Summary
Här beskriver vi en hjärttryck-volym loop analys under ökande doser av intravenöst infunderad isoproterenol för att bestämma den inneboende hjärtfunktionen och β-adrenergic reserven hos möss. Vi använder en modifierad öppen bröstmetod för mätningarna av tryckvolymslinga, där vi inkluderar ventilation med positivt ändutningstryck.
Abstract
Bestämning av hjärtfunktionen är en robust endpointanalys i djurmodeller av hjärt-kärlsjukdomar för att karakterisera effekter av specifika behandlingar på hjärtat. På grund av genomförbarheten av genetiska manipuleringar har musen blivit den vanligaste däggdjursdjurmodellen för att studera hjärtfunktionen och söka efter nya potentiella terapeutiska mål. Här beskriver vi ett protokoll för att bestämma hjärt funktion in vivo med hjälp av tryck-volym loop mätningar och analys under basala förhållanden och under β-adrenergic stimulering genom intravenös infusion av ökande koncentrationer av isoproterenol. Vi tillhandahåller ett raffinerat protokoll inklusive ventilation stöd med hänsyn till positiva slutet-expiratory tryck att lindra negativa effekter under öppna bröstet mätningar, och potent analgesi (Buprenorfin) för att undvika okontrollerbar hjärtmuskel stress framkallas av smärta under förfarandet. Sammantaget möjliggör den detaljerade beskrivningen av förfarandet och diskussionen om möjliga fallgropar en mycket standardiserad och reproducerbar analys av tryckvolymslingan, vilket minskar uteslutningen av djur från den experimentella kohorten genom att förhindra eventuell metodologisk partiskhet.
Introduction
Hjärt-kärlsjukdomar påverkar vanligtvis hjärtfunktionen. Denna fråga påpekar vikten av att bedöma in vivo detaljerad hjärtfunktion i djursjukdomsmodeller. Djurförsök omges av en ram av de tre Rs (3R) vägledande principerna (Reduce/Refine/Replace). Vid förståelse av komplexa patologier som involverar systemiska svar (dvs. hjärt-kärlsjukdomar) på nuvarande utvecklingsnivå är huvudalternativet att förfina de tillgängliga metoderna. Raffinering kommer också att leda till en minskning av det önskade antalet djur på grund av mindre variabilitet, vilket förbättrar analysens och slutsatsernas kraft. Dessutom ger kombinationen av hjärtkontraktilitetsmätningar med djurmodeller av hjärtsjukdomar, inklusive de som induceras av neurohumoralstimulering eller genom trycköverbelastning som aortabanding, som efterliknar till exempel förändrad katekolamin/ β-adrenerga nivåer1,2,3,4, en kraftfull metod för prekliniska studier. Med tanke på att den kateterbaserade metoden fortfarande är den mest använda metoden för djup bedömning av hjärtkontraktilitet5,syftade vi här till att presentera en förfinad mätning av in vivo-hjärtfunktionen hos möss genom mätningar av tryckvolymslinga (PVL) under β-adrenenergisk stimulering baserat på tidigare erfarenhet, inklusive utvärdering av specifika parametrar för detta tillvägagångssätt6, 7.
För att bestämma hjärthemodynamiska parametrar finns metoder som inkluderar avbildning eller kateterbaserade tekniker tillgängliga. Båda alternativen åtföljs av fördelar och nackdelar som noggrant måste övervägas för respektive vetenskaplig fråga. Avbildningsmetoder inkluderar ekokardiografi och magnetisk resonanstomografi (MRI); båda har framgångsrikt använts på möss. Ekokardiografiska mätningar innebär höga initiala kostnader från en höghastighetssond som krävs för mössens höga hjärtfrekvens. det är ett relativt enkelt icke-invasivt tillvägagångssätt, men det är variabelt bland operatörer som helst bör uppleva att känna igen och visualisera hjärtstrukturer. Dessutom kan inga tryckmätningar utföras direkt och beräkningar erhålls från en kombination av storleksstorlek och flödesmätningar. Å andra sidan har det fördelen att flera mätningar kan utföras på samma djur och hjärtfunktionen kan övervakas till exempel under sjukdomsprogression. När det gäller volymmätningen är MRI guldstandardproceduren, men i likhet med ekokardiografi är inga direkta tryckmätningar möjliga och endast förinstallerade beroende parametrar kan erhållas8. Begränsande faktorer är också tillgänglighet, analysansträngning och driftskostnader. Här är kateterbaserade metoder för att mäta hjärtfunktion ett bra alternativ som dessutom möjliggör direkt övervakning av intrakarkariactryck och bestämning av belastningsoberoende kontraktilitetsparametrar som preload rekryterbart strokearbete (PRSW)9. Ventrikulära volymer som mäts med en tryckledningskateter (genom konduktivitetsbestämning) är dock mindre än de från MRI men gruppskillnaderna bibehålls i samma intervall10. För att bestämma tillförlitliga volymvärden krävs motsvarande kalibrering, vilket är ett kritiskt steg under PVL-mätningarna. Den kombinerar ex vivo-mätningar av blodledningsförmågan i volymkalibrerade cuvetter (omvandling av konduktivitet till volym) med in vivo-analysen för myokardiets parallella ledningsförmåga under bolusinjektionen av hyperton saltlösning11,12. Utöver detta är placeringen av katetern inuti ventrikeln och elektrodernas korrekta orientering längs ventrikelns längsgående axel avgörande för detektionskapaciteten hos det omgivande elektriska fältet som produceras av dem. Fortfarande med mushjärtats minskade storlek är det möjligt att undvika artefakter som produceras av förändringar i kateterns intraventrikulära orientering, även i dilaterade ventriklar5,10, men artefakter kan utvecklas under β-adrenerga stimulering6,13. Utöver konduktiveringsmetoderna tycktes utvecklingen av tillträdesbaserad metod undvika kalibreringsstegen, men här överskattas volymvärdena ganska14,15.
Eftersom musen är en av de viktigaste prekliniska modellerna inom kardiovaskulär forskning och β-adrenergisk reserv av hjärtat är av centralt intresse för hjärtfysiologi och patologi, presenterar vi här ett raffinerat protokoll för att bestämma in vivo hjärtfunktion hos möss genom PVL-mätningar under β-adrenenergisk stimulering.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alla djurförsök godkändes och utfördes i enlighet med bestämmelserna i Karlsruhes och Universitetet i Heidelberg (AZ 35-9185.82/A-2/15, AZ 35-9185.82/A-18/15, AZ 35-9185.81/G131/15, AZ 35-9185.81/G121/17) överensstämmer med riktlinjerna i Europaparlamentets direktiv 2010/63/EU om skydd av djur som används för vetenskapliga ändamål. Data som visas i detta protokoll härleds från vilda typ C57Bl6/N hanmöss (17 ± 1,4 veckors ålder). Mössen bibehölls under specificerade patogenfria förhållanden vid djuranläggningen (IBF) vid Heidelbergs medicinska fakultet. Möss var inrymda i en 12-timmars ljus-mörk cykel, med en relativ fuktighet mellan 56-60%, en 15-gånger luftförändring per timme och rumstemperatur på 22 °C +/- 2°C. De förvarades i konventionella burar typ II eller typ II som länge försetts med djursängkläder och vävnadspapper som berikning. Standard autoklaverad mat och autoklaverat vatten fanns tillgängliga för att konsumera ad libitum.
