Summary

Dendritik Dikenlerin Çalışması için Seri Blok-Yüz Tarama Elektron Mikroskopisi (SBEM)

Published: October 02, 2021
doi:

Summary

Murine hipokampustaki dendritik dikenleri görüntülemek ve analiz etmek için Seri Blok-Yüz Tarama Elektron Mikroskopisi (SBEM) uygulanır.

Abstract

Üç boyutlu elektron mikroskopisi (3D EM), dendritik dikenlerin morfolojik parametrelerini nano ölçekli çözünürlükle analiz etme imkanı sunar. Ek olarak, dendritik dikenlerin hacmi ve sinaptik yoğunluk sonrası (PSD) (sinapsın post-sinaptik kısmını temsil eden), presynaptik terminalin varlığı ve PSD’nin pürüzsüz endoplazmik retikülum veya atipik formu (örneğin, çok içli omurgalar) gibi bazı özellikleri sadece 3D EM ile gözlemlenebilir. Seri blok yüz taramalı elektron mikroskopisi (SBEM) kullanarak, 3D EM verilerini geleneksel seri kesitleme yaparken olduğundan daha kolay ve tekrarlanabilir bir şekilde elde etmek mümkündür. Burada fare hipokampal örneklerinin SBEM analizi için nasıl hazırlanacağını ve bu protokolün dendritik dikenlerin immünofluoresans çalışması ile nasıl birleştirilebileceğini gösteriyoruz. Hafif fiksasyon perfüzyonu beynin bir yarısına hafif mikroskopi ile immünofluoresans çalışmaları yapmamızı sağlarken, diğer yarısı SBEM için hazırlanmıştır. Bu yaklaşım, çalışma için kullanılacak hayvan sayısını azaltır.

Introduction

Merkezi sinir sistemindeki uyarıcı sinapsların çoğu dendritik dikenler üzerinde bulunur – bir nöronal zarın küçük çıkıntıları. Bu çıkıntılar hücre içi sinyal transdüksiyonu kontrol eden sınırlı biyokimyasal bölmeler oluşturur. Dendritik dikenlerin ve sinapsların yapısal plastisitesi, öğrenme ve hafıza gibi önemli süreçlerin altında yatan sinaptik etkinlikteki fonksiyonel değişikliklerle yakından ilgilidir1,2. Elektron mikroskopisinin (EM) dendritik bir omurganın presynaptik bir girişi olup olmadığını belirlemeye izin veren tek teknik olduğunu belirtmek önemlidir. EM çözünürlüğü, bir sinapsın postynaptik bir kısmını temsil eden postsinaptik yoğunluğun (PSD) şekli veya dendritik bir omurganın boyutlarının yanı sıra bir aksonal boutonun boyutu ve şekli gibi ultrayapısal ayrıntıları incelemek için de gereklidir. Ek olarak, EM ile sinapsları ve çevrelerini görselleştirmek mümkündür.

Görüntüleme ve bilgi işlem teknolojilerindeki gelişmeler sayesinde tüm sinir devrelerini yeniden oluşturmak mümkündür. Nöronal devre rekonstrüksiyonlarında seri kesit iletim elektron mikroskopisi (ssTEM), seri blok yüz taramalı elektron mikroskopisi (SBEM) ve odaklanmış iyon ışını tarama elektron mikroskopisi (FIB-SEM) gibi hacimli elektron mikroskopi teknikleri yaygın olarak kullanılmaktadır3.

Çalışmalarımızda, fare hipokampus ve organotipik beyin dilimleri örneklerinde dendritik dikenlerin ve PSD’lerin yapısal plastisitesini araştırmak için SBEM yöntemibaşarıyla4 ,5. SBEM, taramalı elektron mikroskop odası 6 ,7,8,9’uniçine minyatür bir ultramikrotomkurulumunadayanmaktadır. Örnek bloğun üst kısmı görüntülenir ve daha sonra numune ultramikrotom tarafından belirtilen derinlikte kesilir, tekrar görüntülenen ve daha sonra işlem tekrarlanan yeni bir blok yüzü ortaya çıkar8. Sonuç olarak, kesilen dilim enkaz olarak kaybolurken yalnızca bir blok yüzünün görüntüsü bırakılır. Bu nedenle SBEM yıkıcı bir teknik olarak adlandırılır, yani aynı yeri tekrar imgelemek mümkün değildir. Bununla birlikte, yıkıcı blok üzerindeki yöntemlerin avantajı, veri kalitesini ve veri analizini önemli ölçüde etkileyebilecek çarpıtma sorunlarından ve kesit kaybından muzdarip olmamasıdır3. Ayrıca, SBEM yüksek çözünürlükte nispeten geniş bir görüş alanı (> 0,5 mm × 0,5 mm) görüntüleme imkanı verir3.

SBEM’i çalıştırmak için, numunelerin görüntü almak için kullanılan arkadan saçılmış elektron dedektörü nedeniyle özel, son derece zıt bir protokole göre hazırlanması gerekir. 1980’lerde geliştirilen azaltılmış osmium-tiyokarbohidrazür-osmiyum (rOTO) lekeleri kullanılarak Deerinck 10 (Ulusal Mikroskopi ve Görüntüleme Araştırmaları Merkezi (NCMIR) yöntemi ile geliştirilen bir prosedüre dayanan protokole göre numune hazırlamanın nasıl gerçekleştirildiğini burada gösteriyoruz. Buna ek olarak, hafif fiksasyon perfüzyonu ile hem hafif mikroskopi hem de SBEM ile immünofluoresans çalışmaları için aynı beyni kullanmaya izin veren iki aşamalı bir fiksasyon yaklaşımı sunuyoruz.

Protokolde bir fare beyni öncelikle hafif bir fiksatif ile sabitlenir ve daha sonra yarıya indirilir ve bir yarımküre, em çalışmaları için iken, bir yarımküre postfixed ve immünofluoresans (IF) için hazırlanır (Şekil 1).

Figure 1
Şekil 1. SBEM ile analiz için dendritik diken hazırlığı için iş akışının şematik gösterimi. Fareler kurban edildi ve hafif bir birincil fiksatif ile perfüzyon yapıldı. Beyin yarıya indirildi ve bir yarımküreye immünofluoresans (IF)- adanmış fiksatif, kriyoproteksk, kriyostat kullanılarak dilimlenmiş ve IF çalışmaları için işlenmiş, diğer yarımküre ise EM fiksatif ile yapıştırılmış, vibratom ile dilimlenmiş ve EM çalışmaları için hazırlanmıştır. SBEM çalışmaları için beyin dilimleri kontrast oluşturmuş, reçineye gömülü düz, daha sonra hipokampüsün bir CA1 bölgesi pime monte edilmiş ve SBEM ile görüntülenmiştir (Şekil 1). Protokolün sarı bir kutuda vurgulanan kısmı videoda yer aldı. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Protocol

Araştırma, Nencki Enstitüsü yönergelerine ve Yerel Etik Komitesi’nin iznine uygun olarak gerçekleştirildi. Çalışmalar, 24 Kasım 1986 (86/609/EEC) avrupa topluluklar konseyi direktifi, Polonya Hayvanları Koruma Yasası uyarınca yürütülmüş ve Varşova’daki ilk Yerel Etik Komitesi tarafından onaylanmıştır. Kullanılan hayvan sayısını ve acılarını en aza indirmek için tüm çabalar sarf edildi. DİkKAT: Aşağıda açıklanan tüm prosedürler laboratuvar dumanı davlu…

Representative Results

Yüksek kontrastın üzerinde açıklanan yöntem kullanılarak fare beyin dokusunun iyi çözünürlüklü görüntüleri elde edilebilir. SBEM tekniği tarafından sağlanan geniş bir görüş alanı, ilgi çekici bölgenin hassas bir şekilde seçilmesini kolaylaştırır. Hipokampüsün CA1 bölgesinin büyük görüntüsü stratum radiatum (SR) uzunluğunu ölçmek (Şekil 2A) ve görüntülemeyi tam olarak merkezde ayarlamak için alınmıştır (Şekil 2…

Discussion

Deerinck tarafından 2010 yılında açıklanan birincil NCMIR yönteminin birçok varyasyonu vardır10. Temel ilkeler aynı kalır, ancak çalışılan malzemenin türüne bağlı olarak hafif değişiklikler uygulanır. Daha önce, SBEM için numuneleri gömmek için farklı reçinelerin kullanılabileceği ve örneğin bitkiler söz konusu olduğunda, Spurr’s hücre duvarlarından daha iyi sızmaya izin veren düşük viskozitesi nedeniyle tercih edilen reçinedir22

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Nencki Deneysel Biyoloji Enstitüsü’nde görüntüleme çekirdeği tesisi olarak hizmet veren Görüntüleme Doku ve fonksiyon laboratuvarının ekipmanlarının kullanımı ile SBEM görüntüleme, ışık mikroskopi görüntüleme ve elektron mikroskopi numunesi hazırlama yapıldı.

