Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Immunology and Infection
Click here for the English version

Immunology and Infection

En moderne oppvarmings-/besøksforbudsenhet for effektive haleåreinjeksjoner i en Murine Fungal Sepsis-modell

Published: November 6, 2020 doi: 10.3791/61961
Automatic Translation
1, 2, 2, 1
1Center for Oral and Craniofacial Biology, Louisiana State University Health-School of Dentistry, 2Department of Microbiology and Immunology, Tulane University School of Medicine

Summary

Her presenterer vi en effektiv og effektiv metode for gnagerhale vene injeksjoner ved hjelp av en unikt designet oppvarming / restraining enhet. Ved å effektivisere initiering av vasodilerings- og besøksforbudsprosesser, tillater denne protokollen nøyaktige og rettidig intravenøse injeksjoner av store grupper av dyr med minimal nød.

Abstract

I gnagermodeller er hale vene injeksjoner viktige metoder for intravenøs administrering av eksperimentelle midler. Hale vene injeksjoner innebærer vanligvis oppvarming av dyret for å fremme vasodilatasjon, som hjelper i både identifisering av blodårene og posisjonering av nålen i fartøyet lumen mens sikkert begrense dyret. Selv om hale vene injeksjoner er vanlige prosedyrer i mange protokoller og anses ikke svært teknisk hvis de utføres riktig, nøyaktige og konsekvente injeksjoner er avgjørende for å oppnå reproduserbare resultater og minimere variasjon. Konvensjonelle metoder for å indusere vasodilatasjon før hale vene injeksjoner generelt avhenge av bruk av en varmekilde som en varmelampe, elektriske / oppladbare varmeputer, eller forvarmet vann ved 37 °C. Til tross for at de er lett tilgjengelige i en standard laboratorieinnstilling, lider disse verktøyene tydeligvis av dårlig / begrenset termoregulerende kapasitet. På samme måte, selv om ulike former for begrensningsanordninger er kommersielt tilgjengelige, må de brukes nøye for å unngå traumer for dyrene. Disse begrensningene i dagens metoder skaper unødvendige variabler i eksperimenter eller resulterer i varierende resultater mellom eksperimenter og /eller laboratorier.

I denne artikkelen demonstrerer vi en forbedret protokoll ved hjelp av en innovativ enhet som kombinerer en uavhengig, termisk regulert oppvarmingsenhet med en justerbar begrensningsenhet i ett system for effektiv strømlinjeformet hale veneinjeksjon. Eksemplet vi bruker er en intravenøs modell av soppblodstrøminfeksjon som resulterer i sepsis. Varmeapparatet består av en varmereflekterende akrylboks installert med en justerbar automatisk termostat for å opprettholde den interne temperaturen ved en forhåndsinnstilt terskel. På samme måte kan bredden og høyden på kjeglebeherskelsesapparatet justeres for å trygt imøtekomme ulike gnagerstørrelser. Med de avanserte og allsidige egenskapene til enheten, kan teknikken som vises her bli et nyttig verktøy på tvers av en rekke forskningsområder som involverer gnagermodeller som bruker hale veneinjeksjoner.

Introduction

Bruken av dyremodeller som involverer gnagere har vært en stift av biomedisinsk forskning. Tallrike innavls- og utraslede stammer, samt genetisk modifiserte linjer, er tilgjengelige og brukes rutinemessig i laboratorier over hele verden. Hale vene injeksjon er en av de essensielle metodene i gnager modeller som krever intravenøs (i.v.) administrasjon av eksperimentelle midler. Generelt har i.v. injeksjoner store fordeler i forhold til andre administrasjonsruter som høye absorbansrater ved å omgå lokalt vev og fordøyelseskanalen og høy toleranse for løsninger av et bredt spekter av konsentrasjoner eller ikke-fysiologisk pH1,2,3,4. Blant andre levedyktige i.v. ruter (f.eks. saphenous årer, retro-orbital venøs sinus), hale årer regnes som den sikreste og lettest tilgjengelige blodkar i gnagere2,3,5,6. Derfor har hale veneinjeksjon vært mye brukt i en rekke gnagermodeller, inkludert smittsomme sykdomsmodeller7,8,9, transplantasjon av biologiske materialer10,11, evaluering av prekliniske terapeutiske12,13og toksikologiske analyser14,15.

Konsistens og nøyaktighet av dosering er et kritisk krav i vellykkede hale vene injeksjoner. Overraskende, kvantitativ og kvalitativ evaluering av hale vene injeksjoner i litteraturen impliserer hyppige feilinjeksjoner16,17. En studie rapporterte at tolv av tretti injeksjoner utført av trente injektorer etterlot mer enn 10% av injiserte doser i halen18. I tillegg bør sikkerheten og komforten til dyret som mottar hale vene injeksjoner være en primær bekymring under prosedyren. Feil selvbeherskelse kan føre til skader og en rekke stressrelaterte patologier (f.eks. vekttap, nedsatt immunrespons) som kan introdusere betydelige variabler i prøvekvalitet19,20. Disse feilene kan føre til økt variasjon i data og dårlig reproduserbarhet, og dermed påvirke studieresultatene negativt.

Induksjon av vaskulær dilatasjon i dyret er ofte nødvendig når du utfører hale vene injeksjoner på grunn av den lille diameteren på fartøyet, anslått til å være 300 μm hos mus21. Vasodilatasjon forbedrer synligheten av hale årer og hjelpemidler i å oppnå optimal nål-vene justering i venøse lumen. En rekke metoder har blitt rapportert av laboratorier som å nedsenke halen i varmt vann22, bruke varme på halen ved hjelp av en varm gardin, lampe eller hårføner23,24, eller plassere dyret i et varmt miljø ved hjelp av en varmepute, inkubator eller boks kombinert med en av disse varmekildene25. Enhetene kan enten være selvlagde for spesifikke formål eller tilgjengelig fra kommersielle leverandører. Imidlertid mangler mange termoregulatoriske evner, og hvis noen, er enhetstemperaturen dårlig vedlikeholdt og ofte gjenstand for variasjoner i romtemperatur. På samme måte er bruk av en begrensende enhet nødvendig for hale vene injeksjoner som bruk av anestesi anbefales ikke26,27. Flere typer laboratoriespesifikke eller kommersielle holdemidler er utviklet. Vanligvis er dyret plassert i et engangs 50 ml konisk rør4, slotted plexiglassvegger, en tunnel eller kjegle28, som alle tillater rikelig eksponering av halen mens du begrenser dyrets bevegelser. Imidlertid har de fleste restrainers størrelsesbegrensninger på grunn av materialets stivhet. Videre ser moderne høykompleksitetsenheter, til tross for de praktiske og sofistikerte designene, ikke ut til å være mulig for injeksjoner som involverer store grupper av dyr22.