1. Beredning av instrument och läkemedelslösningar
- Central venkateter: Skär mikroröret (0,6 mm ytterdiameter) i ~20 cm långa kateterrör. Använd tång för att dra ena änden av röret på spetsen på en 23-gauge kanyl. Skär den andra änden av slangen diagonalt för att skapa en skarp spets som kan genomborra lårbensbenet.
- Endotracheal rör: För ett intuberingsrör skär en 20-gauge venipuncture-cannula 3 cm lång för att ta bort sprutan.
- Om intuberingsröret inte passar fläktanslutningen perfekt, linda parafilm över änden av röret där ventilationsanordningen är ansluten. Anslutningen skall vara stabil och förseglad genom förtjockningen(figur 1A). Förkorta metallstyrningsstiftet på 20-gauge venipuncture-kanylen till 2,7 cm och använd den som intuberingshjälpmedel. Raffinerade metoder för intubering inklusive ljusfibrer för att underlätta visualisering av luftstrupen beskrivs också väl, till exempel av Das och kollaboratörer16.
- Bedövningsblandning som används för intubering: Blanda 200 μL heparin (1000 IE/ml) med 50 μL 0,9% NaCl och 750 μL 2 mg/ml etomidate från en olje-i-vatten emulsionsbaserad produkt. Använd 7 μL/g kroppsvikt (BW) för varje mus (0,1 mg/kg BW Buprenorfin 10 mg/kg BW etomidate).
- Muskelavslappnande: Lös upp 100 mg Pancuronium-bromid i 100 ml 0,9% NaCl. Använd 1,0 μL/g kroppsvikt (1 mg/kg BW) för varje mus.
- Isoproterenollösningar: Lös upp 100 mg isoproterenol i 100 ml 0,9% NaCl (1 μg/μL). Förbered följande utspädningar(tabell 1) och överför var och en i en 1 ml-spruta.
- För att erhålla utspädning 1, späd beståndet 1:1.8. För att erhålla utspädning 2, späd beståndet 1:6. För att erhålla utspädning 3, späd utspädning 1 till 1:10. Slutligen erhålla utspädning 4 med en utspädning av utspädning 2 1:10.
- 15% Hyperton NaCl (w/v): Lös upp 1,5 g 0,9% NaCl i 10 ml dubbeldestillerat H2O. Filtrera lösningen med ett porsprutfilter på 0,45 μm.
- Beredning av 12,5% albuminlösning (w/v): Lös upp 1,25 g bovint serumalbumin i 10 ml 0,9% NaCl. Inkubera lösningen vid 37 °C i 30 min. Kyl ner till rumstemperatur och filtrera lösningen med ett 0,45 μm porsprutfilter.
- Förberedelse av installationen: Slå först på värmeplattan och ställ in den på 39-40 °C. Placera en spruta fylld med saltlösning på värmedynan och överför PVL-katetern (Pressure Volume Loop) till sprutan. Förinkubera katetern i minst 30 minuter före användning för stabilisering. Installationen vi använder består av en 1,4-F tryckledningskateter, en styrenhet och motsvarande programvara, och den beskrivs grafiskt på figur 1B och leverantörsreferenser listas i tabellen över material.
2. Anestesi
- Injicera buprenorfin (0,1 mg/kg BW intraperitoneally) 30 min före intubering.
- Placera musen i en akrylglaskammare förmättad med 2,5% isofluran och förvärmd med en värmeplatta placerad på kammarens botten.
- Så snart musen sover (brist på reflex), injicera bedövningsblandningen (7 ml/kg BW) som innehåller 10 mg/kg etomidate och heparin (1 200 IE/kg BW) intraperitoneally.
3. Ventilation
- Överför djuret till intuberingsplattformen (figur 1C) 3-4 minuter efter bedövningsinjektionen. Musen hänger från tänderna med den dorsala vyn vänd mot operatören.
- Lyft försiktigt tungan med tång. För att identifiera glottis, lyft musens underkäke något med andra tångar.
- För försiktigt in endotraketröret(figur 1A)i luftstrupen och ta bort styrstången.
- Överför djuret till värmeplattan, placera den på baksidan och anslut intuberingsröret till det lilla djurets andningsskydd.
- Justera andningshastigheten till 53,5 x (kroppsvikt i gram)-0,26 [min-1], enligt beskrivningen av andra12, och tidvattenvolymer till topp inandningstryck på 11 ± 1 cmH2O. Upprätta en PEEP på 2 cmH2O.
- Fixera försiktigt musens extremiteter på värmeplattan med självhäftande remsor och applicera ögonsalva på båda ögonen för att förhindra torrhet.
- Sätt in en rektal temperatursond och bibehåll kärnkroppstemperaturen vid 37 ± 0,2 °C.
- Installera ett 1-bly EKG och övervaka pulsen online som en indikator för anestesidjup och stabilitet.
- Vid frånvaro av interdigitala reflexer injicera 1 mg/kg BW av muskelavslappnande pankuronium-bromid intraperitoneally. Detta förhindrar andningsartefakter under PVL-mätningar.
4. Kirurgi
- Allmänna rekommendationer
- Under operationen, ventilera med ~ 1,5-2% isofluran förångad med O2. Isoflurankoncentrationen kan också bero på variabler som musstam, kön, ålder och vikt hos djuren, men den måste bestämmas individuellt och experimentellt och värdena här är referens för musstammen C57BL6/N. Viktigt är att fläkten är ansluten till ett utsugningssystem för att förhindra att operatören andas in isofluran.
- Använd en förstoring mellan 1,5-4x från stereomikroskopet för kirurgiska ingrepp.
OBS: Se institutionell/lokal vägledning om beredning av djuret för icke-överlevnadsoperationer.
- Femoral kannulation
- Skölj baklimben med 70% etanol, incise den vänstra inguinallymfknutor regionen och exponera vänster femorala ven.
- Spräng den epigastriska artären och venen med en cautery.
- Liga lårbensbenet med en sutur placerad distala mot kateterns åtkomst.
- Passera en sutur under lårbensbenet och förbered en knut kranial av punkteringsplatsen. Punktera lårbensbenet med det beredda mikroröret (se steg 1.1) fäst vid en 1 ml spruta.
- Knyt knuten för att fixa röret inuti kärlet.
- Motverka vätskeförlust genom infusion av 0, 9% NaCl kompletterat med 12,5% albumin med en infusionshastighet på 15 μL/min med en automatisk sprutpump. Dessutom, håll exponerad vävnad fuktig med förvärmd 0,9% NaCl.
- Thoracotomi
- Skölj bröstkorgen med 70% etanol.
- Incise huden precis under xyphoid processen och trubbigt separera bröstmusklerna från bröstväggen med tång eller en cautery.
- Lyft xyfosida processen med tång och skär sedan genom bröstväggen och rör dig i sidled på båda sidor med en cautery tills membranet är fullt synligt underifrån.
- Incise membranet underifrån och exponera hjärtapn. Ta sedan försiktigt bort perikardiet med tång.
- Utför en begränsad costotomy på vänster sida som tidigare beskrivits6.
- Passera en sutur under den sämre kaval ådern för att utföra förbelastningsreduktion under senare skeden.
- Punktera försiktigt hjärtapnorna med en 25-gauge kanyl (maximal 4 mm). Ta bort kanylen och sätt in PV-katetern tills alla elektroder är inne i ventrikeln.