Şekil 1’in hazırlanması için bir farenin (Souris_02) görüntüsü ve https://smart.servier.com/ bir şişe kullanılmıştır.

Bu çalışma, KR’ye verilen Ulusal Bilim Merkezi (Polonya) Grant Opus (UMO-2018/31/B/NZ4/01603) tarafından desteklendi.

Materials

Anesthetic:
Ketamine/xylazine mixture (Ketamina/Sedazin) Biowet Pulawy, Pulawy, Poland
Sodium pentobarbital (Morbital) Biowet Pulawy, Pulawy, Poland
Fixatives:
Glutaraldehyde (GA) Sigma-Aldrich,St. Louis, MI, USA G5882 Grade I, 25% in H2O, specially purified for use as an electron microscopy fixative
Hydrochloric acid (HCl) POCH, Gliwice, Poland 575283115 pure p.a.
Paraformaldehyde (PFA) Sigma-Aldrich,St. Louis, MI, USA 441244 prilled, 95%
Phosphate buffered saline (PBS), pH 7.4 Sigma-Aldrich,St. Louis, MI, USA P4417-50TAB tablets
Sodium hydroxide (NaOH) Sigma-Aldrich,St. Louis, MI, USA S5881 reagent grade, Equation98%, pellets (anhydrous)
Sodium phosphate dibasic (Na2HPO4) Sigma-Aldrich,St. Louis, MI, USA S3264
Sodium phosphate monobasic (NaH2PO4) Sigma-Aldrich,St. Louis, MI, USA S3139
Perfusion:
Large blunt/blunt curved scissors (~14.5 cm) Fine Science Tools, Foster City, CA, USA 14519-14
Micro-spatula (double 2" flat ends, one rounded, one tapered to 1/8") Fine Science Tools, Foster City, CA, USA 10091-12
Needle tip, 15 GA, blunt (perfusion needle) KD Medical GmbH Hospital Products, Berlin, Germany KD-FINE 900413 1.80 x 40 mm
Pair of fine (Graefe) tweezers Fine Science Tools, Foster City, CA, USA 11050-10
Perfusion pump Lead Fluid BQ80S
Plastic vials Profilab, Warsaw, Poland 534.02 plastic vials with blue cap for tissue storage, 20 ml, 31 x 48 mm
Straight iris scissors (~9 cm) Fine Science Tools, Foster City, CA, USA 14058-11
Brain slices preparation for EM:
12-well plate NEST, Rahway, NJ, USA 712001
Cyanoacrylic glue Fenedur, Montevideo, Uruguay
Glass vials Electron Microscopy Sciences, Hatfield, PA, USA 72632 20 ml Scintillation Vial, a pack of 100
Pasteur pipette VWR, Radnor, PA, USA 612-4545 LDPE, disposable, 7.5 ml
Razor blade Wilkinson Sword, London, UK Classic double edge safety razor blades
Scalpel blade Swann-Morton, Sheffield, UK No. 20
Vibratome Leica Microsystems, Vienna, Austria Leica VT1000 S
Brain slices preparation for IF:
96-well plate NEST, Rahway, NJ, USA 701101
Criostat Leica Microsystems, Vienna, Austria Leica CM 1950
Ethylene glycol Bioshop, Burlington, Canada ETH001
Low-profile disposable blade 819 Leica Biosystems Inc., USA 14035838925
Scalpel blade Swann-Morton, Sheffield, UK No. 20
Sodium azide (NaN3) POCH, Gliwice, Poland 792770426
Sucrose POCH, Gliwice, Poland 772090110
Tissue freezing medium for cryosectioning, OCT-Compound Leica Biosystems, Switzerland 14020108926
Immunostaining:
24-well plate NEST, Rahway, NJ, USA 702001
Anti-Post Synaptic Density Protein 95 Antibody Merck-Millipore, Burlington, MA, USA MAB1598
Confocal microscope Zeiss, Göttingen, Germany Zeiss Spinning Disc microscope (63 × oil objective, NA 1.4, pixel size 0.13 µm × 0.13 µm)
Cover slide Menzel Glaser, Braunschweig, Germany B-1231 24 x 60 mm
Donkey anti-Mouse IgG (H+L) Highly Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 555 Invitrogen, Carlsbad, CA, USA A31570
Fluoromount-G Mounting Medium, with DAPI Invitrogen, Carlsbad, CA, USA 00-4959-52
Microscope slide Thermo Scientific, Waltham, MA, USA AGAA00008 SuperFrost
Normal donkey serum (NDS) Jackson ImmunoResearch Laboratories, West Grove, PA, USA 017-000-121
Shaker JWElectronic, Warsaw, Poland KL-942
TritonT X-100 Reagent Grade Bioshop, Burlington, Canada TRX506
Electron microsocpy sample preparation
Potassium hexacyanoferrate(II) trihydrate POCH, Gliwice, Poland 746980113
Aclar 33C Film Electron Microscopy Sciences, Hatfield, PA, USA 50425 Fluoropolymer Film embedding sheet
DMP-30, 2,4,6-Tris(dimethylaminomethyl)phenol Sigma-Aldrich,St. Louis, MI, USA T58203 Epoxy embedding medium accelerator
Durcupan ACM single component A, M Sigma-Aldrich,St. Louis, MI, USA 44611 Durcupan ACM single component A, M epoxy resin
Durcupan ACM single component B Sigma-Aldrich,St. Louis, MI, USA 44612 Durcupan ACM single component B, hardener 964
Durcupan ACM single component D Sigma-Aldrich,St. Louis, MI, USA 44614 Durcupan ACM single component D , plasticizer
Ethyl alcohol absolute POCH, Gliwice, Poland 64-17-5 Ethyl alcohol absolute 99.8 % pure P.A.-BASIC
Genlab laboratory oven Wolflabs, York, UK Mino/18/SS Oven Genlab MINO/18/SS 18l volume, no fan circulation, no digital display, standard temperature gradient, standard recovery rate, no timer, 250°C maximum temperature, 240V electrical supply
L-Aspartic acid Sigma-Aldrich,St. Louis, MI, USA A-9256 reagent grade, Equation98% (HPLC)
Lead (II) nitrate Sigma-Aldrich,St. Louis, MI, USA 467790 Equation99.95% trace metals basis
Osmium tetroxide Sigma-Aldrich,St. Louis, MI, USA 75632 for electron microscopy, 4% in H2O
pH meter Elmetron, Zabrze, Poland CP-5-5
Rotator BioSan, Józefów, Poland Multi Bio RS-24 rotator Multi Bio RS-24
Sodium hydroxide (NaOH) Sigma-Aldrich,St. Louis, MI, USA S5881 reagent grade, Equation98%, pellets (anhydrous)
Sunflower mini shaker Grant bio, Shepreth,UK PD-3D
Syringe filter Millipore, Burlington, MA, USA SLGP033NB 0,22 µm pore size
Thiocarbohydrazide Sigma-Aldrich,St. Louis, MI, USA 88535 purum p.a., for electron microscopy, Equation99.0% (N)
Uranyl acetate Serva, Heidelberg, Germany 77870 Uranyl acetate·2H2O, research grade
Water bath WSL, Swietochlowice, Poland LWT
Specimen mounting for SBEM
96-well culture plate VWR, Radnor, PA, USA 734-2782 96-well plates, round bottom, non treated
AM Gatan 3View stub handling tweezers Micro to Nano, Haarlem, Netherlands
Netherlands
50-001521
Binocular OPTA-TECH, Warsaw, Poland X2000
Conductive glue Chemtronics, Georgia, USA CW2400 conductive eopxy
Gatan 3View sample pin stubs Micro to Nano, Haarlem, Netherlands
Netherlands
10-006003
Parafilm Sigma-Aldrich,St. Louis, MI, USA P7793 roll size 20 in. × 50 ft
Pelco conductive silver paint Ted Pella, Redding, CA, USA 16062-15 PELCO® Conductive Silver Paint, 15g
Razor blades double edge Electron Microscopy Sciences, Hatfield, PA, USA 72000 Stainless Steel "PTFE" coated. PERSONNA brand .004" thick, wrapped individually, 250 blades in a box.
Scanning Electron Microscope Zeiss, Oberkochen, Germany Sigma VP with Gatan 3View2 chamber, acceleration voltage 2.5 kV, variable pressure 5 Pa, aperture 20 µm, dwell time 6 µs, slice thickness 60 nm, magnification 15 000 x, image resolution 2048 x 2048 pixels, pixel size 7.3 nm
trim 90° diamond knife Diatome Ltd., Nidau, Switzerland DTB90
Ultramicrotome Leica Microsystems, Vienna, Austria Leica ultracutR
Software webpage tutorials
FijiJ https://fiji.sc/
Microscopy Image Browser http://mib.helsinki.fi/ http://mib.helsinki.fi/tutorials.html
Reconstruct https://synapseweb.clm.utexas.edu/software-0 https://synapseweb.clm.utexas.edu/software-0)
Animals
Mice Adult 3-month old and 20±1 month old female Thy1-GFP(M) mice (Thy1-GFP +/-) (Feng et al.,2000) which express GFP in a sparsely distributed population of glutamatergic neurons. Animals were bred as heterozygotes with the C57BL/6J background in the Animal House of the Nencki Institute of Experimental Biology.

References

  1. Bosch, M., Hayashi, Y. Structural plasticity dendritic spines. Current Opinion in Neurobiology. 22 (3), 383-388 (2012).
  2. Borczyk, M., Radwanska, K., Giese, K. P. The importance of ultrastructural analysis of memory. Brain Research Bulletin. 173, 28-36 (2021).
  3. Wanner, A. A., Kirschmann, M. A., Genoud, C. Challenges of microtome-based serial block-face scanning electron microscopy in neuroscience: challenges of SBEM in neuroscience. Journal of Microscopy. 259 (2), 137-142 (2015).
  4. Śliwińska, M. A., et al. Long-term Memory Upscales Volume of Postsynaptic Densities in the Process that Requires Autophosphorylation of αCaMKII. Cerebral Cortex. 30 (4), 2573-2585 (2020).
  5. Borczyk, M., Śliwińska, M. A., Caly, A., Bernas, T., Radwanska, K. Neuronal plasticity affects correlation between the size of dendritic spine and its postsynaptic density. Scientific Reports. 9 (1), 1693 (2019).
  6. Leighton, S. B. SEM images of block faces, cut by a miniature microtome within the SEM – a technical note. Scanning Electron Microscopy. , 73-76 (1981).
  7. Denk, W., Horstmann, H. Serial Block-Face Scanning Electron Microscopy to Reconstruct Three-Dimensional Tissue Nanostructure. PLoS Biology. 2 (11), 329 (2004).
  8. Smith, D., Starborg, T. Serial block face scanning electron microscopy in cell biology: Applications and technology. Tissue and Cell. 57, 111-122 (2019).
  9. Titze, B., Genoud, C. Volume scanning electron microscopy for imaging biological ultrastructure: Volume scanning electron microscopy. Biology of the Cell. 108 (11), 307-323 (2016).
  10. Deerinck, T. J., Bushong, E. A., Thor, A., Ellisman, M. H. . NCMIR methods for 3D EM: A new protocol for preparation of biological specimens for serial block face scanning electron microscopy. , 6-8 (2010).
  11. Willingham, M. C., Rutherford, A. V. The use of osmium-thiocarbohydrazide-osmium (OTO) and ferrocyanide-reduced osmium methods to enhance membrane contrast and preservation in cultured cells. Journal of Histochemistry & Cytochemistry. 32 (4), 455-460 (1984).
  12. Feng, G., et al. Imaging Neuronal Subsets in Transgenic Mice Expressing Multiple Spectral Variants of GFP. Neuron. 28 (1), 41-51 (2000).
  13. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole Animal Perfusion Fixation for Rodents. Journal of Visualized Experiments. (65), e3564 (2012).
  14. Paxinos, G., Franklin, K. B. J. . The mouse brain in stereotaxic coordinates. , (2004).
  15. Walton, J. Lead aspartate, an en bloc contrast stain particularly useful for ultrastructural enzymology. Journal of Histochemistry & Cytochemistry. 27 (10), 1337-1342 (1979).
  16. Mercer, E. H. a scheme for section staining in electron microscopy. Journal of the Royal Microscopical Society. 81 (3-4), 179-186 (1963).
  17. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  18. Belevich, I., Joensuu, M., Kumar, D., Vihinen, H., Jokitalo, E. Microscopy Image Browser: A Platform for Segmentation and Analysis of Multidimensional Datasets. PLOS Biology. 14 (1), 1002340 (2016).
  19. Fiala, J. C. Reconstruct: a free editor for serial section microscopy. Journal of Microscopy. 218 (1), 52-61 (2005).