Musemodeller av blodstrømsinfeksjon og tilhørende sepsis er et godt eksempel på situasjoner som krever bruk av denne teknikken. Blant all mikrobiell etiologi av alvorlig klinisk sepsis er sopp sepsis ofte en dødelig tilstand med dødelighet på >40% til tross for antifungal terapi29. Faktisk har infeksjon av Candida albicans blitt rapportert som den fjerde ledende årsaken til sykehusoppkjøpt blodstrømsinfeksjon (candidemia)30,31. Ved intra-abdominal candidiasis kan mikroorganismer i mage-tarmkanalen spre seg via blodet og forårsake polymikrobiell sepsis med en enda større dødelighet32,33,34. Som de fleste nosocomial candidemia tilfeller kommer fra forurenset sentral linje katetre eller indwelling medisinsk utstyr35,36, i.v. inokulering med C. albicans ved hale vene injeksjon kan tett speile menneskelig sepsis utvikling og har vært en stift metode i en musemodell av hematogent spredd candidiasis37,38. I denne modellen kan dødelighet som oppstår i dager utvides eller forkortes ved å justere C. albicans i.v. inoculum39,40,41.

Nylig har laboratoriet vårt utviklet en innovativ protokoll for en optimalt strømlinjeformet hale vene injeksjon ved hjelp av en innovativ enhet utstyrt med en termoregulert oppvarming enhet, sammen med en justerbar restraining enhet, i ett praktisk system. Denne protokollen gjør det mulig for forskere å utføre hale vene injeksjoner på en nøyaktig og rettidig måte, mens dyr kan være trygt betinget og begrenset for prosedyren med minimal nød. Teknikkene demonstrert her, med bruk av avansert oppvarming og tilbakeholdelsesanordning, kan tjene som et nyttig verktøy i ulike forskningsområder som bruker gnagermodeller.

Protocol

Alle dyreprotokoller som involverer hale vene injeksjoner og bruk av oppvarming / restraining enhet ble gjennomgått og godkjent av den lokale Institutional Animal Care Committee (IACUC).

1. Forberedelse

  1. Akklimatisere dyr i boligmiljøet i minst 1 uke, og la mat og vann ad libitum.
    MERK: For de fleste nye brukere av denne injeksjonsteknikken kan dyrestammer med hvit eller lysfarget pels være å foretrekke, da haleårene er lett synlige gjennom huden. Mørkfargede stammer av mus (f.eks. C57BL/6) eller rotter (f.eks. Brun Norge) har dypt pigmenterte haler, noe som resulterer i en svak fargekontrast mot venen. Det anbefales på det sterkeste at nye brukere får tilstrekkelig opplæring til ferdighetene er oppnådd.
  2. Midler for hale vene injeksjon
    1. Forbered alle testagenter og løsninger aseptisk. Når du administrerer organismer eller cellulære materialer, ta forholdsregler under alle trinn i behandlingen for å opprettholde pyrogenfrie forhold.
    2. Bruk kun vanlig saltvann (0,9 % m/v natriumklorid) eller balansert saltløsninger som fosfatbufret saltvann (PBS) som kjøretøy for hale veneinjeksjon.
      FORSIKTIG: Bruk aldri vann-, olje- eller viskøse løsninger på grunn av potensiell risiko for vaskulær skade. Et bredt spekter av pH (4,5-8,0) er tolererbart på grunn av buffereffekten av blod og raske blodstrømshastigheter hos gnagere. Imidlertid kan svært sure eller alkaliske løsninger føre til unødvendig vevsskade på injeksjonsstedet og bør unngås.
    3. Begrens volumet og injeksjonsfrekvensen til et minimum. Bruk de anbefalte volumene for mus og rotter (henholdsvis ≤200 μL og ≤500 μL) ved kroppstemperatur før injeksjon for å minimere stress for dyret3.
    4. Forsikre deg om at hvert preparat av sprøyten og nålen er fri for luftbobler i løsningen; Hvis bobler er til stede, rense dem helt for å forhindre risikoen for embolisme.
      MERK: Vanligvis er 1 ml sprøyter med 27 G, 1/2-in nåler tilstrekkelig for de fleste hale vene injeksjoner.
    5. Bruk egnet personlig verneutstyr (PVU) som kreves av lokal IACUC med minimum engangskjoler eller dedikerte kjoler og lateks- eller nitrilhansker. Bruk av vernebriller anbefales på det sterkeste når du utfører hale vene injeksjon.
  3. Varme- og festeanordningen
    1. Kontroller alle komponenter nøye før bruk for å sikre at apparatet er fritt for defekter (figur 1).
    2. Initialisering av varmeapparat (figur 2A)
      1. Plasser varmeenheten på en ren, flat benkeplate, og slå på enheten. Kontroller at termostatens strømindikatorlampe lyser grønt. Plasser sengetøy i varmekammeret for å holde området tørt og beholde varmen.
    3. Oppsett av sikkerhetsenhet (figur 2B)
      1. Plasser sikkerhetsenheten ved siden av varmeenheten, og bestem de riktige kjeglestørrelsene for dyret. Juster om nødvendig basebreddene til den bøyelige aluminiumskjeglen manuelt for å gi tilstrekkelig selvbeherskelse for dyret. Alternativt kan du erstatte kjeglen med spesialtilpassede modeller for å imøtekomme mus eller rotter av varierende kroppsstørrelser.

2. Hale vene injeksjon

  1. Justeringer av apparater
    1. Stille inn den interne temperaturen
      1. Still inn termostaten ved ønsket temperatur ved hjelp av kontrollhjulet. Kontroller at varmeapparatindikatoren lyser rødt, og at lyspæren lyser. Overvåk det interne temperaturdisplayet nøye mens pæren lyser (oppvarming). Termostaten aktiverer pæren automatisk når en måltemperatur er nådd, omtrent om 10–15 minutter.
        MERK: Hvis du stiller inn en temperatur som er høyere enn omgivelsestemperaturen, aktiveres varmeapparatet. Generelt varierer den anbefalte boligtemperaturen i standard vivariumforhold, alt fra 20 til 26 °C, mens den nøytrale (dvs. komfortable) temperaturen for laboratoriemus anses å være mellom 30 og 32 °C42. Derfor anbefales det at oppvarmingskammerets indre temperatur forhøyes litt høyere enn termoneutralitet, ca. 32-36 °C. Sett aldri termostaten over kroppstemperaturen.
    2. Posisjonere sikkerhetsplattformen
      1. Bruk høydejusteringsknappen til å justere kjeglehøyden til det optimale nivået for brukeren.
  2. Varmebehandling (Figur 3A)
    1. Når måltemperaturen er nådd (32–36 °C), må dyrene forsiktig overføres fra boligburet til varmekammeret.
      MERK: Varmebehandling i 5-10 min er tilstrekkelig til å indusere vasodilatasjon og forbedre synligheten av hale årer. Dyr kan imidlertid trygt holdes i det termoregulerte kammeret i løpet av prosedyren (vanligvis 20-30 min uten tegn på hypertermi). Varmekammeret kan trygt inneholde 4-6 mus eller en rotte.
    2. Overvåk dyret for tegn på akutt varmestress (f.eks. rask åndedrett, sløvhet, hoppende rømningsadferd).
      FORSIKTIG: Dyr som viser tegn på hypertermi bør returneres til buret og overvåkes til de gjenopptar normal aktivitet før gjenbruk. Hvis dette er på grunn av den interne temperaturen som overskrider det optimale området, må du sørge for at varmeapparatet er slått av.
  3. Injeksjon trinn
    1. Løft dyret ved foten av halen, og fjern det fra varmekammeret. Introduser dyret på kjegleåpningen på festeenheten.
      FORSIKTIG: Løft aldri mus fra haleenden; Dette kan føre til alvorlige skader. Alternative behandlingsmetoder bør brukes til overvektige eller gravide mus28.
    2. Når dyret griper på den fjerne kanten av kjeglen med forbenene, trekker du forsiktig halen bakover og passerer halen gjennom den åpne spalten. Fest bakenden av dyret ved foten av kjeglen med ett bakben som stikker ut fra kjeglen slik at lateralvenen vises i en posisjon på klokken 12. Enten kan bakbenet stikkes ut da det er to laterale årer, en på hver side (Figur 3B).
    3. Ta tak i halen i midten til to tredjedeler av lengden med den ikke-dominerende hånden mellom tommelen og pekefingeren, og legg liten spenning på sidevenen for å opprettholde haleposisjonering og vasodilatasjon.
      MERK: Forbedret synlighet av de utvidede venene ved varmebehandling gjør det mulig for brukeren å raskt bestemme et injeksjonssted for best resultat (figur 4).
    4. Tørk av huden på injeksjonsstedet med en gasbindsvamp eller pute fuktet med 70% alkohol. Rengjør så forsiktig og raskt som mulig for å unngå irritasjon i halen.
      MERK: Denne prosedyren kan utelates etter institusjonens IACUC eget skjønn.
    5. Hold sprøyten med den dominerende hånden, og plasser nålen parallelt med halen. Sett nålen mot blodstrømmens retning, skråstill den opp i en vinkel på 10–15 ° (figur 5A–B), og gå videre inn i venens lumen ved å trenge inn i 2–4 mm (figur 5C–D). Injiser løsningen langsomt.
      MERK: Hvis injeksjonen er vellykket, skal det ikke merkes motstand på stempelet, og væsken kan ses bevege seg gjennom venen. Ved motstand eller hvite blemmer over injeksjonsstedet, fjern nålen og prøv en ny injeksjon på et sted over den opprinnelige nåleplasseringen. Ikke forsøk å injisere under det første injeksjonsstedet, da væsken vil slippe ut gjennom det første stedet. Hvis injeksjon av en lateral vene er mislykket, flytt dyret til motsatt side og gjør flere forsøk på den kontralaterale venen. Maksimalt antall forsøk vil avhenge av hvor man starter injeksjonsforsøket langs venen og hevelsen som kan oppstå med tapte forsøk. Se institusjonelle IACUC-forskrifter for feilinjeksjoner og tilhørende skader.
    6. Fjern kanylen, og trykk godt med tommelen for å forhindre tilbakestrømning av den injiserte oppløsningen og/eller blodet. Fortsett å bruke skånsom kompresjon med ren gasbind/tørking eller vev til blødningen har stoppet (Figur 6).
    7. Returner dyret til buret, og overvåk i minst 5 min. Sørg for at dyret gjenopptar normal aktivitet uten ytterligere blødning.

3. En murinmodell av soppblodstrøminfeksjon og sepsis

  1. Musestammer
    1. Akklimatisere kvinnelige sveitsiske Webster utavlede mus ved 6 ukers alder i henhold til institusjonelt anbefalte retningslinjer. Alternativt kan du bruke innavlede/genmodifiserte stammer (f.eks. C57BL/6-bakgrunn) for denne protokollen med modifisert inocula (se MERKNAD).
      MERK (se Diskusjon for detaljer): Hale årer av mus med mørk pels er ofte mindre synlige enn de med lettere pels på grunn av den dypt pigmenterte halen (Figur 4). Det er varierende følsomhet for sopp sepsis / dødelighet blant forskjellige musestammer. Bruk av andre musestammer enn sveitsisk Webster kan kreve ytterligere protokolloptimalisering ved å vurdere relevante faktorer (f.eks. genetisk bakgrunn, alder, kjønn, kroppsstørrelse) som kan påvirke vertens immunstatus. For eksempel krever en dødelig utfordring hos C57BL/6-mus vanligvis høyere inokulære (opptil 10x) for å oppnå dødeligheten sett hos sveitsiske Webster-mus.
  2. Mikroorganismer
    1. For en dødelig utfordring (sepsis), strek frosne lagre av Candida albicans stamme DAY185 (eller stammer av valg) på Sabouraud dextrose agar og inkubere ved 30 °C i 2 dager.
    2. Overfør en enkelt koloni til 10 ml gjærekstrakt-peptone-dextrose buljong, og kultur til den stasjonære vekstfasen i 18 timer ved 30 °C med risting.
  3. Inokulum løsninger
    1. På dagen for en dødelig utfordring samler du kjøttkraftkulturen og vasker pelletsen 3 ganger ved sentrifugering (800 × g)i steril PBS.
    2. Identifiser levedyktige gjærceller ved prøveblå fargestoffekskludering, og nummerer ved hjelp av et hemocytometer. Juster cellekonsentrasjonen til 1 x10 6 celler/ml i steril PBS ved romtemperatur.
      MERK: Hvert dyr vil motta 100 μL av inokulumoppløsningen. Forbered et overflødig volum av inokulum (>500 μL) for å tillate potensielt tap under injeksjonsprosedyren. Det endelige inokulumet er 1 x 105 celler per mus. Inokulumvolumet kan økes opp til 200 μL ved å justere cellekonsentrasjonen tilsvarende.
      FORSIKTIG: Soppinokulumoppløsningen må oppbevares ved romtemperatur før injeksjon. Oppvarming av inokulumoppløsningen til kroppstemperatur kan indusere en morfologisk forandring fra gjærceller til hyphae. Derimot kan bolus i.v administrasjon av kalde løsninger raskt senke kroppstemperaturen til dyret og bør unngås.
  4. Intravenøs inokulasjon
    1. Varm opp dyrene, og fremkall vasodilatasjon ved å følge prosedyrene i avsnitt 2.
    2. Injiser 100 μL av inokulumoppløsningen i halevenen ved hjelp av en 1 ml sprøyte med en 27 G, 1/2-in nål.
  5. Overvåking etter inokulasjon
    1. Overvåk dyrene for følgende tegn på sepsisindusert sykelighet: i) pelsaspektet (f.eks. glatt, ruffled), ii) aktivitet (f.eks. beveger seg fritt, ikke svarer), iii) holdning (f.eks. hunched, stiv), iv) oppførsel (f.eks. langsom, ingen flytting), v) brystbevegelser (f.eks. normal pusting, dyspné), vi) øyelokk (f.eks. åpne, lukkede)43.
  6. Sepsis-scoring
    1. Skår den observerte sykeligheten i henhold til en modifisert Mouse Clinical Assessment Score for Sepsis (M-CASS) i en firepunkts graderingsskala fra 0 til 3 i hver kategori: 0, normal; 1, mild; 2, moderat; 3, alvorlig43.
  7. Valgfri protokoll: Vaksinasjon mot sopp sepsis
    1. Fjorten dager før en dødelig utfordring inokulerer mus med Candida dubliniensis stamme Wü284 eller svekket C. albicans stammer, som Δefg1/Δcph1 mutant (1x105 celler per mus), som beskrevet i avsnitt 3.2-3.4 i stedet for C. albicans DAY185.
    2. Utfør en dødelig utfordring i de vaksinerte musene, som beskrevet i avsnitt 3.2-3.4, og overvåk tegn på sepsisindusert sykelighet beskrevet i avsnitt 3.5-3.6.

Representative Results

Temperaturen inne i varmekammeret registreres kontinuerlig av den interne sensoren og reguleres automatisk av termostaten. Først ble termostatens kontrollskive plassert ved 78, 85, 90 eller 95 °F (26, 29, 32 eller 95 °C) for å velge innstilte temperaturer. Når varmeapparatet ble aktivert (Figur 7, gule prikker), økte varmeutslippet fra lyspæren raskt den interne temperaturen i løpet av de første 5-15 min, avhengig av den innstilte temperaturen. Varmeapparatet aktiverte lyspæren hvis den påviste interne temperaturen oversteg den innstilte temperaturen (grå prikker). De første topptemperaturene skal stige til 5-7 °C over de innstilte temperaturene i alle grupper for å kompensere for temperaturtapet under dyreoverføring. Deretter fortsetter enheten å gjenta varmesyklusen automatisk og opprettholder varmekammeret ved den innstilte temperaturen.

Et eksempel på eksperimentelle data innhentet ved vellykkede hale vene injeksjoner ved hjelp av gjeldende protokoll er vist i figur 8. I en musemodell av blodstrøms candidiasis som resulterte i sepsis, forårsaket en i.v. utfordring med Candida albicans (1 x10 5 celler per mus) i sveitsiske Webster-mus en rask utbrudd av sepsis og spredning av organismene, noe som førte til høy dødelighet innen 3-4 dager (åpne prikker) (Figur 8A). Dyr kan derimot beskyttes mot sepsis ved tidligere i.v. pre-immunisering/vaksinasjon med en avirulent gjærstamme, Candida dubliniensis, oppnå >95% overlevelse etter den dødelige i.v. utfordringen med virulente C. albicans (faste prikker). Disse resultatene i progressiv dødelighet vs. vaksinemediert beskyttelse ble oppnådd reprodusert i fire uavhengige eksperimenter (Supplerende figur 1). Lignende beskyttelse kan oppnås ved hjelp av andre avirulente gjærstammer som svekkede C. albicans mutanter (Δefg1/Δcph1) (data ikke vist). Sepsis kan også overvåkes og korreleres med dødelighet; de uvaksinerte dyrene med dødelig infeksjon hadde en betydelig økning i sepsisindusert sykelighet, mens den vaksinerte gruppen viste minimale symptomer etter den dødelige utfordringen (Figur 8B).

Figure 1
Figur 1: Beskrivelse av gnageroppvarmings- og besøksforbudet. (A) viser den utvendige visningen av varmeapparatet, som består av:

  1. Termostatdeksel – løft oppover ved håndtaket for å eksponere termostaten
  2. Elektrisk kabinett – forseglet permanent for beskyttelse
  3. Kammerlokk – løft oppover under dyreoverføring til/fra
  4. Varmekammer – avtakbart, dekk gulvet med sengetøy før bruk
  5. Sikkerhetsapparat – kan oppbevares sammen med varmeapparatet når det ikke er i bruk
  6. Strømbryter – innebygd vippebryter for hoved på/av-funksjoner
  7. Strømledning – spenning/strøm: 120V/10A

(B) viser innsiden av varmeapparatet:

  1. Glødelamper – lyseffekt ved 100 watt
  2. Lyspære beskyttende skjold – avtagbar for pære erstatning
  3. Temperatursensorsonde – plassert inne i kammeret
  4. Innvendig temperaturtermometer – plasser inne i kammeret for overvåking av temperatur

(C) viser komponenter i termostaten for varmeapparatet:

  1. Innvendig temperaturtermometer
  2. Termostat – regulerer varmeapparatet automatisk
  3. Setpoint kontrollspak – minimum/maksimum: 25 °C
  4. Termostat strømindikator - grønt lys indikerer normal drift
  5. Termostatvarmerindikator – lyser rødt under oppvarmingssyklusen

(D) viser komponenter i begrensningsanordningen:

  1. Kjegle - bøyelig aluminiumsplate designet for gnagerbeherskelse
  2. Hale kanal - formet for å tillate jevn posisjonering av halen
  3. Kjegleløftplattform - gir solid løft av kjeglebasen
  4. Høydejusteringsknapp – designet for manuell høydejustering
  5. Saksekontakt – høydeområde fra 45–140 mm (1,77–5,52 tommer»
  6. Støtteplate – installert med gummiføtter for å gi stabilitet Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 2
Figur 2: Gnageroppvarmings- og besøksforbudet. (A) Før bruk plasseres de to delene av apparatet side ved side på en ren benkeplate. (B) Når varmeapparatet er slått på, aktiverer termostaten varmeapparatet. Lyspæren forblir tent og avgir varme til varmekammeret har nådd den innstilte temperaturen. Varmeapparatet gjentar automatisk varmesyklusen for å opprettholde den interne temperaturen. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 3
Figur 3: Mus (C57BL/6) plassert i varme- og besøksforbudet. (A) Mus som får varmebehandling for vasodilatasjon. Dyrene (4-6 mus per behandling) overføres fra boligburet til oppvarmingskammeret på enheten og varmebehandles i minst 5-10 min. (B) En mus begrenset for hale veneinjeksjon. Musen overføres fra varmekammeret til kjegleåpningen på begrensningsanordningen med halen som passerer gjennom den åpne spalten. Musen trekkes forsiktig bakover til den fjerne kanten av kjeglen til bunnen av halen når spissen av kjeglen. Når dyret trekkes mot bunnen av kjeglen med en mild lateral rotasjon, er ett bakben plassert oppover slik at det stikker ut fra den åpne spalten slik at sidehalevenen kan plasseres klokken 12. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 4
Figur 4: Identifisering av laterale hale årer hos mus. (A) Halen av en ubehandlet sveitsisk Webster mus. Musen er plassert i begrensningsanordningen uten forutgående varmebehandling for vasodilatasjon. Den laterale halevenen kan identifiseres som et tynt mørkt kar som går under huden. (B) Halen på en sveitsisk Webster-mus behandlet med varmeapparatet i 10 minutter. Den varmebehandlede musen er begrenset for hale vene injeksjon. Den laterale halevenen er lett synlig gjennom huden på grunn av den forstørrede kardiameteren indusert av vasodilatasjon. (C) Halen på en C57BL/6-mus behandlet med varmeapparatet i 10 minutter og begrenset for hale veneinjeksjon. Vasodilatasjon forbedrer synligheten av halevenen gjennom den dypt pigmenterte huden, selv om venen ikke er så lett synlig som i de lyse sveitsiske Webster-musene på grunn av en svak fargekontrast mot venen. Røde piler angir plasseringen av sidehalevenen. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 5
Figur 5: Hale vene injeksjon utført i varmebehandlede mus (Swiss Webster). (A–B) Nålinnsetting i sidehalevenen på injeksjonsstedet. Nålen (27 G, 1/2-in) er plassert parallelt med halevenen med skråkanten opp og pekte mot blodstrømmen og satt inn. (C–D) Nålplassering i hale vene og injeksjon. Spissen av nålen er videre avansert 2-4 mm inn i lumen av venen. Tommelen er plassert på sprøytens stempel, og ønsket volum dispenseres med sakte og jevnt trykk. Ovale sirkler indikerer injeksjonssteder. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 6
Figur 6: Prosedyre etter injeksjon. (A) Et blødningsområde på injeksjonsstedet. Blødning og tilbakestrømning av den injiserte oppløsningen oppstår umiddelbart etter at kanylen er fjernet. Dette kan minimeres ved å bruke fast kompresjon på injeksjonsstedet med tommelen. (B) Blodproppdannelse på injeksjonsstedet. Skånsom kompresjon med ren gasbind/tørk gjør det lettere å koagulere blod på injeksjonssåret. Piler angir injeksjonssteder. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 7
Figur 7: Varmekammerets indre temperatur under bruk. Varmeapparatet ble aktivert for oppvarming ved de angitte innstilte temperaturene. Varmekammeret til enheten ble overvåket for den indre lufttemperaturen og varmesyklusene (lyspære på / gule prikker, av / grå prikker) ble registrert over 45 minutter. Det oransje området indikerer det optimale temperaturområdet for induksjon av vasodilatasjon hos gnagere. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 8
Figur 8: Sepsisdødelighet vs. vaksinemediert beskyttelse etter en dødelig utfordring med Candida albicans. Mus (8 uker gamle sveitsiske Webster kvinner) ble vaksinert intravenøst med avirulent levende Candida dubliniensis Wü284 (Cd), etterfulgt av en dødelig intravenøs utfordring med wild-type C. albicans DAY 185 (1 x 105 celler per mus) 14 dager senere. (A) Dødeligheten ble vurdert over 10 dager etter den dødelige utfordringen. (B)Dyr ble overvåket for sepsis morbiditet og scoret i henhold til en modifisert Mouse Clinical Assessment Score for Sepsis (M-CASS)43. Data er kumulative av 4 uavhengige eksperimenter med 10 mus per gruppe og analysert ved hjelp av Mantel-Cox log-rank test. p < 0,0001. SEM, standardfeil av gjennomsnittet. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Supplerende figur 1: Reproduserbarhet av sepsisdødelighet og vaksinemediert overlevelse fra en blodstrøms Candida albicans utfordring. Hvert panel representerer data fra fire uavhengige eksperimenter som er inkludert i et kumulativt resultat vist i Figur 8A. Hvert eksperiment ble utført ved hjelp av 10 mus per gruppe og analysert ved hjelp av Mantel-Cox log-rank test. Ca, Candida albicans. Cd, Candida dubliniensis. p < 0,0001. p < 0,01. Klikk her for å laste ned denne figuren.