- Justera kateterns position genom mjuka rörelser och vrider tills rektangulära formade slingor erhålls (figur 2A).
- Håll alltid all exponerad vävnad fuktig med förvärmd 0,9% NaCl.
5. Mätningar
- Allmänna rekommendationer
- Under mätningar, ventilera med ~ 1,5-2% isofluran förångas med 100% O2.
- Utför 2 baslinjemätningar samt 2 vena cava-ocklusioner på varje steg i dosresponsprotokollet.
OBS: Det är viktigt att både tryck- och volymvärden efter den första och andra vena cava-ocklusionen återgår till steady-state-värden som före den första ocklusionen. Denna iakttagelse är nödvändig för att känna igen en förskjutning i kateter position på grund av att seriell minskningar i intraventricular volymen. Om en förskjutning av kateterpositionen skulle vara fallet, skulle särskilt volymvärdena flyttas.
- Utför en online-analys av parametrar (puls, strokevolym, dP/dtmax) och vänta tills steady-state hjärtfunktionen erhålls. För det förväntade parameterintervallet med den här använda inställningen i C57Bl6/N-möss, se publicerade resultat6.
- Stoppa andningsskydden vid utgångsläge och registrera baslinjeparametrar. Efter 3 till 5 sekunder minska hjärtförbelastningen genom att lyfta suturen under den sämre kaval ådern med tång för att få förladdning av oberoende parametrar(figur 2B). Sätt på fläkten. Vänta minst 30 sekunder på den andra ocklusionen tills de hemodynamiska parametrarna har stabiliserats.
- Efter att ha erhållit mätningarna under basala förhållanden fortsätt till dosresponsen av isoproterenol genom att byta till de beredda sprutorna. Här förblir infusionshastigheten oförändrad för att undvika modifieringar av hjärtförbelastningen. Var försiktig så att du inte infuserar luftbubblor när du byter spruta.
- Vänta minst 2 minuter tills ny steady-state hjärtfunktion erhålls än att återigen stoppa andningsskydden vid ändutmatatorisk position och registrera baslinjeparametrar. Efter 3 till 5 sekunder minska hjärtförbelastningen genom att lyfta suturen under den sämre kavalfienden för att få förladdning oberoende parametrar.
- Vänta minst 30 sekunder på den andra ocklusionen. Därefter byta till den beredda sprutan med nästa isoproterenolkoncentration och upprepa registreringarna av baslinje- och förladdningsoberoende parametrar.
OBS: Artefakter som den end-systoliska tryck-spiken (ESPS, figur 2C) kan uppstå under ökningen av dosen av isoproterenol, som är resultatet av kateter entrapment. Artefakter som uppstår före starten av basala parametrar kan enkelt korrigeras genom ompositionering av katetern.
6. Kalibrering
OBS: Kalibreringsprocedurerna kan variera beroende på vilket PVL-system som används.
- Kalibrering av parallellledning
- Anslut en spruta som innehåller en 15% NaCl-lösning till lårbens cannula efter den sista mätningen från isoproterenoldossvaret. Infusera försiktigt 5 μL av den hypertona lösningen som finns kvar i röret tills PVL växlar något åt höger under onlinevisualisering. Vänta sedan tills slingorna kommer tillbaka till steady-state.
- Stoppa andningsskydden vid utgångsdatumet och injicera en bolus på 10 μL 15% NaCl inom 2 till 3 sekunder. Kontrollera om PVL till stor del breddas och flyttas åt höger under onlinevisualisering.
- Kalibrering från konduktivt till volym
- Vänta 5 min, inte mindre, så att den hypertona saltlösningsbolusen är helt utspädd. Ta därefter bort katetern och dra minst 600 μL blod från det bultande hjärtats vänstra kammare med en 1 ml-spruta och en 21-gauge kanyl. Vid denna tidpunkt avlivas djuret under djup anestesi och analgesi genom massiv blödning, genom att stoppa ventilationen och avlägsnandet av hjärtat.
- Överför blodet till den förvärmda (i ett vattenbad vid 37 °C) kalibrerings-cuvette med cylindrar av känd volym. Placera PV-katetern centralt i varje cylinder och registrera ledningsförmågan. Genom att beräkna en standardkurva för varje djur kan konduktivenheterna omvandlas till absoluta volymvärden.
7. Analys
- Efter framgångsrika PVL-mätningar under basala förhållanden och isoproterenolstimulering, visualisera, digitalisera, beräkna och extrahera parametrar som kännetecknar hjärtfunktionen (som PRSW, dP/ dt, end-diastoliskt tryck och volym, end-systoliskt tryck och volym, avslappningskonstant Tau, bland annat) med hjälp av en lämplig PVL-analysprogramvara. Ytterligare statistisk analys och grafiska representationer kan utföras med standardanalysprogramvara.
- Analys av oberoende parametrar för förladdning
OBS: För det här steget är det viktigt att standardisera proceduren.- Välj de första 5–6 PVL:erna som visar minskande förbelastning i alla mätningar för analys av oberoende parametrar för förladdning(figur 2D). Ett konstant antal PVLs som valts ut för analys under förbelastningsminskningen minskar variationen mellan mätningar av de erhållna parametrarna.
- Beräkna medelvärdet för de två mätningarna i varje steg i protokollet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Mätningen av tryckvolymslingan (PVL) är ett kraftfullt verktyg för att analysera hjärtfarmakedynamik av läkemedel och för att undersöka hjärtfenotypen av genetiskt modifierade musmodeller under normala och patologiska förhållanden. Protokollet gör det möjligt att bedöma hjärt- β-adrenergiska reserven i vuxenmusmodellen. Här beskriver vi en öppen bröstmetod under isofluran anestesi kombinerat med buprenorfin (smärtstillande) och pankuronium (muskelavslappnande medel), som fokuserar på hjärtsvaret på β-adrenergic stimulering genom att ingjuta isoproterenol koncentrationer genom en femorala ven kateter. Vissa representativa data som visas i detta protokoll härleds från vilda typ C57Bl6/N vuxna hanmöss(figur 3 och tabell 2). Som indikator på variabiliteten hos vissa viktiga parametrar som mäts genom vår PVL-analys utförde vi en effektanalys (α felsannolikhet på 0,05 och effekt på 0,8) med hjälp av resultaten från WT-gruppen och den kostnadsfria tillgängliga G * Power-programvaran17. I tabell 3 visas de beräknade effektstorlekarna och de erforderliga provstorlekarna för puls, PRSW, strokevolym, avslappningskonstanten Tau, dP/dtmax och dP/dtmin förutsatt att förändringar mellan 10% och 30 % för varje parameter under 0, 0,825 och 8,25 ng/min isoproterenol visas.
Grafisk analys av tryckvolymsrelationer görs genom att plotta volym (μL) på Y- och tryck (mmHg) på X-axeln. Om katetern är korrekt placerad i ventrikeln representeras en hel hjärtcykel av en rektangulär formad PVL (figur 2A och figur 3A). Inom kort börjar systole med en fas av isovolumetrisk sammandragning (kännetecknad av dP/ dtmax), under vilken båda hjärtklaffarna är stängda (höger vertikal kant). När ventrikulärt tryck överstiger aortatrycket öppnas aortaventilen och blod pumpas in i aortan under utmatningsfasen (övre horisontell). Därefter, när aortatrycket överstiger ventrikulärt tryck, stängs aortaventilen och diastolen börjar. Under isovolumetric avslappning (kännetecknas av parametrarna dP/dtmin och Tau) ventrikulärt tryck faller tills förmakstrycket överstiger ventrikulärt tryck och mitralventilen öppnas (vänster vertikal kant). Nu sker passiv diastolisk fyllning, kännetecknad av enddiastolisk tryckvolymrelation (EDPVR), tills nästa hjärtcykel börjar (nedre horisontella) (figur 2A-B).
PVL-analys ger detaljerade insikter om hjärtfunktion eftersom den kan bestämma hjärtfunktionen oberoende av hjärtförladdning. Således har det beskrivits som guldstandarden för att bestämma hjärtfunktionen i experimentella inställningar5. I det beskrivna protokollet med C57Bl6/N möss utvärderade vi svaret på isoproterenol som produceras på allmänna parametrar för hjärtfunktion som hjärtfrekvens, hjärtutgång, strokevolym och strokearbete. En signifikant effekt av isoproterenol på varje parameter observeras i dosresponsen under olika isoproterenolkoncentrationer (figur 3B). Parametrar för hjärtkontraktilitet som PRSW och dP/dtmax visade den förväntade ökningen av dosrespons under isoproterenolinfusion(figur 3A-B). Å andra sidan registrerades en minskning av diastoliska parametrar (konstant avslappning Tau och dP/dtmin)med ökande isoproterenolkoncentrationer (figur 3C) som förväntas av en positiv lusitrop effekt som produceras av katekolaminer i det friska hjärtat. Ytterligare parametrar från dem som visas i figur 3 (dvs. end-systoliskt tryck och volym, enddiastoliskt tryck och volym, maximalt tryck, bland annat) erhålls också från PVL-analys och kan också analyseras beroende på den vetenskapliga frågan, den genetiska modellen eller sjukdomsmodellen och observationer som erhållits. Ytterligare och detaljerade värden för de vanligaste parametrarna för hjärtfunktion i PVL på varje steg under inkrementell β-adrenergac stimulering, inklusive kalibreringspunkten för parallellledning med hyperton saltlösning som starkt påverkar hjärtvolymparametrar, men också hjärtintrootropi och avslappning, har tidigare rapporterats1,6.
Bild 1. Inställning av anestesi och tryckvolymslinga. A) 20-gauge venipuncture-cannula anpassad för musintubering. (B) Diagram som visar organisation och anslutning av de olika komponenterna i den använda tryckvolymmätningsinställningen, inklusive anestesigasens flödesriktning. C) Intuberingsplattform som används för att hänga mössen för en snabb och säker intubering. Skruvar (i) på båda sidor i slutet av upphängningsgängan (ii) ingår för att dra åt hotet beroende på musens vikt. Pilen indikerar en anslutning möjlighet för isofluran exponering. Temp.: Temperatur; EKG: Elektrokardiogram; MinPexp: Minimalt expiratoriskt tryck; MaxPexp: Maximalt expiratoriskt tryck; PV: Tryckvolym. Klicka här för att se en större version av den här figuren.
Figur 2. Representativ tryckvolymanalys. (A) Föredömliga tryckvolyminspelningar där parametrar som analyseras under basal mätning visas och huvudhändelser under hjärtcykeln avbildas. B) Parametrarna ESPVR, EDPVR och PRSW visas under förbelastningsminskningen. (C) End-systoliska tryck-spikar under basala mätningar (övre panelen) eller under ocklusion manöver (nedre panelen) båda under isoproterenol stimulering presenteras. LV: Vänster ventrikulärt; dP/dtmin: Minsta dP/dt; dP/dtmax:Maximal dP/dt; Ves: End-systolic volym; Ved: End-diastolic volym; ESPVR: Slutet-systolisk tryckvolym relation; PRSW: Förladdat rekryterbart strokearbete; EDPVR: Slutet-diastolisk tryck-volym relation. Siffran har anpassats utifrån tillägget från vårt tidigare arbete 20196. Klicka här för att se en större version av den här figuren.
Bild 3. Analys av PVL-mätningar hos C57BL6/N möss. (A) Representativa PVLs under sämre kaval veinocklusion från C57BL6/N kontrollmöss och utsätts för ökande isoproterenolkoncentrationer. (B) Allmän hjärtfunktion under basala förhållanden och under isoproterenol beskrivs genom analys av hjärtfrekvens, hjärtutgång, strokevolym och strokearbete. (C) Ytterligare parametrar analyserades för att bedöma hjärtkontraktilitet och diastolisk funktion som PRSW, konstanten av avslappning Tau (Weiss Equation18) och maximal och minimal dP/dt. Data presenteras som medelvärde ± standardavvikelse. BPM: Beats per minut; PRSW: Förladdat rekryterbart strokearbete; n: antal möss. **p < 0,01: p-värden från den parade Studentens t-test mot basaltillståndet (isoproterenol = 0 ng/min). Klicka här för att se en större version av den här figuren.
| Isoproterenol | Koncentration (pg/μL) | Infusionshastighet (μL/min) | Doser (ng/min) |
| Lager | 1000 | ||
| Utspädning 1 | 550 | 15 | 8.25 |
| Utspädning 2 | 165 | 15 | 2.475 |
| Utspädning 3 | 55 | 15 | 0.825 |
| Utspädning 4 | 16.5 | 15 | 0.2475 |
Tabell 1. Utspädning av isoproterenol för ökad β-adrenerga stimulering. Klicka här för att ladda ner den här tabellen.
| Isoproterenol (ng/min) | |||||
| 0 | 0.2475 | 0.825 | 2.475 | 8.25 | |
| Globala parametrar och volymer | |||||
| Puls (bpm) | 470 ± 19,6 | 490 ± 19,3 | 542 ± 20,6 | 605 ± 20,5 | 638 ± 20,5 |
| Slagvolym (μl) | 16.2 ± 2.6 | 17.6 ± 2.1 | 20.3 ± 2.8 | 22.3 ± 2.2 | 23,9 ± 2,5 |
| Hjärtutgång (μl/min) | 7627 ± 1210 | 8609 ± 1097 | 11000 ± 1616 | 13502 ± 1494 | 15291 ± 1761 |
| End-systolisk volym (μl) | 13 ± 3.1 | 10,5 ± 3,5 | 4.81 ± 2.3 | 1.94 ± 1.9 | 1,5 ± 1,7 |
| End-diastolisk volym (μl) | 27.4 ± 3 | 26.6 ± 3.0 | 24.1 ± 3.1 | 23,8 ± 2,6 | 24,8 ± 2,7 |
| Genomsnittligt tryck (mmHg) | 27.4 ± 2.2 | 28.6 ± 2.2 | 29.2 ± 1.9 | 29.7 ± 1.9 | 30,5 ± 1,9 |
| Arteriell elastans (mmHg/μl) | 4.44 ± 0.6 | 4.18 ± 0,7 | 3.46 ± 0.5 | 2,78 ± 0,9 | 2.91 ± 1 |
| Systoliska parametrar | |||||
| Förinläsa rekryterbart linjearbete | 67,8 ± 7,62 | 76,3 ± 9,85 | 96.1 ± 14.62 | 108 ± 14,56 | 113 ± 13,02 |
| ESPVR | 4.96 ± 1.29 | 5.15 ± 1.16 | 7.2 ± 2.28 | 17.3 ± 42.04 | 40 ± 107,55 |
| Utmatningsfraktion (%) | 52,59 ± 9,57 | 60,9 ± 9,94 | 80.23 ± 8.65 | 92.16 ± 7.2 | 94.18 ± 6.15 |
| Slagarbete (mmHg x μl) | 1007 ± 244,26 | 1153 ± 193 | 1399 ± 261 | 1582 ± 234 | 1720 ± 216 |
| Högsta dP/dt (mmHg/s) | 6128,7 ± 1398,39 | 7087 ± 1401 | 8982.4 ± 1481 | 11422 ± 1477 | 13256 ± 1165 |
| Lägsta dV/dt (μl/s) | - 523 ± 105,58 | - 613 ± 102 | - 835 ± 151 | - 1103 ± 165 | - 1273 ± 177 |
| Ändsystoliskt tryck (mmHg) | 70,8 ± 6,98 | 72,5 ± 7,42 | 69 ± 6,28 | 61.2 ± 17.36 | 68.2 ± 19.72 |
| Maximal effekt (mmHg x μl/s) | 3009 ± 955,31 | 3541 ± 1188 | 4185 ± 1058 | 4272 ± 959 | 4918 ± 1418 |
| Diastoliska parametrar | |||||
| EDPVR | 1 ± 0,93 | 1.23 ± 0,88 | 1,5 ± 0,86 | 1,87 ± 0,92 | 1,96 ± 0,99 |
| Tau (ms, Weiss ekvation) | 6.14 ± 0,64 | 5.67 ± 0.44 | 4.92 ± 0.44 | 4,83 ± 0,55 | 4.96 ± 0.65 |
| Lägsta dP/dt (mmHg/s) | - 7272 ± 1403 | - 8119 ± 1295 | - 8998 ± 1240 | - 8618 ± 1129 | - 8648 ± 1468 |
| End-diastoliskt tryck (mmHg) | 5.29 ± 1.01 | 5.74 ± 1.07 | 5,6 ± 1,51 | 5.37 ± 1.13 | 5.76 ± 1.15 |
| Högsta dV/dt (μl/s) | 765 ± 174 | 817 ± 178 | 972 ± 156 | 1158 ± 163 | 1264 ± 153 |
Tabell 2. Analys av PVL-mätningar hos C57BL6/N möss. PVL parametrar för hjärtfunktion under basala förhållanden och under isoproterenol infusion. Data presenteras som medelvärde ± standardavvikelse från 18 vuxna hanmöss. PV: Tryckvolym; BPM: Beats per minut; ESPVR: Sluttning av end-systolisk PV-relation, otillräcklig beräkning vid låga intra-ventrikulära volymer (2.475 och 8.25 ng/min Isoproterenol); EDPVR: End-diastolic PV-Relation, exponentiell regression (alfakoefficient). Klicka här för att ladda ner den här tabellen.
| Delta (%) | Effektstorlek | Provstorlek per grupp | ||||
| Isoproterenol ng/min | Isoproterenol ng/min | |||||
| 0 | 0.825 | 8.25 | 0 | 0.825 | 8.25 | |
| Puls | ||||||
| 10 | 2.4 | 2.6 | 3.1 | 4 | 4 | 3 |
| 15 | 3.6 | 3.9 | 4.6 | 3 | 3 | 3 |
| 20 | 4.8 | 5.3 | 6.2 | 3 | 3 | 3 |
| 25 | 6.0 | 6.6 | 7.8 | 3 | 3 | 3 |
| 30 | 7.2 | 7.9 | 9.3 | 3 | 3 | 3 |
| Linjevolym | ||||||
| 10 | 0.6 | 0.7 | 1.0 | 42 | 30 | 18 |
| 15 | 0.9 | 1.1 | 1.5 | 20 | 15 | 9 |
| 20 | 1.2 | 1.5 | 2.0 | 12 | 9 | 6 |
| 25 | 1.5 | 1.8 | 2.4 | 8 | 6 | 4 |
| 30 | 1.8 | 2.2 | 2.9 | 6 | 5 | 4 |
| Förinläser rekryterbart slagarbete | ||||||
| 10 | 0.9 | 0.7 | 0.9 | 21 | 38 | 22 |
| 15 | 1.3 | 1.0 | 1.3 | 10 | 18 | 11 |
| 20 | 1.8 | 1.3 | 1.7 | 7 | 11 | 7 |
| 25 | 2.2 | 1.6 | 2.2 | 5 | 7 | 5 |
| 30 | 2.7 | 2.0 | 2.6 | 4 | 6 | 4 |
| max dP/dt | ||||||
| 10 | 0.4 | 0.6 | 1.1 | 83 | 44 | 14 |
| 15 | 0.7 | 0.9 | 1.7 | 38 | 20 | 7 |
| 20 | 0.9 | 1.2 | 2.3 | 22 | 12 | 5 |
| 25 | 1.1 | 1.5 | 2.8 | 15 | 8 | 4 |
| 30 | 1.3 | 1.8 | 3.4 | 11 | 6 | 3 |
| Tau | ||||||
| 10 | 1.0 | 1.1 | 0.8 | 19 | 14 | 28 |
| 15 | 1.4 | 1.7 | 1.2 | 9 | 7 | 13 |
| 20 | 1.9 | 2.2 | 1.5 | 6 | 5 | 8 |
| 25 | 2.4 | 2.8 | 1.9 | 4 | 4 | 6 |
| 30 | 2.9 | 3.4 | 2.3 | 4 | 3 | 5 |
| dP/dtmin | ||||||
| 10 | 0.5 | 0.7 | 0.6 | 60 | 31 | 47 |
| 15 | 0.8 | 1.1 | 0.9 | 27 | 15 | 22 |
| 20 | 1.0 | 1.4 | 1.2 | 16 | 9 | 13 |
| 25 | 1.3 | 1.8 | 1.5 | 11 | 6 | 9 |
| 30 | 1.6 | 2.2 | 1.8 | 8 | 5 | 7 |
| Slutet-systolisk tryckvolym relation | ||||||
| 10 | 0.4 | 0.3 | 0.04 | >100 | >100 | >100 |
| 15 | 0.6 | 0.5 | 0.06 | 48 | 73 | >100 |
| 20 | 0.8 | 0.6 | 0.07 | 28 | 41 | >100 |
| 25 | 1.0 | 0.8 | 0.09 | 19 | 27 | >100 |
| 30 | 1.2 | 1.0 | 0.11 | 13 | 19 | >100 |
| Slutdiastolisk volym | ||||||
| 10 | 0.9 | 0.8 | 0.9 | 20 | 27 | 20 |
| 15 | 1.4 | 1.2 | 1.4 | 10 | 13 | 10 |
| 20 | 1.8 | 1.6 | 1.8 | 6 | 8 | 6 |
| 25 | 2.3 | 2.0 | 2.3 | 5 | 6 | 5 |
| 30 | 2.8 | 2.4 | 2.8 | 4 | 5 | 4 |
Tabell 3. Uppskattad effektstorlek och erforderlig provstorlek för valda parametrar baserat på värden som observerats hos hanmöss C57BL6/N. Delta visar en hypotetisk skillnad i parametern mellan en kontroll (dvs. vild typ) och en behandlingsgrupp. Effektstorlek och önskad provstorlek per grupp beräknas med hjälp av kontrolldata (medelvärde och standardavvikelse), alfafel (0,05) och effekt (0,8) via G*Power 19. Fetstilta värden (gröna bakgrunder i onlineversionen av tabellen) anger en föreslagen tröskeleffektstorlek (1≤) och provstorlek för varje parameter på varje dos isoproterenol. dP/dtmin: Minsta dP/dt; dP/dtmax:Maximal dP/dt. Klicka här för att ladda ner den här tabellen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Här tillhandahåller vi ett protokoll för att analysera in vivo hjärtfunktionen hos möss under ökande β-adrenerga stimulering. Förfarandet kan användas för att ta itu med båda baslinjeparametrarna för hjärtfunktionen och den adrenergiska reserven (t.ex. inotropi och kronotropi) hos genetiskt modifierade möss eller vid interventioner. Den mest framträdande fördelen med mätningar av tryckvolymslinga (PVL) jämfört med andra sätt att bestämma hjärtfunktionen är analysen av inneboende, belastningsoberoende hjärtfunktion. Alla andra metoder (t.ex. MRT och ekokardiografi) kan endast bedöma belastningsberoende parametrar för hjärtfunktion och särskilt hjärtkontraktilitet kan inte bestämmas på ett tillförlitligt sätt. Detta gör PVL-mätningar till guldstandarden för slutpunktsmätningar av djupanalys av hjärtfunktionen5. De metoder som nämnts före möjliggör dock sekventiell analys av hjärtfunktionen, vilket för dem till framkanten för longitudinella observationer (t.ex. under sjukdomsprogression). Vidare kan intraventrikulära volymer, och därefter strokevolym och andra härledda parametrar, underskattas i PVL-mätningar jämfört med MRI hos möss20.
Det finns fyra kritiska steg under protokollet som är avgörande för att erhålla giltiga PVL-data: 1) Intubering, 2) placering av lårbensventern, 3) placering av tryckledningskatetern och 4) periprocedural regim. Icke-invasiv intubation av möss kräver viss erfarenhet och är komplicerad vid användning av isofluran eftersom tidsramen för intubation är smal (20- 40 s). Således, efter intubering bör rätt rörplacering noggrant kontrolleras genom att undersöka murin bröströrelser när de ändrar ventilator andningsfrekvensen. För att bredda fönstret för intubation beskrev vi här den samtidiga användningen av den kortverkande hypnotiska etomidate. Dessutom finns ljusfibrer för att underlätta visualisering av glottis tillgängliga16. Korrekt placering av lårbens venteralkateter är avgörande för applicering av isoproterenol under senare skeden. Under detta steg kan luftemboli allvarligt skada djuren som inducerar lungemboli. Korrekt placering av lårbenskatetern kan inledningsvis kontrolleras genom en noggrann strävan efter venöst blod. När korrekt kateterplacering är osäker under senare skeden kan end-diastolisk volym undersökas, vilket bör öka som svar på minsta bolus vid visualisering av PVL on-line. I motsats till de flesta andra utredare beskriver vi här kanyleringen av lårbensvenen, medan andra oftast använde halsvenen som målkärl för central venös åtkomst12,21. Detta tillvägagångssätt har fördelen att inte manipulera nära vagalnerven, som görs i den nära bröstmetoden när halspulsådern är förberedd, och därför antar vi att potentiell stimulering av det parasympatiska systemet genom att helt enkelt röra / skada nerven undviks. Korrekt placering av solcellskateter i ventrikeln är avgörande för att få meningsfulla data, särskilt när det gäller volymparametrar. När elektroder inte är helt inuti ventrikeln eller katetern inte är korrekt placerad längs ventrikelns längsgående axel, är volymparametrarna mycket underskattade. Dessutom orsakar kontakt mellan endokardiet och tryckgivaren endsystoliska trycktoppar som inte bör tolereras under baslinjemätningarna6. Slutligen har periprocedural regim inklusive anestesi djup och flytande förvaltning en betydande inverkan på tillförlitligheten av PVL data i möss. Bedövningsmedel under- eller överdosering kan båda allvarligt påverka hemodynamiska parametrar, vilket oftast resulterar i minskad hjärtfunktion. Vätskeförlust, som främst beror på blodförlust och avdunstning, måste motverkas med konstant infusion av lämpliga lösningar som 12,5% albumin upplöst i 0,9% NaCl, vilket vi rekommenderar. Att tillvägagångssättet är mycket invasivt, inte mindre viktigt är införandet av ett potent smärtstillande medel som Buprenorfin för att minimera påverkan på kardiovaskulära funktioner som framkallas av otillräcklig smärtundvikande. Vi injicerar det smärtstillande läkemedlet före intubering. Det är viktigt att utföra injektionen ~ 30 minuter innan hela proceduren påbörjas, särskilt om operatören upplevs, och därmed snabbt, för att nå en korrekt smärtstillande effekt för att undvika smärta under undersökningsfasen. Dessutom, när man arbetar med överviktiga modeller förmodligen högre doser bör övervägas på grund av den höga lipofilicitet av detta ämne. Slutligen kan detta protokoll också ändras vid fastställandet av svar på andra katekolminerga stimuli såsom dobutamin eller adrenalin. som till exempel gjordes av Calligaris och kollegor22 som beskrev analysen i intraventricular tryck under dobutamin stimulering.
När det gäller registrering och analys av PVL-mätningar finns det flera steg som måste övervägas. För det första är det av överväldigande betydelse att konsekvent analysera PVL-inspelningar över en experimentell datauppsättning. Andningsartefakter som utvecklas på grund av alternerande lungtryck som resulterar i alternerande hjärtförbelastning under mekanisk ventilation måste undvikas genom att stänga av ventilatorn under inspelningarna. För att ytterligare eliminera andningsartefakter rekommenderar vi att du använder muskelavslappnande pankuronium för att förhindra sammandragningar av membranet som ofta ses under isofluranbedövning. Dessutom gör det möjligt att stoppa ventilationen vid slutet av utgångsdatumet och analysera alla valda slingor, i motsats till andra protokoll som rekommenderar att välja 8-10 slingor och sedan identifiera 5-6 end-expiratory loopar som därefter analyseras23. Viktigt är att perioder av apnea bör hållas korta för att undvika hypoventilation som resulterar i hyperkapni och respiratorisk acidos. För att förbättra syresättningen och förhindra bildandet av atelektas undersökte vi tidigare användningen av PEEP-ventilation under PVL-mätningar hos möss6. När du väljer slingor för analys av oberoende data för förladdning väljer du de första 5-6 slingorna som visar minskande slutdiastolisk volym och undviker att inkludera slingor där endast trycket minskar, men volymen är konstant. Dessutom bör extra slag inte inkluderas i analysen, eftersom de avgörande påverkar PVL-parametrar. Anmärkningsvärt, oftast arytmiska beats uppstår på grund av kontakt mellan ocklusion sutur och murine hjärtat. Kalibrering för parallell konduktivitet via infusion av hyperton koksaltlösning har en enorm inverkan på parametrar för hjärtfunktion och bör, s. till vår uppfattning, utföras i slutet av ett experiment6. På grund av dess inverkan på hjärtfunktionen utförs kalibrering för parallell ledning endast en gång under protokollet. Parallell konduktivitet ändras dock något under protokollet, på grund av förändringar i ventriklarna form vid adrenergisk stimulering. Tillträdessystem för PVL-bedömningar hos möss finns tillgängliga som inte har något behov av saltlösningskalibreringar och kan beräkna parallell ledning dynamiskt genom PVL-inspelningar. Noggrannheten i denna metod är dock fortfarande under debatt5,8,24,25.
Vi bestämde av våra observationer att när vi använder detta protokoll i vuxna friska vilda typ hanmöss (dvs. C57Bl6/N), systoliskt tryck ligger i intervallet 70 mmHg till 90 mmHg vid baslinjen och mellan 80 och 100 mmHg under maximal stimulering med β-adrenoreceptor agonist isoproterenol. På samma sätt observerades strokevolymen ligga i intervallet 13 μL till 20 μL vid baslinjen och mellan 20 μL och 35 μL under maximal stimulering. Hjärtfrekvensen var cirka 450 till 520 slag per minut vid baslinjen och kan mycket väl överstiga 650 slag per minut under maximal stimulering. När det gäller preload-oberoende hjärt kontraktilitet, den mest robusta parametern preload rekryerbara stroke arbete (PRSW) ansågs vara tillräcklig mellan 60 mmHg till 80 mmHg vid baslinjen och mellan 100 mmHg och 140 mmHg under maximal stimulering. Om utgångsparametrarna väsentligt avviker från de som vanligtvis erhålls, eller när hjärtfunktionen reagerar olämpligt på β-adrenerga stimulering, bör komplikationer (t.ex. oobserverad blodförlust, sänkning/ökning av kroppstemperaturen eller anestesi över/under dos) beaktas.
Dessutom kan vissa artefakter uppstå under PVL-mätningar hos möss. Den vanligaste artefakten är den ändsystoliska tryckspiken (ESPS, figur 2C), som är resultatet av kateter entrapment och det är lätt att korrigera genom att placera katetern före basalmätningarna vid 0 ng/min isoproterenol. Mätningar bör inte påbörjas innan ESPSs utrotas vid baslinjeförhållanden för att erhålla meningsfulla data, eftersom ESPS kan påverka flera parametrar för hjärtfunktion6. När en ESPS inträffar under inkrementell stimulering med isoproterenol på grund av förändrad ventrikulär morfologi i mätningar som inte påverkas vid baslinjen, är detta dock inte likriktat, eftersom kateterpositionering skulle förändra parallell konduktivitet under dosresponsprotokollet. Man måste undersöka detta noggrant, eftersom dessa ESPSs, liksom vid baslinjen, har visat sig väsentligt förändra parametrar för hjärtfunktion inte bara genom ett signifikant ökat maximalt tryck13,26, men också genom minskad volymdetektering6.
Representativa värden för hemodynamiska parametrar som erhålls genom PVL-mätningar under utgångsförhållanden och vid inkrementell stimulering med isoproterenol hos möss varierar kraftigt med olika metodologiska metoder och i olika musstammar27,28. Utöver detta bör man vara medveten om att fenotyper av genetiskt modifierade möss också kan begränsas till distinkta genetiska bakgrunder. Metodologiskt finns det två viktiga metoder för att utföra tryckvolymanalys hos möss. Varje metod har sina (dis)fördelar och valmetoden beror ofta på labbets och dess utredares erfarenheter. Vi fokuserar här på det öppna bröstproceduren, där katetern placeras via en punktering på toppen. Detta tillvägagångssätt har utvecklingen av kateter placering under vision som möjliggör exakt kateter positionering, en viktig prediktor för registrering av meningsfulla data om hjärt funktion hos möss. Detta gäller särskilt för registrering av volymparametrar i mikroliterområdet. Däremot är en kritisk aspekt av detta tillvägagångssätt förlusten av fysiologiska intra-brösttryck, vilket resulterar i kollapsande lungor och atelektasbildning och en högre förlust av kroppsvätska. Men genom att använda positiv slututgångstryck (PEEP) ventilation beskriver vi här en strategi som har visat sig motverka lungskador under öppen bröst PVL hos möss6. Det andra experimentella tillvägagångssättet är att föra in katetern via halsartären och sedan bakåt genom aortaventilen. Genom att använda denna teknik kan intra-thoraxtryck hållas ganska normalt, även om mekanisk ventilation fortfarande behövs, vilket försvagar denna fördel. Vidare begränsar den slutna bröstmetoden utredarnas möjligheter till exakt kateterpositionering. Dessutom har solcellskatetrar som används i möss diametrar från 1 till 1,4 franska (0,33 mm till 0,47 mm), vilket innebär en betydande obstruktion av murinutflödeskanalen vid användning av den slutna bröstmetoden, eftersom aortor hos vuxna möss vanligtvis har diametrar mellan 0,8 mm och 1,2 mm29,30. När det gäller användningen av PVL i hjärtsvikt modeller, öppen-bröstet strategi är av särskild betydelse för tvärgående aorta förträngning modeller, där förträngningen ligger mellan den innominate gatan och den vänstra halsartären. Här kan katetern inte placeras via halsartären. Å andra sidan är metoden med sluten bröst av intresse för forskare som undersöker murinmodeller av dilaterade ventriklar, till exempel efter induktion av hjärtinfarkt, där punktering av toppen inte är möjlig.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Ingen intressekonflikt behöver deklareras.
Acknowledgments
Vi är tacksamma mot Manuela Ritzal, Hans-Peter Gensheimer, Christin Richter och teamet från Interfakultäre Biomedizinische Forschungseinrichtung (IBF) från Heidelbergs universitet för teknisk hjälp.
Detta arbete stöddes av DZHK (German Centre for Cardiovascular Research), BMBF (tyska ministeriet för utbildning och forskning), en Baden-Württemberg federal state Innovation fonds och Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG, German Research Foundation) Project-ID 239283807 - TRR 152, FOR 2289 och Collaborative Research Center (SFB) 1118.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1.4F SPR-839 catheter | Millar Instruments, USA | 840-8111 | |
| 1 ml syringes | Beckton Dickinson, USA | REF303172 | |
| Bio Amplifier | ADInstruments, USA | FE231 | |
| Bridge-Amplifier | ADInstruments, USA | FE221 | |
| Bovine Serum Albumin | Roth, Germany | 8076.2 | |
| Buprenorphine hydrochloride | Bayer, Germany | 4007221026402 | |
| Calibration cuvette | Millar, USA | 910-1049 | |
| Differential pressure transducer MPX | Hugo Sachs Elektronik- Harvard Apparatus, Germany | Type 39912 | |
| Dumont Forceps #5/45 | Fine Science tools Inc. | 11251-35 | |
| Dumont Forceps #7B | Fine Science tools Inc. | 11270-20 | |
| Graefe Forceps | Fine Science tools Inc. | 11051-10 | |
| GraphPad Prism | GraphPad Software | Ver. 8.3.0 | |
| EcoLab-PE-Micotube | Smiths, USA | 004/310/168-1 | |
| Etomidate Lipuro | Braun, Germany | 2064006 | |
| Excel | Microsoft | ||
| Heparin | Ratiopharm, Germany | R26881 | |
| Hot plate and control unit | Labotec, Germany | Hot Plate 062 | |
| Isofluran | Baxter, Germany | HDG9623 | |
| Isofluran Vaporizer | Abbot | Vapor 19.3 | |
| Isoprenalinhydrochloride | Sigma-Aldrich, USA | I5627 | |
| Fine Bore Polythene tubing 0.61 mm OD, 0.28 mm ID | Smiths Medical International Ltd, UK | Ref. 800/100/100 | |
| MiniVent ventilator for mice | Hugo Sachs Elektronik- Harvard Apparatus, Germany | Type 845 | |
| MPVS Ultra PVL System | Millar Instruments, USA | ||
| NaCl | AppliChem, Germany | A3597 | |
| NaCl 0.9% isotonic | Braun, Germany | 2350748 | |
| Pancuronium-bromide | Sigma-Aldrich, USA | BCBQ8230V | |
| Perfusor 11 Plus | Harvard Apparatus | Nr. 70-2209 | |
| Powerlab 4/35 control unit | ADInstruments, USA | PL3504 | |
| Rechargeable cautery-Set | Faromed, Germany | 09-605 | |
| Scissors | Fine Science tools Inc. | 140094-11 | |
| Software LabChart 7 Pro | ADInstruments, USA | LabChart 7.3 Pro | |
| Standard mouse food | LASvendi GmbH, Germany | Rod18 | |
| Stereo microscope | Zeiss, Germany | Stemi 508 | |
| Surgical suture 8/0 | Suprama, Germany | Ch.B.03120X | |
| Venipuncture-cannula Venflon Pro Safty 20-gauge | Beckton Dickinson, USA | 393224 | |
| Vessel Cannulation Forceps | Fine Science tools Inc. | 00574-11 | |
| Water bath | Thermo Fisher Scientific, USA | ||
| Syringe filter (Filtropur S 0.45) | Sarstedt, Germany | Ref. 83.1826 |
References
- Bacmeister, L., et al. Inflammation and fibrosis in murine models of heart failure. Basic Research in Cardiology. 114 (3), 19 (2019).
- Hartupee, J., Mann, D. L. Neurohormonal activation in heart failure with reduced ejection fraction. Nature Reviews Cardiology. 14 (1), 30-38 (2017).
- Hasenfuss, G. Animal models of human cardiovascular disease, heart failure and hypertrophy. Cardiovascular Research. 39 (1), 60-76 (1998).
- Lefkowitz, R. J., Rockman, H. A., Koch, W. J. Catecholamines, cardiac beta-adrenergic receptors, and heart failure. Circulation. 101 (14), 1634-1637 (2000).
- Cingolani, O. H. K. Pressure-volume relation analysis of mouse ventricular function. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 301, 2198-2206 (2011).
- Bacmeister, L., et al. Assessment of PEEP-Ventilation and the Time Point of Parallel-Conductance Determination for Pressure-Volume Analysis Under beta-Adrenergic Stimulation in Mice. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 6, 36 (2019).
- Segin, S., et al. Cardiomyocyte-Specific Deletion of Orai1 Reveals Its Protective Role in Angiotensin-II-Induced Pathological Cardiac Remodeling. Cells. 9 (5), (2020).
- Clark, J. E., Marber, M. S. Advancements in pressure-volume catheter technology - stress remodelling after infarction. Experimental Physiology. 98 (3), 614-621 (2013).
- Glower, D. D., et al. Linearity of the Frank-Starling relationship in the intact heart: the concept of preload recruitable stroke work. Circulation. 71 (5), 994-1009 (1985).
- Winter, E. M., et al. Left ventricular function in the post-infarct failing mouse heart by magnetic resonance imaging and conductance catheter: a comparative analysis. Acta Physiologica. 194 (2), 111-122 (2008).
- Krenz, M. Conductance, admittance, and hypertonic saline: should we take ventricular volume measurements with a grain of salt. Journal of Applied Physiology. 107 (6), 1683-1684 (2009).
- Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Batkai, S., Kass, D. A. Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats. Nature Protocols. 3 (9), 1422-1434 (2008).
- Wei, A. E., Maslov, M. Y., Pezone, M. J., Edelman, E. R., Lovich, M. A. Use of pressure-volume conductance catheters in real-time cardiovascular experimentation. Heart, Lung and Circulation. 23 (11), 1059-1069 (2014).
- van Hout, G. P., et al. Admittance-based Pressure-Volume Loops versus gold standard cardiac magnetic resonance imaging in a porcine model of myocardial infarction. Physiological Reports. 2 (4), 00287 (2014).
- Wei, C. L., Shih, M. H. Calibration Capacity of the Conductance-to-Volume Conversion Equations for the Mouse Conductance Catheter Measurement System. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 56 (6), 1627-1634 (2009).
- Das, S., MacDonald, K., Chang, H. Y., Mitzner, W. A simple method of mouse lung intubation. Journal of Visualized Experiments. (73), e50318 (2013).
- Faul, F., Erdfelder, E., Lang, A. G., Buchner, A. G*Power 3: a flexible statistical power analysis program for the social, behavioral, and biomedical sciences. Behavior Research Methods. 39 (2), 175-191 (2007).
- Weiss, J. L., Frederiksen, J. W., Weisfeldt, M. L. Hemodynamic determinants of the time-course of fall in canine left ventricular pressure. Journal of Clinical Investigation. 58 (3), 751-760 (1976).
- Faul, F., Erdfelder, E., Lang, A. G., Buchner, A. G*Power 3: a flexible statistical power analysis program for the social, behavioral, and biomedical sciences. Behavioral Research Methods. 39 (2), 175-191 (2007).
- Jacoby, C., et al. Direct comparison of magnetic resonance imaging and conductance microcatheter in the evaluation of left ventricular function in mice. Basic Research in Cardiology. 101 (1), 87-95 (2006).
- Georgakopoulos, D., Kass, D. A. Estimation of parallel conductance by dual-frequency conductance catheter in mice. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 279 (1), 443-450 (2000).
- Calligaris, S. D., Ricca, M., Conget, P. Cardiac stress test induced by dobutamine and monitored by cardiac catheterization in mice. Journal of Visualized Experiments. (72), e50050 (2013).
- Abraham, D., Mao, L. Cardiac Pressure-Volume Loop Analysis Using Conductance Catheters in Mice. Journal of Visualized Experiments. (103), e52942 (2015).
- Pearce, J. A., Porterfield, J. E., Larson, E. R., Valvano, J. W., Feldman, M. D. Accuracy considerations in catheter based estimation of left ventricular volume. Conference proceedings - IEEE engineering in medicine and biology society. 2010, 3556-3558 (2010).
- Nielsen, J. M., et al. Left ventricular volume measurement in mice by conductance catheter: evaluation and optimization of calibration. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 293 (1), 534-540 (2007).
- Townsend, D. Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse. Journal of Visualized Experiments. (111), e53810 (2016).
- Barnabei, M. S., Palpant, N. J., Metzger, J. M. Influence of genetic background on ex vivo and in vivo cardiac function in several commonly used inbred mouse strains. Physiological Genomics. 42 (2), 103-113 (2010).
- Oosterlinck, W., Vanderper, A., Flameng, W., Herijgers, P. Glucose tolerance and left ventricular pressure-volume relationships in frequently used mouse strains. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 281312 (2011).
- Guo, X., Kono, Y., Mattrey, R., Kassab, G. S. Morphometry and strain distribution of the C57BL/6 mouse aorta. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 283 (5), 1829-1837 (2002).
- Weiss, R. M., Ohashi, M., Miller, J. D., Young, S. G., Heistad, D. D. Calcific aortic valve stenosis in old hypercholesterolemic mice. Circulation. 114 (19), 2065-2069 (2006).