  20. Roels, J., et al. An interactive ImageJ plugin for semi-automated image denoising in electron microscopy. Nature Communications. 11 (1), 771 (2020).
  21. Radwanska, K., et al. Mechanism for long-term memory formation when synaptic strengthening is impaired. Proceedings of the National Academy of Sciences. 108 (45), 18471-18475 (2011).
  22. Kittelmann, M., Hawes, C., Hughes, L. Serial block face scanning electron microscopy and the reconstruction of plant cell membrane systems: SBFSEM Methods for Plant Cells. Journal of Microscopy. 263 (2), 200-211 (2016).
  23. Fendrych, M., et al. Programmed Cell Death Controlled by ANAC033/SOMBRERO Determines Root Cap Organ Size in Arabidopsis. Current Biology. 24 (9), 931-940 (2014).
  24. Russell, M. R. G., et al. 3D correlative light and electron microscopy of cultured cells using serial blockface scanning electron microscopy. Journal of Cell Science. 130 (1), 278-291 (2017).
  25. Płachno, B. J., Świątek, P., Jobson, R. W., Małota, K., Brutkowski, W. Serial block face SEM visualization of unusual plant nuclear tubular extensions in a carnivorous plant (Utricularia, Lentibulariaceae). Annals of Botany. 120 (5), 673-680 (2017).
  26. Genoud, C., Titze, B., Graff-Meyer, A., Friedrich, R. W. Fast Homogeneous En Bloc Staining of Large Tissue Samples for Volume Electron Microscopy. Frontiers in Neuroanatomy. 12, (2018).
  27. Puhka, M., Joensuu, M., Vihinen, H., Belevich, I., Jokitalo, E. Progressive sheet-to-tubule transformation is a general mechanism for endoplasmic reticulum partitioning in dividing mammalian cells. Molecular Biology of the Cell. 23 (13), 2424-2432 (2012).
  28. Gluenz, E., Wheeler, R. J., Hughes, L., Vaughan, S. Scanning and three-dimensional electron microscopy methods for the study of Trypanosoma brucei and Leishmania mexicana flagella. Methods in Cell Biology. 127, 509-542 (2015).
  29. Starborg, T., et al. Using transmission electron microscopy and 3View to determine collagen fibril size and three-dimensional organization. Nature Protocols. 8 (7), 1433-1448 (2013).
  30. Hughes, L., Borrett, S., Towers, K., Starborg, T., Vaughan, S. Patterns of organelle ontogeny through a cell cycle revealed by whole-cell reconstructions using 3D electron microscopy. Journal of Cell Science. 130 (3), 637-647 (2017).
  31. Bojko, A., et al. Improved Autophagic Flux in Escapers from Doxorubicin-Induced Senescence/Polyploidy of Breast Cancer Cells. International Journal of Molecular Sciences. 21 (17), 6084 (2020).
  32. Knott, G. W., Holtmaat, A., Trachtenberg, J. T., Svoboda, K., Welker, E. A protocol for preparing GFP-labeled neurons previously imaged in vivo and in slice preparations for light and electron microscopic analysis. Nature Protocols. 4 (8), 1145-1156 (2009).
  33. Glauert, A. M., Lewis, P. R. . Biological specimen preparation for transmission electron microscopy. , (2014).
  34. Genoud, C. Altered Synapse Formation in the Adult Somatosensory Cortex of Brain-Derived Neurotrophic Factor Heterozygote Mice. Journal of Neuroscience. 24 (10), 2394-2400 (2004).

Play Video

Cite This Article
Śliwińska, M. A., Cały, A., Szymański, J., Radwańska, K. Serial Block-Face Scanning Electron Microscopy (SBEM) for the Study of Dendritic Spines. J. Vis. Exp. (176), e62712, doi:10.3791/62712 (2021).

View Video