Discussion

Konsekvent og nøyaktig dosering er viktige krav til eksperimentell pålitelighet i dyremodeller. Dette er spesielt viktig i tilfeller av i.v. administrasjon der systemisk biotilgjengelighet av injiserte midler er betydelig høyere / raskere enn med andre administrasjonsruter3. Dermed kan feil i hale vene injeksjon ha en skadelig innvirkning på studieresultatene. Historisk har intraperitoneal (i.p.) injeksjon, i stedet for i.v., vært den vanligste metoden for systemisk tilgang hos gnagere på grunn av teknisk enkelhet og bekvemmelighet. Administrasjonsruter blir imidlertid mer avgjørende når man oversetter prekliniske avlesninger fra dyr til kliniske omgivelser. Derfor er det behov for kontinuerlig forbedring i gnagerprotokoller som kan lette vellykket hale vene injeksjon.

Det viktigste fremskrittet i den nåværende protokollen er den innovative termoregulerte oppvarmingsenheten som muliggjør effektiv induksjon av vasodilatasjon hos gnagere, noe som dramatisk forbedrer synligheten av hale årer og nåljustering. Oppvarmingsmetoder som er dårlig termoregulert (f.eks. lamper), aktuelle vasodilatorer eller hudirritanter (f.eks. xylener) er ikke bare upålitelige, men er også usikre for dyret og bør unngås44. I motsetning til andre konvensjonelle metoder, for eksempel å nedsenke halen i varmt vann, kan autoreguleringsevnen til denne enheten trygt kondisjonere flere dyr samtidig. I tillegg styrkes denne protokollen ytterligere ved å bruke den optimalt utformede begrensningsanordningen og tillate rask og sikker immobilisering av dyret i en posisjon som best viser sidehalevenen.

De gjennomsiktige rørformatene sett i mange nåværende restrainers, selv om de er praktisk talt godt designet, krever mer håndteringstid med hvert dyr, og forlenger dermed besøksforbudsprosessen45. Dette kan være mer problematisk i gnagerstammer med aggressive egenskaper som tilbyr begrenset samarbeid46,47. I motsetning tillater den semi-lukkede kjeglestrukturen til begrensningsanordningen rask posisjonering av dyret og hjelper til med å minimere varigheten av selvbeherskelse. Sammen akselererer den strømlinjeformede protokollen ved hjelp av det innovative, svært optimaliserte varme-/besøksforbudet injeksjonsprosedyren, noe som muliggjør rask og effektiv dosering av store dyregrupper. I vårt laboratorium fullfører vi vanligvis en hel injeksjonsprosedyre på 30 mus fra varmebehandling til overvåking etter injeksjon innen 1 time ved hjelp av denne protokollen.

Til tross for de avanserte funksjonene har denne enheten noen åpenbare ulemper: den første er kostnaden for enheten og rutinemessig lyspæreutskifting i varmekammeret. Men i tillegg til effektiviteten og hastigheten på injeksjoner, er enheten holdbar for gjentatt bruk og kompatibel med de fleste vanlige desinfeksjonsmidler, slik at grundig rengjøring av enheten mellom bruk. Sammen motposterer dette den opprinnelige investeringen. Second, i situasjoner med begrenset arbeidsområde, en ulempe med denne protokollen kan være kravet om et dedikert benkområde stort nok til å plassere de to enhetene, side om side, mens du utfører injeksjonen. Men fordi enheten kan brukes bredt på tvers av flere gnagerprotokoller som involverer i.v. injeksjoner, er det mulig at enheten kan fungere som et kjerneinstrument som ligner på annet felles vivariumutstyr som isofluran fordampere. Uansett er de to enhetene lett bærbare og kan leveres og stues mens de ikke er i bruk.

Den i.v. dødelige utfordringsmodellen av murin sopp sepsis beskrevet i denne protokollen etterligner C. albicans blodstrømsinfeksjoner hos mennesker og har blitt mye brukt til å studere soppvirvel, testeffekt av antifungale terapier og karakterisere vert immunresponser på infeksjon37,39,48. For å oppnå en reproduserbar infeksjon er inokulering via hale veneinjeksjon det viktigste trinnet i protokollen for å sikre nøyaktig levering av organismene i blodet. Faktisk reagerer dyr veldig annerledes på forskjellige nivåer av Candida i.v. utfordringer; administrering av for lave mengder inokulum vil resultere i uønskede spontane gjenopprettelser, mens dyr som får for høye doser vil bukke under for tidlig. Det spesifikke vinduet med inokulumstørrelser for en gitt organisme for å indusere et konsistent nivå av sepsis / dødelighet avhenger i stor grad av både soppstammer og musestammer.

Den nåværende protokollen ved hjelp av sveitsiske Webster mus ved inoculum av 1 x 105 wild-type C. albicans gjenfrodusert reprodusert utbruddet av sepsis morbiditet innen 1 dag, etterfulgt av progressiv dødelighet som resulterte i 100% dødelighet med 5-7 dager. Derimot fører inocula høyere enn 1 x 105 vanligvis til akselererte dødsfall (dvs. 1-2 dager ved 1 x 106, 3-4 dager ved 5 x 105), og de lavere enn 1 x 105 er sub-dødelige. I tråd med mange rapporter i litteraturen resulterer bruken avikke-albicans Candida-arter i stedet for C. albicans i betydelig redusert dødelighet40,49. I tillegg kan valget av musestammer, eller til og med opprinnelsen til kolonier, ha en betydelig innvirkning på infeksjonsutfall på grunn av varierende følsomhet mellom musestammer, som rapportert av andre39,40,41,50,51,52,53,54,55. Derfor bør begge tas i betraktning når man designer eksperimenter.

Etter en dødelig i.v. utfordring spredte soppceller seg raskt gjennom blodet og begynner å invadere flere organer, blant annet de mest berørte er nyrene41. Andre organer som påvirkes er hjernen, milten og benmargen48,56. Uansett er akutt sepsis den ultimate dødsårsaken på det tidlige tidspunktet punkt37. Som vist i de representative resultatene, sepsis alvorlighetsgrad kan kvantitativt vurderes av Mouse Clinical Assessment Score for Sepsis (M-CASS) basert på utstilte tegn på en sepsis tilstand i utfordrede dyr43,57. Blant de flere surrogatmarkørene for dødelig sepsis har hypotermi blitt foreslått som en kritisk prediktor for overhengende død i både klinisk og eksperimentell sepsis43,58,59.

Selv om det ikke er utført noen formelle studier for å sammenligne innavlede vs. utavlede mus direkte i denne modellen, er data hentet fra den nåværende protokollen ved hjelp av utrasede sveitsiske Webster-mus usedvanlig reproduserbare i ulike sepsisparametere, til tross for antatt genetisk heterogenitet. Generelt er et mønster av dødelighet som faller innen 3-5 dager en fast modell av akutt sepsis, som det fremgår av rask økning i sepsis morbiditet og nivåer av inflammatoriske markører innen timer etter post-dødelig utfordring50,51. For lengre overlevelsestider (7-10 dager) er dødeligheten sannsynligvis et resultat av mikrobiell byrde som fører til dødelig vevsskade i målorganer og sentralnervesystemet. Valget av sepsis eller mikrobiell byrde kan brukes etter behov for å evaluere immunfunksjoner eller respons på antiinflammatoriske regimer eller antifungale terapier/vaksiner, som bestemt av inokulumet som brukes.

I tillegg til i.v. dødelig utfordringsmodell, intra-abdominal infeksjon med C. albicans hos mus via en i.p. utfordring kan også føre til spredt candidiasis og påfølgende sepsis, selv om co-inokulasjon med bakteriell patogen, Staphylococcus aureus, synergistisk forbedrer dødeligheten sammenlignet med C. albicans mono-infeksjon51,60,61. I den dødelige utfordringsmodellen er det nødvendig med vesentlig høyere mikrobiell inocula (1,75 x 107C. albicans/8 x 107S. aureus per mus) for å forårsake polymikrobiell peritonitt og spredning av organismene fra bukhulen inn i blodet. På samme måte fører gastrointestinal infeksjon med C. albicans hos mus behandlet med immundempende og / eller mucosal-skadelige midler til translokasjon av soppcellene i blodet og resulterer i sopp sepsis62,63. Til tross for de karakteristiske inokulasjonsrutene er mekanismen for påfølgende sopp sepsis i stor grad analog mellom de tre sykdomsmodellene, som involverer en ukontrollert systemisk proinflammatorisk respons på Candida som fører til organsvikt37,51,61. På samme måte, hos mennesker, er det denne prosessen med vertsresponsen, ikke bare candidemia, som forårsaker høy sykelighet / dødelighet forbundet med hematogent spredt candidiasis ervervet i helsevesenets innstillinger64,65.

Ved hjelp av den nåværende sopp sepsis-modellen demonstrerer vi her at beskyttelse mot dødelig C. albicans infeksjon kan oppnås ved i.v. pre-immunisering / vaksinasjon med C. dubliniensis (avirulent) eller svekket C. albicans mutanter, samtidig med betydelig reduksjon i sepsis morbiditet. Beskyttelsen formidles av medfødte Gr-1+ myeloid-avledede undertrykkerceller som ser ut til å bli indusert i benmargen som en form for trent medfødt immunitet66,67. Det arbeides med å utvide forståelsen av denne nye formen for medfødt immunmediert beskyttelse mot C. albicans blodstrømsinfeksjoner.

Til slutt har den innovative gnageroppvarmings-/restraining-enheten vært medvirkende til å fremme vår evne til å utføre i.v. injeksjoner av store multigruppe dyrestudier på en effektiv og effektiv måte. Som sådan har vi laget begrepet Mouse a Minute, for enheten. Enhetsspesifikasjonene er tilgjengelige fra den tilsvarende forfatteren på forespørsel om innkjøp av en lignende enhet. Teknikkene som er demonstrert her kan tjene som et nyttig verktøy i gnagermodeller som bruker hale vene injeksjoner over et bredt spekter av forskningsområder.

Disclosures

Forfatterne har ingenting å avsløre.

Acknowledgments

Dette arbeidet ble støttet av LSUHSC Foundation (PLF), og delvis av U54 GM104940 fra National Institute of General Medical Sciences of the National Institutes of Health, som finansierer Louisiana Clinical and Translational Science Center.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Candida albicans strain DAY185 Carnegie Melon University N/A provided by the laboratory of Aaron Mitchell
Candida albicans strain efg1Δ/Δ cph1Δ/Δ University of Tennessee Health Sciences Center N/A provided by the laboratory of Glen Palmer
Candida dubliniensis strain Wü284 Trinity College, Dublin, Ireland N/A provided by the laboratory of Gary Moran
Mice Charles River Laboratories 551NCICr:SW Female Swiss Webster; 6-8 weeks old
Mice Charles River Laboratories 556NCIC57BL/6 Female C57BL/6; 6-8 weeks old
Needles, 27G, ½-in Becton Dickinson 305109 can be substituted from other vendors
Phosphate buffered saline (PBS) GE SH30028.02 can be substituted from other vendors
Rodent warming and restraining device (Mouse a Minute) LSU Health custom order Mouse a Minute is available for custom ordering from LSU Health
Sabouraud dextrose agar (SDA) Becton Dickinson 211584 can be substituted from other vendors
Syringes, 1 mL Becton Dickinson 309659 can be substituted from other vendors
Trypan blue solution Sigma T8154
Yeast peptone dextrose (YPD) broth Fisher Scientific BP2469 can be substituted from other vendors

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Woodard, G. Methods of animal experimentation. Gay, W. J. 1, 343-359 (1965).
  2. Shimizu, S. The laboratory mouse The handbook of experimental animals. Hedrich, H. J. , Elsevier Academic Press. Ch. 32 527-541 (2004).
  3. Turner, P. V., Brabb, T., Pekow, C., Vasbinder, M. A. Administration of substances to laboratory animals: routes of administration and factors to consider. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 50 (5), 600-613 (2011).
  4. Turner, P. V., Pekow, C., Vasbinder, M. A., Brabb, T. Administration of substances to laboratory animals: equipment considerations, vehicle selection, and solute preparation. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 50 (5), 614-627 (2011).
  5. Donovan, J., Brown, P. Parenteral injections. Current Protocols in Immunology. 73 (1), Chapter 1, Unit 1 6 (2006).
  6. Schoch, A., Thorey, I. S., Engert, J., Winter, G., Emrich, T. Comparison of the lateral tail vein and the retro-orbital venous sinus routes of antibody administration in pharmacokinetic studies. Lab Animal. 43 (3), 95-99 (2014).
  7. Jarneborn, A., et al. Tofacitinib treatment aggravates Staphylococcus aureus septic arthritis, but attenuates sepsis and enterotoxin induced shock in mice. Scientific Reports. 10 (1), 10891 (2020).
  8. Bussey, K. A., et al. Endosomal Toll-like receptors 7 and 9 cooperate in detection of murine Gammaherpesvirus 68 infection. Journal of Virology. 93 (3), (2019).
  9. Pitts, M. G., D'Orazio, S. E. F. A Comparison of oral and intravenous mouse models of listeriosis. Pathogens. 7 (1), (2018).
  10. Jespersen, H., et al. Clinical responses to adoptive T-cell transfer can be modeled in an autologous immune-humanized mouse model. Nature Communications. 8 (1), 707 (2017).
  11. Gomez-Cuadrado, L., Tracey, N., Ma, R., Qian, B., Brunton, V. G. Mouse models of metastasis: progress and prospects. Disease Models & Mechanisms. 10 (9), 1061-1074 (2017).
  12. Srinageshwar, B., et al. Surface-modified G4 PAMAM dendrimers cross the blood-brain barrier following multiple tail-vein injections in C57BL/6J mice. ACS Chemical Neuroscience. 10 (9), 4145-4150 (2019).
  13. Channabasappa, S., et al. Efficacy of novel antistaphylococcal ectolysin P128 in a rat model of methicillin-resistant Staphylococcus aureus bacteremia. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 62 (2), (2018).
  14. Sadeghi, B., et al. Preclinical toxicity evaluation of clinical grade placenta-derived decidua stromal cells. Frontiers in Immunology. 10, 2685 (2019).
  15. Boquet, M. P., Wonganan, P., Dekker, J. D., Croyle, M. A. Influence of method of systemic administration of adenovirus on virus-mediated toxicity: focus on mortality, virus distribution, and drug metabolism. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 58 (3), 222-232 (2008).
  16. Vines, D. C., Green, D. E., Kudo, G., Keller, H. Evaluation of mouse tail-vein injections both qualitatively and quantitatively on small-animal PET tail scans. Journal of Nuclear Medicine Technology. 39 (4), 264-270 (2011).
  17. Lasnon, C., Dugue, A. E., Briand, M., Dutoit, S., Aide, N. Quantifying and correcting for tail vein extravasation in small animal PET scans in cancer research: is there an impact on therapy assessment. EJNMMI Research. 5 (1), 61 (2015).
  18. Groman, E. V., Reinhardt, C. P. Method to quantify tail vein injection technique in small animals. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 43 (1), 35-38 (2004).
  19. Aller, M. A., et al. Neuro-immune-endocrine functional system and vascular pathology. Medical Hypotheses. 57 (5), 561-569 (2001).
  20. McEwen, B. S., et al. The role of adrenocorticoids as modulators of immune function in health and disease: neural, endocrine and immune interactions. Brain Research. Brain Research Reviews. 23 (1-2), 79-133 (1997).
  21. Callewaert, B. L., et al. Absence of arterial phenotype in mice with homozygous slc2A10 missense substitutions. Genesis. 46 (8), 385-389 (2008).
  22. Hatakeyama, S., Yamamoto, H., Ohyama, C. Tumor formation assays. Methods in Enzymology. 479, 397-411 (2010).
  23. Carlson, R. P. J., Peer, B. In Vivo Models of Inflammation Progress in Inflammation Research. Morgan, D. W., Marshall, L. , Birkhäuser, Basel. 1-50 (1999).
  24. Flecknell, P. Laboratory Animals: An Introduction for New Experimenters. Tuffery, A. A. , John Wiley and Sons. 225-260 (1987).
  25. Kim, M. J., Ahituv, N. The hydrodynamic tail vein assay as a tool for the study of liver promoters and enhancers. Methods in Molecular Biology. 1015, 279-289 (2013).
  26. Bargellini, A., et al. Effects of chronic exposure to anaesthetic gases on some immune parameters. Science of The Total Environment. 270 (1-3), 149-156 (2001).
  27. Elena, G., et al. Inhalatory anesthetic (halothane) associated changes in the immune response in mice. International Journal of Immunopharmacology. 19 (11-12), 699-707 (1998).
  28. Buerge, T. The Laboratory Mouse The handbook of experimental animals. Hedrich, H. J., Bullock, G. , Elsevier Academic Press. Ch. 31 517-526 (2004).
  29. Cohen, J., Cristofaro, P., Carlet, J., Opal, S. New method of classifying infections in critically ill patients. Critical Care Medicine. 32 (7), 1510-1526 (2004).
  30. Wisplinghoff, H., et al. Nosocomial bloodstream infections in US hospitals: analysis of 24,179 cases from a prospective nationwide surveillance study. Clinical Infectious Diseases. 39 (3), 309-317 (2004).
  31. Magill, S. S., et al. Multistate point-prevalence survey of health care-associated infections. The New England Journal of Medicine. 370 (13), 1198-1208 (2014).
  32. Dupont, H., et al. Predictive factors of mortality due to polymicrobial peritonitis with Candida isolation in peritoneal fluid in critically ill patients. Archives of Surgery. 137 (12), 1341-1346 (2002).
  33. Montravers, P., et al. Candida as a risk factor for mortality in peritonitis. Critical Care Medicine. 34 (3), 646-652 (2006).
  34. Calandra, T., Bille, J., Schneider, R., Mosimann, F., Francioli, P. Clinical significance of Candida isolated from peritoneum in surgical patients. Lancet. 2 (8677), 1437-1440 (1989).
  35. Kojic, E. M., Darouiche, R. O. Candida infections of medical devices. Clinical Microbiology Reviews. 17 (2), 255-267 (2004).
  36. Ramage, G., Martinez, J. P., Lopez-Ribot, J. L. Candida biofilms on implanted biomaterials: a clinically significant problem. FEMS Yeast Research. 6 (7), 979-986 (2006).
  37. Spellberg, B., Ibrahim, A. S., Edwards, J. E., Filler, S. G. Mice with disseminated candidiasis die of progressive sepsis. Journal of Infectious Diseases. 192 (2), 336-343 (2005).
  38. Conti, H. R., Huppler, A. R., Whibley, N., Gaffen, S. L. Animal models for candidiasis. Current Protocols in Immunology. 105 (1), (2014).
  39. Lionakis, M. S., Lim, J. K., Lee, C. C., Murphy, P. M. Organ-specific innate immune responses in a mouse model of invasive candidiasis. Journal of Innate Immunity. 3 (2), 180-199 (2011).
  40. Segal, E., Frenkel, M. Experimental in vivo models of candidiasis. Journal of Fungi. 4 (1), (2018).
  41. MacCallum, D. M., Odds, F. C. Temporal events in the intravenous challenge model for experimental Candida albicans infections in female mice. Mycoses. 48 (3), 151-161 (2005).
  42. Gordon, C. J. The mouse thermoregulatory system: Its impact on translating biomedical data to humans. Physiology & Behavior. 179, 55-66 (2017).
  43. Mai, S. H. C., et al. Body temperature and mouse scoring systems as surrogate markers of death in cecal ligation and puncture sepsis. Intensive Care Medicine Experimental. 6, 20 (2018).
  44. Catty, D., Lehmann, P. F. A simple low-cost restrainer for the intravenous injection of mice. Sabouraudia. 16 (2), 89-90 (1978).
  45. Donovan, J., Brown, P. Handling and restraint. Current Protocols in Immunology. 73 (1), Chapter 1 Unit 1 (2006).
  46. Dow, H. C., et al. Genetic dissection of intermale aggressive behavior in BALB/cJ and A/J mice. Genes Brain and Behavior. 10 (1), (2010).
  47. Pugh, P. L., Ahmed, S. F., Smith, M. I., Upton, N., Hunter, A. J. A behavioural characterisation of the FVB/N mouse strain. Behavioural Brain Research. 155 (2), 283-289 (2004).
  48. MacCallum, D. M., Odds, F. C. Need for early antifungal treatment confirmed in experimental disseminated Candida albicans infection. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 48 (12), 4911-4914 (2004).
  49. Fakhim, H., et al. Comparative virulence of Candida auris with Candida haemulonii, Candida glabrata and Candida albicans in a murine model. Mycoses. 61 (6), 377-382 (2018).
  50. Remick, D. G., Newcomb, D. E., Bolgos, G. L., Call, D. R. Comparison of the mortality and inflammatory response of two models of sepsis: lipopolysaccharide vs. cecal ligation and puncture. Shock. 13 (2), 110-116 (2000).
  51. Nash, E. E., Peters, B. M., Palmer, G. E., Fidel, P. L., Noverr, M. C. Morphogenesis is not required for Candida albicans-Staphylococcus aureus intra-abdominal infection-mediated dissemination and lethal sepsis. Infection and Immunity. 82 (8), 3426-3435 (2014).
  52. Rogers, T., Balish, E. Experimental Candida albicans infection in conventional mice and germfree rats. Infection and Immunity. 14 (1), 33-38 (1976).
  53. Marquis, G., Montplaisir, S., Pelletier, M., Auger, P., Lapp, W. S. Genetics of resistance to infection with Candida albicans in mice. The British Journal of Experimental Pathology. 69 (5), 651-660 (1988).
  54. Ashman, R. B., Fulurija, A., Papadimitriou, J. M. Strain-dependent differences in host response to Candida albicans infection in mice are related to organ susceptibility and infectious load. Infection and Immunity. 64 (5), 1866-1869 (1996).
  55. Ashman, R. B., Bolitho, E. M., Papadimitriou, J. M. Patterns of resistance to Candida albicans in inbred mouse strains. Immunology & Cell Biology. 71 (3), 221-225 (1993).
  56. Liu, Y., Mittal, R., Solis, N. V., Prasadarao, N. V., Filler, S. G. Mechanisms of Candida albicans trafficking to the brain. PLoS Pathogens. 7 (10), 1002305 (2011).
  57. Huet, O., et al. Ensuring animal welfare while meeting scientific aims using a murine pneumonia model of septic shock. Shock. 39 (6), 488-494 (2013).
  58. Kushimoto, S., et al. The impact of body temperature abnormalities on the disease severity and outcome in patients with severe sepsis: an analysis from a multicenter, prospective survey of severe sepsis. Critical Care. 17 (6), 271 (2013).
  59. Wiewel, M. A., et al. Risk factors, host response and outcome of hypothermic sepsis. Critical Care. 20 (1), 328 (2016).
  60. Peters, B. M., Noverr, M. C. Candida albicans-Staphylococcus aureus polymicrobial peritonitis modulates host innate immunity. Infection and Immunity. 81 (6), 2178-2189 (2013).
  61. Nash, E. E., Peters, B. M., Fidel, P. L., Noverr, M. C. Morphology-Independent Virulence of Candida Species during Polymicrobial Intra-abdominal Infections with Staphylococcus aureus. Infection and Immunity. 84 (1), 90-98 (2016).
  62. Hirayama, T., et al. Virulence assessment of six major pathogenic Candida species in the mouse model of invasive candidiasis caused by fungal translocation. Scientific Reports. 10 (1), 3814 (2020).
  63. Koh, A. Y., Kohler, J. R., Coggshall, K. T., Van Rooijen, N., Pier, G. B. Mucosal damage and neutropenia are required for Candida albicans dissemination. PLoS Pathogens. 4 (2), 35 (2008).
  64. Vergidis, P., et al. Intra-abdominal candidiasis: The importance of early source control and antifungal treatment. PLoS One. 11 (4), 0153247 (2016).
  65. Parker, J. C., McCloskey, J. J., Knauer, K. A. Pathobiologic features of human candidiasis. A common deep mycosis of the brain, heart and kidney in the altered host. American Journal of Clinical Pathology. 65 (6), 991-1000 (1976).
  66. Esher, S. K., Fidel, P. L., Noverr, M. C. Candida/Staphylococcal Polymicrobial Intra-Abdominal Infection: Pathogenesis and Perspectives for a Novel Form of Trained Innate Immunity. Journal of Fungi. 5 (2), (2019).
  67. Lilly, E. A., Ikeh, M., Nash, E. E., Fidel, P. L., Noverr, M. C. Immune protection against lethal fungal-bacterial intra-abdominal infections. mBio. 9 (1), (2018).

Tags

Immunologi og infeksjon Utgave 165 Rodent hale vene injeksjoner intravenøse injeksjoner gnager oppvarming enhet gnager begrensende enhet dyremodeller sepsis modeller vasodilatasjon
En moderne oppvarmings-/besøksforbudsenhet for effektive haleåreinjeksjoner i en Murine Fungal Sepsis-modell
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Yano, J., Lilly, E. A., Noverr, M.… More

Yano, J., Lilly, E. A., Noverr, M. C., Fidel, P. L. A Contemporary Warming/Restraining Device for Efficient Tail Vein Injections in a Murine Fungal Sepsis Model. J. Vis. Exp. (165), e61961, doi:10.3791/61961 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter