kontaminant (f.eks. As, Cd, Pb) solute arter i jorda ved siden av planterøtter ("jordsmonikasfæren") ved sub-millimeter (~ 100 μm) romlig oppløsning. Metoden kombinerer vaskbasert oppklart prøvetaking av diffusive gradienter i tynnfilmer (DGT) teknikk med romlig løst kjemisk analyse ved laserablasjon induktivt sammenlignet plasma massespektrometri (LA-ICP-MS). DGT-teknikken er basert på tynne hydrogeler med homogent distribuerte analytiske bindingsfaser. Utvalget av tilgjengelige bindingsfaser gjør det mulig å fremstilling av forskjellige DGT geltyper etter enkle gelfabrikasjonsprosedyrer. For DGT gel distribusjon i jordsmonsfæren, planter dyrkes i flate, gjennomsiktige vekstbeholdere (rhizotrons), som muliggjør minimal invasiv tilgang til en jorddyrket rotsystem. Etter en pre-vekst periode, DGT geler brukes på utvalgte regioner av interesse for i situ solute prøvetaking i rhizosphere. Etterpå hentes DGT geler og klargjort for påfølgende kjemisk analyse av de bundne solutes ved hjelp av LA-ICP-MS line-scan imaging. Bruk av intern normalisering ved hjelp av 13C og ekstern kalibrering ved hjelp av matrisematchede gelstandarder gir ytterligere kvantifisering av 2D-ens solute flukser. Denne metoden er unik i sin evne til å generere kvantitative, sub-mm skala 2D-bilder av multi-element solute flukser i jord-plante miljøer, overstiger oppnåelig romlig oppløsning av andre metoder for å måle løse gradienter i jordsmonsfæren vesentlig. Vi presenterer anvendelsen og evalueringen av metoden for avbildning av flere kationiske og anioniske solute arter i jordsmonosfæren av terrestriske planter og fremhever muligheten for å kombinere denne metoden med komplementære løse bildeteknikker.

Introduction

Næringsoppkjøp av avlingsplanter er en viktig faktor for å bestemme avlingsproduktiviteten. Prosessene som styrer effektivt opptak av næringsstoffer av avlinger har blitt studert intenst, spesielt mekanismene som kontrollerer næringstilgjengelighet til og nærings internalisering av planterøtter ved jordrotgrensesnittet, rhizosphere, er anerkjent for sin rolle i avlingsnæringsnæringsoppkjøp. Viktige prosesser for plantenæringsopptak inkluderer: næringstransport mot roten; dynamisk sorpsjon likevekt mellom arter oppløst i jord porevann og arter bundet til faste jordoverflater; mikrobiell konkurranse om næringsstoffer; mikrobiell mineralisering av næringsstoffer som finnes i jord organisk materiale; og nærings internalisering i roten symplasma. Opptaket av uorganiske spormetall(oid) forurensninger styres i stor grad av de samme mekanismene.

Avhengig av nærings- og forurensningstilgjengelighet, planteetterspørsel og diffusivitet i jord, kan differensialnæringsmønstre i rhizosfæren observeres. For sterkt sorbing elementer med relativt høye internalisering priser (f.eks P, Fe, Mn, Zn, Som, Cd, Pb), uttømming av labile (det vil si reversibel adsorbert) element brøkdel i forhold til bulk jord er funnet, med uttømming sone bredder ofte blir ≤1 mm, mens for mer mobile næringsstoffer som NO3-, uttømming soner kan strekke seg opp til flere centimeter1. Videre har akkumulering av elementer som Al og Cd blitt observert når tilgjengeligheten overstiger planteopptakshastigheter2,3.

Gitt viktigheten av rhizosphere prosesser i nærings- og forurensning sykling, flere teknikker for måling av plante-tilgjengelig element fraksjon ved høy romlig oppløsning har blitt utviklet4,5. Måling av småskala labile løse distribusjoner har imidlertid vist seg å være utfordrende av flere grunner. En stor vanskelighet er å prøve svært små (lav μL rekkevidde) volumer av jord og / eller porevann på definerte posisjoner ved siden av levende planterøtter for å løse de bratte næringsgradienter i jordasfæren. En tilnærming for å løse dette problemet er å bruke mikrosugekopper for utvinning av porevannsprøver6. Med denne metoden målte A. Göttlein, A. Heim og E. Matzner7 jord porevannsnæringskonsentrasjoner i nærheten av Quercus robur L. røtter med en romlig oppløsning på ~ 1 cm. En vanskelighet med å analysere μL volumer av jord eller jord løsning er, at disse små prøvevolumer, i kombinasjon med de lave konsentrasjonene av alle, men de store næringsartene, krever svært følsomme kjemiske analyseteknikker.

Et alternativt system, som er i stand til å løse næringsstoffer gradienter ved en oppløsning ned til ~ 0,5 mm, er å vokse en rotmatte på overflaten av en jordblokk, med et tynt hydrofilmembranlag som skiller jord fra røttene8,9. I denne konfigurasjonen kan solutes passere gjennom membranen og røtter kan ta opp næringsstoffer og forurensninger fra jorden mens rotutsudater kan spre seg inn i jorden. Etter etableringen av et tett rotlag, kan jordblokken samples og skjæres for å få jordprøver for etterfølgende utvinning av elementfraksjoner. På denne måten kan endimensjonale næringsstoffer og forurensningsgradienter, i gjennomsnitt over et relativt stort område (~ 100 cm2)analyseres.

En ytterligere utfordring er å få prøver av den labile, plante-tilgjengelige elementfraksjonen, siden de fleste kjemiske jordutvinningsteknikker opererer svært annerledes sammenlignet med mekanismene der planter tar opp næringsstoffer og forurensninger. I mange jordutvinningsprotokoller blandes jord med en ekstrahert løsning med sikte på å etablere en (pseudo-)likevekt mellom oppløst og sorbert elementfraksjon. Imidlertid internaliserer planter kontinuerlig næringsstoffer, og derfor ofte gradvis tømme jordafatet. Selv om likevekt utvinning protokoller har blitt mye vedtatt som jord tester som de er enkle å implementere, den ekstrahert næringsfraksjon ofte ikke representerer plante-tilgjengelig næringsfraksjongodt 10,11,12,13. Sink metoder som kontinuerlig tømme samplet jord for næringsstoffer har blitt foreslått som fordelaktige metoder og kan bedre ligne den underliggende næringsopptak mekanisme ved å etterligne rotopptak prosesser10,11,14,15.

I tillegg til metodene som er beskrevet ovenfor, er ekte bildebehandlingsprogrammer, i stand til å måle kontinuerlige parameterkart med oppløsninger ≤ 100 μm på tvers av synsfelt på flere cm2 utviklet for spesifikke elementer og jord (bio) kjemiske parametere5. Autoradiografi kan brukes til å bilde elementfordelingen i jordemosfæren forutsatt at egnede radioisotoper ertilgjengelige 16. Planar optodes muliggjør visualisering av viktige jord kjemiske parametere som pH og pO217,18,19,og enzym aktivitet eller totale protein distribusjoner kan kartlegges ved hjelp av fluorescerende indikator bildeteknikker som jord zymography20,21,22,23 og / eller rot blotting metoder24. Mens zymografi og autoradiografi er begrenset til måling av en enkelt parameter om gangen, kan pH og pO 2-avbildning ved hjelp av planar optodes gjøres samtidig. De mer tradisjonelle rotmatteteknikkene gir bare 1D-informasjon, mens mikrosugekopper gir punktmålinger eller lav oppløsning 2D-informasjon, men begge tilnærmingene tillater analyse med flere elementer. Mer nylig presenterte P. D. Ilhardt, et al.25 en ny tilnærming ved hjelp av laserindusert nedbrytningsspektroskopi (LIBS) for å kartlegge 2D totalt multi-element distribusjoner med en oppløsning på ~ 100 μm i jord-rot kjerneprøver der den naturlige elementfordelingen ble bevart ved forsiktig prøveforberedelse.

Den eneste teknikken som er i stand til målrettet 2D-prøvetaking av flere næringsstoffer og forurensningssolutes ved høy romlig oppløsning er diffusive gradienter i tynnfilmer (DGT) teknikk, en vaskbasert prøvetakingsmetode som immobiliserer labile spormetall (loid) arter in situ på et bindende materiale innebygd i et hydrogellag26,27. DGT ble introdusert som en kjemisk spesiasjonsteknikk for måling av labile solutes i sedimenter og vann, og ble snart vedtatt for bruk i jord28. Det muliggjør sub-mm skala multi-element solute imaging, som opprinnelig ble demonstrert i en elv sediment29, og har blitt utviklet videre for sin anvendelse i anlegget rhizospheres30,31,32,33.

For DGT-prøvetaking påføres et gelark av en størrelse på ca. 3 cm x 5 cm på en enkelt planterot som vokser i overflatelaget av en jordblokk, med en hydrofil membran som skiller gelen fra jorden. I kontakttiden sprer labile næringsstoffer og/eller forurensninger seg mot gelen og bindes umiddelbart av bindingsmaterialet som er innlemmet i gelen. På denne måten etableres en konsentrasjonsgradient, og dermed en kontinuerlig nettofluks mot gelen og rådes i prøvetakingstiden. Etter prøvetaking kan hydrogelen fjernes og analyseres ved hjelp av en analytisk kjemisk teknikk som åpner for romlig løst analyse. En høyt spesialisert og ofte brukt teknikk for dette formålet er laser ablasjon induktivt skrevet plasma massespektrometri (LA-ICP-MS). I noen tidlige studier ble mikropartikkelindusert røntgenutslipp (PIXE) også brukt29. DGT-prøvetaking kombinert med LA-ICP-MS-analyse gir mulighet for kjemisk bildebehandling med flere elementer med en romlig oppløsning på ~ 100 μm. Hvis svært følsomme ICP-MS-teknikker (f.eks. sektorfelt ICP-MS) benyttes, kan det oppnås eksepsjonelt lave deteksjonsgrenser. I en studie om effekten av liming på Zn og Cd opptak av mais15, vi var i stand til å kartlegge labile Cd i mais rhizosphere i uforurenset jord med en grense for påvisning av 38 pg cm-2 av Cd per gel område. DGT, planar optodes, og zymography stole på diffusjon av målelementet fra jord til et gellag, som kan utnyttes for kombinert bruk av disse metodene for å samtidig, eller etter hverandre, bilde et stort antall parametere som er relevante for plante næringsstoff og forurensning opptak. Detaljert informasjon om analytiske kjemiske aspekter ved DGT-bildebehandling, om potensialet for å kombinere DGT og andre bildemetoder, og på applikasjonene er grundig gjennomgått i ref.34,35.

I denne artikkelen beskriver vi hvordan du utfører et solute bildeeksperiment ved hjelp av DGT-teknikken på røtter av terrestriske planter i et umettet jordmiljø, inkludert plantedyrking, gelfabrikasjon, gelapplikasjon, gelanalyse og bildegenerering. Alle trinnene er utarbeidet i detalj, inkludert notater om kritiske trinn og eksperimentelle alternativer.

Protocol

1. Fabrikasjon av DGT geler

MERK: Flere DGT geltyper er tilgjengelige for 2D-avbildning av labile solute arter ved høy (sub-mm) romlig oppløsning35. Her er fabrikasjonen av tre godt karakteriserte høyoppløselige (HR)-DGT bindegeler som brukes i løse bildebehandlingsprogrammer kort oppsummert. Laboratorieprosedyrer for analyse av sporelement, samt detaljerte fabrikasjonsprosedyrer for alle presenterte HR-DGT geler er beskrevet i avsnittene Støtteinformasjon (SI) S1 og S2.

  1. Polyuretanbasert blandet anion- og kationbindende gel (HR-MBG; SI S2.1)31
    1. Forbered en polyuretangelsuspensjon med homogent dispergert zirkonium (IV) hydroksid og iminodiacetat (IDA) faser.
    2. Coat gel suspensjon i en tynn film på en glassplate og initiere geldannelse ved løsningsmiddel fordampning for å oppnå en 0,1 mm tynn, tåresikker blandet anion og kation bindende gel (HR-MBG).
  2. Polyakrylamid-zirkonia anion bindende gel (HR-ABG; SI S2.2)36
    1. Fremstille en 0,4 mm tynn agarose kryssbundet polyakrylamidgel (TFO) etter etablerte gelstøpeprosedyrer37 (se SI S2.4 for en detaljert protokoll for TFO-fabrikasjonen).
    2. Bunnchiffet zirkonium (IV) hydroksid faser inn i den prefabrikte TFO gel for å oppnå en 0,4 mm tynn anion binding gel (HR-ABG).
  3. Polyakrylamid-iminodiacetat kation bindende gel (HR-CBG; SI S2.3)38
    1. Forbered en polyakrylamidgelsuspensjon med homogent dispergerte IDA-faser.
    2. Kast gelen mellom to glassplater og initier polymeriseringsreaksjonen for å oppnå en 0,4 mm tynn kationbindingsgel (HR-CBG) hvor IDA-fasene er avgjort til den ene siden av gelen.

2. Plantedyrking

MERK: Det eksperimentelle systemet bruker jordstengler4 (figur 1) til å dyrke planter i umettet jord for oppsigelse. Først er jordfylling og vanning av jordsmonnzotron beskrevet, så gis detaljer om den eksperimentelle planteveksten. Detaljer om rhizotron design og jord substrat forberedelse før du fyller inn i rhizotron er presentert i SI seksjon S3.

Figure 1
Figur 1: Rhizotron design (ikke skalere). (A) Eksplodert visning av en rhizotron vekstbeholder. (B) Montert rhizotron under plantevekst. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

  1. Jordfylling av jordsten jord
    1. Før du fyller jordstenzotron med pre-fuktet jord (gravimetrisk vanninnhold, Equation 6 er kjent; se SI S3.2),lukk vannhullene på baksiden av rhizotron ved hjelp av tape og fjern frontplaten og dens fikseringsskinner og skruer.
    2. Vei den tomme jordstenzotron (unntatt frontplate, skinner og skruer), åtte 5 cm x 11 cm akrylplater og 16 klemmer (Table of Materials) og registrere summen av vekter.
    3. Fest en liten akrylplate på bunnen av rhizotronen ved hjelp av to klemmer på hver side, med trykket på klemmene rettet mot rhizotronrammen, slik at platen ikke bøyer seg innover og volumet er konstant.
    4. Hell jordstenzotronen litt mot den lille plastplaten og fyll med pre-fuktet jord opp til en høyde på ~ 4 cm (Figur 2A). Fordel jorda inne i jordstenonen ved å røre jordsten litt og komprimer jorda forsiktig med noen få mm (avhengig av de spesifikke jordegenskapene) med et komprimeringsverktøy (figur 2B).
    5. Gjenta 2.1.3 - 2.1.4 til jordstengleren er fylt med jord (figur 2C). La et gap på ~ 3 cm på toppen for den påfølgende plantingen av frøplanter i rhizotron.
    6. Vei den jordfylte jordstenzotronen (inkludert 8 små plater og 16 klemmer) og registrer vekten. Fra dette trekker du fra den tomme rhizotronvekten oppnådd i 2.1.2 og registrerer vektforskjellen, det vil at massen av fuktig jord Equation 7 (g), i jordstentron.
    7. Beregn massen av tørr jord i jordstenzotron, Equation 8 (g), i henhold til Eq. 1, og beregn deretter tørr jord bulk tetthet, Equation 9 (g cm-3),i rhizotron i henhold til Eq. 2.
      Equation 1
      Equation 2
      Her er Equation 10 (cm3) det totale indre volumet av jordstenonen.
      MERK: Typiske Equation 9 verdier i jordstengleren er mellom 1,0-1,4 g cm-3. Ikke overskrid 1,5 g cm-3, da rotvekst kan hindres over denne verdien.
    8. Plasser jordfylt jordstenzotron på en støtteboks og fjern alle klemmer og små plater fra jordstenon (figur 2D). Rengjør jordstensten (f.eks. kanter) forsiktig ved hjelp av vevpapir, da gjenværende jordpartikler på rammen kan forårsake lekkasjer.
      MERK: Den eksponerte jordoverflaten må være homogen og jevnet med rhizotronrammen uten sprekker eller hull. Hvis ikke, tøm jordstenonen og gjenta 2.1.2 - 2.1.8.
    9. Klipp to stykker polytetrafluoretylen (PTFE) (Table of Materials) folie til 22 cm x 13 cm hver. I tillegg kutte et stykke plastfolie til 46 cm x 15 cm. Registrer summen av PTFE og plastfolievekter. Plasser det første ptfe-foliet på den øverste halvdelen av den eksponerte jordoverflaten i jordstengleronen, som strekker seg ~ 1 cm over jordnivået på toppen av rhizotron.
    10. Fest PTFE-folien forsiktig til rhizotronrammen ved hjelp av tape (figur 2E). Start med å feste ett hjørne på toppen av rhizotron først, etterfulgt av sitt motsatte hjørne og til slutt de to hjørnene lenger ned i rhizotron. Påfør spenning når du fester hjørnene 2-4 for å sikre en flat folieoverflate. Hvis foldene dukker opp, åpne og fest båndet på enkelt hjørner (ikke alle samtidig) til alle folder er fjernet og PTFE-folien er flat og sammenhengende med jordoverflaten.
    11. Plasser den andre ptfe folien på den nedre enden av rhizotron, overlappende øvre PTFE folie stykke med ~ 1 cm. Gjenta 2.1.10 for å feste den andre PTFE folie til rhizotron.
    12. Plasser plastfolie (46 cm x 15 cm) på PTFE-foliene. Fest plastfolie ved hjelp av fikseringsprosedyren som beskrevet i 2.1.10.
    13. Plasser en frontplate på jordfylt og foliedekket rhizotron. Plasser en skinne rundt hver side av jordstengleren og stram skruene for hånd for å feste skinnene og dermed frontplaten til jordstenonen. Skruene er plassert mot den lukkede siden av jordstenon, det vil at siden med vannhullene (figur 1A).

Figure 2
Figur 2: Rhizotron montering og fylling for å dyrke planter i jord for solute avbildning i jordsmonsfæren. (A)Jordfylling i jordstenzotronet. (B)Komprimering av fylt jord ved hjelp av et komprimeringsverktøy. (C)Jordfylt jordstengleron med små akrylplater og klemmer. (D)Jordfylt jordstenzotron med eksponert jordoverflate. (E)Jordfylt jordster jordstengler delvis dekket med en beskyttende PTFE folie. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 3
Figur 3: Rhizotron håndtering og DGT gel søknad. (A)Jord vanning ved hjelp av 10 ml pipette tips i vanning hullene på baksiden av rhizotron. (B) Planting av frøplanter (angitt som grønne flekker) inn i jordfylt og lukket jordstengler. (C) Rhizotron plantet med Salix smithiana borekaklinger og fjernet frontplate og plastfoliedeksel. (D)Fjern forsiktig av PTFE foliedekselet før DGT gel påføring. (E)Høyoppløselig bilde av jord-rot grensesnitt roi. (F) Påføring av frontplaten utstyrt med DGT gel på jordstenon. (G) Bilde av avkastningen med DGT gel påføres under enskutt prøvetaking. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

  1. Vanning jorda
    1. Bestem vannholdekapasiteten (WHC) av den eksperimentelle jorda i jordstenonen. For dette formål, produsere to jordstengler med åpen bunn og fylle dem med jord som angitt i pkt. 2.1. Fullt mette disse åpne, jordfylte jordstenzotroner ved nedsenking i en vannbeholder i 16 timer og drenere jordstengler i 8 timer.
    2. Ta en sammensatt jordprøve på ~50 g fra tilfeldige steder i de åpne jordstenzotronene og tørk prøven ved 105 °C for å Equation 6 bestemme i henhold til Eq. S1. Den Equation 6 fastsatte tilsvarer whc av jorda og er derfor uttrykt som Equation 11 (g g-1).
    3. Definer målet Equation 6 i eksperimentell rhizotron. I vekstfasen setter du Equation 6 en på 60 % av WHC (det vil si WHC-faktoren) Equation 12 for å forsyne planter med tilstrekkelig mengde vann samtidig som de unngår anoksiske forhold i jordstenonet.
    4. Beregn den totale massen av vann som skal Equation 13 tilsettes, (g), for å vanne jorda i jordstenzotron på målet i Equation 6 henhold til Eq. 3. Redegjør for massen av vann som finnes i jorda i jordstengleron, Equation 14 (g).
      Equation 3
    5. Del Equation 13 med antall jordstengler vanning hull (her 14) for å få massen av vann som skal tilsettes i hvert vannhull. Tilsett vann ved å skyve 10 ml pipettespisser inn i vannhullene og la vannet strømme ut i jorden ved tyngdekraften (figur 3A).
  2. Vekst i anlegg
    1. Pre-spire frø av eksperimentelle anlegget (f.eks på våtfilterpapir) i henhold til de spesifikke frø spiring krav til radicleen dukker opp (opptil 1 cm lang).
    2. Plant opptil to frøplanter i rhizotron som angitt i figur 3B. Ved planting, legg til ~ 5 ml vann direkte til plantene for å støtte deres vekst. Dekk den øverste åpningen av rhizotron for de første ~ to dagene etter planting med en gjennomsiktig, fuktighetsbeholdende film (Table of Materials). Pakk rhizotron i aluminiumsfolie for å forhindre mikrofytisk vekst.
      MERK: Bortsett fra frøplanter, kan plantekaklinger også dyrkes i jordstengler.
    3. Overfør plantet rhizotron til et vekstrom, med miljøforhold (f.eks. temperatur, fuktighet, lysintensitet) satt til de spesifikke plantekravene. Hell jordstenzotronen ved 25°-35° for å sikre rotutvikling sammen med frontplaten via gravitropisme.
    4. Under plantevekst opprettholder du det tyngmetrisk målvannsinnholdet i jordstenonen ved periodisk vanning hver 2-4 dager ved hjelp av jordstenzotronvanningshullene som beskrevet i 2.2.5. Hold jordoverflaten på toppen åpningen fuktig ved regelmessige tillegg av ~ 5 ml vann.
      MERK: Hvis planter dyrkes i lengre perioder og plantebiomassen forventes å redusere mengden vann som tilsettes jordstenonen betydelig ved den foreslåtte metoden, ta hensyn til vekten av plantebiomassen ved å dyrke planter i separate rhizotron-replikerer og høsting og veiing av plantevevet med definerte intervaller.
    5. Når røttene når et passende sted langs frontplaten, fortrinnsvis i midten av rhizotron, påfør DGT geler for prøvetaking av rhizosfærisk solute distribusjon.

3. Prøvetaking av den løse fordelingen

  1. Gel søknad
    1. Økning Equation 6 i rhizotron fra 60 % Equation 11 til 80 % Equation 11 24 timer før gel påføring som beskrevet i 2.2.4.-2.2.5. Dette sikrer god jord-gel kontakt og tillater solute diffusjon i gelen samtidig unngå anoksisk jord forhold under løse prøvetaking.
    2. Ta en ny, syrerengjort frontplate, juster den på rhizotronet som brukes til prøvetaking, og merk områdene av interesse (ROIer) på platen. Overfør platen til en laminær strømningsbenk eller andre støv- og metallfrie omgivelser, umerket side vendt opp.
    3. Kapp DGT-bindingsgelen på en akrylstøtte til ønsket rektangulær størrelse som tilsvarer avkastningen, vanligvis rundt 3 cm × 5 cm, ved hjelp av PTFE-belagte barberblad. Klipp gelen ved å trykke i stedet for å skyve barberbladet for å sikre et klart kutt. Plasser det rektangulære gelstykket på den umerkede siden av platen på det markerte plasseringen av avkastningen.
      MERK: Hvis HR-MBG brukes, kan en 100 μm tynn avstandsfolie tilsettes under gelen for å sikre at gelen er i god kontakt med jordrotsystemet.
    4. Klipp en 10 μm-tynn polykarbonatmembran (0,2 μm porestørrelse; Tabell over materialer) til en størrelse som utvider gelstørrelsen med ≥1 cm på hver side og plasser membranen på gelen. Påfør litt vann for å fjerne luftbobler fra stabelen.
    5. Fest membranen langs alle fire kantene ved hjelp av vinyl elektrisk tape (Table of Materials). I prosessen fjerner du forsiktig luftbobler fanget mellom gelen og membranen ved hjelp av plast pinsett. Båndet må bare komme i kontakt med membranen og ikke med gelen.
      MERK: Hvis båndet kommer i kontakt med gelen, er luftbobler fanget mellom gelen og membranen, eller den endelige membranoverflaten viser folder, gelen/ membranstakken må settes sammen igjen, da den diffuse fluksen av solutes inn i gelen kan svekkes35 (gjenta 3.1.3 - 3.1.5).
    6. Plasser jordstenonen på et stativ, fjern skinnene og løft forsiktig av frontplaten (figur 3C). Fjern plastfolie, klipp av PTFE-folien på kantene av jordstenzotronet og skrell sakte av PTFE-folien for å unngå forstyrrelser i jordrotsystemet (figur 3D).
    7. Ta et ortogonalt bilde av avkastningen ved hjelp av et digitalt single-lens reflex (DSLR) kamera(Table of Materials) for å lette tolkningen og presentasjonen av den løse fordelingen basert på jordstrukturen og rotmorfologien (figur 3E). Bruk et kamerastativ og, hvis tilgjengelig, et makroobjektiv. Juster kameraet slik at midten av bildet tilsvarer midten av avkastningen, og kameraets fokusplan er parallelt med jordoverflaten. Inkluder en skaleringslinje (f.eks. en linjal) på bildet.
    8. Fest platen som er utstyrt med gel/membranstabel til det åpne jordstentron (figur 3F). Juster derfor den ene kanten av platen etter en kant av jordstengleren og bøy forsiktig platen mot jorda. Denne applikasjonsmåten bidrar til å unngå luftbobler mellom gel/membranstabel og jordrotsystemet. Fest frontplaten ved hjelp av skinnene og skruene.
      MERK: Dette trinnet er kritisk og må utføres nøye. Platen kan ikke flyttes etter å ha etablert kontakt mellom gel/membranstabel og jordrotsystemet uten å fortrenge jord og røtter.
    9. Registrer nøyaktig starttid for geldistribusjon og ta et bilde av den utplasserte gelen ved avkastningen som angitt i 3.1.7 (Figur 3G). Pakk jordstenon i aluminiumsfolie og overfør inn i vekstrommet til slutten av den løse prøvetakingsperioden (ofte 24 timer).
  2. Gel gjenfinning
    1. Plasser jordstenonen på en støtteboks, løft forsiktig av frontplaten og skyll gel/membranstabelen på platen med vann for å vaske av å følge partikler (figur 4A). Registrer nøyaktig slutttid for geldistribusjon. Prøv jord fra avkastningen for å bestemme den faktiske wjord i rhizotron i henhold til Eq. S1.
    2. Overfør frontplaten inn i laminærstrømningsbenken, gel/membranstabel vendt opp. Hent gelen fra frontplaten ved å forsiktig fjerne først båndet langs alle fire kantene og deretter polykarbonatmembranen som dekker gelen (figur 4B). Påfør vann for å hjelpe gelen til å flyte fritt på en tynn film vann på platen med jordkontaktsiden vendt opp.
      MERK: Det er viktig å holde styr på gelorienteringen. Gelsiden utsatt for jord og røtter må alltid vender opp (mot brukeren).
  3. Tørking av gel
    1. Klipp et rektangulært stykke gelblotting papir (Table of Materials) og plasser en litt mindre del av en polyetersulfon membran (0,45 μm pore størrelse; Tabell over materialer) på toppen.
    2. Overfør gelen fra platen til gelblottingpapiret/membranstakken ved hjelp av plast pinsett, jordkontaktside vendt opp. Gelen må være avslappet (det vil si ikke strukket) og helt flat, uten luftbobler mellom gel og membran. Påfør litt vann på gelblottingpapiret / membranstabelen for å lette geloverføringen og posisjoneringen.
    3. Dekk gelblottingpapiret/membranen/gelstabelen helt med et stykke plastfolie og merk gelprøven og dens orientering på plastfolie (figur 4C). Legg gelblottingpapiret/membranen/gel/plastfoliestabelen i en vakuumgeltørker (Materialsekk) og tørk til stabelen er fullstendig uttørket (vanligvis 48-72 timer). For HR-MBG setter du temperaturen til 50-55 °C, for HR-ABG og HR-CBG best tørr ved romtemperatur.
    4. Fjern gelblottingpapiret fra den tørkede bunken og overfør gelen, som nå er uatskillelig fusjonert med polyetersulfonmembranen, til en zip-pose. Plastfoliedekselet forblir på gelen til kort tid før LA-ICP-MS-analysen.
    5. Inkluder et gelstykke fra det opprinnelige gelarket som en metode tom, som ikke blir utsatt for jord. Behandle metoden tom gel identisk med prøvegelen etter 3.3.2 - 3.3.4.

Figure 4
Figur 4: DGT gelhenting og forberedelse til tørking ved en klar prøvetaking. (A) Plate med DGT gel og rhizotron rett etter enssende prøvetaking. (B)Henting av DGT gel fra platen i en laminær strømningsbenk. (C) Stabel med gelblotting papir / polyetersulfon membran / DGT gel / plast folie deksel for gel tørking. Legg merke til at gelen er litt farget etter distribusjonen på jordsmonikasfæren. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

4. Kjemisk analyse av DGT bindende gel

MERK: I denne protokollen oppnås analyse av den løse fordelingen på DGT bindingsgelen ved hjelp av et nanosekund 193 nm ArF excimer LA-system utstyrt med en to-volum ablasjonscelle sammenlignet med en quadrupole ICP-MS (figur 5). Alle instrumenter er oppført i Materialse tabellen. Alternativt kan nanosekund 213 nm eller 266 nm SSD-SYSTEMER brukes36,39,40,41,42,43. Hvis forbedret følsomhet eller masseoppløsning er nødvendig, er sektorfeltet ICP-MS et alternativ til quadrupole ICP-MS15,44. Detaljer om fremstilling av DGT gelstandarder for ekstern kalibrering og kobling av LA-systemet til quadrupole ICP-MS presenteres i SI-seksjonene S4 og S5.

Figure 5
Figur 5: LA-ICP-MS oppsett for DGT gel analyse. (A)Nanosekund 193 nm ArF excimer LA system og quadrupole ICP-MS. (B) Tørkede geler montert på glassplater og festet på LA prøvestadiet klar for innføring i ablasjonscellen. (C) Forstøvergass (Ar) fra ICP-MS og aerosolbærergass (Han eller Ar) fra ablasjonscelle koblet til ICP via en toveis Y-splitter og fakkeladaptermontering. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

  1. Eksempel forberedelse for LA-ICP-MS
    1. Overfør de tørkede gelprøvene, standardene og metoden blanks (som er slått sammen med polyetersulfonemembranstøtten) til individuelle biter av dobbeltsidig tape (Table of Materials), gelside vendt opp. Beskjær overflødige tapedeler for å spare plass i ablasjonscellen.
    2. Monter de tørkede gelene på glassplater. Bruk individuelle glassplater for hver gelprøve, standardserie eller metode blank for å tillate fleksibelt arrangement på LA-prøvestadiet (typisk størrelse på 10 cm × 10 cm). Bruk en glasscutter til å justere glassplatestørrelsen etter behov. Fest glassplatene med gelene på LA-prøvestadiet (figur 5B) ved hjelp av plasticine (Table of Materials). Utjevn geloverflaten ved å justere scenegulvet og låse prøvestadiet inn i ablasjonscellen.
  2. ANALYSE AV LA-ICP-MS-linjeskanning
    1. Par LA-systemet til ICP-MS som angitt i SI-delen S5. I LA-programvaren (Materialsepp)angir du innstillingene for kameralyset (det vil siRing','Coax'og 'Overført') for å belyse geloverflaten i ablasjonscellen og fokusere på geloverflaten ved å justere z-akseavstanden. Flytt til tilfeldige steder over cellen for å sikre at alle geloverflater er i fokus.
    2. Angi LA-parameterne i vinduet' Laser Setup'i LA-programvaren. Typiske innstillinger som brukes i LA-ICP-MS linjeskanningsanalyse av DGT geler er: modus kontinuerlig; energiproduksjon 20-30%; repetisjonshastighet 10-20 Hz; spotdiameter 100-200 μm; skannehastighet 150-250 μm s-1.
      MERK: Parametrene må optimaliseres for den typen gel som brukes og kan variere. Parametere kan også forbedres for å øke signal-til-støy-forholdet, romlig oppløsning eller redusere oppkjøpstider avhengig av det eksperimentelle og instrumentelle oppsettet. Bruk en relativt lav energieffekt (≤ 40 %) og repetisjonshastighet (≤ 25 Hz) for å unngå å trenge gjennom gelene inn i støttematerialene39. Kontroller ≤ laserskanningshastigheten er ≤ spotdiameteren dividert med den totale varigheten av ICP-MS-skannesyklusen (se 4.2.6) for å unngå komprimering av datapunktene og dermed tap av oppløsning i skanneretning45. Når du for eksempel angir en spotdiameter på 200 μm og en total ICP-MS-skannesyklusvarighet på 0,25 s, bør skannehastigheten være ≤800 μm s-1.
    3. Velg linjeverktøyet og tegn et enkelt, ~1 mm langt linjemønster over en gelstandard. Høyreklikk på linjemønsteret i vinduetSkannemønstre,og kontroller at LA-parameterne er angitt i 4.2.3. har blitt vedtatt. Bruk verktøyet'Dupliser skanninger'til å duplisere denne linjen fire ganger, med en interline avstand (avstand mellom linjesenteret) større enn spotdiameteren (figur 6). Denne tilnærmingen tilbyr totalt fem parallelle linjer per gelstandard (n = 5). Gjenta dette trinnet for hver gelstandard, kalibrering blank og metode tom.
    4. Flytt til gelprøven og tegn en enkelt linje langs den øverste kanten av det rektangulære området som skal analyseres. Dupliser linjen for å opprette parallelle linjer for hele eksempelområdet som angitt i 4.2.3. Bruk en interline avstand på 300-400 μm. Kontroller at fokuset (z-akseavstanden) er riktig angitt for hvert start- og sluttpunkt for hver linje.
      MERK: Analysens romlige oppløsning er høyere langs skanneretningen sammenlignet med interline-avstanden. Derfor kan start- og sluttpunkter på linjene best følge retningen på analytiske graderinger. For jordsonosfæregradienter er dette vanligvis vinkelrett på rotaksen (figur 6).
    5. I ICP-MS-programvaren (Materialstabell ) setter du opp en tidsavklart 'Data Only"-metodei skjermbildet 'Metode" , velger du en eller flere passende isotop(er) for hver analyse og inkluderer 13C som intern normaliseringsstandard31,36,40,41,42. Kontroller at påvisning av isotopene ikke er svekket av forstyrrelser46.
    6. Angi den totale skannesyklusvarigheten for ICP-MS-metoden ('Est. Reading Time') til ≤0,5 s med passende oppholdstider per isotop (vanligvis mellom 10-50 ms). Sett ICP-MS 'Readings' til 1, og endre verdien 'Avlesninger/repliker' for å angi den totale måletiden per prøve ('Est. Samplingstid'), det vil si per individuell ablasjonslinje. Dette avhenger av de spesifikke LA-parametrene og linjeavstandene satt i 4.2.2 - 4.2.4.
    7. For datarapportering bruk en intensitet kontra tidsdatainnsamlingsmodus og sett'File Write Option'til 'Ny per eksempel'for å opprette en individuell datafil (her .xl) for hver ablasjonslinje.
    8. Definer eneksempelsekvensfor ' Batch ' i skjermbildet ICP-MS 'Sample', med hver eksempeloppføring som tilsvarer en individuell ablasjonslinje satt i 4.2.3 - 4.2.4.
    9. Klikk 'Analyser Batch' for å starte eksempelsekvensen på ICP-MS, som vil vente med datainnhenting til den utløses av den første laserpulsen (se SI S5 for detaljer om utløserkonfigurasjonen).
    10. I LA-programvaren velger du alle linjene som skal analyseres, og kontrollerer at ICP-MS-metoden ('Est. Sampling Time', se 4.2.6.) samsvarer med varigheten av de enkelte linjeablasjonene, som vanligvis er forskjellige for gelprøver, standarder og metodeemn. Gjenta 4.2.6. for å justere ICP-MS-metoden om nødvendig.
    11. Klikk 'Utslipp' i'Laser Energy' vinduet for å lade laserhodet, og klikk deretter 'Kjør' for å åpne'Kjør Eksperiment' vinduet. Her velger du 'Kun valgte mønstre', sett 'Utvaskingsforsinkelse' til 20-30 s, merk av for'Aktiver laser under skanninger' , og sett 'Laser Warmup Time' til 10 s.
    12. Klikk 'Kjør' i vinduet 'Kjør eksperiment' for å starte linjeskanningsanalysen og overvåke rå signalintensiteten i tellinger per sekund (cps) for hver isotop på ICP-MS i sanntid. Hver linje skal starte ('Laser Warmup Time', 10 s) og avslutte ('Utvasking Forsinkelse', 20-30 s) med en gass tom.
    13. Overvåk laserfløyen (J cm-2) under analysen for å vurdere laserstabiliteten. Hvis flyten i stor grad varierer, avbryte analysen, og kontroller at laserkilden og / eller speilsystemet er fullt funksjonell.
    14. Etter analysen stopper du ICP-MS-plasmaet og setter transportørgassstrømningshastigheten på LA-systemet til 0 ml min-1. Fjern gelene fra ablasjonscellen og oppbevar i zip-poser for videre bruk.

Figure 6
Figur 6: Skjematisk av DGT LA-ICP-MS eksperimentell design (ikke skaler). Illustrasjonen viser DGT-basert i situ solute prøvetaking i rhizosphere og LA-ICP-MS kartlegging av den løse fordelingen på geloverflaten, inkludert et nærbilde som viser eksemplariske linjeskanningsdimensjoner og parametere. Legg merke til at DGT gel er horisontalt vendt når den overføres fra jordafatet jord på glassplaten, som angitt av plasseringen av rektangelet nederst i hjørnet av DGT gel. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

  1. Databehandling og kalibrering
    1. Importer rådatafilen (XL) for hver ablerte linje i regnearkprogramvare (Materials tabell). Rådatatabellen viser ICP-MS-avlesningene (datapunkter) for hver isotop i cps og tilsvarende tidspunkter i s. Oppgi alle linjene ved siden av hverandre i forskjellige kolonner.
    2. Evaluer linjeskanningsdataene for signalstabilitet av den interne standarden (13C) og tilstrekkelige utvaskingstider.
    3. Beregn en gjennomsnittlig gass tom for hver isotop fra alle gass tomme verdier registrert før linjen ablasjoner (det vil si under laser oppvarmingstid) og trekke den gjennomsnittlige gassen tom fra tilsvarende rå intensiteter for hver isotop for å korrigere for bakgrunnssignalet.
    4. Påfør intern normalisering ved å dele signalintensiteten til hver isotop (cps) med signalintensiteten til den interne standarden (cps) for hvert datapunkt for å korrigere for variasjoner i mengden materiale ablated og instrumental drift.
    5. Beskjær data før starten og etter slutten av hver ablerte linje for å fjerne bakgrunnssignalet. Transponer datatabellen for å få en rutenettmatrise der hver rad tilsvarer en ablert linje og hver kolonne til en normalisert isotopintensitetsverdi. Skill matrisene for hver isotop i individuelle regneark.
    6. Beregn gjennomsnittlig normalisert signalintensitetsforhold per isotop for kalibreringsstandardene og kalibreringen blank og beregne kalibreringsfunksjonen (y = ax + b) ved hjelp av en lineær regresjonsmodell med gelstandardanalysebelastninger (μg cm-2; se SI S4) som x-verdier. Evaluer kalibreringsfunksjonen til hver isotop for linearitet47.
    7. Bruk kalibreringsfunksjonen på eksempeldatamatrisen. Konverter de normaliserte signalintensitetsforholdene, Equation 15 , til gelanalyttbelastninger, Equation 15 (μg cm-2), og deretter til tidsgjennomsnittsnøre flukser, Equation 17 (pg cm-2 s-1),for hver isotop og datapunkt i henhold til Eq. 4 og Eq. 5:
      Equation 4
      Equation 05
      Her er en skråning av kalibreringslinjen, b er avskjæringen av kalibreringslinjen, og t (e) er geldistribusjonstiden under enssende prøvetaking.
    8. Lagre den kalibrerte eksempeldatamatrisen for hver analyse som txt-fil.
  2. Bildegenerering
    MERK: Sørg for å unngå pikselinterpoleringsoperasjon under alle trinnene i bildegenerering, da dette kan føre til kunstig glattet, løse fluksgradienter i de resulterende bildene.
    1. Importer den kalibrerte eksempeldatamatrisen (.txt) som tekstbilde i bildeanalyseprogramvaren (Materialsekk).
    2. Beregn avstanden per piksel i x-retning (f.eks. sideveis oppløsning) ved å multiplisere laserskanninghastigheten med den totale varigheten av ICP-MS-skannesyklusen (f.eks. forutsatt en skannehastighet på 200 μm s-1 og en total skannesyklusvarighet på 0,25 s, tilsvarer sideoppløsningen 50 μm). Avstanden per piksel i y-retning tilsvarer interline-avstanden (figur 6).
    3. Beregn størrelsesforholdskorreksjonsfaktoren for bildet. Del derfor avstanden per piksel i y-retning (f.eks. 300 μm) med avstanden per piksel i x-retning (f.eks. 50 μm). Påfør den oppnådde y/x korreksjonsfaktoren (i dette eksemplet 6) under 'Scale'. Påfør avstanden per piksel (i μm eller mm) i x-retning som skalering under 'Angi skala'.
    4. Påfør en'Look Up Table' det vil si pseudo-fargeskala for bedre visualisering av kjemiske gradienter i det løse bildet og juster bildet 'fargebalanse' for å kontrollere de nedre / øvre grensene for visningsområdet. Legg til en'Kalibreringslinje'og lagre det løse bildet som tiff-fil.
    5. Kopier det løse bildet ved hjelp av kommandoen'Kopier til system'i bildeanalyseprogramvaren og lim inn i skrivebordspubliseringsprogramvare (Table of Materials). Skaler-match, justere og komponere det løse bildet med bildet av avkastningen oppnådd i 3.1.7.
      MERK: Før du kopierer, må du endre størrelsen på det løse bildet ved for eksempel faktor 10 ved å bruke en XScalepå 10 og en'Y Scale'på 10 under 'Angi skala' for å sikre tilstrekkelige piksler for publisering med høy oppløsning.
DGT gel fabrikasjon Plantedyrking In situ solute prøvetaking LA-ICP-MS solute fluks kartlegging
HR-MBG
1 uke 		Jord forberedelse
1 uke 		Gel søknad
1 time per gel 		Prøve forberedelse
1 time per gel
Hr-ABG
3 dager 		Rhizotron montering
2 timer per replikering 		Solute prøvetakingsperiode
variabel, vanligvis 24 timer 		LA-ICP-MS-analyse
1 dag per gel
HR-CBG
3 dager 		Vekst i anlegg
avhengig av studie 		Gel gjenfinning
1 time per gel 		Databehandling
4 timer per gel
Tørking av gel
2-3 dager 		Bildegenerering
10 min per bilde

Tabell 1: Omtrentlige tider for generelle trinn i DGT LA-ICP-MS-teknikken.

Representative Results

For å demonstrere evnen og datadetaljene til DGT-bildemetoden, kompilerte vi sub-mm, 2D-fluksfordelingen av flere labile næringsstoffer og forurensningssolute arter i jord ved siden av røttene til Fagopyrum esculentum og Salix smithiana (figur 7). Omtrentlige tider for generelle prosessuelle trinn i protokollen presenteres i tabell 1.

Solute-bilder i figur 7 ble generert i tre forskjellige studier ved hjelp av enten HR-MBG eller HR-CBG bindingsgeler. De kjemiske bildene viser 2D solute flux-fordelingen med en romlig oppløsning på 82-120 μm langs x-aksen og 300-400 μm langs y-aksen, avhengig av LA-ICP-MS-parametrene som brukes. Fordi ingen interpolering ble brukt under bildekalibrering og endring av størrelse, representerer enkeltpiksler målte datapunkter. Justering av de løse bildene med et fotografisk bilde av avkastningen avslører at sub-mm, 2D solute flux fordeling av forskjellige elementer er svært variabel i henhold til jordstruktur og rotmorfologi. Dette kan tilskrives differensialbiogeokjemisk oppførsel av elementene i jord-rhizosphere-plantesystemet, og deres interaksjon med jordmatrisen og planterøttene.

I figur 7A labile uorganisk Mg, Al, P, Mn og Fe solute fluxes ble visualisert rundt en ung F. esculentum rot dyrket i karbonat-fri jord befruktet med NH4NO3. Sub-mm solute distribusjon viste soner av redusert Al, P og Fe fluxes sammen med eldre rotseksjoner på grunn av rotopptak, og svært økt Mg, Al, P, Mn og Fe fluxes på roten toppunkt på grunn av lokaliserte P mobilisering prosesser av F. esculentum rot. Legg merke til at rotspissen ligger noe bak jordoverflaten og derfor knapt synlig i det fotografiske bildet. Figur 7B viser fordelingen av labile spormetaller, inkludert Mn, Fe, Zn, Cd og Pb rundt en rot av metalltolerant S. smithiana dyrket i en jord moderat forurenset med Zn, Cd og Pb. De løse bildene visualiserte distinkt uttømming spesielt av Zn, Cd og Pb i umiddelbar rotposisjon, som viser at S. smithiana røtter fungerer som en lokalisert vask for labile spormetaller i forurenset jord. Dessuten kan lokaliserte Zn, Cd og Pb flux økninger observeres, noe som indikerer akkumulering av disse spormetaller på umiddelbar jord-rot grensesnitt.

I tillegg til multi-elemental solute bildebehandling, kan den presenterte metoden også kombineres med komplementære diffusjonsbaserte bildeteknikker som planar optodes34. Dette er demonstrert i figur 7C, hvor fordelingen av labile spormetaller i jordsmonikasfæren av S. smithiana ble samlokalisert med fordelingen av pH ved hjelp av en kombinert, ettlags planar optode-DGT kation bindende gel33. Jordsubstratet ble befruktet med (NH4)2SO4, noe som førte til en pH-reduksjon langs rotøksene med ~ 1 enhet sammenlignet med bulkjord. PH-nedgangen ble sam-lokalisert med økte soluterte flukser av Mn, Fe, Co, Ni, Cu og Pb, noe som tyder på pH-indusert metallslukbilisering.

Videre viser disse eksempelresultatene noen av de potensielle bildeartefaktene som kan oppnås. For eksempel kan strukturelle jord inhomogeniteter, for eksempel observert som en horisontal linje i den nedre tredjedelen av ROI-bildet av figur 7A, forårsake avvik i jord-gelkontakt, noe som resulterer i begrenset diffusjon på dette stedet i bindingsgelen. Omvendt kan overdreven jordkomprimering i rhizotron føre til dårlig porøsitet som resulterer i et kunstig skifte av jordrødox status mot anoksi. Dette er illustrert i figur 7B, hvor omfattende områder med høyt forhøyede Mn og Fe fluxes i de løse bildene visuelt matchet med et tett lag jord i ROI-bildet. Dette antyder et redusert jordrødokspotensial på grunn av høy jordkomprimering, noe som resulterer i reduktiv oppløsning og solubilisering av de svært redoksfølsomme elementene. Forsiktig jordstenzotronfylling og visuell inspeksjon av jordoverflaten rett etter fylling anbefales derfor.

Figure 7
Figur 7: Sub-mm 2D-distribusjon av labile næringsstoff og forurensningssolute arter på tvers av ulike jordrotgrensesnitt. (A) Distribusjon av anionisk P og kationic Mg, Al, Mn, og Fe solutes rundt en ung F. esculentum rot. Co-lokalisert prøvetaking av anioniske og kationiske solutes ble oppnådd ved hjelp av HR-MBG for 24 timer ved en jordvannmetning på ~ 75% WHC. Al-, P- og Mn-bildene vises som kalibrerte fDGT-verdier (pg cm-2 s-1),mens Mg- og Fe-bildene viser 13C-normaliserte intensiteter. Skalalinjen representerer 1 cm. Dette tallet er tilpasset fra ref.48. (B)Distribusjon av Mn, Fe, Zn, Cd og Pb rundt en S. smithiana rot dyrket i jord moderat forurenset med Zn, Cd og Pb. Kationiske spor metall solutes ble samplet ved hjelp av HR-CBG for 20 h ved en jord vannmetning på ~ 80 % WHC. Alle bilder vises som kalibrert fDGT-verdier (pg cm-2 s-1). Skalalinjen representerer 0,5 cm. Dette tallet er tilpasset fra ref.3. (C) Distribusjon av pH og flere kationiske solutes rundt S. smithiana røtter dyrket i jord spiked med Cd. Co-lokalisering av pH og solute dynamikk ble oppnådd ved hjelp av en endring av HR-MBG protokollen, slik at for samtidig løse prøvetaking og planar optode imaging33. Mn-, Cu-, Zn- og Cd-bildene vises som kalibrerte fDGT-verdier (pg cm-2 s-1),mens Fe-, Co-, Ni- og Pb-bildene viser 13C-normaliserte intensiteter. Skalalinjen representerer 1 cm. Dette tallet er tilpasset fra ref.33. De presenterte tallene er gjengitt fra de siterteartiklene 3,33,48 lisensiert under CC BY. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Tilleggsfil 1. Vennligst klikk her for å laste ned denne filen.

Discussion

Den løse bildeprotokollen som presenteres her er en allsidig metode for å visualisere og kvantifisere 2D-nærings- og forurensningsfløyt i jordplantemiljøer. Det er unikt i sin evne til å generere sub-mm skala multi-element bilder av labile solute arter på jord-rot grensesnitt, overstiger oppnåelig romlig oppløsning av alternative metoder for å måle løse gradienter i rhizospherevesentlig 4. Den målrettede in situ-prøvetakingsmetoden til DGT, i kombinasjon med en svært sensitiv kjemisk analysemetode som LA-ICP-MS, letter den detaljerte undersøkelsen av solutsagt fluksdynamikk rundt individuelle planterøtter dyrket i jord eller lignende underlag. På grunn av den vaskbaserte prøvetakingsprosessen gjenspeiler de oppnådde bildene lability av de visualiserte solutes, og er derfor en estimering av deres plantetilgjengelighet10. Selv om den metode-iboende målingen av løse flukser har betydelige fordeler som tolkeevne som plante-tilgjengelige næringsfraksjoner, er fluksmålinger mye mindre rett frem for å forstå enn porevannskonsentrasjonsmålinger. Standard DGT prøvetaking geometri i bulk jord applikasjoner (spesielt 0,8 mm tykk diffusjon geler som brukes i dette oppsettet) gjør det mulig å sammenligne den faktiske porevannkonsentrasjonen, csoln, og en tidsgjennomsnitt porevannkonsentrasjon estimat av en bulk DGT måling, cDGT, og for tolkning av disse parametrene om resupply dynamikken av en en solute art. En slik sammenligning kan imidlertid ikke gjøres basert på imaging DGT-applikasjon med svært tynne diffusjonslag, da de avledede cDGT-verdiene er urealistisk små34. DGT bilderesultater er derfor ikke alltid enkle og raske å tolke og er ofte ikke direkte sammenlignbare med mer konvensjonelle porevannkonsentrasjonsmålinger.

Ved bruk av metoden må noen kritiske trinn vurderes nøye, hovedsakelig knyttet til fylling og vanning av jordstenonvekstbeholdere. Under fylling av jorda i jordstengleronen er det svært viktig å unngå å komprimere jorda for mye, da planterøttene ikke kan trenge inn i sterkt komprimert jord og rotvekst vil bli hemmet. Vi har observert røtter som unngår sterkt komprimert jord og vokser langs de indre kantene av rhizotronvekstbeholderen, hvor jorda vanligvis er mindre komprimert. I dette tilfellet kan individuelle røtter som ligger i midten av rhizotronene, hvor DGT geler kan påføres beleilig, ikke utvikle seg i det hele tatt, effektivt hemme vellykket gelapplikasjon. I vårt laboratorium viste erfaring at tørr jord bulk tettheter på 1,0-1,4 g cm-3 tillate uhindret rotutvikling. Videre er overdreven jordkomprimering også en potensiell kilde til gjenstander om løselighet av redoksfølsomme elementer og biogeokjemisk assosierte arter. Etter hvert som det totale porevolumet reduseres og porediameterfordelingen flyttes mot lavere diameter i svært komprimert jord, er det mindre luftfylt porevolum med større diameter tilgjengelig, noe som kan føre til reduktive forhold lokalt. MnIII/IV- ogFeIII-oksiderkan derfor reduseres, noe som fører til økte Mn2+ og Fe2+ flukser. Oppløsningen av Fe-oksider, som er viktige sorpsjonssteder, for eksempel for fosfat og mikronæringsstoffer, kan frigjøre sorberte og/eller co-utfelte arter og dermed forårsake kunstig forhøyede flukser av biogeokjemisk assosierte arter. Et lignende problem kan oppstå hvis vekstbeholderne blir vannet for mye. Fordampning via det lille jordoverflateområdet på toppen av vekstbeholderen er lav og jorda kan forbli vannmettet i opptil flere uker etter planting, noe som også kan forårsake redoksartefakter.

En annen viktig vurdering er den kjemiske funksjonaliteten til den fabrikkerte HR-DGT bindingsgelen. Ved å følge protokollen oppnås tynne geler med homogen fordeling av bindingsfaser. Hvis gelene har områder med inhomogen materialfordeling (f.eks. hull i gelen eller aggregater av bindingsfaser), må disse områdene fjernes, eller hvis den er for omfattende, må gelfabrikasjonsprotokollen gjentas. Hvis den tilberedes riktig, må gelen kunne binde målsolute arter som sprer seg inn i gelen umiddelbart og kvantitativt27, som bestemmes av den analytiske spesifikke gelbindingskapasiteten. Mens overskridelse av gelkapasiteten er mindre problematisk i uforurenset jord, bør det vurderes i metallforurenset jord og saltvannsjordmiljøer. Metning av gelbindingsfasene vil ikke bare svekke kvantitative løse prøvetakinger, men også resultere i lateral diffusjon av løsende faser i gelen, noe som fører til en ubestemt lokalisering av småskala løse fluksfunksjoner. Dermed, hvis svært høye mengder labile næringsstoff /forurensningsarter forventes i målet jord miljø, foreløpige tester bør utføres. For estimering av forventede DGT-belastninger kan bulkjord DGT stempelprøvetaking etterfulgt av geleution og våtkjemisk analyse brukes15,49. Om nødvendig kan DGT-distribusjonstider justeres for å redusere gelkontakttiden og dermed unngå gelmetning over kapasitetsterskler. Omvendt kan foreløpige tester også være nyttige for å identifisere nødvendige gelkontakttider og / eller LA-ICP-MS-følsomheter hvis det forventes svært lave løse belastninger, noe som kan være viktig for å kartlegge sporelementsolutes på naturlig jordbakgrunnsnivå15. Dessuten bør riktig DGT gelfunksjon verifiseres før sin eksperimentelle anvendelse via kontrollert lasting av geler i utarbeidelsen av DGT LA-ICP-MS kalibreringsstandarder. Gelstandarden gir en matrisematchet referansegelanalyttbelastning som kan brukes til å vurdere om prøvegellastingen bestemt av LA-ICP-MS er innenfor forventet område. Hvis ikke i stand til å få tak i et signal som er forskjellig fra gass og metode tom bakgrunnsstøy, må operatøren sørge for at laboratorieprosedyrer for sporingselementanalyse ble implementert og alle protokolltrinn ble utført riktig. Noen ganger blir DGT gel ved et uhell snudd etter en skarp prøvetaking med den jordeksponerte, belastede siden vendt mot glassplaten i stedet for laserstrålen, noe som resulterer i lave signalintensiteter og feilaktig snudde funksjoner i de endelige løse fluksbildene.

Under LA-ICP-MS-analysen genereres det en stor mengde data, noe som tar betydelig tid å evaluere. I laboratoriet vårt bruker vi in-house data evaluering skript skreddersydd for vår måldata utdataformat ved hjelp av standard regneark programvare. Etter halvautomatisk sortering og kalibrering utføres bildeplotting ved hjelp av åpen kildekode, bildeanalyseverktøy med åpen tilgang (ImageJ, Fiji50). Denne tilnærmingen gir full kontroll over datasortering, evaluering og presentasjon, noe som er viktig fordi de innsamlede dataene tilsvarer rektangulære, og ikke kvadratiske piksler, som må vises riktig i de genererte løse kartene. Videre, under databehandling, bør enhver pikselinterpolering unngås nøye. Pikselinterpolering fører til utjevnede graderinger i de kjemiske bildene, noe som resulterer i myknet, ofte sirkulære elementfordelingsfunksjoner og er derfor en uønsket endring av de opprinnelige dataene. Pikselinterpolering er en standardprosedyre for re-skalering og re-formatering av operasjoner i mange bildebehandlingsprogramvareprodukter, men kan velges bort vanligvis.

Til slutt er den beskrevne metoden et betydelig fremskritt for å forstå nærings- og forurensningsdynamikk i naturlige jord-jord-jordsmonosfære-plantesystemer. I tillegg til DGT-bare applikasjoner, kan metoden kombineres med andre, diffusjonsbaserte bildeteknikker som planar optodes3,33,42,43,48,51 og zymography20,21,22,23,24, og kan utvikles videre for å inkludere flere elementer og jordparametere.

Disclosures

Forfatterne har ingenting å avsløre.

Acknowledgments

Denne studien ble co-finansiert av det østerrikske vitenskapsfondet (FWF): P30085-N28 (Thomas Prohaska) og Det østerrikske vitenskapsfondet (FWF) og den føderale delstaten Niederösterreich: P27571-BBL (Jakob Santner).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
(NH4)2S2O8 (ammonium persulfate; APS) VWR 21300.260 ≥98.0%, analytical reagent
2-(N-morpholino)-ethanesulfonic acid (MES) Sigma-Aldrich M8250-100G ≥99.5%
Acrylamide solution Sigma-Aldrich A4058-100ML 40%, for electrophoresis
Analyte salts n/a n/a Use water soluble analyte salts of analytical grade or higher
Buechner funnel VWR 511-0065 13 cm plate diameter
Chemical equilibrium modelling software KTH Sweden n/a Visual MINTEQ
Clamp Local warehouse n/a
Desktop publishing software Adobe Inc. n/a InDesign CS6
DGT cross-linker DGT Research Ltd n/a 2%, agarose derivative
DGT piston sampler DGT Research Ltd n/a 2 cm diameter exposure window
Digital single-lens reflex (DSLR) camera Canon Inc. n/a Canon EOS 1000D
Dispersion device IKA 3737000 Ultra-Turrax T10 Basic
Double-sided adhesive tape Tesa 56171
Ethanol Sigma-Aldrich 34923 Puriss. p.a., absolute, ≥99.8%
Gel blotting paper Whatman 10426981 Blotting Papers, Grade GB005, 20 × 20 cm, 1.5 mm thickness
Gel drier UniEquip n/a UNIGELDRYER 3545
High-pressure microwave system Anton Paar n/a Multiwave 3000
HNO3 VWR 1.00456.2500P 65%, ISO for analysis
Horizontal shaker GFL 305
HydroMed D4 AdvanSource Biomaterials Corp. n/a Ether-based hydrophilic urethane
ICP-MS software Perkin Elmer n/a Syngistix
Image analysis software National Institutes of Health (NIH) n/a ImageJ Fiji, freely available at https://fiji.sc/
Knife-coating device BYK 5561 Single Bar 6″, 0.5 mils
LA software Elemental Scientific Lasers n/a ActiveView
LA system Elemental Scientific Lasers n/a NWR193
Laminar flow bench Telstar Laboratory Equipment B.V. n/a Class II biological safety cabinet
Magnetic stirrer IKA 0003582400 C-MAG MS 7
Moisture-retaining film Bemis Company, Inc. PM999 Parafilm M, 4" x 250'
N,N,N’,N’-tetramethylethylenediamine (TEMED) Sigma-Aldrich T9281-50ML BioReagent, suitable for electrophoresis, ~99%
NaNO3 Sigma-Aldrich 229938-10G 99.995% trace metals basis
NaOH Sigma-Aldrich 1064980500 Pellets for analysis
Overhead shaker GFL 3040
Perfluoroalkoxy alkane (PFA) vials Savillex 200-015-20 15 mL Standard Vial, Rounded Interior
pH meter Thermo Scientific 13-644-928 Orion 3-Star Benchtop pH Meter
pH probe Thermo Scientific 8157BNUMD Orion ROSS Ultra pH/ATC Triode
Plastic cutter DGT Research Ltd n/a Use empty cross-linker vials from DGT research Ltd
Plastic tweezers Semadeni 602
Plasticine Local stationary shop n/a non-drying plastic modelling mass based on paraffin wax and bulking agents
Polycarbonate membrane discs Whatman 110606 Nuclepore Hydrophilic Membrane, 25 mm diameter, 0.2 µm pore size, 10 µm thickness
Polycarbonate membrane sheet Whatman 113506 Nuclepore Hydrophilic Membrane, 8 × 10 in, 0.2 µm pore size, 10 µm thickness
Polyethersulfone membrane discs Pall Corporation 60172 Supor 450 Membrane Disc Filters, 25 mm diameter, 0.45 µm pore size, 0.14 mm thickness
Polyethersulfone membrane sheet Pall Corporation 60179 Supor 450 Membrane Disc Filters, 293 mm diameter, 0.45 µm pore size, 0.14 mm thickness
PTFE foil Haberkorn n/a 50 µm thickness
PTFE spacer Haberkorn n/a Variable thicknesses available
PTFE-coated razor blades Personna GEM 62-0178 Stainless steel single edge blades (coated)
PTFE-coated Tygon tubing S-prep GmbH SP8180 0.32 cm inner diameter
Quadrupole ICP-MS Perkin Elmer N8150044 NexION 2000B
Quantitative filter paper, 454 VWR 516-0854 Particle retention 12-15 µm
Spreadsheet software Microsoft Corporation n/a Microsoft Excel 2016 (v16.0)
Stainless-steel cutter Local locksmithery n/a 2.5 cm diameter
Suspended particulate reagent-iminodiacetate (SPR-IDA) Teledyne CETAC Technologies n/a 10 µm diameter polystyrene beads, 10 % (w/v) bead suspension
Transistor-transistor logic (TTL) cable n/a n/a Consult ICP-MS technician to identify a suitable TTL cable for a specific instrument
Two-volume cell Elemental Scientific Lasers n/a Two-volume cell 1
Vinyl electrical tape 3M n/a Scotch Super 33+
Water purification system Termo Electron LED GmbH n/a TKA-GenPure
ZrOCl2 × 8H2O Alfa Aesar 86108.30 99.9 %, metals basis

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Hinsinger, P., Gobran, G. R., Gregory, P. J., Wenzel, W. W. Rhizosphere geometry and heterogeneity arising from root-mediated physical and chemical processes. New Phytologist. 168 (2), 293-303 (2005).
  2. Jungk, A. Plant Roots: The Hidden Half. , Marcel Dekker. New York. ch35 587-616 (2002).
  3. Hoefer, C., Santner, J., Puschenreiter, M., Wenzel, W. W. Localized metal solubilization in the rhizosphere of Salix smithiana upon sulfur application. Environmental Science & Technology. 49 (7), 4522-4529 (2015).
  4. Luster, J., Göttlein, A., Nowack, B., Sarret, G. Sampling, defining, characterising and modeling the rhizosphere-the soil science tool box. Plant and Soil. 321 (1), 457-482 (2009).
  5. Oburger, E., Schmidt, H. New Methods To Unravel Rhizosphere Processes. Trends in Plant Science. 21 (3), 243-255 (2016).
  6. Göttlein, A., Hell, U., Blasek, R. A system for microscale tensiometry and lysimetry. Geoderma. 69 (1), 147-156 (1996).
  7. Göttlein, A., Heim, A., Matzner, E. Mobilization of aluminium in the rhizosphere soil solution of growing tree roots in an acidic soil. Plant and Soil. 211 (1), 41-49 (1999).
  8. Hinsinger, P., Gilkes, R. J. Dissolution of phosphate rock in the rhizosphere of five plant species grown in an acid, P-fixing mineral substrate. Geoderma. 75 (3), 231-249 (1997).
  9. Wenzel, W. W., Wieshammer, G., Fitz, W. J., Puschenreiter, M. Novel rhizobox design to assess rhizosphere characteristics at high spatial resolution. Plant and Soil. 237 (1), 37-45 (2001).
  10. Degryse, F., Smolders, E., Zhang, H., Davison, W. Predicting availability of mineral elements to plants with the DGT technique: a review of experimental data and interpretation by modelling. Environmental Chemistry. 6 (3), 198-218 (2009).
  11. Mason, S., McNeill, A., McLaughlin, M. J., Zhang, H. Prediction of wheat response to an application of phosphorus under field conditions using diffusive gradients in thin-films (DGT) and extraction methods. Plant and Soil. 337 (1), 243-258 (2010).
  12. Six, L., Smolders, E., Merckx, R. The performance of DGT versus conventional soil phosphorus tests in tropical soils-maize and rice responses to P application. Plant and Soil. 366 (1), 49-66 (2013).
  13. Mason, S. D., McLaughlin, M. J., Johnston, C., McNeill, A. Soil test measures of available P (Colwell, resin and DGT) compared with plant P uptake using isotope dilution. Plant and Soil. 373 (1), 711-722 (2013).
  14. Freese, D., Lookman, R., Merckx, R., van Riemsdijk, W. H. New Method for Assessment of Long-Term Phosphate Desorption from Soils. Soil Science Society of America Journal. 59 (5), 1295-1300 (1995).
  15. Smolders, E., Wagner, S., Prohaska, T., Irrgeher, J., Santner, J. Sub-millimeter distribution of labile trace element fluxes in the rhizosphere explains differential effects of soil liming on cadmium and zinc uptake in maize. Science of The Total Environment. , 738 (2020).
  16. Bhat, K. K. S., Nye, P. H. Diffusion of phosphate to plant roots in soil. Plant and Soil. 38 (1), 161-175 (1973).
  17. Glud, R. N., Ramsing, N. B., Gundersen, J. K., Klimant, I. Planar optrodes: a new tool for fine scale measurements of two-dimensional O2 distribution in benthic communities. Marine Ecology Progress Series. 140, 217-226 (1996).
  18. Blossfeld, S., Gansert, D. A novel non-invasive optical method for quantitative visualization of pH dynamics in the rhizosphere of plants. Plant, Cell & Environment. 30 (2), 176-186 (2007).
  19. Larsen, M., Borisov, S. M., Grunwald, B., Klimant, I., Glud, R. N. A simple and inexpensive high resolution color ratiometric planar optode imaging approach: application to oxygen and pH sensing. Limnology and Oceanography: Methods. 9 (9), 348-360 (2011).
  20. Spohn, M., Carminati, A., Kuzyakov, Y. Soil zymography - A novel in situ method for mapping distribution of enzyme activity in soil. Soil Biology and Biochemistry. 58, 275-280 (2013).
  21. Spohn, M., Kuzyakov, Y. Spatial and temporal dynamics of hotspots of enzyme activity in soil as affected by living and dead roots-a soil zymography analysis. Plant and Soil. 379 (1), 67-77 (2014).
  22. Heitkötter, J., Marschner, B. Soil zymography as a powerful tool for exploring hotspots and substrate limitation in undisturbed subsoil. Soil Biology and Biochemistry. 124, 210-217 (2018).
  23. Guber, A. K., Kravchenko, A. N., Razavi, B. S., Blagodatskaya, E., Kuzyakov, Y. Calibration of 2-D soil zymography for correct analysis of enzyme distribution. European Journal of Soil Science. 70 (4), 715-726 (2019).
  24. Lin, V. S., et al. Non-destructive spatial analysis of phosphatase activity and total protein distribution in the rhizosphere using a root blotting method. Soil Biology and Biochemistry. 146, 107820 (2020).
  25. Ilhardt, P. D., et al. High-resolution elemental mapping of the root-rhizosphere-soil continuum using laser-induced breakdown spectroscopy (LIBS). Soil Biology and Biochemistry. 131, 119-132 (2019).
  26. Davison, W., Zhang, H. In situ speciation measurements of trace components in natural waters using thin-film gels. Nature. 367 (6463), 546-548 (1994).
  27. Davison, W. Diffusive Gradients in Thin-Films for Environmental Measurements. , Cambridge University Press. (2016).
  28. Zhang, H., Davison, W., Knight, B., McGrath, S. In Situ Measurements of Solution Concentrations and Fluxes of Trace Metals in Soils Using DGT. Environmental Science & Technology. 32 (5), 704-710 (1998).
  29. Davison, W., Fones, G. R., Grime, G. W. Dissolved metals in surface sediment and a microbial mat at 100-μm resolution. Nature. 387 (6636), 885-888 (1997).
  30. Santner, J., et al. High-resolution chemical imaging of labile phosphorus in the rhizosphere of Brassica napus L. cultivars. Environmental and Experimental Botany. 77, 219-226 (2012).
  31. Kreuzeder, A., Santner, J., Prohaska, T., Wenzel, W. W. Gel for simultaneous chemical imaging of anionic and cationic solutes using diffusive gradients in thin films. Analytical Chemistry. 85 (24), 12028-12036 (2013).
  32. Kreuzeder, A., Santner, J., Zhang, H., Prohaska, T., Wenzel, W. W. Uncertainty evaluation of the diffusive gradients in thin films technique. Environmental Science and Technology. 49 (3), 1594-1602 (2015).
  33. Hoefer, C., Santner, J., Borisov, S. M., Wenzel, W. W., Puschenreiter, M. Integrating chemical imaging of cationic trace metal solutes and pH into a single hydrogel layer. Analytica Chimica Acta. 950, 88-97 (2017).
  34. Santner, J., Larsen, M., Kreuzeder, A., Glud, R. N. Two decades of chemical imaging of solutes in sediments and soils--a review. Analytica Chimica Acta. 878, 9-42 (2015).
  35. Santner, J., Williams, P. N. Diffusive Gradients In Thin-Films For Environmental Measurements. Davison, W. , Cambridge University Press. Ch. 8 174-215 (2016).
  36. Guan, D. X., et al. Novel Precipitated Zirconia-Based DGT Technique for High-Resolution Imaging of Oxyanions in Waters and Sediments. Environmental Science & Technology. 49 (6), 3653-3661 (2015).
  37. Zhang, H., Davison, W. Performance Characteristics of Diffusion Gradients in Thin Films for the in Situ Measurement of Trace Metals in Aqueous Solution. Analytical Chemistry. 67 (19), 3391-3400 (1995).
  38. Warnken, K. W., Zhang, H., Davison, W. Performance characteristics of suspended particulate reagent-iminodiacetate as a binding agent for diffusive gradients in thin films. Analytica Chimica Acta. 508 (1), 41-51 (2004).
  39. Warnken, K. W., Zhang, H., Davison, W. Analysis of Polyacrylamide Gels for Trace Metals Using Diffusive Gradients in Thin Films and Laser Ablation Inductively Coupled Plasma Mass Spectrometry. Analytical Chemistry. 76 (20), 6077-6084 (2004).
  40. Gao, Y., Lehto, N. A simple laser ablation ICPMS method for the determination of trace metals in a resin gel. Talanta. 92, Supplement C 78-83 (2012).
  41. Lehto, N. J., Davison, W., Zhang, H. The use of ultra-thin diffusive gradients in thin-films (DGT) devices for the analysis of trace metal dynamics in soils and sediments: a measurement and modelling approach. Environmental Chemistry. 9 (4), 415-423 (2012).
  42. Williams, P. N., et al. Localized flux maxima of arsenic, lead, and iron around root apices in flooded lowland rice. Environmental Science & Technology. 48 (15), 8498-8506 (2014).
  43. Lehto, N. J., Larsen, M., Zhang, H., Glud, R. N., Davison, W. A mesocosm study of oxygen and trace metal dynamics in sediment microniches of reactive organic material. Scientific Reports. 7 (1), 11369 (2017).
  44. Zitek, A., Aléon, J., Prohaska, T. Sector Field Mass Spectrometry for Elemental and Isotopic Analysis. , The Royal Society of Chemistry. 152-182 (2015).
  45. Lear, J., Hare, D., Adlard, P., Finkelstein, D., Doble, P. Improving acquisition times of elemental bio-imaging for quadrupole-based LA-ICP-MS. Journal of Analytical Atomic Spectrometry. 27 (1), 159-164 (2012).
  46. May, T. W., Wiedmeyer, R. H. A table of polyatomic interferences in ICP-MS. Atomic Spectroscopy. 19 (5), 150-155 (1998).
  47. Raposo, F. Evaluation of analytical calibration based on least-squares linear regression for instrumental techniques: A tutorial review. TrAC Trends in Analytical Chemistry. 77, 167-185 (2016).
  48. Kreuzeder, A., et al. In situ observation of localized, sub-mm scale changes of phosphorus biogeochemistry in the rhizosphere. Plant and Soil. 424 (1), 573-589 (2018).
  49. Hooda, P. S., Zhang, H., Davison, W., Edwards, A. C. Measuring bioavailable trace metals by diffusive gradients in thin films (DGT): soil moisture effects on its performance in soils. European Journal of Soil Science. 50 (2), 285-294 (1999).
  50. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  51. Wagner, S., et al. Arsenic redox transformations and cycling in the rhizosphere of Pteris vittata and Pteris quadriaurita. Environmental and Experimental Botany. 177, 104122 (2020).

Tags

Miljøvitenskap Utgave 163 kjemisk avbildning rhizosphere diffusive gradienter i tynne filmer laserablasjon induktivt skrevet plasma massespektrometri sporelement plante ernæring
Todimensjonal visualisering og kvantifisering av Labile, uorganiske plante næringsstoffer og forurensninger i jord
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Wagner, S., Hoefer, C., Prohaska,… More

Wagner, S., Hoefer, C., Prohaska, T., Santner, J. Two-Dimensional Visualization and Quantification of Labile, Inorganic Plant Nutrients and Contaminants in Soil. J. Vis. Exp. (163), e61661, doi:10.3791/61661 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter