Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Immunology and Infection
Click here for the English version

Immunology and Infection

En moderne opvarmning / fastholdende enhed for effektiv hale vene injektioner i en Murine Fungal Sepsis Model

Published: November 6, 2020 doi: 10.3791/61961
Automatic Translation
1, 2, 2, 1
1Center for Oral and Craniofacial Biology, Louisiana State University Health-School of Dentistry, 2Department of Microbiology and Immunology, Tulane University School of Medicine

Summary

Her præsenterer vi en effektiv metode til injektion af halehale med en unikt designet opvarmnings-/fastholdelsesanordning. Ved at strømline indledningen af vasodilation og fastholdelsesprocesser giver denne protokol mulighed for nøjagtige og rettidige intravenøse injektioner af store grupper af dyr med minimal nød.

Abstract

I gnavermodeller er haleåreindsprøjtninger vigtige metoder til intravenøs administration af eksperimentelle midler. Hale vene injektioner typisk indebærer opvarmning af dyret for at fremme vasodilation, som hjælper med både identifikation af blodkarrene og placering af nålen i fartøjet lumen samtidig sikkert fastholde dyret. Selvom haleåreindsprøjtninger er almindelige procedurer i mange protokoller og ikke betragtes som meget tekniske, hvis de udføres korrekt, er nøjagtige og konsekvente injektioner afgørende for at opnå reproducerbare resultater og minimere variation. Konventionelle metoder til at fremkalde vasodilation før haleåreindsprøjtninger afhænger generelt af brugen af en varmekilde, såsom en varmelampe, elektriske/genopladelige varmepuder eller forvarmet vand ved 37 °C. Selv om disse værktøjer er let tilgængelige i et standardlaboratorium, lider de åbenbart under dårlig/begrænset termoreguleringskapacitet. Selvom forskellige former for fastholdelsesanordninger er kommercielt tilgængelige, skal de også bruges omhyggeligt for at undgå traumer på dyrene. Disse begrænsninger af de nuværende metoder skaber unødvendige variabler i eksperimenter eller resulterer i forskellige resultater mellem eksperimenter og/eller laboratorier.

I denne artikel demonstrerer vi en forbedret protokol ved hjælp af en innovativ enhed, der kombinerer en uafhængig, termisk reguleret opvarmningsenhed med en justerbar fastholdelsesenhed i ét system til effektiv strømlinet haleåreindsprøjtning. Det eksempel, vi bruger, er en intravenøs model af svampeblodbanen infektion, der resulterer i sepsis. Varmeapparatet består af en varmereflekterende akrylkasse installeret med en justerbar automatisk termostat for at opretholde den indre temperatur ved en forudindstillet tærskel. Ligeledes kan bredden og højden af kegletilholdeapparatet justeres for sikkert at rumme forskellige gnaverstørrelser. Med enhedens avancerede og alsidige funktioner kan den teknik, der vises her, blive et nyttigt værktøj på tværs af en række forskningsområder, der involverer gnavermodeller, der anvender haleåreindsprøjtninger.

Introduction

Brugen af dyremodeller, der involverer gnavere, har været et dagligt syn i biomedicinsk forskning. Talrige indavlede og udavlede stammer samt genetisk modificerede linjer er tilgængelige og bruges rutinemæssigt i laboratorier over hele verden. Hale vene injektion er en af de væsentlige metoder i gnaver modeller, der kræver intravenøs (i.v.) administration af eksperimentelle midler. Generelt har indsprøjtninger store fordele i forhold til andre indgiftsmåder, såsom høje absorbanshastigheder ved at omgå lokale væv og fordøjelseskanalen og høj tolerance over for opløsninger af en lang række koncentrationer eller ikke-fysiologisk pH1,2,3,4. Blandt andre levedygtige i.v. ruter (f.eks saphenous vener, retro-orbital venøs sinus), hale vener betragtes som den sikreste og mest let tilgængelige blodkar i gnavere2,3,5,6. Derfor har hale vene injektion været meget anvendt i en række gnaver modeller, herunder smitsomme sygdomme modeller7,8,9, transplantation af biologiske materialer10,11, evaluering af prækliniske behandling12,13, og toksikologiske analyser14,15.

Konsistens og nøjagtighed af dosering er et afgørende krav i vellykkede hale vene injektioner. Overraskende, kvantitativ og kvalitativ evaluering af hale vene injektioner i litteraturen implicerer hyppige mis-injektioner16,17. En undersøgelse rapporterede, at tolv ud af tredive injektioner udført af uddannede injektorer efterlod mere end 10% af injicerede doser i halen18. Desuden bør sikkerheden og komforten hos det dyr, der modtager haleåreindsprøjtninger, være et primært problem under proceduren. Forkert fastholdelsesanordning kan føre til skader og en række stressrelaterede patologier (f.eks. vægttab, nedsat immunrespons), som kan medføre betydelige variabler i prøvekvalitet19,20. Disse fejl kan forårsage øget variation i data og dårlig reproducerbarhed, hvilket påvirker undersøgelsesresultaterne negativt.

Induktion af vaskulær dilation hos dyret er ofte nødvendig, når der udføres haleåreindsprøjtninger på grund af fartøjets lille diameter, anslået til 300 μm hos mus21. Vasodilation øger synligheden af hale vener og hjælpemidler til at opnå optimal nål-vene tilpasning inden for venøse lumen. En række forskellige metoder er blevet rapporteret af laboratorier som nedsænkning halen i varmt vand22, anvende varme på halen ved hjælp af en varm drapering, lampe eller hårtørrer23,24, eller placere dyret i et varmt miljø ved hjælp af en varmepude, inkubator, eller boks kombineret med en af disse varmekilder25. Enhederne kan enten være selvfremstillede til specifikke formål eller tilgængelige fra kommercielle leverandører. Mange mangler dog termoregulerende egenskaber, og hvis nogen, enhedens temperatur er dårligt vedligeholdt og ofte udsat for variationer i stuetemperatur. På samme måde er brugen af en fastholdelsesanordning nødvendig til haleåreindsprøjtninger, da brugen af anæstesi ikke anbefales26,27. Der er udviklet flere typer laboratoriespecifikke eller kommercielle fastholdelsesanordninger. Typisk er dyret placeret i et engangs 50 ml konisk rør4, slidsede plexiglasvægge, en tunnel eller kegle28, som alle tillader rigelig eksponering af halen, samtidig med at dyrets bevægelser begrænses. De fleste fastholdende har dog størrelsesbegrænsninger på grund af materialernes stivhed. Desuden synes moderne højkompleksitetsanordninger på trods af de praktiske og sofistikerede design ikke at være mulige for injektioner, der involverer store grupper af dyr22.

Musemodeller af blodbanen infektion og tilhørende sepsis er et glimrende eksempel på situationer, der kræver brug af denne teknik. Blandt alle mikrobielle etiologi af svær klinisk sepsis, svampe sepsis er ofte en dødelig tilstand med dødelighed på >40% på trods af svampedræbende behandling29. Faktisk er infektion med Candida albicans blevet rapporteret som den fjerde hyppigste årsag til hospitalserhvervet blodbanen infektion (candidemia)30,31. I intra-abdominal candidiasis kan mikroorganismer i mave-tarmkanalen spredes via blodbanen og forårsage polymikrobiel sepsis med en endnu størredødelighed 32,33,34. Da de fleste nosocomial candidemia tilfælde fremgår af forurenede central line katetre eller iboende medicinsk udstyr35,36, dvs podning med C. albicans ved hale vene injektion kan nøje afspejler menneskelige sepsis udvikling og har været et dagligt syn i en mus model af hematogenously formidles candidiasis37,38. I denne model kan dødelighed, der forekommer i dage, forlænges eller forkortes ved at justere C. albicans i.v. inoculum39,40,41.

For nylig har vores laboratorium udviklet en innovativ protokol til en optimalt strømlinet haleåreindsprøjtning ved hjælp af en innovativ enhed udstyret med en thermoregulated opvarmningsenhed, parret med en justerbar fastholdelsesenhed, i et praktisk system. Denne protokol giver forskere mulighed for at udføre hale vene injektioner på en præcis og rettidig måde, mens dyr kan være sikkert konditioneret og fastholdt for proceduren med minimal nød. De teknikker, der demonstreres her, med brugen af den avancerede opvarmnings- og fastholdelsesanordning, kan tjene som et nyttigt værktøj inden for forskellige forskningsområder, der anvender gnavermodeller.

Protocol

Alle dyreprotokoller, der involverer injektioner af halen og anvendelse af opvarmnings-/fastholdelsesanordningen, blev gennemgået og godkendt af den lokale institutionelle dyreplejekomité (IACUC).

1. Forberedelse

  1. Akklimatisere dyr i staldmiljøet i mindst 1 uge, og lad mad og vand ad libitum.
    BEMÆRK: For de fleste nye brugere af denne injektionsteknik kan dyrestammer med hvid eller lyse pels være at foretrække, da haleårerne er let synlige gennem huden. Mørkfarvede stammer af mus (f.eks. C57BL/6) eller rotter (f.eks. Brun Norge) har dybt pigmenterede haler, hvilket resulterer i en svag farvekontrast mod venen. Det anbefales på det kraftigste, at nye brugere får tilstrækkelig uddannelse, indtil færdighederne er opnået.
  2. Midler til hale vene injektion
    1. Forbered alle testmidler og løsninger aseptisk. Ved administration af organismer eller cellulære materialer skal du tage forholdsregler under alle trin i behandlingen for at opretholde pyrogenfrie forhold.
    2. Brug kun normal saltvand (0,9% w/v natriumchlorid) eller afbalancerede saltopløsninger såsom fosfat-bufferet saltvand (PBS) som køretøjer til haleåreindsprøjtning.
      ADVARSEL: Brug aldrig vand-, olie- eller viskøse opløsninger på grund af den potentielle risiko for vaskulære skader. En bred vifte af pH (4,5-8,0) er acceptabel på grund af buffereffekten af blod og hurtige blodgennemstrømningshastigheder hos gnavere. Meget sure eller alkaliske opløsninger kan dog resultere i unødvendig vævsskader på injektionsstedet og bør undgås.
    3. Indsprøjtningsvolumen og -hyppighed begrænses til et minimum. Brug de anbefalede mængder til mus og rotter (henholdsvis ≤200 μL og ≤500 μL) ved kropstemperaturen før injektion for at minimere stress til dyret3.
    4. Sørg for, at hvert præparat af sprøjten og nålen er fri for luftbobler i opløsningen; hvis der er bobler til stede, skal du rense dem helt for at forhindre risikoen for blodprop.
      BEMÆRK: Typisk er 1 mL sprøjter med 27 G, 1/2-in nåle tilstrækkelige til de fleste hale vene injektioner.
    5. Brug passende personlige værnemidler (PPE), der kræves af lokale IACUC med mindst engangs- eller dedikerede kjoler og latex- eller nitrilhandsker. Brug af sikkerhedsbriller anbefales stærkt, når du udfører hale vene injektion.
  3. Varme- og fastholdelsesanordningen
    1. Undersøg omhyggeligt alle komponenter før brug for at sikre, at enheden er fri for fejl (Figur 1).
    2. Initialisering af varmeanordning (figur 2A)
      1. Placer varmeenheden på en ren flad bordplade, og tænd enheden. Sørg for, at termostatens effektindikatorlampe er tændt grønt. Placer strøelse materialer inde i opvarmning kammeret for at holde området tørt og holde varmen.
    3. Opsætning af fastholdelsesanordning (figur 2B)
      1. Placer fastholdelsesanordningen ved siden af varmeenheden, og bestem de passende keglestørrelser for dyret. Juster om nødvendigt manuelt basisbredden af den bøjelige aluminiumkegler for at give dyret tilstrækkelig tilbageholdenhed. Alternativt kan keglen udskiftes med specialtilpassede modeller til at rumme mus eller rotter i forskellige kropsstørrelser.

2. Hale vene injektion

  1. Justering af apparater
    1. Indstilling af den indre temperatur
      1. Brug styreknappen til at indstille termostaten ved den ønskede temperatur. Sørg for, at varmeapparatets indikator er tændt rødt, og at pæren lyser. Overvåg det indvendige temperaturdisplay omhyggeligt, mens pæren er oplyst (opvarmning). Termostaten deaktiverer pæren automatisk, når en måltemperatur er nået, ca. i 10-15 minutter.
        BEMÆRK: Hvis du indstiller en temperatur, der er højere end omgivelsestemperaturen, aktiveres varmeapparatet. Generelt varierer den anbefalede staldtemperatur under standard vivariumforhold fra 20 ° C til 26 °C, mens den neutrale (dvs. behagelige) temperatur for laboratoriemus anses for at være mellem 30 og 32 °C42. Det anbefales derfor, at varmekammerets indre temperatur hæves lidt højere end termoneutraliteten, ca. ved 32-36 °C. Sæt aldrig termostaten over kropstemperaturen.
    2. Placering af fastholdelsesplatformen
      1. Brug højdejusteringsknappen til at justere keglehøjden til det optimale niveau for brugeren.
  2. Varmebehandling (figur 3A)
    1. Når måltemperaturen er nået (32-36 °C), overføres dyrene forsigtigt fra staldburet til opvarmningskammeret.
      BEMÆRK: Varmebehandling i 5-10 min er tilstrækkelig til at fremkalde vasodilation og øge synligheden af hale vener. Dyr kan dog holdes sikkert i det mere regulerede kammer under hele proceduren (typisk 20-30 minutter uden tegn på hypertermi). Opvarmningskammeret kan sikkert indeholde 4-6 mus eller en rotte.
    2. Overvåg dyret for tegn på akut varmebelastning (f.eks. hurtigt åndedræt, sløvhed, hoppende flugtadfærd).
      ADVARSEL: Dyr, der udviser tegn på hypertermi, skal returneres til deres bur og overvåges, indtil de genoptager normal aktivitet inden genbrug. Hvis dette skyldes, at den indre temperatur overstiger det optimale område, skal du sørge for, at opvarmningsenheden er slukket.
  3. Injektionstrin
    1. Løft dyret ved bunden af halen, og fjern det fra opvarmningskammeret. Indfør dyret på kegleåbningen af fastholdelsesenheden.
      ADVARSEL: Løft aldrig mus fra enden; dette kan resultere i alvorlige kvæstelser. Der bør anvendes alternative håndteringsmetoder for fede eller gravide mus28.
    2. Når dyret griber på keglens fjerne kant med sine forben, skal du forsigtigt trække halen tilbage og passere halen gennem den åbne slids. Fastgør dyrets bagende i bunden af keglen med et bagben, der stikker ud fra keglen, så lateral venen vises i en position på 12. Begge bagben kan fremspringes, da der er to laterale vener, en på hver side (Figur 3B).
    3. Tag fat i halen i midten til to tredjedele-længde med den ikke-dominerende hånd mellem tommel-og pegefinger, sætte mindre spændinger på lateral vene for at opretholde halen positionering og vasodilation.
      BEMÆRK: Forbedret synlighed af de udvidede vener ved varmebehandling gør det muligt for brugeren hurtigt at bestemme et injektionssted for de bedste resultater (Figur 4).
    4. Tør huden på injektionsstedet med en gasbind svamp eller pude fugtet med 70% alkohol. Rengør så forsigtigt og hurtigt som muligt for at undgå irritation af halen.
      BEMÆRK: Denne procedure kan udelades efter den institutionelle IACUC's skøn.
    5. Hold sprøjten med den dominerende hånd, og placer nålen parallelt med halen. Indslut nålen mod blodgennemstrømningens retning, venen op i en vinkel på 10-15° (figur 5A-B), og gå længere ind i venens lumen ved at trænge ind 2-4 mm (Figur 5C-D). Injicer langsomt opløsningen.
      BEMÆRK: Hvis injektionen lykkes, skal der ikke mærkes nogen modstand på stemplet, og væsken kan ses bevæge sig gennem venen. I tilfælde af modstand eller hvide blærer over injektionsstedet skal du fjerne kanylen og forsøge en anden injektion på et sted over den oprindelige nåleplacering. Forsøg ikke at injicere under det første injektionssted, da væsken slipper ud gennem det første sted. Hvis injektion af en lateral vene mislykkes, skal dyret flyttes til den modsatte side og gøre flere forsøg på kontralateral vene. Det maksimale antal forsøg vil afhænge af, hvor man starter forsøget injektion langs venen og hævelse, der kan opstå med ubesvarede forsøg. Se de institutionelle IACUC-regler for fejlindsprøjtninger og tilhørende skader.
    6. Tag kanylen af, og tryk godt med tommelfingeren for at forhindre tilbagestrømning af den injicerede opløsning og/eller blod. Fortsæt med at anvende skånsom kompression med en ren gaze/tør eller væv, indtil blødningen er stoppet (Figur 6).
    7. Returner dyret til sit bur, og overvåg i mindst 5 minutter. Sørg for, at dyret genoptager normal aktivitet uden yderligere blødning.

3. En murine model af svampe blodbanen infektion og sepsis

  1. Musestammer
    1. Akklimatisere kvindelige schweiziske Webster udavlede mus på 6 uger i alderen pr institutionelt anbefalede retningslinjer. Alternativt kan du anvende indavlede/genetisk modificerede stammer (f.eks.
      BEMÆRK (se Diskussion for detaljer): Haleårer af mus med mørk pels er ofte mindre synlige end mus med lysere pels på grund af den dybt pigmenterede hale (Figur 4). Der er varierende modtagelighed for svampe sepsis / dødelighed blandt forskellige mus stammer. Brug af andre musestammer end Swiss Webster kan kræve yderligere protokoloptimering ved at overveje relevante faktorer (f.eks. genetisk baggrund, alder, køn, kropsstørrelse), der kan påvirke værtens immunstatus. For eksempel kræver en dødelig udfordring hos C57BL/6 mus typisk højere inocula (op til 10x) for at opnå det dødelighedsniveau, der ses hos schweiziske Webster-mus.
  2. Mikroorganismer
    1. For en dødelig udfordring (sepsis) skal stribefrosne lagre af Candida albicans stamme DAY185 (eller foretrukne stammer) gå over til Sabouraud dextrose agar og inkubere ved 30 °C i 2 dage.
    2. En enkelt koloni overføres til 10 mL gærekstrakt-peptone-dextrose bouillon og kultur til den stationære vækstfase i 18 timer ved 30 °C med rysten.
  3. Inoculum-løsninger
    1. På dagen for en dødelig udfordring, indsamle bouillon kultur, og vask pellet 3 gange ved centrifugering (800 × g)i steril PBS.
    2. Identificer levedygtige gærceller ved trypan blå farvestof udelukkelse, og opregne ved hjælp af en hæmocytometer. Cellekoncentrationen justeres til 1 x 106 celler/mL i steril PBS ved stuetemperatur.
      BEMÆRK: Hvert dyr vil modtage 100 μL af inoculumopløsningen. Der fremstilles et overskydende volumen af inoculumet (>500 μL) for at muliggøre potentielt tab under injektionsproceduren. Den endelige inoculum er 1 x 105 celler pr. Mus. Inoculumvolumenet kan øges op til 200 μL ved at justere cellekoncentrationen i overensstemmelse hermed.
      ADVARSEL: Svampeinoculumopløsningen skal opbevares ved stuetemperatur inden injektionen. Opvarmning af inoculumopløsningen til kropstemperaturen kan fremkalde en morfologisk ændring fra gærceller til hyphae. Modsat kan bolus i.v administration af kolde opløsninger hurtigt sænke dyrets kropstemperatur og bør undgås.
  4. Intravenøs podning
    1. Varm dyrene, og fremkald vasodilation ved at følge procedurerne i punkt 2.
    2. 100 μL af inoculumopløsningen injiceres i haleåren ved hjælp af en 1 ml sprøjte med en 27 G, 1/2-i nål.
  5. Overvågning efter vaccination
    1. Dyrene skal overvåges for følgende tegn på sepsisinduceret sygelighed: i) pelsaspekt (f.eks. glat, pjusket), ii) aktivitet (f.eks. bevæger sig frit, ikke reagerer), iii) kropsholdning (f.eks. hunched, stiv), iv) adfærd (f.eks. langsom, ingen flytning), v) brystbevægelser (f.eks. normal vejrtrækning, dyspnea), vi) øjenlåg (f.eks. åbne, lukkede)43.
  6. Sepsis scoring
    1. Score den observerede sygelighed i henhold til en modificeret Mouse Clinical Assessment Score for Sepsis (M-CASS) i en fire-punkts klassificering skala fra 0 til 3 i hver kategori: 0, normal; 1, mild; 2, moderat; 3, svær43.
  7. Valgfri protokol: Vaccination mod svampe sepsis
    1. 14 dage før en dødelig udfordring podes mus med Candida dubliniensisstamme Wü284 eller svækkede C. albicansstammer, såsom Δefg1/Δcph1 mutant (1x105 celler pr. mus), som beskrevet i afsnit 3.2-3.4 i stedet for C. albicans DAY185.
    2. Udfør en dødelig udfordring hos de vaccinerede mus som beskrevet i afsnit 3.2-3.4, og overvåg for de tegn på sepsisinduceret sygelighed, der er beskrevet i punkt 3.5-3.6.

Representative Results

Temperaturen inde i varmekammeret registreres kontinuerligt af den interne sensor og reguleres automatisk af termostaten. For det første blev termostatens styreknap placeret ved 78, 85, 90 eller 95 °F (26, 29, 32 eller 95 °C) for at vælge indstillede temperaturer. Når varmeapparatet blev aktiveret (Figur 7, gule prikker), varmeudslip af pæren hurtigt hævet den indre temperatur i løbet af de første 5-15 min, afhængigt af den indstillede temperatur. Varmeapparatet inaktiverede pæren, hvis den registrerede indre temperatur oversteg den indstillede temperatur (grå prikker). De første spidsbelastningstemperaturer bør stige til 5-7 °C over de indstillede temperaturer i alle grupper for at kompensere for temperaturtabet under overførsel af dyr. Derefter fortsætter enheden med at gentage varmecyklussen automatisk og opretholder varmekammeret ved den indstillede temperatur.

Et eksempel på eksperimentelle data opnået ved vellykkede haleåreindsprøjtninger ved hjælp af den aktuelle protokol er vist i figur 8. I en musemodel af blodbanen candidiasis resulterer i sepsis, en i.v. udfordring med Candida albicans (1 x 105 celler pr mus) i schweiziske Webster mus forårsaget en hurtig debut af sepsis og spredning af organismer, hvilket fører til høj dødelighed inden for 3-4 dage (åbne prikker) (Figur 8A). I modsætning hertil kunne dyr beskyttes mod sepsis ved forudgående i.v. præimpulering/vaccination med en avirulent gærstamme, Candida dubliniensis, og opnå >95% overlevelse efter den dødelige i.v. udfordring med virulent C. albicans (faste prikker). Disse resultater med progressiv dødelighed vs. vaccinemedieret beskyttelse blev opnået reproducerbart i fire uafhængige forsøg(supplerende figur 1). Lignende beskyttelse kunne opnås ved hjælp af andre avirulente gærstammer såsom svækkede C. albicans mutanter (Δefg1/Δcph1) (data vist ikke). Sepsis kunne overvåges så godt og korreleret til dødelighed; de uvaccinerede dyr med dødelig infektion havde en betydelig stigning i sepsis-induceret sygelighed, mens den vaccinerede gruppe udviste minimale symptomer efter den dødelige udfordring (Figur 8B).

Figure 1
Figur 1: Beskrivelse af gnaveropvarmnings- og fastholdelsesanordningen. A) viser den udvendige visning af opvarmningsanordningen, som består af:

  1. Termostatdæksel – løft opad ved håndtaget for at eksponere termostaten
  2. Elektrisk kabinet – forseglet permanent for at beskytte
  3. Kammerlåg – løft opad under overførsel til/fra
  4. Varmekammer – aftageligt, dæk gulvet med sengetøj før brug
  5. Fastholdelsesanordning – kan stuves med varmeapparatet, mens det ikke er i brug
  6. Tænd/sluk-knap – indbygget vippekontakt til hoved-til-/fra-funktioner
  7. Netledning – spænding/strøm: 120V/10A

B) viser det indre af opvarmningsanordningen:

  1. Glødepære – lyseffekt ved 100 watt
  2. Pærebeskyttelsesskærm – aftagelig til pæreudskiftning
  3. Temperatursensorsonde – placeret inde i kammeret
  4. Termometer ved indvendig temperatur – sted inde i kammeret til overvågning af temperaturen

C) viser komponenter i termostaten til opvarmningsanordningen:

  1. Termometer for indre temperatur
  2. Termostat – regulerer automatisk varmeapparatet
  3. Fastvægtstyringshåndtag – minimum/maksimum: 78 °F/108 °F (25 °C/42 °C)
  4. Termostateffektindikator – grønt lys angiver normal drift
  5. Indikator for termostatvarmer – tændt rød under opvarmningscyklus

D) viser fastholdelsesanordningens komponenter:

  1. Kegle – bøjelig aluminiumsplade designet til gnaverfastholdelse
  2. Halekanal – formet til at muliggøre jævn placering af halen
  3. Kegleliftplatform – giver robust løft af keglebasen
  4. Højdejusteringsknap – designet til manuel højdejustering
  5. Saksestik – højdeområde fra 45-140 mm
  6. Støtteplade – installeret med gummifødder for at give stabilitet Klik her for at se en større version af figuren.

Figure 2
Figur 2: Gnaveropvarmnings- og fastholdelsesanordningen. (A) Før brug placeres de to dele af anordningen side om side på en ren bænktop. (B) Når varmeapparatet er tændt, aktiverer termostaten varmeapparatet. Pæren forbliver tændt og udsender varme, indtil varmekammeret har nået den indstillede temperatur. Opvarmningsenheden gentager automatisk varmecyklussen for at opretholde den indre temperatur. Klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 3
Figur 3: Mus (C57BL/6), der er placeret i opvarmnings- og fastholdelsesanordningen. (A) Mus, der modtager varmebehandling for vaskodilation. Dyrene (4-6 mus pr. behandling) overføres fra deres staldbur til enhedens varmekammer og varmebehandles i mindst 5-10 min. (B) En mus, der er fastholdt til injektion af haleåre. Musen overføres fra varmekammeret til kegleåbningen af fastholdelsesanordningen med halen, der passerer gennem den åbne slids. Musen trækkes forsigtigt tilbage til keglens fjerne kant, indtil bunden af halen når spidsen af keglen. Da dyret trækkes mod bunden af keglen med en blid lateral rotation, er det ene bagben placeret opad, så det stikker ud fra den åbne slids, så sideretningen kan placeres kl. 12. Klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 4
Figur 4: Identifikation af sideårerne hos mus. (A)Halen af en ubehandlet schweizisk Webster mus. Musen placeres i fastholdelsesanordningen uden forudgående varmebehandling for vasodilation. Den laterale hale vene kan identificeres som en tynd mørk fartøj, kurser under huden. (B) Halen af en schweizisk Webster mus behandlet med varmeapparatet i 10 min. Den varmebehandlede mus fastholdes til injektion af haleåre. Den laterale hale vene er let synlig gennem huden på grund af den forstørrede kardiameter induceret af vasodilation. (C) Halen på en C57BL/6-mus, der er behandlet med varmeapparatet i 10 minutter og fastholdt til injektion af haleårerne. Vasodilation øger synligheden af halen venen gennem dybt pigmenteret hud, selv om venen ikke er så let synlig som i den lyse schweiziske Webster mus på grund af en svag farve kontrast mod venen. Røde pile angiver placeringen af sideværts hale venen. Klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 5
Figur 5: Haleåreindsprøjtning udført i varmebehandlede mus (Swiss Webster). (A-B) Nåleindføring i sideåren ved injektionsstedet. Nålen (27 G, 1/2-in) er placeret parallelt med halen vene med facet op og pegede mod blodgennemstrømningen og indsat. (CD) Nåleplacering i haleåren og injektion. Nålespidsen er yderligere avanceret 2-4 mm ind i venens lumen. Tommelfingeren er placeret på sprøjtens stemplet, og det ønskede volumen dispenseres med langsomt og stabilt tryk. Ovale cirkler angiver injektionssteder. Klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 6
Figur 6: Procedure efter injektion. (a)Et blødningsområde på injektionsstedet. Blødning og tilbageløb af den injicerede opløsning sker umiddelbart efter fjernelse af kanylen. Dette kan minimeres ved at anvende fast kompression på injektionsstedet med tommelfingeren. (B) Blodpropdannelse på injektionsstedet. Skånsom kompression med en ren gaze/tør letter blodpropper på injektionssåret. Pile angiver injektionssteder. Klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 7
Figur 7: Opvarmningskammerets indre temperatur under brug. Opvarmningsanordningen blev aktiveret til opvarmning ved de angivne indstillede temperaturer. Enhedens varmekammer blev overvåget for den indre lufttemperatur og varmecyklusser (pære på / gule prikker, off / grå prikker) blev registreret over 45 minutter. Det orange område angiver det optimale temperaturområde for induktion af vasodilation hos gnavere. Klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 8
Figur 8: Sepsisdødelighed vs. vaccinemedieret beskyttelse efter en dødelig udfordring med Candida albicans. Mus (8 uger gamle schweiziske Webster hunner) blev vaccineret intravenøst med avirulent live Candida dubliniensis Wü284 (Cd), efterfulgt af en dødelig intravenøs udfordring med vilde type C. albicans DAY 185 (1 x 105 celler pr mus) 14 dage senere. (A) Dødeligheden blev vurderet over 10 dage efter den dødelige udfordring. (B) Dyrene blev overvåget for sepsis sygelighed og scoret i henhold til en modificeret klinisk vurderingsscore for sepsis (M-CASS)43. Data er kumulative af 4 uafhængige eksperimenter med 10 mus pr. gruppe og analyseret ved hjælp af Mantel-Cox log rank-testen. p < 0,0001. SEM, standardfejl i middelværdien. Klik her for at se en større version af dette tal.

Supplerende figur 1: Reproducerbarhed af sepsisdødelighed og vaccinemedieret overlevelse fra en blodbanen Candida albicans udfordring. Hvert panel repræsenterer data fra fire uafhængige eksperimenter, der indgår i et kumulativt resultat vist i figur 8A. Hvert eksperiment blev udført ved hjælp af 10 mus pr. gruppe og analyseret ved hjælp af Mantel-Cox log-rank-testen. Ca, Candida albicans. Cd, Candida dubliniensis. p < 0,0001. < 0,01. Klik her for at downloade dette tal.

Discussion

Konsekvent og nøjagtig dosering er centrale krav til eksperimentel pålidelighed i dyremodeller. Dette er især vigtigt i tilfælde af i.v. administration, hvor den systemiske biotilgængelighed af injicerede stoffer er betydeligt højere/hurtigere end med andre indgiftsveje3. Således kan fejl i hale vene injektion have en skadelig indvirkning på undersøgelsens resultater. Historisk set har intraperitoneal (i.p.) injektion, snarere end i.v., været den mest almindelige metode til systemisk adgang hos gnavere på grund af teknisk enkelhed og bekvemmelighed. Administrationsveje bliver dog mere afgørende, når prækliniske udlæsninger fra dyr oversættes til kliniske miljøer. Derfor er der behov for løbende forbedring i gnaver protokoller, der kan lette en vellykket hale vene injektion.

Det vigtigste fremskridt i denne protokol er den innovative thermoregulated opvarmningsanordning, der muliggør effektiv induktion af vasodilation hos gnavere, hvilket dramatisk forbedrer synligheden af haleårer og nålejustering. Opvarmningsmetoder, der er dårligt de mere regulerede (f.eks. lamper), aktuelle vasodilatorer eller hudirriterende stoffer (f.eks. xylener), er ikke kun upålidelige, men er også usikre for dyret og bør undgås44. I modsætning til andre konventionelle metoder, såsom nedsænkning af halen i varmt vand, kan denne enheds autoreguleringsevne sikkert tilstand flere dyr samtidigt. Derudover styrkes denne protokol yderligere ved at bruge den optimalt designede fastholdelsesanordning og tillade hurtig og sikker immobilisering af dyret i en position, der bedst viser den laterale haleåre.

De gennemsigtige rørformater, der ses i mange nuværende fastholdelsesbegrænsere, men praktisk talt godt designet, kræver mere håndteringstid med hvert dyr, hvilket forlænger fastholdelsesprocessen45. Dette kan være mere problematisk hos gnaverstammer med aggressive træk, der tilbyder begrænset samarbejde46,47. I modsætning hertil tillader fastholdelsesanordningens halvlukkede keglestruktur hurtig placering af dyret og hjælper med at minimere fastholdelsestiden. Sammen fremskynder den strømlinede protokol ved hjælp af det innovative, stærkt optimerede opvarmnings-/fastholdelsessystem injektionsproceduren, hvilket giver mulighed for hurtig og effektiv dosering af store grupper af dyr. I vores laboratorium gennemfører vi typisk en hel injektionsprocedure på 30 mus fra varmebehandling til overvågning efter injektion inden for 1 time ved hjælp af denne protokol.

På trods af de avancerede funktioner har denne enhed nogle tilsyneladende ulemper: den første er omkostningerne ved enheden og rutinemæssig udskiftning af pærer i opvarmningskammeret. Ud over injektionernes effektivitet og hastighed er enheden imidlertid holdbar til gentagen brug og kompatibel med de fleste almindelige desinfektionsmidler, hvilket muliggør grundig rengøring af enheden mellem anvendelser. Tilsammen modregnes startinvesteringen. Second, i situationer med begrænset arbejdsområde, en ulempe ved denne protokol kan være kravet om en dedikeret bænk område stor nok til at placere de to enheder, side om side, mens du udfører injektionen. Men fordi enheden kan bruges bredt på tværs af flere gnaver protokoller, der involverer i.v. injektioner, er det muligt, at enheden kan tjene som et centralt instrument svarende til andre kommunale vivarium udstyr såsom isoflurane vaporizers. Uanset hvad, de to enheder er let bærbare og kan bundtes og stuves, mens de ikke er i brug.

Den i.v. dødelige udfordring model af murine svampe sepsis beskrevet i denne protokol nøje efterligner C. albicans blodbanen infektioner hos mennesker og er blevet flittigt brugt til at studere svampe virulens, test effekt af svampedræbende behandlinger, og karakterisere vært immunrespons på infektion37,39,48. For at opnå en reproducerbar infektion er podning via haleåreinindsprøjtning det mest afgørende skridt i protokollen for at sikre nøjagtig levering af organismerne i blodbanen. Faktisk reagerer dyrene meget forskelligt på forskellige niveauer af Candida i.v. udfordringer; for lave mængder inoculum vil resultere i uønskede spontane inddrivelser, mens dyr, der får for høje doser, vil bukke under for tidligt. Det specifikke vindue af inoculumstørrelser for en given organisme for at fremkalde et ensartet niveau af sepsis / dødelighed afhænger i høj grad af både svampestammer og musestammer.

Den nuværende protokol ved hjælp af schweiziske Webster mus ved inoculum af 1 x 105 vilde type C. albicans reproducerbart induceret starten af sepsis sygelighed inden for 1 dag, efterfulgt af progressiv dødelighed resulterer i 100% dødelighed med 5-7 dage. I modsætning hertil fører inocula højere end 1 x10 5 typisk til accelererede dødsfald (dvs. 1-2 dage ved 1 x 106, 3-4 dage ved 5 x 105), og dem, der er lavere end 1 x 105, er sub-dødelige. I overensstemmelse med talrige rapporter i litteraturen, brugen afikke-albicans Candida arter i stedet for C. albicans resulterer i betydeligt formindsketdødelighed 40,49. Derudover kan valget af musestammer, eller endda koloniernes oprindelse, have en betydelig indvirkning på infektionsresultater på grund af varierende følsomhed mellem musestammer, som rapporteret af andre39,40,41,50,51,52,53,54,55. Derfor bør begge tages i betragtning ved udformningen af eksperimenter.

Efter en dødelig i.v. udfordring spredes svampeceller hurtigt gennem blodbanen og begynder at invadere flere organer, blandt hvilke de hårdest ramte er nyrerne41. Andre berørte organer er hjernen, milten og knoglemarven48,56. Uanset hvad, akut sepsis er den ultimative dødsårsag på det tidlige tidspunkt punkt37. Som det fremgår af de repræsentative resultater, kan sepsis sværhedsgraden kvantitativt vurderes af Mouse Clinical Assessment Score for Sepsis (M-CASS) baseret på udstillede tegn på en sepsis tilstand hos udfordrede dyr43,57. Blandt de mange surrogat markører for dødbringende sepsis, hypotermi er blevet foreslået som en kritisk prædiktor for forestående død i både kliniske og eksperimentelle sepsis43,58,59.

Selv om der ikke er gennemført formelle undersøgelser for direkte at sammenligne indavlede vs. udavlede mus i denne model, er data fra den nuværende protokol ved hjælp af udavlede schweiziske Webster-mus usædvanligt reproducerbare i forskellige sepsisparametre på trods af den formodede genetiske heterogenitet. Generelt er et mønster af dødelighed, der falder inden for 3-5 dage, en fast model for akut sepsis, som det fremgår af hurtig stigning i sepsis sygelighed og niveauer af inflammatoriske markører inden for få timer efter dødelig udfordring50,51. I længere overlevelsestider (7-10 dage) er dødeligheden sandsynligvis et resultat af mikrobiel byrde, der fører til dødelige vævsskader i målorganer og centralnervesystemet. Valget af sepsis eller mikrobiel byrde kan anvendes efter behov for at evaluere immunforsvar eller reaktioner på antiinflammatoriske regimer eller svampedræbende behandlinger/vacciner, som bestemt af det anvendte inoculum.

Ud over den i.v. dødelige udfordring model, intra-abdominal infektion med C. albicans hos mus via en i.p. udfordring kan også føre til udbredt candidiasis og efterfølgende sepsis, selv om co-podning med bakterielle patogen, Staphylococcus aureus, synergistisk øger dødeligheden i forhold til C. albicans mono-infektion51,60,61. I i.p. dødbringende udfordring model, væsentligt højere mikrobielle inocula (1,75 x 107C. albicans/ 8 x 107S. aureus per mus) er forpligtet til at forårsage polymikrobiel peritonitis og spredning af organismer fra bughulen i blodbanen. Tilsvarende, gastrointestinale infektion med C. albicans hos mus behandlet med immunosuppressive og / eller slimhinde-skadelige stoffer fører til translokation af svampeceller i blodbanen og resulterer i svampe sepsis62,63. På trods af de karakteristiske vaccinationsveje er mekanismen med efterfølgende svampe sepsis stort set analog mellem de tre sygdomsmodeller, der involverer en ukontrolleret systemisk proinflammatorisk reaktion på Candida, der fører til organsvigt37,51,61. Tilsvarende hos mennesker er det denne proces med værtsresponset, ikke blot candidemia, der forårsager den høje sygelighed / dødelighed forbundet med hæmatotogent formidlet candidiasis erhvervet i sundhedsmiljøer64,65.

Ved hjælp af den nuværende svampe sepsis model, viser vi her, at beskyttelse mod dødelige C. albicans infektion kan opnås ved i.v. præ-immunisering / vaccination med C. dubliniensis (avirulent) eller svækket C. albicans mutanter, samtidig med en betydelig reduktion i sepsis sygelighed. Beskyttelsen er medieret af medfødte Gr-1+ myeloid-afledte suppressor celler, der synes at være induceret i knoglemarven som en form for uddannet medfødt immunitet66,67. Der gøres en indsats for at udvide forståelsen af denne nye form for medfødt immunmedieret beskyttelse mod C. albicans blodbanen infektioner.

Afslutningsvis vil jeg sige, at den innovative anordning til opvarmning/fastholdelse af gnavere har været medvirkende til at fremme vores evne til at udføre i.v. injektioner af store flergruppedyrsundersøgelser på en effektiv måde. Som sådan har vi opfundet udtrykket, Mouse a Minute, for enheden. Enhedsspecifikationerne er tilgængelige fra den tilsvarende forfatter efter anmodning om indkøb af en lignende enhed. De teknikker, der demonstreres her, kan tjene som et nyttigt redskab i gnavermodeller, der anvender haleåreindsprøjtninger på tværs af en bred vifte af forskningsområder.

Disclosures

Forfatterne har intet at afsløre.

Acknowledgments

Dette arbejde blev støttet af LSUHSC Foundation (PLF), og dels af U54 GM104940 fra National Institute of General Medical Sciences fra National Institutes of Health, som finansierer Louisiana Clinical and Translational Science Center.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Candida albicans strain DAY185 Carnegie Melon University N/A provided by the laboratory of Aaron Mitchell
Candida albicans strain efg1Δ/Δ cph1Δ/Δ University of Tennessee Health Sciences Center N/A provided by the laboratory of Glen Palmer
Candida dubliniensis strain Wü284 Trinity College, Dublin, Ireland N/A provided by the laboratory of Gary Moran
Mice Charles River Laboratories 551NCICr:SW Female Swiss Webster; 6-8 weeks old
Mice Charles River Laboratories 556NCIC57BL/6 Female C57BL/6; 6-8 weeks old
Needles, 27G, ½-in Becton Dickinson 305109 can be substituted from other vendors
Phosphate buffered saline (PBS) GE SH30028.02 can be substituted from other vendors
Rodent warming and restraining device (Mouse a Minute) LSU Health custom order Mouse a Minute is available for custom ordering from LSU Health
Sabouraud dextrose agar (SDA) Becton Dickinson 211584 can be substituted from other vendors
Syringes, 1 mL Becton Dickinson 309659 can be substituted from other vendors
Trypan blue solution Sigma T8154
Yeast peptone dextrose (YPD) broth Fisher Scientific BP2469 can be substituted from other vendors

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Woodard, G. Methods of animal experimentation. Gay, W. J. 1, 343-359 (1965).
  2. Shimizu, S. The laboratory mouse The handbook of experimental animals. Hedrich, H. J. , Elsevier Academic Press. Ch. 32 527-541 (2004).
  3. Turner, P. V., Brabb, T., Pekow, C., Vasbinder, M. A. Administration of substances to laboratory animals: routes of administration and factors to consider. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 50 (5), 600-613 (2011).
  4. Turner, P. V., Pekow, C., Vasbinder, M. A., Brabb, T. Administration of substances to laboratory animals: equipment considerations, vehicle selection, and solute preparation. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 50 (5), 614-627 (2011).
  5. Donovan, J., Brown, P. Parenteral injections. Current Protocols in Immunology. 73 (1), Chapter 1, Unit 1 6 (2006).
  6. Schoch, A., Thorey, I. S., Engert, J., Winter, G., Emrich, T. Comparison of the lateral tail vein and the retro-orbital venous sinus routes of antibody administration in pharmacokinetic studies. Lab Animal. 43 (3), 95-99 (2014).
  7. Jarneborn, A., et al. Tofacitinib treatment aggravates Staphylococcus aureus septic arthritis, but attenuates sepsis and enterotoxin induced shock in mice. Scientific Reports. 10 (1), 10891 (2020).
  8. Bussey, K. A., et al. Endosomal Toll-like receptors 7 and 9 cooperate in detection of murine Gammaherpesvirus 68 infection. Journal of Virology. 93 (3), (2019).
  9. Pitts, M. G., D'Orazio, S. E. F. A Comparison of oral and intravenous mouse models of listeriosis. Pathogens. 7 (1), (2018).
  10. Jespersen, H., et al. Clinical responses to adoptive T-cell transfer can be modeled in an autologous immune-humanized mouse model. Nature Communications. 8 (1), 707 (2017).
  11. Gomez-Cuadrado, L., Tracey, N., Ma, R., Qian, B., Brunton, V. G. Mouse models of metastasis: progress and prospects. Disease Models & Mechanisms. 10 (9), 1061-1074 (2017).
  12. Srinageshwar, B., et al. Surface-modified G4 PAMAM dendrimers cross the blood-brain barrier following multiple tail-vein injections in C57BL/6J mice. ACS Chemical Neuroscience. 10 (9), 4145-4150 (2019).
  13. Channabasappa, S., et al. Efficacy of novel antistaphylococcal ectolysin P128 in a rat model of methicillin-resistant Staphylococcus aureus bacteremia. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 62 (2), (2018).
  14. Sadeghi, B., et al. Preclinical toxicity evaluation of clinical grade placenta-derived decidua stromal cells. Frontiers in Immunology. 10, 2685 (2019).
  15. Boquet, M. P., Wonganan, P., Dekker, J. D., Croyle, M. A. Influence of method of systemic administration of adenovirus on virus-mediated toxicity: focus on mortality, virus distribution, and drug metabolism. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 58 (3), 222-232 (2008).
  16. Vines, D. C., Green, D. E., Kudo, G., Keller, H. Evaluation of mouse tail-vein injections both qualitatively and quantitatively on small-animal PET tail scans. Journal of Nuclear Medicine Technology. 39 (4), 264-270 (2011).
  17. Lasnon, C., Dugue, A. E., Briand, M., Dutoit, S., Aide, N. Quantifying and correcting for tail vein extravasation in small animal PET scans in cancer research: is there an impact on therapy assessment. EJNMMI Research. 5 (1), 61 (2015).
  18. Groman, E. V., Reinhardt, C. P. Method to quantify tail vein injection technique in small animals. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 43 (1), 35-38 (2004).
  19. Aller, M. A., et al. Neuro-immune-endocrine functional system and vascular pathology. Medical Hypotheses. 57 (5), 561-569 (2001).
  20. McEwen, B. S., et al. The role of adrenocorticoids as modulators of immune function in health and disease: neural, endocrine and immune interactions. Brain Research. Brain Research Reviews. 23 (1-2), 79-133 (1997).
  21. Callewaert, B. L., et al. Absence of arterial phenotype in mice with homozygous slc2A10 missense substitutions. Genesis. 46 (8), 385-389 (2008).
  22. Hatakeyama, S., Yamamoto, H., Ohyama, C. Tumor formation assays. Methods in Enzymology. 479, 397-411 (2010).
  23. Carlson, R. P. J., Peer, B. In Vivo Models of Inflammation Progress in Inflammation Research. Morgan, D. W., Marshall, L. , Birkhäuser, Basel. 1-50 (1999).
  24. Flecknell, P. Laboratory Animals: An Introduction for New Experimenters. Tuffery, A. A. , John Wiley and Sons. 225-260 (1987).
  25. Kim, M. J., Ahituv, N. The hydrodynamic tail vein assay as a tool for the study of liver promoters and enhancers. Methods in Molecular Biology. 1015, 279-289 (2013).
  26. Bargellini, A., et al. Effects of chronic exposure to anaesthetic gases on some immune parameters. Science of The Total Environment. 270 (1-3), 149-156 (2001).
  27. Elena, G., et al. Inhalatory anesthetic (halothane) associated changes in the immune response in mice. International Journal of Immunopharmacology. 19 (11-12), 699-707 (1998).
  28. Buerge, T. The Laboratory Mouse The handbook of experimental animals. Hedrich, H. J., Bullock, G. , Elsevier Academic Press. Ch. 31 517-526 (2004).
  29. Cohen, J., Cristofaro, P., Carlet, J., Opal, S. New method of classifying infections in critically ill patients. Critical Care Medicine. 32 (7), 1510-1526 (2004).
  30. Wisplinghoff, H., et al. Nosocomial bloodstream infections in US hospitals: analysis of 24,179 cases from a prospective nationwide surveillance study. Clinical Infectious Diseases. 39 (3), 309-317 (2004).
  31. Magill, S. S., et al. Multistate point-prevalence survey of health care-associated infections. The New England Journal of Medicine. 370 (13), 1198-1208 (2014).
  32. Dupont, H., et al. Predictive factors of mortality due to polymicrobial peritonitis with Candida isolation in peritoneal fluid in critically ill patients. Archives of Surgery. 137 (12), 1341-1346 (2002).
  33. Montravers, P., et al. Candida as a risk factor for mortality in peritonitis. Critical Care Medicine. 34 (3), 646-652 (2006).
  34. Calandra, T., Bille, J., Schneider, R., Mosimann, F., Francioli, P. Clinical significance of Candida isolated from peritoneum in surgical patients. Lancet. 2 (8677), 1437-1440 (1989).
  35. Kojic, E. M., Darouiche, R. O. Candida infections of medical devices. Clinical Microbiology Reviews. 17 (2), 255-267 (2004).
  36. Ramage, G., Martinez, J. P., Lopez-Ribot, J. L. Candida biofilms on implanted biomaterials: a clinically significant problem. FEMS Yeast Research. 6 (7), 979-986 (2006).
  37. Spellberg, B., Ibrahim, A. S., Edwards, J. E., Filler, S. G. Mice with disseminated candidiasis die of progressive sepsis. Journal of Infectious Diseases. 192 (2), 336-343 (2005).
  38. Conti, H. R., Huppler, A. R., Whibley, N., Gaffen, S. L. Animal models for candidiasis. Current Protocols in Immunology. 105 (1), (2014).
  39. Lionakis, M. S., Lim, J. K., Lee, C. C., Murphy, P. M. Organ-specific innate immune responses in a mouse model of invasive candidiasis. Journal of Innate Immunity. 3 (2), 180-199 (2011).
  40. Segal, E., Frenkel, M. Experimental in vivo models of candidiasis. Journal of Fungi. 4 (1), (2018).
  41. MacCallum, D. M., Odds, F. C. Temporal events in the intravenous challenge model for experimental Candida albicans infections in female mice. Mycoses. 48 (3), 151-161 (2005).
  42. Gordon, C. J. The mouse thermoregulatory system: Its impact on translating biomedical data to humans. Physiology & Behavior. 179, 55-66 (2017).
  43. Mai, S. H. C., et al. Body temperature and mouse scoring systems as surrogate markers of death in cecal ligation and puncture sepsis. Intensive Care Medicine Experimental. 6, 20 (2018).
  44. Catty, D., Lehmann, P. F. A simple low-cost restrainer for the intravenous injection of mice. Sabouraudia. 16 (2), 89-90 (1978).
  45. Donovan, J., Brown, P. Handling and restraint. Current Protocols in Immunology. 73 (1), Chapter 1 Unit 1 (2006).
  46. Dow, H. C., et al. Genetic dissection of intermale aggressive behavior in BALB/cJ and A/J mice. Genes Brain and Behavior. 10 (1), (2010).
  47. Pugh, P. L., Ahmed, S. F., Smith, M. I., Upton, N., Hunter, A. J. A behavioural characterisation of the FVB/N mouse strain. Behavioural Brain Research. 155 (2), 283-289 (2004).
  48. MacCallum, D. M., Odds, F. C. Need for early antifungal treatment confirmed in experimental disseminated Candida albicans infection. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 48 (12), 4911-4914 (2004).
  49. Fakhim, H., et al. Comparative virulence of Candida auris with Candida haemulonii, Candida glabrata and Candida albicans in a murine model. Mycoses. 61 (6), 377-382 (2018).
  50. Remick, D. G., Newcomb, D. E., Bolgos, G. L., Call, D. R. Comparison of the mortality and inflammatory response of two models of sepsis: lipopolysaccharide vs. cecal ligation and puncture. Shock. 13 (2), 110-116 (2000).
  51. Nash, E. E., Peters, B. M., Palmer, G. E., Fidel, P. L., Noverr, M. C. Morphogenesis is not required for Candida albicans-Staphylococcus aureus intra-abdominal infection-mediated dissemination and lethal sepsis. Infection and Immunity. 82 (8), 3426-3435 (2014).
  52. Rogers, T., Balish, E. Experimental Candida albicans infection in conventional mice and germfree rats. Infection and Immunity. 14 (1), 33-38 (1976).
  53. Marquis, G., Montplaisir, S., Pelletier, M., Auger, P., Lapp, W. S. Genetics of resistance to infection with Candida albicans in mice. The British Journal of Experimental Pathology. 69 (5), 651-660 (1988).
  54. Ashman, R. B., Fulurija, A., Papadimitriou, J. M. Strain-dependent differences in host response to Candida albicans infection in mice are related to organ susceptibility and infectious load. Infection and Immunity. 64 (5), 1866-1869 (1996).
  55. Ashman, R. B., Bolitho, E. M., Papadimitriou, J. M. Patterns of resistance to Candida albicans in inbred mouse strains. Immunology & Cell Biology. 71 (3), 221-225 (1993).
  56. Liu, Y., Mittal, R., Solis, N. V., Prasadarao, N. V., Filler, S. G. Mechanisms of Candida albicans trafficking to the brain. PLoS Pathogens. 7 (10), 1002305 (2011).
  57. Huet, O., et al. Ensuring animal welfare while meeting scientific aims using a murine pneumonia model of septic shock. Shock. 39 (6), 488-494 (2013).
  58. Kushimoto, S., et al. The impact of body temperature abnormalities on the disease severity and outcome in patients with severe sepsis: an analysis from a multicenter, prospective survey of severe sepsis. Critical Care. 17 (6), 271 (2013).
  59. Wiewel, M. A., et al. Risk factors, host response and outcome of hypothermic sepsis. Critical Care. 20 (1), 328 (2016).
  60. Peters, B. M., Noverr, M. C. Candida albicans-Staphylococcus aureus polymicrobial peritonitis modulates host innate immunity. Infection and Immunity. 81 (6), 2178-2189 (2013).
  61. Nash, E. E., Peters, B. M., Fidel, P. L., Noverr, M. C. Morphology-Independent Virulence of Candida Species during Polymicrobial Intra-abdominal Infections with Staphylococcus aureus. Infection and Immunity. 84 (1), 90-98 (2016).
  62. Hirayama, T., et al. Virulence assessment of six major pathogenic Candida species in the mouse model of invasive candidiasis caused by fungal translocation. Scientific Reports. 10 (1), 3814 (2020).
  63. Koh, A. Y., Kohler, J. R., Coggshall, K. T., Van Rooijen, N., Pier, G. B. Mucosal damage and neutropenia are required for Candida albicans dissemination. PLoS Pathogens. 4 (2), 35 (2008).
  64. Vergidis, P., et al. Intra-abdominal candidiasis: The importance of early source control and antifungal treatment. PLoS One. 11 (4), 0153247 (2016).
  65. Parker, J. C., McCloskey, J. J., Knauer, K. A. Pathobiologic features of human candidiasis. A common deep mycosis of the brain, heart and kidney in the altered host. American Journal of Clinical Pathology. 65 (6), 991-1000 (1976).
  66. Esher, S. K., Fidel, P. L., Noverr, M. C. Candida/Staphylococcal Polymicrobial Intra-Abdominal Infection: Pathogenesis and Perspectives for a Novel Form of Trained Innate Immunity. Journal of Fungi. 5 (2), (2019).
  67. Lilly, E. A., Ikeh, M., Nash, E. E., Fidel, P. L., Noverr, M. C. Immune protection against lethal fungal-bacterial intra-abdominal infections. mBio. 9 (1), (2018).

Tags

Immunologi og infektion Problem 165 Gnaver hale vene injektioner intravenøs injektioner gnaver opvarmning enhed gnaver fastholdelse enhed dyremodeller sepsis modeller vasodilation
En moderne opvarmning / fastholdende enhed for effektiv hale vene injektioner i en Murine Fungal Sepsis Model
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Yano, J., Lilly, E. A., Noverr, M.… More

Yano, J., Lilly, E. A., Noverr, M. C., Fidel, P. L. A Contemporary Warming/Restraining Device for Efficient Tail Vein Injections in a Murine Fungal Sepsis Model. J. Vis. Exp. (165), e61961, doi:10.3791/61961 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter