Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Immunology and Infection
Click here for the English version

Immunology and Infection

Een eigentijds opwarmings-/inperkingsapparaat voor efficiënte staartaderinjecties in een murien schimmel sepsismodel

Published: November 6, 2020 doi: 10.3791/61961
Automatic Translation
1, 2, 2, 1
1Center for Oral and Craniofacial Biology, Louisiana State University Health-School of Dentistry, 2Department of Microbiology and Immunology, Tulane University School of Medicine

Summary

Hier presenteren we een effectieve en efficiënte methode voor injecties met knaagdierstaartaders met behulp van een uniek ontworpen opwarmings- / beperkingsapparaat. Door het stroomlijnen van de initiatie van vasodilatatie- en inperkingsprocessen, maakt dit protocol nauwkeurige en tijdige intraveneuze injecties van grote groepen dieren met minimale nood mogelijk.

Abstract

In knaagdiermodellen zijn staartaderinjecties belangrijke methoden voor intraveneuze toediening van experimentele middelen. Staartaderinjecties omvatten meestal opwarming van het dier om vasodilatatie te bevorderen, wat helpt bij zowel de identificatie van de bloedvaten als de positionering van de naald in het vatlumen terwijl het dier stevig wordt vastgehouden. Hoewel staartaderinjecties veel voorkomende procedures zijn in veel protocollen en niet als zeer technisch worden beschouwd als ze correct worden uitgevoerd, zijn nauwkeurige en consistente injecties cruciaal om reproduceerbare resultaten te verkrijgen en variabiliteit te minimaliseren. Conventionele methoden voor het induceren van vasodilatatie voorafgaand aan staartaderinjecties zijn over het algemeen afhankelijk van het gebruik van een warmtebron zoals een warmtelamp, elektrische / oplaadbare warmtekussens of voorverwarmd water bij 37 °C. Ondanks dat ze gemakkelijk toegankelijk zijn in een standaard laboratoriumomgeving, hebben deze gereedschappen blijkbaar last van een slechte/beperkte thermoregulerende capaciteit. Evenzo, hoewel verschillende vormen van beveiligingsinrichtingen in de handel verkrijgbaar zijn, moeten ze zorgvuldig worden gebruikt om trauma's voor de dieren te voorkomen. Deze beperkingen van de huidige methoden creëren onnodige variabelen in experimenten of resulteren in verschillende uitkomsten tussen experimenten en/of laboratoria.

In dit artikel demonstreren we een verbeterd protocol met behulp van een innovatief apparaat dat een onafhankelijk, thermisch geregeld, verwarmend apparaat combineert met een verstelbare bevestigingseenheid in één systeem voor efficiënte gestroomlijnde staartaderinjectie. Het voorbeeld dat we gebruiken is een intraveneus model van schimmelbloedbaaninfectie dat resulteert in sepsis. Het verwarmingsapparaat bestaat uit een warmtereflecterende acryldoos die is geïnstalleerd met een instelbare automatische thermostaat om de interne temperatuur op een vooraf ingestelde drempel te houden. Evenzo kunnen de breedte en hoogte van het kegelremapparaat worden aangepast om veilig plaats te bieden aan verschillende knaagdiergroottes. Met de geavanceerde en veelzijdige functies van het apparaat kan de hier getoonde techniek een nuttig hulpmiddel worden in een reeks onderzoeksgebieden met knaagdiermodellen die staartaderinjecties gebruiken.

Introduction

Het gebruik van diermodellen waarbij knaagdieren betrokken zijn, is een hoofdbestanddeel van biomedisch onderzoek geweest. Talrijke inteelt- en uitteeltstammen, evenals genetisch gemodificeerde lijnen, zijn beschikbaar en worden routinematig gebruikt in laboratoria over de hele wereld. Staartaderinjectie is een van de essentiële methoden in knaagdiermodellen die intraveneuze (i.v.) toediening van experimentele middelen vereisen. Over het algemeen hebben i.v. injecties grote voordelen ten opzichte van andere toedieningsroutes, zoals hoge absorptiesnelheden door lokale weefsels en het spijsverteringskanaal te omzeilen en een hoge tolerantie voor oplossingen van een breed scala aan concentraties of niet-fysiologische pH1,2,3,4. Naast andere levensvatbare i.v.-routes (bijv. sapheneuze aderen, retro-orbitale veneuze sinus), worden staartaders beschouwd als het veiligste en gemakkelijkst toegankelijke bloedvat bij knaagdieren2,3,5,6. Vandaar dat staartaderinjectie op grote schaal is toegepast in een reeks knaagdiermodellen, waaronder infectieziektemodellen7,8,9 ,transplantatievan biologische materialen10,11, evaluatie van preklinische therapieën12,13en toxicologische analyses14,15.

Consistentie en nauwkeurigheid van de dosering zijn een essentiële vereiste bij succesvolle staartaderinjecties. Verrassend genoeg impliceert kwantitatieve en kwalitatieve evaluatie van staartaderinjecties in de literatuur frequente verkeerde injecties16,17. Een studie meldde dat twaalf van de dertig injecties uitgevoerd door getrainde injectoren meer dan 10% van de geïnjecteerde doses in de staartachterlieten 18. Bovendien moeten de veiligheid en het comfort van het dier dat staartaderinjecties krijgt, tijdens de procedure een primaire zorg zijn. Onjuiste terughoudendheid kan leiden tot verwondingen en een reeks stressgerelateerde pathologieën (bijv. gewichtsverlies, verminderde immuunresponsen) die aanzienlijke variabelen in monsterkwaliteit kunnen introduceren19,20. Deze fouten kunnen leiden tot een grotere variabiliteit in gegevens en een slechte reproduceerbaarheid, waardoor de studieresultaten negatief worden beïnvloed.

Inductie van vasculaire verwijding bij het dier is vaak noodzakelijk bij het uitvoeren van staartaderinjecties vanwege de kleine diameter van het vat, geschat op 300 μm bij muizen21. Vasodilatatie verbetert de zichtbaarheid van staartaders en helpt bij het bereiken van een optimale uitlijning van naald-ader binnen het veneuze lumen. Laboratoria hebben verschillende methoden gerapporteerd, zoals het onderdompelen van de staart in warm water22, het aanbrengen van warmte op de staart met behulp van een warm laken, lamp of föhn23,24, of het plaatsen van het dier in een warme omgeving met behulp van een verwarmingskussen, incubator of doos in combinatie met een van deze warmtebronnen25. De apparaten kunnen zelf gemaakt zijn voor specifieke doeleinden of verkrijgbaar zijn bij commerciële leveranciers. Velen missen echter thermoregulerende mogelijkheden en indien aanwezig, is de temperatuur van het apparaat slecht onderhouden en vaak onderhevig aan variaties in kamertemperatuur. Evenzo is het gebruik van een beveiligingsinrichting noodzakelijk voor injecties met staartaders, aangezien het gebruik van anesthesie niet wordt aanbevolen26,27. Er zijn verschillende soorten laboratoriumspecifieke of commerciële beveiligingsinrichtingen ontwikkeld. Meestal wordt het dier geplaatst in een wegwerp 50 ml conische buis4, sleufplexiglas wanden, een tunnel of kegel28, die allemaal voldoende blootstelling van de staart mogelijk maken terwijl de bewegingen van het dier worden beperkt. De meeste beperkende stoffen hebben echter groottebeperkingen vanwege de stijfheid van de materialen. Bovendien lijken moderne apparaten met een hoge complexiteit, ondanks de praktische en geavanceerde ontwerpen, niet haalbaar voor injecties waarbij grote groepen dieren betrokken zijn22.

Muismodellen van bloedbaaninfectie en bijbehorende sepsis zijn een goed voorbeeld van situaties die het gebruik van deze techniek vereisen. Van alle microbiële etiologie van ernstige klinische sepsis is schimmel sepsis vaak een fatale aandoening met sterftecijfers van >40% ondanks antischimmeltherapie29. In feite is infectie door Candida albicans gemeld als de vierde belangrijkste oorzaak van in het ziekenhuis verworven bloedbaaninfectie (candidemie)30,31. Bij intra-abdominale candidiasis kunnen micro-organismen in het maagdarmkanaal zich verspreiden via de bloedbaan en polymicrobiale sepsis veroorzaken met een nog groteremortaliteit 32,33,34. Aangezien de meeste gevallen van nosocomiale candidemie voortkomen uit besmette centralelijnkatheters of inwonende medische hulpmiddelen35,36, kan i.v.m. inenting met C. albicans door staartaderinjectie de ontwikkeling van menselijke sepsis nauw weerspiegelen en is een nietmethode geweest in een muismodel van hematogeen verspreide candidiasis37,38. In dit model kan de mortaliteit die in dagen optreedt, worden verlengd of verkort door de C. albicans i.v. entmateriaal39,40,41aan te passen .

Onlangs heeft ons laboratorium een innovatief protocol ontwikkeld voor een optimaal gestroomlijnde staartaderinjectie met behulp van een innovatief apparaat uitgerust met een thermoreguleerde verwarmingseenheid, gecombineerd met een verstelbare bevestigingseenheid, in één handig systeem. Dit protocol stelt onderzoekers in staat om staartaderinjecties nauwkeurig en tijdig uit te voeren, terwijl dieren veilig kunnen worden geconditioneerd en beperkt voor de procedure met minimale nood. De hier gedemonstreerde technieken, met behulp van het geavanceerde verwarmings- en beveiligingsapparaat, kunnen dienen als een nuttig hulpmiddel in verschillende onderzoeksgebieden met knaagdiermodellen.

Protocol

Alle dierprotocollen met staartaderinjecties en het gebruik van het verwarmings-/fixerende apparaat zijn herzien en goedgekeurd door het lokale Institutional Animal Care Committee (IACUC).

1. Voorbereiding

  1. Acclimatiseren dieren in de huisvestingsomgeving gedurende ten minste 1 week en staan voedsel en water ad libitum toe.
    OPMERKING: Voor de meeste nieuwe gebruikers van deze injectietechniek kunnen diersoorten met een witte of lichtgekleurde vacht de voorkeur hebben, omdat de staartaders gemakkelijk zichtbaar zijn door de huid. Donkergekleurde muizenstammen (bijv. C57BL/6) of ratten (bijv. Brown Norway) hebben diep gepigmenteerde staarten, wat resulteert in een zwak kleurcontrast ten opzichte van de ader. Het wordt ten zeerste aanbevolen dat nieuwe gebruikers voldoende training krijgen totdat de vaardigheid is bereikt.
  2. Middelen voor injectie met staartader
    1. Bereid alle testagenten en oplossingen aseptisch voor. Neem bij het toedienen van organismen of cellulaire materialen voorzorgsmaatregelen tijdens alle verwerkingen om pyrogeenvrije omstandigheden te handhaven.
    2. Gebruik alleen normale zoutoplossing (0,9% m/v natriumchloride) of gebalanceerde zoutoplossingen zoals fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS) als voertuigen voor staartaderinjectie.
      LET OP: Gebruik nooit water, olie of stropkeuze oplossingen vanwege het mogelijke risico op vasculaire schade. Een breed scala aan pH (4,5-8,0) is aanvaardbaar vanwege het bufferende effect van bloed en snelle bloedstroomsnelheden bij knaagdieren. Zeer zure of alkalische oplossingen kunnen echter leiden tot onnodige weefselschade op de injectieplaats en moeten worden vermeden.
    3. Beperk het volume en de frequentie van de injectie tot een minimum. Gebruik de aanbevolen volumes voor muizen en ratten (respectievelijk ≤200 μL en ≤500 μL) bij lichaamstemperatuur vóór injectie om stress voor het dier te minimaliseren3.
    4. Zorg ervoor dat elke bereiding van de spuit en naald vrij is van luchtbellen in de oplossing; als er bubbels aanwezig zijn, reinig ze dan volledig om het risico op embolie te voorkomen.
      OPMERKING: Meestal zijn 1 ml spuiten met 27 G, 1/2-in naalden voldoende voor de meeste staartaderinjecties.
    5. Gebruik geschikte persoonlijke beschermingsmiddelen (PBM' s) die vereist zijn door de lokale IACUC met een minimum aan wegwerp- of speciale toga's en latex- of nitrilhandschoenen. Het gebruik van een veiligheidsbril wordt ten zeerste aanbevolen bij het uitvoeren van staartaderinjectie.
  3. De verwarmings- en beveiligingsinrichting
    1. Inspecteer alle onderdelen zorgvuldig voor gebruik om er zeker van te zijn dat het apparaat vrij is van defecten (Figuur 1).
    2. Initialisatie van verwarmingsapparaten (figuur 2A)
      1. Plaats de warmhoudunit op een schoon plat tafelblad en schakel het apparaat in. Zorg ervoor dat het aan/uit-lampje van de thermostaat groen brandt. Plaats beddengoed in de verwarmingskamer om het gebied droog te houden en warmte vast te houden.
    3. Opstelling van de beveiligingsinrichting (figuur 2B)
      1. Plaats de beveiligingseenheid naast de verwarmingseenheid en bepaal de juiste kegelgrootten voor het dier. Pas indien nodig de basisbreedten van de buigzame aluminium kegel handmatig aan om het dier voldoende terughoudendheid te bieden. U kunt de kegel ook vervangen door op maat gemaakte modellen voor muizen of ratten van verschillende lichaamsgroottes.

2. Staartader injectie

  1. Apparaataanpassingen
    1. De interne temperatuur instellen
      1. Stel de thermostaat met de bedieningsknop in op de gewenste temperatuur. Zorg ervoor dat de verwarmingsindicator rood brandt en dat de lamp brandt. Controleer de interne temperatuurweergave zorgvuldig terwijl de lamp brandt (verwarming). De thermostaat inactiveert de lamp automatisch zodra een doeltemperatuur is bereikt, ongeveer in 10-15 minuten.
        OPMERKING: Als u een temperatuur instelt die hoger is dan de omgevingstemperatuur, wordt de kachel geactiveerd. Over het algemeen varieert de aanbevolen huisvestingstemperatuur in standaard vivariumomstandigheden, variërend van 20 tot 26 °C, terwijl de neutrale (d.w.z. comfortabele) temperatuur voor laboratoriummuizen wordt beschouwd als tussen 30 en 32 °C42. Daarom wordt aanbevolen om de interne temperatuur van de verwarmingskamer iets hoger te verhogen dan de thermoneutraliteit, ongeveer bij 32-36 °C. Stel de thermostaat nooit boven de lichaamstemperatuur in.
    2. Het beveiligingsplatform positioneren
      1. Stel met behulp van de hoogteverstellingsknop de kegelhoogte in op het optimale niveau voor de gebruiker.
  2. Warmtebehandeling (figuur 3A)
    1. Zodra de doeltemperatuur is bereikt (32-36 °C), breng de dieren voorzichtig over van de kooi naar de verwarmingskamer.
      OPMERKING: Warmtebehandeling gedurende 5-10 minuten is voldoende om vasodilatatie te induceren en de zichtbaarheid van staartaders te verbeteren. Dieren kunnen echter veilig in de thermoreguleerde kamer worden gehouden voor de duur van de procedure (meestal 20-30 minuten zonder tekenen van hyperthermie). De opwarmingskamer kan veilig 4-6 muizen of één rat bevatten.
    2. Controleer het dier op tekenen van acute hittestress (bijv. snelle ademhaling, lethargie, springvluchtgedrag).
      LET OP: Dieren die tekenen van hyperthermie vertonen, moeten in hun kooi worden teruggebracht en gecontroleerd totdat ze de normale activiteit hervatten voordat ze opnieuw worden gebruikt. Als dit komt doordat de interne temperatuur het optimale bereik overschrijdt, zorg er dan voor dat het verwarmingsapparaat is uitgeschakeld.
  3. Injectiestappen
    1. Til het dier op aan de basis van de staart en verwijder het uit de verwarmingskamer. Breng het dier aan op de kegelopening van de beveiligingseenheid.
      LET OP: Til muizen nooit van het staarteinde; dit kan leiden tot ernstige verwondingen. Alternatieve behandelingsmethoden moeten worden gebruikt voor zwaarlijvige of zwangere muizen28.
    2. Terwijl het dier met zijn voorpoten aan de uiterste rand van de kegel grijpt, trekt u de staart voorzichtig naar achteren en passeert u de staart door de open spleet. Bevestig het achterste uiteinde van het dier aan de basis van de kegel met één achterpoot die uit de kegel steekt, zodat de laterale ader op een positie van 12 uur wordt weergegeven. Beide achterpoten kunnen worden uitgetrokken omdat er twee laterale aderen zijn, één aan elke kant (figuur 3B).
    3. Pak de staart halverwege tot twee derde van de lengte vast met de niet-dominante hand tussen duim en wijsvinger, waarbij een lichte spanning op de laterale ader wordt gezet om de staartpositionering en vasodilatatie te behouden.
      OPMERKING: Verbeterde zichtbaarheid van de verwijde aderen door warmtebehandeling stelt de gebruiker in staat om snel een injectieplaats te bepalen voor de beste resultaten (Figuur 4).
    4. Veeg de huid van de injectieplaats af met een gaasje of kussen bevochtigd met 70% alcohol. Reinig zo voorzichtig en snel mogelijk om irritatie aan de staart te voorkomen.
      OPMERKING: Deze procedure kan worden weggelaten naar goeddunken van de institutionele IACUC.
    5. Houd de spuit met de dominante hand vast en plaats de naald evenwijdig aan de staart. Steek de naald in de richting van de bloedstroom, schuine kant omhoog onder een hoek van 10–15°(figuur 5A–B),en ga verder in het lumen van de ader door 2-4 mm te penetreren (figuur 5C–D). Injecteer de oplossing langzaam.
      OPMERKING: Als de injectie succesvol is, moet er geen weerstand op de zuiger worden gevoeld en kan de vloeistof door de ader bewegen. In geval van weerstand of witte blaren boven de injectieplaats, verwijdert u de naald en probeert u een tweede injectie op een plaats boven de oorspronkelijke naaldplaatsing. Probeer niet onder de oorspronkelijke injectieplaats te injecteren, omdat de vloeistof via de oorspronkelijke plaats vrijkomt. Als injectie van één laterale ader niet succesvol is, verplaatst u het dier naar de andere kant en doet u meer pogingen op de contralaterale ader. Het maximale aantal pogingen hangt af van waar men de poging tot injectie langs de ader start en de zwelling die kan optreden bij gemiste pogingen. Raadpleeg de institutionele IACUC-voorschriften voor verkeerde injecties en bijbehorende verwondingen.
    6. Verwijder de naald en druk stevig met de duim om terugstroming van de geïnjecteerde oplossing en/of bloed te voorkomen. Blijf zachte compressie toepassen met een schoon gaasje/doekje of weefsel totdat het bloeden is gestopt (figuur 6).
    7. Breng het dier terug naar zijn kooi en houd het minstens 5 minuten in de gaten. Zorg ervoor dat het dier de normale activiteit hervat zonder verder te bloeden.

3. Een murien model van schimmelbloedbaaninfectie en sepsis

  1. Muizensoorten
    1. Acclimatiseren vrouwelijke Zwitserse Webster outbred muizen op 6 weken leeftijd per institutioneel aanbevolen richtlijnen. U kunt ook ingeteelde/genetisch gemodificeerde stammen (bijv. C57BL/6-achtergrond) gebruiken voor dit protocol met gemodificeerde inocula (zie OPMERKING).
      OPMERKING (zie Discussie voor detail): Staartaders van muizen met een donkere vacht zijn vaak minder zichtbaar dan muizen met een lichtere vacht vanwege de diep gepigmenteerde staart (figuur 4). Er is een variërende gevoeligheid voor schimmel sepsis/letaliteit tussen verschillende muizenstammen. Het gebruik van andere muisstammen dan Swiss Webster kan aanvullende protocoloptimalisatie vereisen door rekening te houden met relevante factoren (bijv. genetische achtergrond, leeftijd, geslacht, lichaamsgrootte) die de immuunstatus van de gastheer kunnen beïnvloeden. Een dodelijke uitdaging bij C57BL/6-muizen vereist bijvoorbeeld meestal een hogere inocula (tot 10x) om het sterfteniveau te bereiken dat wordt gezien bij Zwitserse Webster-muizen.
  2. Microorganisms
    1. Voor een dodelijke uitdaging (sepsis) streep bevroren voorraden Candida albicans stam DAY185 (of stammen naar keuze) op Sabouraud dextrose agar en incubeer bij 30 °C gedurende 2 dagen.
    2. Breng een enkele kolonie over in 10 ml gistextract-pepton-dextrose bouillon en kweek gedurende 18 uur bij 30 °C met schudden naar de stationaire groeifase.
  3. Entmateriaal oplossingen
    1. Op de dag van een dodelijke uitdaging, verzamel de bouilloncultuur en was de pellet 3 keer door centrifugeren (800 × g) in steriel PBS.
    2. Identificeer levensvatbare gistcellen door trypan blauwe kleurstofuitsluiting en inventariser met behulp van een hemocytometer. Stel de celconcentratie bij kamertemperatuur in op 1 x10 6 cellen/ml in steriel PBS.
      OPMERKING: Elk dier krijgt 100 μL van de entoplossing. Bereid een overvolume van het entmateriaal (>500 μL) voor om mogelijk verlies tijdens de injectieprocedure mogelijk te maken. Het uiteindelijke entmateriaal is 1 x 105 cellen per muis. Het entmateriaalvolume kan tot 200 μL worden verhoogd door de celconcentratie dienovereenkomstig aan te passen.
      LET OP: De schimmelinentoplossing moet vóór injectie op kamertemperatuur worden bewaard. Het opwarmen van de entoplossing op lichaamstemperatuur kan een morfologische verandering van gistcellen naar hyphae veroorzaken. Integendeel, bolus i.v toediening van koude oplossingen kan de lichaamstemperatuur van het dier snel verlagen en moet worden vermeden.
  4. Intraveneuze inenting
    1. Verwarm de dieren en induceer vasodilatatie door de procedures in rubriek 2 te volgen.
    2. Injecteer 100 μL van de entoplossing in de staartader met behulp van een spuit van 1 ml met een naald van 27 G, 1/2 inch.
  5. Monitoring na inenting
    1. Controleer de dieren op de volgende tekenen van sepsis-geïnduceerde morbiditeit: i) vachtaspect (bijv. glad, gegolfd), ii) activiteit (bijv. vrij bewegen, niet reageren), iii) houding (bijv. gebogen, stijf), iv) gedrag (bijv. traag, geen verplaatsing), v) borstbewegingen (bijv. normale ademhaling, dyspneu), vi) oogleden (bijv. open,gesloten).
  6. Sepsis scoren
    1. Scoor de waargenomen morbiditeit volgens een aangepaste mouse clinical assessment score voor sepsis (M-CASS) in een vierpunts gradatieschaal van 0 tot 3 in elke categorie: 0, normaal; 1, mild; 2, matig; 3, ernstig43.
  7. Optioneel protocol: Vaccinatie tegen schimmel sepsis
    1. Inenteer muizen met Candida dubliniensis stam Wü284 of verzwakte C. albicans stammen, zoals Δefg1/Δcph1 mutant (1x105 cellen per muis), zoals beschreven in rubrieken 3.2–3.4 in plaats van C. albicans DAY185.
    2. Voer een dodelijke uitdaging uit bij de gevaccineerde muizen, zoals beschreven in de rubrieken 3.2–3.4, en controleer op de tekenen van sepsis-geïnduceerde morbiditeit beschreven in rubrieken 3.5–3.6.

Representative Results

De temperatuur in de warmhoudkamer wordt continu gedetecteerd door de interne sensor en automatisch geregeld door de thermostaat. Eerst werd de bedieningsknop van de thermostaat op 26, 29, 32 of 95 °C geplaatst om ingestelde temperaturen te selecteren. Zodra de kachel was geactiveerd(figuur 7,gele stippen), verhoogde de warmteafgifte door de gloeilamp de interne temperatuur gedurende de eerste 5-15 minuten snel, afhankelijk van de ingestelde temperatuur. De kachel activeerde de gloeilamp als de gedetecteerde interne temperatuur de ingestelde temperatuur overschreed (grijze stippen). De initiële piektemperaturen moeten in alle groepen oplopen tot 5-7 °C boven de ingestelde temperaturen om het temperatuurverlies tijdens de overdracht van dieren te compenseren. Vervolgens blijft het apparaat de warmtecyclus automatisch herhalen en behoudt het de verwarmingskamer op de ingestelde temperatuur.

Een voorbeeld van experimentele gegevens verkregen door succesvolle staartaderinjecties met behulp van het huidige protocol is weergegeven in figuur 8. In een muismodel van bloedbaancandidiasis resulterend in sepsis, veroorzaakte een i.v. uitdaging met Candida albicans (1 x 105 cellen per muis) bij Zwitserse Webster muizen een snel begin van sepsis en verspreiding van de organismen, wat leidde tot een hoge mortaliteit binnen 3-4 dagen (open stippen) (Figuur 8A). Dieren kunnen daarentegen worden beschermd tegen sepsis door voorafgaande i.v.m. pre-immunisatie/vaccinatie met een avirulent giststam, Candida dubliniensis, die >95% overleving bereikt na de dodelijke i.v. uitdaging met virulente C. albicans (vaste stippen). Deze resultaten in progressieve mortaliteit versus vaccingemedieerde bescherming werden reproduceerbaar verkregen in vier onafhankelijke experimenten (Aanvullende figuur 1). Vergelijkbare bescherming kan worden bereikt met behulp van andere avirulent giststammen zoals verzwakte C. albicans mutanten (Δefg1/Δcph1) (gegevens niet weergegeven). Sepsis kan ook worden gemonitord en gecorreleerd met mortaliteit; de niet-gevaccineerde dieren met een dodelijke infectie hadden een significante toename van sepsis-geïnduceerde morbiditeit, terwijl de gevaccineerde groep minimale symptomen vertoonde na de dodelijke uitdaging (figuur 8B).

Figure 1
Figuur 1: Beschrijving van de opwarmings- en vergrendelingsinrichting voor knaagdieren. A) toont het buitenaanzicht van de verwarmingsinrichting, dat bestaat uit:

  1. Thermostaatdeksel – til omhoog aan de handgreep om de thermostaat bloot te leggen
  2. Elektrische behuizing – permanent afgedicht voor bescherming
  3. Kamerdeksel – omhoog tillen tijdens dieroverdracht van/naar
  4. Verwarmingskamer – verwijderbaar, bedek de vloer voor gebruik met beddengoed
  5. Bevestigingsinrichting – opbergbaar met de verwarmingsinrichting terwijl deze niet in gebruik is
  6. Aan/uit-schakelaar – inline rocker-schakelaar voor hoofd-aan/uit-functies
  7. Netsnoer – spanning/stroom: 120V/10A

B) de binnenkant van de verwarmingsinrichting aangeeft:

  1. Gloeilamp – lichtopbrengst bij 100 Watt
  2. Gloeilamp beschermend schild – verwijderbaar voor lampvervanging
  3. Temperatuursensorsonde – bevindt zich in de kamer
  4. Interne temperatuurthermometer – plaats in de kamer voor het bewaken van de temperatuur

C) toont de onderdelen van de thermostaat van de verwarmingsinrichting:

  1. Interne temperatuurthermometer
  2. Thermostaat – regelt de verwarming automatisch
  3. Instelpunt bedieningshendel – minimaal/maximum: 25 °C
  4. Thermostaat aan/uit-indicator – groen lampje geeft normale werking aan
  5. Thermostaatverwarmingsindicator – rood verlicht tijdens verwarmingscyclus

D) toont de onderdelen van de beveiligingsinrichting:

  1. Cone – buigzaam aluminium vel ontworpen voor knaagdierbeveiliging
  2. Staartkanaal – gevormd om een soepele positionering van de staart mogelijk te maken
  3. Cone lift platform – biedt een stevige lift van de kegelbasis
  4. Hoogteverstellingsknop – ontworpen voor handmatige hoogteverstelling
  5. Schaaraansluiting – hoogtebereik van 45-140 mm (1,77-5,52")
  6. Steunplaat – geïnstalleerd met rubberen voetjes om stabiliteit te bieden Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figure 2
Figuur 2: Het opwarmings- en fixerende apparaat voor knaagdieren. (A) Voor gebruik worden de twee delen van het apparaat naast elkaar op een schoon tafelblad geplaatst. (B) Zodra het verwarmingsapparaat is ingeschakeld, activeert de thermostaat de kachel. De lamp blijft branden en geeft warmte af totdat de verwarmingskamer de ingestelde temperatuur heeft bereikt. Het verwarmingsapparaat herhaalt automatisch de warmtecyclus om de interne temperatuur te handhaven. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.

Figure 3
Figuur 3: Muizen (C57BL/6) geplaatst in het verwarmings- en beveiligingsapparaat. (A) Muizen die warmtebehandeling voor vasodilatatie ontvangen. De dieren (4-6 muizen per behandeling) worden van hun huiskooi naar de verwarmingskamer van het apparaat overgebracht en gedurende minimaal 5-10 minuten warmtebehandeld. (B) Een muis die wordt vastgehouden voor injectie met staartaders. De muis wordt overgebracht van de verwarmingskamer naar de kegelopening van het beveiligingsapparaat met zijn staart door de open spleet. De muis wordt voorzichtig naar achteren getrokken naar de uiterste rand van de kegel totdat de basis van de staart de punt van de kegel bereikt. Terwijl het dier met een zachte zijdelingse rotatie naar de basis van de kegel wordt getrokken, wordt één achterbeen naar boven geplaatst zodat het uit de open spleet steekt, waardoor de laterale staartader op 12 uur kan worden geplaatst. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.

Figure 4
Figuur 4: Identificatie van de laterale staartaders bij muizen. (A) De staart van een onbehandelde Zwitserse Webster muis. De muis wordt in het beveiligingsapparaat geplaatst zonder voorafgaande warmtebehandeling voor vasodilatatie. De laterale staartader kan worden geïdentificeerd als een dun donker vat dat onder de huid doorloop. (B) De staart van een Zwitserse Webster muis behandeld met het verwarmingsapparaat gedurende 10 min. De warmtebehandelde muis wordt beperkt voor staartaderinjectie. De laterale staartader is gemakkelijk zichtbaar door de huid als gevolg van de vergrote diameter van het vat veroorzaakt door vasodilatatie. (C) De staart van een C57BL/6 muis die gedurende 10 minuten met het verwarmingsapparaat is behandeld en voor injectie met staartaders is vastgehouden. Vasodilatatie verbetert de zichtbaarheid van de staartader door de diep gepigmenteerde huid, hoewel de ader niet zo gemakkelijk zichtbaar is als bij de lichtgekleurde Zwitserse Webster-muizen vanwege een zwak kleurcontrast tegen de ader. Rode pijlen geven de locatie van de laterale staartader aan. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.

Figure 5
Figuur 5: Staartaderinjectie uitgevoerd bij warmtebehandelde muizen (Swiss Webster). (A–B) Naaldinbrengen in de laterale staartader op de injectieplaats. De naald (27 G, 1/2-in) wordt parallel aan de staartader geplaatst met de schuine kant omhoog en gericht op de bloedstroom en ingebracht. (C–D) Plaatsing van de naald in de staartader en injectie. De punt van de naald wordt verder 2-4 mm in het lumen van de ader gebracht. De duim wordt op de zuiger van de spuit geplaatst en het gewenste volume wordt met langzame en constante druk afgeschaft. Ovale cirkels geven injectieplaatsen aan. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.

Figure 6
Figuur 6: Procedure na injectie. (A) Een bloedingsgebied op de injectieplaats. Bloeding en terugstroming van de geïnjecteerde oplossing treden onmiddellijk na het verwijderen van de naald op. Dit kan worden geminimaliseerd door stevige compressie op de injectieplaats met de duim toe te passen. (B) Bloedstolselvorming op de injectieplaats. Zachte compressie met een schoon gaas/doekje vergemakkelijkt de bloedstolling op de injectiewond. Pijlen duiden injectieplaatsen aan. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.

Figure 7
Figuur 7: De inwendige temperatuur van de warmhoudkamer tijdens gebruik. Het verwarmingsapparaat werd geactiveerd voor opwarming bij de aangegeven ingestelde temperaturen. De verwarmingskamer van het apparaat werd gecontroleerd op de interne luchttemperatuur en warmtecycli (gloeilamp aan / gele stippen, off / grijze stippen) werden geregistreerd gedurende 45 minuten. Het oranje gebied geeft het optimale temperatuurbereik aan voor inductie van vasodilatatie bij knaagdieren. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.

Figure 8
Figuur 8: Sepsis mortaliteit vs. vaccin-gemedieerde bescherming na een dodelijke uitdaging met Candida albicans. Muizen (8 weken oude Zwitserse Webster vrouwtjes) werden intraveneus gevaccineerd met avirulent levende Candida dubliniensis Wü284 (Cd), gevolgd door een dodelijke intraveneuze uitdaging met wild-type C. albicans DAG 185 (1 x 105 cellen per muis) 14 dagen later. (A) De mortaliteit werd beoordeeld gedurende 10 dagen na de dodelijke uitdaging. (B) Dieren werden gecontroleerd op sepsis morbiditeit en scoorden volgens een aangepaste Mouse Clinical Assessment Score voor Sepsis (M-CASS)43. De gegevens zijn cumulatief van 4 onafhankelijke experimenten met 10 muizen per groep en geanalyseerd met behulp van de Mantel-Cox log-rank test. p < 0,0001. SEM, standaardfout van het gemiddelde. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.

Aanvullende figuur 1: Reproduceerbaarheid van sepsis mortaliteit en vaccin-gemedieerde overleving van een bloedbaan Candida albicans uitdaging. Elk panel vertegenwoordigt gegevens van vier onafhankelijke experimenten die zijn opgenomen in een cumulatief resultaat in figuur 8A. Elk experiment werd uitgevoerd met behulp van 10 muizen per groep en geanalyseerd met behulp van de Mantel-Cox log-rank test. Ca, Candida Albicans. Cd, Candida Dubliniensis. p < 0,0001. p < 0,01. Klik hier om deze afbeelding te downloaden.

Discussion

Consistente en nauwkeurige dosering zijn belangrijke vereisten voor experimentele betrouwbaarheid in diermodellen. Dit is vooral belangrijk in gevallen van i.v. toediening waarbij de systemische biologische beschikbaarheid van geïnjecteerde middelen aanzienlijk hoger/sneller is dan bij andere toedieningswegen3. Fouten in de injectie van de staartader kunnen dus een nadelig effect hebben op de studieresultaten. Historisch gezien is intraperitoneale (i.p.) injectie, in plaats van i.v., de meest voorkomende methode voor systemische toegang bij knaagdieren vanwege technische eenvoud en gemak. Toedieningsroutes worden echter belangrijker bij het vertalen van preklinische uitlezingen van dieren naar klinische omgevingen. Daarom is er behoefte aan continue verbetering in knaagdierprotocollen die een succesvolle injectie van staartaders kunnen vergemakkelijken.

De belangrijkste vooruitgang in het huidige protocol is het innovatieve thermoreguleerde verwarmingsapparaat dat effectieve inductie van vasodilatatie bij knaagdieren mogelijk maakt, wat de zichtbaarheid van staartaders en naalduitlijning drastisch verbetert. Verwarmingsmethoden die slecht thermoreguleren (bijv. lampen), topische vaatverwijdende stoffen of huidirriterende stoffen (bijv. xylenen) zijn niet alleen onbetrouwbaar, maar ook onveilig voor het dier en moeten worden vermeden44. In tegenstelling tot andere conventionele methoden, zoals het onderdompelen van de staart in warm water, kan het autoregulatievermogen van dit apparaat meerdere dieren tegelijkertijd veilig conditioneren. Bovendien wordt dit protocol verder versterkt door het optimaal ontworpen beveiligingsapparaat te gebruiken en een snelle en veilige immobilisatie van het dier mogelijk te maken in een positie die de laterale staartader het beste weergeeft.

De transparante tubalformaten die in veel huidige straat inrichtingen worden gezien, hoewel praktisch goed ontworpen, vereisen meer verwerkingstijd bij elk dier, waardoor het beperkingsproces wordt verlengd45. Dit kan problematischer zijn bij knaagdierstammen met agressieve eigenschappen die beperkte samenwerking bieden46,47. De semi-gesloten kegelstructuur van de beveiligingsinrichting maakt een snelle positionering van het dier mogelijk en helpt bij het minimaliseren van de duur van de beperking. Samen versnelt het gestroomlijnde protocol met behulp van het innovatieve, sterk geoptimaliseerde opwarmings-/beperkingssysteem de injectieprocedure, waardoor grote groepen dieren snel en effectief kunnen worden gedoseerd. In ons laboratorium voltooien we meestal een volledige injectieprocedure van 30 muizen, van warmtebehandeling tot monitoring na injectie binnen 1 uur met behulp van dit protocol.

Ondanks de geavanceerde functies heeft dit apparaat enkele duidelijke nadelen: de eerste is de kosten van het apparaat en de routinematige vervanging van de gloeilamp in de verwarmingskamer. Naast de efficiëntie en snelheid van injecties is het apparaat echter duurzaam voor herhaald gebruik en compatibel met de meest voorkomende ontsmettingsmiddelen, waardoor het apparaat tussen gebruik grondig kan worden gereinigd. Samen compenseert dit de initiële investering. Insituaties met een beperkte werkruimte kan een nadeel van dit protocol de vereiste zijn voor een speciale bankruimte die groot genoeg is om de twee eenheden naast elkaar te plaatsen tijdens het uitvoeren van de injectie. Omdat het apparaat echter breed kan worden gebruikt in verschillende knaagdierprotocollen met i.v. injecties, is het mogelijk dat het apparaat kan dienen als een kerninstrument dat vergelijkbaar is met andere gemeenschappelijke vivarium-apparatuur zoals isofluraanverdampers. Hoe dan ook, de twee units zijn gemakkelijk draagbaar en kunnen worden gebundeld en opgeborgen terwijl ze niet in gebruik zijn.

Het i.v. lethal challenge model van muriene schimmel sepsis beschreven in dit protocol bootst C. albicans bloedbaaninfecties bij mensen nauw na en is uitgebreid gebruikt om schimmel virulentie te bestuderen, de werkzaamheid van antischimmeltherapieën te testen en gastheer immuunresponsen op infectie te karakteriseren37,39,48. Om een reproduceerbare infectie te bereiken, is inenting via staartaderinjectie de meest essentiële stap van het protocol om een nauwkeurige levering van de organismen in de bloedbaan te garanderen. In feite reageren dieren heel verschillend op verschillende niveaus van Candida i.v. uitdagingen; toediening van te lage hoeveelheden entmateriaal zal leiden tot ongewenste spontane herstel, terwijl dieren die te hoge doses krijgen voortijdig zullen bezwijken. Het specifieke venster van entmateriaalgroottes voor een bepaald organisme om een consistent niveau van sepsis/mortaliteit te induceren, hangt grotendeels af van zowel schimmelstammen als muizenstammen.

Het huidige protocol met Zwitserse Webster muizen in het entmateriaal van 1 x 105 wild-type C. albicans reproduceerde reproduceerbaar het begin van sepsis morbiditeit binnen 1 dag, gevolgd door progressieve mortaliteit resulterend in 100% dodelijkheid met 5-7 dagen. Inocula hoger dan 1 x 105 leidt daarentegen meestal tot versnelde sterfte (d.w.z. 1-2 dagen bij 1 x 106, 3-4 dagen bij 5 x 105), en die lager dan 1 x 105 zijn sub dodelijk. In overeenstemming met talrijke rapporten in de literatuur resulteert het gebruik vanniet-albicans Candida-soorten in plaats van C. albicans in aanzienlijk verminderde letaliteit40,49. Bovendien kan de keuze van muizenstammen, of zelfs de oorsprong van kolonies, een aanzienlijke impact hebben op infectieresultaten als gevolg van verschillende gevoeligheid tussen muizenstammen, zoals gerapporteerd door anderen39,40,41,50,51,52,53,54,55. Daarom moet met beide rekening worden gehouden bij het ontwerpen van experimenten.

Na een dodelijke i.v. uitdaging verspreiden schimmelcellen zich snel door de bloedbaan en beginnen ze meerdere organen binnen te dringen, waaronder de meest getroffenen de nieren41. Andere aangetaste organen zijn de hersenen, milt en beenmerg48,56. Hoe dan ook, acute sepsis is de uiteindelijke doodsoorzaak op de vroege tijdstippen37. Zoals blijkt uit de representatieve resultaten, kan de ernst van sepsis kwantitatief worden beoordeeld door de Mouse Clinical Assessment Score for Sepsis (M-CASS) op basis van vertoonde tekenen van een sepsisaandoening bij betwiste dieren43,57. Onder de verschillende surrogaatmarkers van dodelijke sepsis is hypothermie gesuggereerd als een kritische voorspeller voor dreigende dood bij zowel klinische als experimentele sepsis43,58,59.

Hoewel er geen formele studies zijn uitgevoerd om inteelt versus outbred muizen in dit model direct te vergelijken, zijn gegevens verkregen uit het huidige protocol met behulp van outbred Zwitserse Webster muizen uitzonderlijk reproduceerbaar in verschillende sepsisparameters, ondanks de veronderstelde genetische heterogeniteit. Over het algemeen is een sterftepatroon dat binnen 3-5 dagen valt een vast model van acute sepsis, zoals blijkt uit een snelle verhoging van de sepsis morbiditeit en niveaus van ontstekingsmarkers binnen enkele uren na post-dodelijke uitdaging50,51. Voor langere overlevingstijden (7-10 dagen) is mortaliteit waarschijnlijk het gevolg van microbiële belasting die leidt tot dodelijke weefselschade in doelorganen en het centrale zenuwstelsel. De keuze van sepsis of microbiële belasting kan zo nodig worden toegepast voor het evalueren van immuunfuncties of reacties op ontstekingsremmende regimes of antischimmeltherapieën/vaccins, zoals bepaald door het gebruikte entmateriaal.

Naast het i.v. lethal challenge model kan intra-abdominale infectie met C. albicans bij muizen via een i.p. challenge ook leiden tot verspreide candidiasis en daaropvolgende sepsis, hoewel co-inenting met de bacteriële ziekteverwekker, Staphylococcus aureus, de mortaliteit synergetisch verbetert in vergelijking met C. albicans mono-infectie51,60,61. In het i.p. lethal challenge model is een aanzienlijk hogere microbiële inocula (1,75 x 107C. albicans/8 x 107S. aureus per muis) nodig om polymicrobiale peritonitis en verspreiding van de organismen uit de buikholte in de bloedbaan te veroorzaken. Evenzo leidt gastro-intestinale infectie met C. albicans bij muizen behandeld met immunosuppressieve en/of mucosaal-schadelijke middelen tot translocatie van de schimmelcellen in de bloedbaan en resulteert in schimmel sepsis62,63. Ondanks de onderscheidende inentingsroutes is het mechanisme van de daaropvolgende schimmel sepsis grotendeels analoog tussen de drie ziektemodellen, waarbij een ongecontroleerde systemische pro-inflammatoire reactie op Candida optreedt die leidt tot orgaanfalen37,51,61. Evenzo is het bij mensen dit proces van de gastheerrespons, niet alleen candidemie, dat de hoge morbiditeit / mortaliteit veroorzaakt die gepaard gaat met hematogeen verspreide candidiasis verworven in gezondheidszorginstellingen64,65.

Met behulp van het huidige schimmel sepsis model, tonen we hier aan dat bescherming tegen dodelijke C. albicans infectie kan worden bereikt door i.v. pre-immunisatie/vaccinatie met C. dubliniensis (avirulent) of verzwakte C. albicans mutanten, gelijktijdig met een significante vermindering van sepsis morbiditeit. De bescherming wordt gemedieerd door aangeboren Gr-1+ myeloïde-afgeleide suppressorcellen die in het beenmerg lijken te worden geïnduceerd als een vorm van getrainde aangeboren immuniteit66,67. Er worden inspanningen geleverd om het begrip van deze nieuwe vorm van aangeboren immuungemedieerde bescherming tegen C. albicans bloedbaaninfecties uit te breiden.

Concluderend, het innovatieve knaagdieropwarmings-/fixingsapparaat heeft een belangrijke rol gespeeld bij het bevorderen van ons vermogen om i.v. injecties van grootschalige meergroeps dierstudies op een efficiënte en effectieve manier uit te voeren. Als zodanig hebben we de term Mouse a Minute voor het apparaat bedacht. De specificaties van het apparaat zijn beschikbaar bij de overeenkomstige auteur op verzoek voor de aanschaf van een soortgelijk apparaat. De hier gedemonstreerde technieken kunnen dienen als een nuttig hulpmiddel bij knaagdiermodellen die staartaderinjecties gebruiken in een breed scala aan onderzoeksgebieden.

Disclosures

De auteurs hebben niets bekend te maken.

Acknowledgments

Dit werk werd ondersteund door de LSUHSC Foundation (PLF), en gedeeltelijk door U54 GM104940 van het National Institute of General Medical Sciences van de National Institutes of Health, dat het Louisiana Clinical and Translational Science Center financiert.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Candida albicans strain DAY185 Carnegie Melon University N/A provided by the laboratory of Aaron Mitchell
Candida albicans strain efg1Δ/Δ cph1Δ/Δ University of Tennessee Health Sciences Center N/A provided by the laboratory of Glen Palmer
Candida dubliniensis strain Wü284 Trinity College, Dublin, Ireland N/A provided by the laboratory of Gary Moran
Mice Charles River Laboratories 551NCICr:SW Female Swiss Webster; 6-8 weeks old
Mice Charles River Laboratories 556NCIC57BL/6 Female C57BL/6; 6-8 weeks old
Needles, 27G, ½-in Becton Dickinson 305109 can be substituted from other vendors
Phosphate buffered saline (PBS) GE SH30028.02 can be substituted from other vendors
Rodent warming and restraining device (Mouse a Minute) LSU Health custom order Mouse a Minute is available for custom ordering from LSU Health
Sabouraud dextrose agar (SDA) Becton Dickinson 211584 can be substituted from other vendors
Syringes, 1 mL Becton Dickinson 309659 can be substituted from other vendors
Trypan blue solution Sigma T8154
Yeast peptone dextrose (YPD) broth Fisher Scientific BP2469 can be substituted from other vendors

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Woodard, G. Methods of animal experimentation. Gay, W. J. 1, 343-359 (1965).
  2. Shimizu, S. The laboratory mouse The handbook of experimental animals. Hedrich, H. J. , Elsevier Academic Press. Ch. 32 527-541 (2004).
  3. Turner, P. V., Brabb, T., Pekow, C., Vasbinder, M. A. Administration of substances to laboratory animals: routes of administration and factors to consider. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 50 (5), 600-613 (2011).
  4. Turner, P. V., Pekow, C., Vasbinder, M. A., Brabb, T. Administration of substances to laboratory animals: equipment considerations, vehicle selection, and solute preparation. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 50 (5), 614-627 (2011).
  5. Donovan, J., Brown, P. Parenteral injections. Current Protocols in Immunology. 73 (1), Chapter 1, Unit 1 6 (2006).
  6. Schoch, A., Thorey, I. S., Engert, J., Winter, G., Emrich, T. Comparison of the lateral tail vein and the retro-orbital venous sinus routes of antibody administration in pharmacokinetic studies. Lab Animal. 43 (3), 95-99 (2014).
  7. Jarneborn, A., et al. Tofacitinib treatment aggravates Staphylococcus aureus septic arthritis, but attenuates sepsis and enterotoxin induced shock in mice. Scientific Reports. 10 (1), 10891 (2020).
  8. Bussey, K. A., et al. Endosomal Toll-like receptors 7 and 9 cooperate in detection of murine Gammaherpesvirus 68 infection. Journal of Virology. 93 (3), (2019).
  9. Pitts, M. G., D'Orazio, S. E. F. A Comparison of oral and intravenous mouse models of listeriosis. Pathogens. 7 (1), (2018).
  10. Jespersen, H., et al. Clinical responses to adoptive T-cell transfer can be modeled in an autologous immune-humanized mouse model. Nature Communications. 8 (1), 707 (2017).
  11. Gomez-Cuadrado, L., Tracey, N., Ma, R., Qian, B., Brunton, V. G. Mouse models of metastasis: progress and prospects. Disease Models & Mechanisms. 10 (9), 1061-1074 (2017).
  12. Srinageshwar, B., et al. Surface-modified G4 PAMAM dendrimers cross the blood-brain barrier following multiple tail-vein injections in C57BL/6J mice. ACS Chemical Neuroscience. 10 (9), 4145-4150 (2019).
  13. Channabasappa, S., et al. Efficacy of novel antistaphylococcal ectolysin P128 in a rat model of methicillin-resistant Staphylococcus aureus bacteremia. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 62 (2), (2018).
  14. Sadeghi, B., et al. Preclinical toxicity evaluation of clinical grade placenta-derived decidua stromal cells. Frontiers in Immunology. 10, 2685 (2019).
  15. Boquet, M. P., Wonganan, P., Dekker, J. D., Croyle, M. A. Influence of method of systemic administration of adenovirus on virus-mediated toxicity: focus on mortality, virus distribution, and drug metabolism. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 58 (3), 222-232 (2008).
  16. Vines, D. C., Green, D. E., Kudo, G., Keller, H. Evaluation of mouse tail-vein injections both qualitatively and quantitatively on small-animal PET tail scans. Journal of Nuclear Medicine Technology. 39 (4), 264-270 (2011).
  17. Lasnon, C., Dugue, A. E., Briand, M., Dutoit, S., Aide, N. Quantifying and correcting for tail vein extravasation in small animal PET scans in cancer research: is there an impact on therapy assessment. EJNMMI Research. 5 (1), 61 (2015).
  18. Groman, E. V., Reinhardt, C. P. Method to quantify tail vein injection technique in small animals. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 43 (1), 35-38 (2004).
  19. Aller, M. A., et al. Neuro-immune-endocrine functional system and vascular pathology. Medical Hypotheses. 57 (5), 561-569 (2001).
  20. McEwen, B. S., et al. The role of adrenocorticoids as modulators of immune function in health and disease: neural, endocrine and immune interactions. Brain Research. Brain Research Reviews. 23 (1-2), 79-133 (1997).
  21. Callewaert, B. L., et al. Absence of arterial phenotype in mice with homozygous slc2A10 missense substitutions. Genesis. 46 (8), 385-389 (2008).
  22. Hatakeyama, S., Yamamoto, H., Ohyama, C. Tumor formation assays. Methods in Enzymology. 479, 397-411 (2010).
  23. Carlson, R. P. J., Peer, B. In Vivo Models of Inflammation Progress in Inflammation Research. Morgan, D. W., Marshall, L. , Birkhäuser, Basel. 1-50 (1999).
  24. Flecknell, P. Laboratory Animals: An Introduction for New Experimenters. Tuffery, A. A. , John Wiley and Sons. 225-260 (1987).
  25. Kim, M. J., Ahituv, N. The hydrodynamic tail vein assay as a tool for the study of liver promoters and enhancers. Methods in Molecular Biology. 1015, 279-289 (2013).
  26. Bargellini, A., et al. Effects of chronic exposure to anaesthetic gases on some immune parameters. Science of The Total Environment. 270 (1-3), 149-156 (2001).
  27. Elena, G., et al. Inhalatory anesthetic (halothane) associated changes in the immune response in mice. International Journal of Immunopharmacology. 19 (11-12), 699-707 (1998).
  28. Buerge, T. The Laboratory Mouse The handbook of experimental animals. Hedrich, H. J., Bullock, G. , Elsevier Academic Press. Ch. 31 517-526 (2004).
  29. Cohen, J., Cristofaro, P., Carlet, J., Opal, S. New method of classifying infections in critically ill patients. Critical Care Medicine. 32 (7), 1510-1526 (2004).
  30. Wisplinghoff, H., et al. Nosocomial bloodstream infections in US hospitals: analysis of 24,179 cases from a prospective nationwide surveillance study. Clinical Infectious Diseases. 39 (3), 309-317 (2004).
  31. Magill, S. S., et al. Multistate point-prevalence survey of health care-associated infections. The New England Journal of Medicine. 370 (13), 1198-1208 (2014).
  32. Dupont, H., et al. Predictive factors of mortality due to polymicrobial peritonitis with Candida isolation in peritoneal fluid in critically ill patients. Archives of Surgery. 137 (12), 1341-1346 (2002).
  33. Montravers, P., et al. Candida as a risk factor for mortality in peritonitis. Critical Care Medicine. 34 (3), 646-652 (2006).
  34. Calandra, T., Bille, J., Schneider, R., Mosimann, F., Francioli, P. Clinical significance of Candida isolated from peritoneum in surgical patients. Lancet. 2 (8677), 1437-1440 (1989).
  35. Kojic, E. M., Darouiche, R. O. Candida infections of medical devices. Clinical Microbiology Reviews. 17 (2), 255-267 (2004).
  36. Ramage, G., Martinez, J. P., Lopez-Ribot, J. L. Candida biofilms on implanted biomaterials: a clinically significant problem. FEMS Yeast Research. 6 (7), 979-986 (2006).
  37. Spellberg, B., Ibrahim, A. S., Edwards, J. E., Filler, S. G. Mice with disseminated candidiasis die of progressive sepsis. Journal of Infectious Diseases. 192 (2), 336-343 (2005).
  38. Conti, H. R., Huppler, A. R., Whibley, N., Gaffen, S. L. Animal models for candidiasis. Current Protocols in Immunology. 105 (1), (2014).
  39. Lionakis, M. S., Lim, J. K., Lee, C. C., Murphy, P. M. Organ-specific innate immune responses in a mouse model of invasive candidiasis. Journal of Innate Immunity. 3 (2), 180-199 (2011).
  40. Segal, E., Frenkel, M. Experimental in vivo models of candidiasis. Journal of Fungi. 4 (1), (2018).
  41. MacCallum, D. M., Odds, F. C. Temporal events in the intravenous challenge model for experimental Candida albicans infections in female mice. Mycoses. 48 (3), 151-161 (2005).
  42. Gordon, C. J. The mouse thermoregulatory system: Its impact on translating biomedical data to humans. Physiology & Behavior. 179, 55-66 (2017).
  43. Mai, S. H. C., et al. Body temperature and mouse scoring systems as surrogate markers of death in cecal ligation and puncture sepsis. Intensive Care Medicine Experimental. 6, 20 (2018).
  44. Catty, D., Lehmann, P. F. A simple low-cost restrainer for the intravenous injection of mice. Sabouraudia. 16 (2), 89-90 (1978).
  45. Donovan, J., Brown, P. Handling and restraint. Current Protocols in Immunology. 73 (1), Chapter 1 Unit 1 (2006).
  46. Dow, H. C., et al. Genetic dissection of intermale aggressive behavior in BALB/cJ and A/J mice. Genes Brain and Behavior. 10 (1), (2010).
  47. Pugh, P. L., Ahmed, S. F., Smith, M. I., Upton, N., Hunter, A. J. A behavioural characterisation of the FVB/N mouse strain. Behavioural Brain Research. 155 (2), 283-289 (2004).
  48. MacCallum, D. M., Odds, F. C. Need for early antifungal treatment confirmed in experimental disseminated Candida albicans infection. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 48 (12), 4911-4914 (2004).
  49. Fakhim, H., et al. Comparative virulence of Candida auris with Candida haemulonii, Candida glabrata and Candida albicans in a murine model. Mycoses. 61 (6), 377-382 (2018).
  50. Remick, D. G., Newcomb, D. E., Bolgos, G. L., Call, D. R. Comparison of the mortality and inflammatory response of two models of sepsis: lipopolysaccharide vs. cecal ligation and puncture. Shock. 13 (2), 110-116 (2000).
  51. Nash, E. E., Peters, B. M., Palmer, G. E., Fidel, P. L., Noverr, M. C. Morphogenesis is not required for Candida albicans-Staphylococcus aureus intra-abdominal infection-mediated dissemination and lethal sepsis. Infection and Immunity. 82 (8), 3426-3435 (2014).
  52. Rogers, T., Balish, E. Experimental Candida albicans infection in conventional mice and germfree rats. Infection and Immunity. 14 (1), 33-38 (1976).
  53. Marquis, G., Montplaisir, S., Pelletier, M., Auger, P., Lapp, W. S. Genetics of resistance to infection with Candida albicans in mice. The British Journal of Experimental Pathology. 69 (5), 651-660 (1988).
  54. Ashman, R. B., Fulurija, A., Papadimitriou, J. M. Strain-dependent differences in host response to Candida albicans infection in mice are related to organ susceptibility and infectious load. Infection and Immunity. 64 (5), 1866-1869 (1996).
  55. Ashman, R. B., Bolitho, E. M., Papadimitriou, J. M. Patterns of resistance to Candida albicans in inbred mouse strains. Immunology & Cell Biology. 71 (3), 221-225 (1993).
  56. Liu, Y., Mittal, R., Solis, N. V., Prasadarao, N. V., Filler, S. G. Mechanisms of Candida albicans trafficking to the brain. PLoS Pathogens. 7 (10), 1002305 (2011).
  57. Huet, O., et al. Ensuring animal welfare while meeting scientific aims using a murine pneumonia model of septic shock. Shock. 39 (6), 488-494 (2013).
  58. Kushimoto, S., et al. The impact of body temperature abnormalities on the disease severity and outcome in patients with severe sepsis: an analysis from a multicenter, prospective survey of severe sepsis. Critical Care. 17 (6), 271 (2013).
  59. Wiewel, M. A., et al. Risk factors, host response and outcome of hypothermic sepsis. Critical Care. 20 (1), 328 (2016).
  60. Peters, B. M., Noverr, M. C. Candida albicans-Staphylococcus aureus polymicrobial peritonitis modulates host innate immunity. Infection and Immunity. 81 (6), 2178-2189 (2013).
  61. Nash, E. E., Peters, B. M., Fidel, P. L., Noverr, M. C. Morphology-Independent Virulence of Candida Species during Polymicrobial Intra-abdominal Infections with Staphylococcus aureus. Infection and Immunity. 84 (1), 90-98 (2016).
  62. Hirayama, T., et al. Virulence assessment of six major pathogenic Candida species in the mouse model of invasive candidiasis caused by fungal translocation. Scientific Reports. 10 (1), 3814 (2020).
  63. Koh, A. Y., Kohler, J. R., Coggshall, K. T., Van Rooijen, N., Pier, G. B. Mucosal damage and neutropenia are required for Candida albicans dissemination. PLoS Pathogens. 4 (2), 35 (2008).
  64. Vergidis, P., et al. Intra-abdominal candidiasis: The importance of early source control and antifungal treatment. PLoS One. 11 (4), 0153247 (2016).
  65. Parker, J. C., McCloskey, J. J., Knauer, K. A. Pathobiologic features of human candidiasis. A common deep mycosis of the brain, heart and kidney in the altered host. American Journal of Clinical Pathology. 65 (6), 991-1000 (1976).
  66. Esher, S. K., Fidel, P. L., Noverr, M. C. Candida/Staphylococcal Polymicrobial Intra-Abdominal Infection: Pathogenesis and Perspectives for a Novel Form of Trained Innate Immunity. Journal of Fungi. 5 (2), (2019).
  67. Lilly, E. A., Ikeh, M., Nash, E. E., Fidel, P. L., Noverr, M. C. Immune protection against lethal fungal-bacterial intra-abdominal infections. mBio. 9 (1), (2018).

Tags

Immunologie en infectie Probleem 165 Knaagdier staartader injecties intraveneuze injecties knaagdier verwarmen apparaat knaagdier beperken apparaat diermodellen sepsis modellen vasodilatatie
Een eigentijds opwarmings-/inperkingsapparaat voor efficiënte staartaderinjecties in een murien schimmel sepsismodel
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Yano, J., Lilly, E. A., Noverr, M.… More

Yano, J., Lilly, E. A., Noverr, M. C., Fidel, P. L. A Contemporary Warming/Restraining Device for Efficient Tail Vein Injections in a Murine Fungal Sepsis Model. J. Vis. Exp. (165), e61961, doi:10.3791/61961 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter