Summary
تم استخدام ذباب ذبابة الفاكهة الميلانوغاستر البالغة على نطاق واسع ككائنات حية نموذجية للتحقيق في الآليات الجزيئية الكامنة وراء الاستجابات المناعية الفطرية المضادة للميكروبات المضيفة واستراتيجيات العدوى الميكروبية. لتعزيز مرحلة يرقة D. melanogaster كنظام نموذج إضافي أو بديل ، يتم وصف تقنية حقن اليرقات.
Abstract
يوفر استخدام النماذج غير التقليدية لدراسة المناعة الفطرية وضراوة مسببات الأمراض بديلا قيما لنماذج الثدييات ، والتي يمكن أن تكون مكلفة وتثير قضايا أخلاقية. النماذج غير التقليدية رخيصة الثمن ، وسهلة التعامل معها وثقافتها ، ولا تأخذ مساحة كبيرة. فهي قابلة للتعديل وراثيا وتمتلك تسلسلات جينوم كاملة ، ولا يمثل استخدامها أي اعتبارات أخلاقية. على سبيل المثال ، قدمت ذبابة الفاكهة ذبابة الفاكهة الميلانوغاستر رؤى رائعة في مجموعة متنوعة من أبحاث السلوك والتنمية والتمثيل الغذائي والمناعة. وبشكل أكثر تحديدا ، تمتلك الذباب واليرقات البالغة D. melanogaster العديد من ردود الفعل الدفاعية الفطرية التي يتم مشاركتها مع الحيوانات الفقارية. تم الكشف عن الآليات التي تنظم الاستجابات المناعية في الغالب من خلال الدراسات الجينية والجزيئية في نموذج D. melanogaster. هنا يتم توفير تقنية جديدة لحقن اليرقات ، والتي ستعزز التحقيقات في العمليات المناعية الفطرية في يرقات D. melanogaster واستكشاف التسبب في مجموعة واسعة من الالتهابات الميكروبية.
Introduction
تم استخدام ذبابة الفاكهة بشكل كبير في البحوث البيولوجية والطبية الحيوية لعدة عقود ، حيث تطورت المجموعة المتطورة من الأدوات الوراثية والجزيئية بشكل مطرد لتحليل مجموعة واسعة من الدراسات 1،2،3،4. جعلت جوانب التنمية والتوازن والمناعة الفطرية المحفوظة تطوريا في D. melanogaster من كائن حي نموذجي قيم لدراسة مختلف الأمراض البشرية والحشرية5,6. ومن الجدير بالذكر أن الدور الأساسي لنموذج D. melanogaster لدراسة المناعة قد تجسد إلى حد كبير في دراسات الذباب البالغ. ومع ذلك ، ساهمت دراسات يرقات D. melanogaster أيضا في المعرفة الحالية واستكشفت بشكل رئيسي الاستجابات المناعية الخلوية ، وتحديدا لعدوى والديدان الخيطية التي تحدث من خلال بشرة الحشرات7،8،9،10. تمتلك يرقات ذبابة الفاكهة ثلاثة أنواع مختلفة من خلايا الدم ، تسمى مجتمعة خلايا الدم: خلايا البلازما ، والخلايا البلورية ، والخلايا الصفائحية 11،12،13. يمكن لهذه الخلايا تركيب مجموعة من الاستجابات المناعية عندما تصاب يرقات D. melanogaster بمسببات الأمراض مثل البكتيريا والفطريات والفيروسات والطفيليات14،15،16. تشمل الاستجابات المناعية الخلوية الابتلاع المباشر (البلعمة) للجزيئات الصغيرة أو البكتيريا ، والميلانين ، وتغليف مسببات الأمراض الأكبر مثل البيض الطفيلي ، وإنتاج أنواع الأكسجين التفاعلية (ROS) وسينثاز أكسيد النيتريك (NOS) 17،18،19.
في المقابل ، تم نشر عدد أقل من الدراسات حول استخدام نموذج يرقات D. melanogaster لتحليل الاستجابات المناعية الخلطية. ويرجع ذلك أساسا إلى تطبيق مقايسات التغذية للعدوى الفموية ليرقات D. melanogaster والعديد من التحديات المرتبطة باليرقات المجهرية بما في ذلك المعالجة الدقيقة لليرقات والاستخدام السليم للإبرة الدقيقة ، خاصة أثناء الاختراق20,21. وبالتالي، فإن المعرفة المحدودة بعدوى اليرقات والصعوبات التقنية (أي ارتفاع معدل الوفيات) جعلت من الصعب استخدام نموذج يرقات D. melanogaster. سيكون لنموذج اليرقات القدرة على تحديد آليات جزيئية جديدة من شأنها أن توفر المزيد من الأفكار حول التفاعلات بين المضيف والممرض وتحريض استجابات مناعية فطرية محددة للمضيف ضد العدوى المسببة للأمراض.
هنا يتم وصف بروتوكول بسيط وفعال يمكن استخدامه لحقن يرقات D. melanogaster مع مسببات الأمراض المختلفة ، مثل البكتيريا ، بالتفصيل. على وجه الخصوص ، تستخدم يرقات D. melanogaster للحقن مع مسببات الأمراض البشرية Photorhabdus asymbiotica والبكتيريا غير المسببة للأمراض Escherichia coli. يمكن استخدام هذه الطريقة للتلاعب وتحليل الاستجابات المناعية ل D. melanogaster لمختلف الالتهابات الميكروبية.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. تربية الذباب
ملاحظة: تنقسم دورة حياة D. melanogaster إلى أربع مراحل: الجنين واليرقة والخادرة والبالغين. وقت التوليد مع ظروف التربية المثلى في المختبر (~ 25 درجة مئوية ، رطوبة 60٪ ، وطعام كاف) هو حوالي 10 أيام من البويضة المخصبة إلى البالغين المغلقين. تضع الإناث حوالي 100 جنين يوميا ، ويستمر تكوين الأجنة حوالي 24 h22. تخضع اليرقات لثلاث مراحل تنموية (instars; L1-L3) في ~ 4 أيام (L1 و L2: 24 ساعة ، و L3: 48 ساعة). تبدأ يرقات instar الأولى في التغذية على الفور على سطح الوسط. تحفر يرقات instar الثانية في الوسط ، في حين أن يرقات instar الثالثة تترك الوسط وتتجول في جدران القارورة ، وتبحث عن مكان للتكاثر لمدة 24-48 ساعة.
- أضف الطعام الجاف الذي يحتوي على نظام غذائي قائم على دقيق الذرة وفول الصويا إلى قارورة البوليسترين الضيقة (25 مم × 95 مم) إلى حجم aboue 1/5 إلى 2/5. ثم أضف 9 مل من الماء واترك القارورة تجلس لمدة 1 دقيقة حتى يصبح النظام الغذائي رطبا تماما.
- أضف حوالي 10 حبيبات من خميرة الخباز الجاف إلى القارورة وضع خليط من 20 على الأقل من ذباب البالغين الذكور والإناث الذين ظهروا حديثا.
- احتضان القارورة عند 25 درجة مئوية على ضوء 12:12-h: دورة دورية ضوئية مظلمة.
- لضمان تقدم دورة الحياة ، تحقق من قوارير الذبابة يوميا وسجل مراحل التطوير الأولية.
2. اختيار اليرقات للعدوى
- اختر اليرقات باستخدام فرشاة طلاء دقيقة (شعر الجمل هو الأفضل) بمجرد وصولها إلى مرحلة instar الثالثة المتجولة في اليوم الذي سيتم فيه تنفيذ العدوى (الشكل 1).
- اغسل اليرقات المحددة بمحلول رينجر (100 ملليمتر كلوريد الصوديوم، 1.8 ملليمتر KCl، 2 ملليمتر CaCl2، 1 ملم MgCl2، 5 ملليمتر HEPES الرقم الهيدروجيني 6.9) في طبق بتري صغير (60 مم × 15 مم) عند إزالته من قارورته الأصلية23.
- ضع اليرقات على ورق ترشيح (قطره 150 مم) مبلل قليلا بحوالي 5 مل من محلول رينجر في طبق بتري (100 مم × 15 مم) (الشكل 2A).
- أضف ~ 1 مل من محلول رينجر يوميا إلى ورق الترشيح حسب الحاجة لتجنب الجفاف والجفاف اليرقات.
3. التحضير البكتيري
- بكتيريا P. asymbiotica على وسائط أجار لوريا بيرتاني (LB) عند 28 درجة مئوية لمدة 48 ساعة.
- استخدم خزانة من المستوى 2 للسلامة الأحيائية لنقل مستعمرة واحدة من P. asymbiotica لتلقيح ثقافة سائلة في 10 مل من وسائط LB.
- احتضن ثقافة سائل P. asymbiotica بين عشية وضحاها عند 28 درجة مئوية في شاكر دوار مضبوط على 220 دورة في الدقيقة.
- استزراع بكتيريا الإشريكية القولونية بطريقة مماثلة ، ولكن قم بإجراء النمو الأولي على وسائط الأجار وحضانة الثقافة السائلة عند 37 درجة مئوية بين عشية وضحاها.
- جهاز طرد مركزي كل مزرعة بكتيرية بين عشية وضحاها لمدة 3 دقائق عند 13000 × جم و 4 درجات مئوية.
- تخلص من السوبرناتانت واغسل الكريات البكتيرية الناتجة ثلاث مرات ب 10 مل من PBS المعقمة.
- قم بالطرد المركزي للكريات مرة أخرى لمدة 3 دقائق عند 13000 × جم و 4 درجات مئوية.
- قم بتخفيف كل حبيبة باستخدام PBS معقمة لضبط تركيزات البكتيريا على الكثافة البصرية (600 نانومتر) من 0.25 ل P. asymbiotica و 0.015 ل E. coli ، والتي تتوافق مع 100-300 وحدة تشكيل مستعمرة لكل يرقة من كل مستحضر بكتيري ، باستخدام مقياس الطيف الضوئي.
4. إعداد حاقن
- قم بإعداد الشعيرات الدموية باستخدام أنابيب شعرية زجاجية مقاس 3.5 بوصة ومجتذب ماصة دقيقة. اضبط الأداة على النحو التالي: الحرارة: 580 ؛ سحب: 143 ؛ السرعة: 25 ؛ التأخير: 1 ؛ الضغط: 500.
- استخدم ملقط مستقيم متوسط النقطة لفتح الشعيرات الدموية الزجاجية إلى الدرجة التي تسمح بتوصيل العلاجات التجريبية مع التسبب في الحد الأدنى من الضرر لليرقات (الشكل 2B). لتحسين هذا الإجراء أثناء ممارسة الحقن ، استخدم محلول Trypan Blue (قم بتخفيف المخزون بنسبة 0.4٪ باستخدام PBS إلى 0.2٪) لتتبع التسرب بسهولة أثناء الحقن وبقاء اليرقات الزرقاء.
- املأ الشعيرات الدموية بالزيوت المعدنية باستخدام حقنة بلاستيكية سعة 20 مل يمكن التخلص منها بإبرة تحت الجلد (22 جم ، طول 25 مم).
- قم بإعداد حاقن النانولتر وإخراج الزيت من الشعيرات الدموية (الشكل 2C).
- املأ الشعيرات الدموية بالتحضير البكتيري المطلوب للحقن. خذ الحل من قطرة (~ 20 ميكرولتر) يتم وضعها على parafilm. في هذا البروتوكول ، تم حقن 50.2 نانولتر من اثنين من الأسهم البكتيرية.
5. حقن اليرقات
- تخدير يرقات D. melanogaster باستخدام ثاني أكسيد الكربون لمدة 2 دقيقة تقريبا قبل الإجراء.
- انقل اليرقات المخدرة بلطف إلى ورقة ترشيح مبللة في محلول رينجر استعدادا للحقن تحت المجهر المجسم. ستكون اليرقات خاملة أو سلبية في هذه المرحلة.
- لحقن اليرقات ، قم بتطبيق ضغط قوي على الجانب الظهري من النهاية الخلفية (تظهر اللولبيات القصبية في الطرف الخلفي مقابل أجزاء الفم السوداء في الطرف الأمامي) باستخدام ملقط (الشكل 2D).
- أدخل الإبرة أفقيا نحو الطرف الخلفي من اليرقات ، بالقرب من البشرة. لن يؤدي الحقن الناجح إلى تسرب المحلول المحقون من اليرقات (الشكل 3).
- قم بإزالة الملقط الذي تم استخدامه للضغط على ذيل اليرقات قبل سحب الإبرة. إذا لم تتم إزالتها أولا ، يمكن أن يجبر الملقط الهيموليمفاوي و / أو الأمعاء على الخروج من اليرقات من موقع الجرح.
- إصابة العدد المناسب من اليرقات للدراسة التي يتم إجراؤها. في هذا البروتوكول بالذات ، تم حقن 20 يرقات لكل حالة تجريبية.
- باستخدام الملقط ، انقل اليرقات المحقونة برفق إلى ورقة ترشيح رطبة منفصلة في طبق بتري (10 يرقات لكل طبق) أو قارورة طعام (حسب الغرض من التجربة) للسماح بالتعافي.
- ضع أطباق بتري أو قوارير الطعام في حاضنة على درجة حرارة 25 درجة مئوية. إذا تم الاحتفاظ باليرقات في طبق بتري ، أضف محلول رينجر حسب الضرورة لمنع الجفاف.
6. تسجيل البقاء على قيد الحياة / الوفيات
- سجل عدد يرقات D. melanogaster الميتة والحية وفقا للنقاط الزمنية التجريبية المحددة. ستستمر اليرقات الحية في التطور إلى شرانق وبالغين.
- استخدم البرامج الإحصائية ، مثل Prism ، لإدخال بيانات البقاء على قيد الحياة / الوفيات الخام ، وتحليلها باستخدام اختبار السجل (Mantel-Cox) ، وتمثيل النتائج بالأرقام.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
عندما يتم تنفيذها بشكل صحيح ، تظهر حقن يرقات D. melanogaster تأثيرا خاصا بالبكتيريا. تم جمع بيانات البقاء على قيد الحياة في عدة نقاط زمنية بعد الإصابة ب P. asymbiotica (سلالة ATCC43943) ، E. coli (سلالة K12) ، و PBS (الشكل 4). في حين أن يرقات D. melanogaster عرضة ل P. asymbiotica ، مما يعرض البقاء على قيد الحياة للخطر بسرعة ، فإن اليرقات المحقونة بعناصر تحكم E. coli أو PBS تظهر بقاء طويل الأمد24،25،26. على وجه الخصوص ، بالمقارنة مع اليرقات المصابة ب P. asymbiotica ، والتي تظهر معدل بقاء 57 ٪ 24 ساعة بعد الحقن ، تظهر اليرقات المحقونة بالإشريكية القولونية معدل بقاء 85 ٪ في نفس النقطة الزمنية.
الشكل 1: اختيار يرقات ذبابة الفاكهة الميلانوغاستر للحقن. تستغرق دورة حياة ذبابة الفاكهة الميلانوغاستر ، من إخصاب البيض إلى حياة البالغين ، حوالي 10 أيام. أثناء نمو اليرقات ، تتغذى اليرقات حتى تصبح جاهزة للجرو وتتغير إلى البالغين. لغرض تجارب الحقن ، يتم اختيار يرقات instar الثالثة ، التي تترك وسط الثقافة وتتجول على جدران القارورة. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 2: تصوير عملية حقن يرقات ذبابة الفاكهة الميلانوغاسترية . (أ) يتم اختيار يرقات النجم الثالث المتجولة ، وغسلها بمحلول رينجر ، ووضعها على ورق ترشيح في طبق بتري استعدادا للحقن. (ب) باستخدام الملقط ، يتم كسر الشعيرات الدموية الزجاجية للسماح بتوصيل العلاجات التجريبية. (ج) يتم إعداد حاقن نانولتر قابل للبرمجة استعدادا للحقن تحت المجهر المجسم. (د) لحقن اليرقات ، يتم تطبيق الضغط على الجانب الظهري من ذيل اليرقات باستخدام الملقط. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 3: رسم توضيحي لتوصيل الخلايا البكتيرية إلى يرقات ذبابة الفاكهة الميلانوغاستر عن طريق الحقن المجهري. يتم تثبيت الجانب الظهري من النهاية الخلفية باستخدام الملقط. ثم ، يتم إدخال الشعيرات الدموية أفقيا نحو الطرف الخلفي من اليرقات ، بالقرب من البشرة. بعد الحقن ، تتم إزالة الملقط قبل سحب الشعيرات الدموية بعناية لمنع تسرب الهيموليمف من موقع الجرح. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 4: بقاء يرقات ذبابة الفاكهة الميلانوغاستر بعد حقن البكتيريا المسببة للأمراض وغير المسببة للأمراض. تم حقن يرقات أوريغون R من D. melanogaster مع 50.2 nL من Photorhabdus asymbiotica (ATCC43943) ، الإشريكية القولونية (K12) ، أو PBS. في حين أن ضوابط PBS و E. coli لم تظهر أي أهمية في نسب البقاء على قيد الحياة ، فإن حقن P. asymbiotica عرضت للخطر بقاء الذبابة بسرعة. يتكون كل منحنى للبقاء على قيد الحياة من قياسات من ثلاث تجارب مستقلة ، كل منها يتضمن 20 يرقات (*** p < 0.001). يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
تعد ذبابة الفاكهة الميلانوغاستر من بين النماذج الأكثر قيمة والتي تم التلاعب بها تجريبيا والمستخدمة في التحقيقات في المناعة الفطرية والتسبب في العدوى الميكروبية المختلفة. ويرجع ذلك إلى دورة حياتها البسيطة والسريعة ، والصيانة البسيطة في المختبر ، وعلم الوراثة التطوري الراسخ ، وصندوق الأدوات الوراثية المتنوعة. تتطلب الطرق السابقة لحقن يرقات D. melanogaster ، مثل استخدام جهاز microfluidic هجين أو Narishige micromanipulator ، معدات عالية التخصص ويمكن أن تكون مكلفة21,27. في البروتوكول الحالي ، لتوسيع استخدام D. melanogaster ، يتم تحديد تقنية حقن بسيطة تمثل طريقة فعالة وسريعة لتوصيل البكتيريا إلى الهيموكول من يرقات D. melanogaster. الجزء الأساسي من التقنية الموصوفة هنا هو الحقن الفعلي للممرض المطلوب أو المواد السائلة الأخرى باستخدام حاقن دقيق. بالإضافة إلى وصف هذه العملية الأساسية ، نصف أيضا طرق الملحقات مثل زراعة البكتيريا وزراعتها ومناولة المواد.
الميزة الرئيسية لهذه الطريقة هي أن الإبرة يتم الاحتفاظ بها بالتوازي تقريبا مع اليرقة ، ويتم الإمساك بها بضغط قليل جدا على اليرقة ، مما يقلل من إمكانية تسرب الهيموليمف أو الإصابة المميتة أو عدم كفاية توصيل المادة المطلوبة. ثم يتم إدخال الإبرة نحو الطرف الخلفي من اليرقة لإكمال الحقن. الطريقة الدقيقة لحمل اليرقة ، وطريقة إدخال الإبرة ، والسرعة التي يتم بها حقن المادة المطلوبة ، واتجاه سحب الإبرة كلها أمور يمكن تحسينها بشكل أفضل من خلال الممارسة. الخطوة الأكثر تحديا للتغلب عليها هي سحب الإبرة من اليرقة دون أي تسرب ناتج عن الأعضاء الأساسية. ومع ذلك ، مع الدقة والخبرة ، تصبح الصعوبة التي تواجهها خلال هذه الخطوة أقل.
هذه التقنية هي أيضا أداة ممتازة في تطبيقات متعددة لإدخال مجموعة متنوعة من المواد بطريقة موحدة يمكن تكرارها عدة مرات ، مما يسمح بنتائج متسقة. ويعكس معدل الوفيات السريع الذي لوحظ في اليرقات المصابة بالفيروس التكافلي ارتفاع ضراوة هذه السلالة البكتيرية للحشرات24،25،26. P. asymbiotica موثق جيدا للتعبير عن جينات الضراوة أثناء العدوى التي تزيد من بقاء البكتيريا والإمراض ضد مضيفات الحشرات عن طريق تثبيط هجرة خلايا الدم والبلعمة24,25. ومن المتوقع أيضا أن تكون اليرقات مقاومة للحقن بالسلالات البكتيرية غير المسببة للأمراض من الإشريكية القولونية وكذلك الحقن باستخدام PBS ، مما يؤكد النتائج السابقة في هذا المجال البحثي26. وبالتالي ، يتم تحقيق الحقن المجهري دون أي تأثير ضار على صلاحية الحيوان ، مما يسمح باستخدامه في الدراسات الجزيئية والمناعية لاستكشاف التسبب في مجموعة واسعة من الالتهابات الميكروبية.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
ويعلن صاحبا البلاغ عدم وجود مصالح متنافسة.
Acknowledgments
نشكر أعضاء قسم العلوم البيولوجية في جامعة جورج واشنطن (GWU) على القراءة النقدية للمخطوطة. تم دعم GT من خلال زمالة Harlan الصيفية من GWU. تم إجراء جميع الأشكال الرسومية باستخدام BioRender.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Fly Food B (Bloomington Recipe) | LabExpress | 7001-NV | Food B, in narrow vials, 100 vials/tray |
| 100 x 15, Mono Petri Dishes Fully Stackable | VWR | 25384-342 | Diameter 100 x 15 mm |
| 60 x 15, Mono Petri dishes Fully Stackable | VWR | 25384-092 | Diameter 60 x 15 mm |
| Glass capillaries | VWR | 53440-186 | |
| Grade 1 qualitative filter paper standard grade, circle | VWR | 28450-150 | Diameter 150 mm |
| Lab culture Class II Type A2 Biosafety Safety Cabinet | ESCO | LA2-4A2-E | |
| LB Agar | Fisher Scientific | BP1425-500 | LB agar miller powder 500 g |
| LB Broth | Fisher Scientific | BP1426-500 | LB broth miller powder 500 g |
| Mineral oil | Alfa Aesar, Thermo Fisher Scientific | 31911-A1 | |
| NanoDrop 2000/2000c Spectrophotometer | Thermo Fisher Scientific | ND-2000C | |
| Nanoject III Programmable Nanoliter Injector | Drummond | 3-000-207 | |
| Narrow Drosophila Vials, Polystyrene | Genesee Scientific | 32-109 | |
| Needles, hypodermic | VWR | 89219-316 | 22 G, 25 mm |
| Next Generation Micropipette Puller | World Precision Instruments | SU-P1000 | |
| PBS | VWR | 97062-732 | Buffer PBS tablets biotech grade 200tab |
| Prism | GraphPad | Version 8 | |
| Syringes - plastic, disposable | VWR | 76124-652 | 20 mL |
| Trypan Blue | Sigma-Aldrich | T8154 |
References
- Takehana, A., et al. Overexpression of a pattern-recognition receptor, peptidoglycan-recognition protein-LE, activates imd/relish-mediated antibacterial defense and the prophenoloxidase cascade in Drosophila larvae. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 99 (21), 13705-13710 (2002).
- Senger, K., Harris, K., Levine, M. GATA factors participate in tissue-specific immune responses in Drosophila larvae. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 103 (43), 15957-15962 (2006).
- Kenmoku, H., Hori, A., Kuraishi, T., Kurata, S. A novel mode of induction of the humoral innate immune response in Drosophila larvae. Disease Models & Mech.anisms. 10, 271-281 (2017).
- Kenney, E., Hawdon, J. M., O'Halloran, D., Eleftherianos, I. Heterorhabditis bacteriophora excreted-secreted products enable infection by Photorhabdus luminescens through suppression of the Imd pathway. Frontiers in Immunology. 10, 2372 (2019).
- Cherry, S., Silverman, N. Host-pathogen interactions in Drosophila: New tricks from an old friend. Nature Immunology. 7 (9), 911-917 (2006).
- Younes, S., Al-Sulaiti, A., Nasser, E., Najjar, H., Kamareddine, L. Drosophila as a model organism in host-pathogen interaction studies. Frontiers in Cellular and Infection Microbiology. 10, 214 (2020).
- Kenney, E., Hawdon, J. M., O'Halloran, D. M., Eleftherianos, I. Secreted virulence factors from Heterorhabditis bacteriophora highlight its utility as a model parasite among Clade V nematodes. International Journal for Parasitology. 51 (5), 321-325 (2021).
- Castillo, J. C., Reynolds, S. E., Eleftherianos, I. Insect immune responses to nematode parasites. Trends in Parasitology. 27 (12), 537-547 (2011).
- Leitão, A. B., Bian, X., Day, J. P., Pitton, S., Demir, E., Jiggins, F. M. Independent effects on cellular and humoral immune responses underlie genotype-by-genotype interactions between Drosophila and parasitoids. PLoS Pathogens. 15 (10), 1008084 (2019).
- Ramroop, J. R., Heavner, M. E., Razzak, Z. H., Govind, S. A. Parasitoid wasp of Drosophila employs preemptive and reactive strategies to deplete its host's blood cells. PLoS Pathogens. 17 (5), 1009615 (2021).
- Vlisidou, I., Wood, W. Drosophila blood cells and their role in immune responses. The FEBS Journal. 282 (8), 1368-1382 (2015).
- Harnish, J. M., Link, N., Yamamoto, S. Drosophila as a model for infectious diseases. International Journal of Molecular Sciences. 22 (5), 2724 (2017).
- Lemaitre, B., Hoffmann, J. The host defense of Drosophila melanogaster. Annual Reviews of Immunology. 25, 697-743 (2007).
- Garriga, A., Mastore, M., Morton, A., Pino, F. G., Brivio, M. F. Immune response of Drosophila suzukii larvae to infection with the nematobacterial complex Steinernema carpocapsae-Xenorhabdus nematophila. Insects. 11 (4), 210 (2020).
- Trienens, M., Kraaijeveld, K., Wertheim, B. Defensive repertoire of Drosophila larvae in response to toxic fungi. Molecular Ecology. 26 (19), 5043-5057 (2017).
- Tafesh-Edwards, G., Eleftherianos, I. Drosophila immunity against natural and nonnatural viral pathogens. Virology. 540, 165-171 (2020).
- Gold, K. S., Brückner, K. Macrophages and cellular immunity in Drosophila melanogaster. Seminars in Immunology. 27 (6), 357-368 (2015).
- Dudzic, J. P., Kondo, S., Ueda, R., Bergman, C. M., Lemaitre, B. Drosophila innate immunity: regional and functional specialization of prophenoloxidases. BMC Biology. 13, 81 (2015).
- Honti, V., Csordás, G., Kurucz, É, Márkus, R., Andó, I. The cell-mediated immunity of Drosophilamelanogaster: hemocyte lineages, immune compartments, microanatomy and regulation. Developmental and Comparative Immunology. 42 (1), 47-56 (2014).
- Siva-Jothy, J. A., Prakash, A., Vasanthakrishnan, R. B., Monteith, K. M., Vale, P. F. Oral bacterial infection and shedding in Drosophila melanogaster. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (135), e57676 (2021).
- Zabihihesari, A., Hilliker, A. J., Rezai, P. Localized microinjection of intact Drosophila melanogaster larva to investigate the effect of serotonin on heart rate. Lab on a Chip. 20 (2), 343-355 (2020).
- Flatt, T. Life-history evolution and the genetics of fitness components in Drosophila melanogaster. Genetics. 214 (1), 3-48 (2020).
- Ciche, T. A., Sternberg, P. W. Postembryonic RNAi in Heterorhabditis bacteriophora: a nematode insect parasite and host for insect pathogenic symbionts. BMC Developmental Biology. 7, 101 (2007).
- Joyce, S. A., Watson, R. J., Clarke, D. J. The regulation of pathogenicity and mutualism in Photorhabdus. Current Opinion in Microbiology. 9 (2), 127-132 (2006).
- Yang, G., Waterfield, N. R. The role of TcdB and TccC subunits in secretion of the Photorhabdus Tcd toxin complex. PLoS Pathogens. 9 (10), 1003644 (2013).
- Shokal, U., et al. Effects of co-occurring Wolbachia and Spiroplasma endosymbionts on the Drosophila immune response against insect pathogenic and non-pathogenic bacteria. BMC Microbiology. 16, 16 (2016).
- Tomoyasu, Y., Denell, R. E. Larval RNAi in Tribolium (Coleoptera) for analyzing adult development. Development Genes and Evolution. 214 (11), 575-578 (2004).
