Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Bioengineering
Click here for the English version

Bioengineering

مراقبة نقص الأكسجة الكلوي غير الغازية والغازية في نموذج الخنازير للصدمة النزفية

Published: October 28, 2022 doi: 10.3791/64461
Automatic Translation
1, 2,3, 1,4, 4,5
1Department of Biomedical Engineering, University of Utah, 2Department of Emergency Medicine, University of Utah, 3Nora Eccles Harrison Cardiovascular Research and Training Institute, University of Utah, 4Department of Anesthesiology, University of Utah, 5Geriatric Research, Education, and Clinical Centre, VAMC

ERRATUM NOTICE

Summary

يظهر هنا بروتوكول لقياس الأوكسجين الكلوي في النخاع والضغط الجزئي لأكسجين البول غير الباضع في نموذج خنزير صدمة نزفية لتحديد الضغط الجزئي لأكسجين البول كمؤشر مبكر لإصابة الكلى الحادة (AKI) ونقطة نهاية إنعاش جديدة.

Abstract

ما يصل إلى 50 ٪ من المرضى الذين يعانون من صدمة يصابون بإصابة الكلى الحادة (AKI) ، ويرجع ذلك جزئيا إلى ضعف التروية الكلوية بعد فقدان الدم الشديد. يتم تشخيص AKI حاليا بناء على تغير في تركيز الكرياتينين في الدم من خط الأساس أو فترات طويلة من انخفاض إنتاج البول. لسوء الحظ ، فإن بيانات تركيز الكرياتينين في مصل الدم الأساسية غير متوفرة في معظم المرضى الذين يعانون من الصدمات ، وطرق التقدير الحالية غير دقيقة. بالإضافة إلى ذلك ، قد لا يتغير تركيز الكرياتينين في الدم حتى 24-48 ساعة بعد الإصابة. أخيرا ، يجب أن يستمر قلة البول لمدة لا تقل عن 6 ساعات لتشخيص AKI ، مما يجعله غير عملي للتشخيص المبكر. مناهج تشخيص AKI المتاحة اليوم ليست مفيدة للتنبؤ بالمخاطر أثناء إنعاش المرضى الذين يعانون من الصدمة. تشير الدراسات إلى أن الضغط الجزئي البولي للأكسجين (PuO2) قد يكون مفيدا لتقييم نقص الأكسجة الكلوي. تم تطوير جهاز مراقبة يربط بين القسطرة البولية وكيس جمع البول لقياس PuO2 بشكل غير جراحي. يشتمل الجهاز على مستشعر أكسجين بصري يقدر PuO2 بناء على مبادئ تبريد التلألؤ. بالإضافة إلى ذلك ، يقيس الجهاز تدفق البول ودرجة الحرارة ، وهذا الأخير لضبط الآثار المربكة للتغيرات في درجات الحرارة. يتم قياس تدفق البول للتعويض عن آثار دخول الأكسجين خلال فترات انخفاض تدفق البول. توضح هذه المقالة نموذجا خنزيريا للصدمة النزفية لدراسة العلاقة بين PuO2 غير الباضع ونقص الأكسجة الكلوي وتطور AKI. أحد العناصر الرئيسية للنموذج هو الوضع الجراحي الموجه بالموجات فوق الصوتية في النخاع الكلوي لمسبار الأكسجين ، والذي يعتمد على ستوكات بصرية غير مغلفة. سيتم أيضا قياس PuO2 في المثانة ومقارنتها بقياسات الكلى وقياسات PuO2 غير الباضعة. يمكن استخدام هذا النموذج لاختبار PuO 2 كعلامة مبكرة ل AKI وتقييم PuO2 كنقطة نهاية إنعاش بعد النزف الذي يدل على العضو النهائي بدلا من الأوكسجين الجهازي.

Introduction

تؤثر إصابة الكلى الحادة (AKI) على ما يصل إلى 50٪ من المرضى الذين يعانون من الصدمات الذين يتم إدخالهم إلى وحدة العناية المركزة1. يميل المرضى الذين يصابون ب AKI إلى الحصول على فترات إقامة أطول في المستشفى ووحدة العناية المركزة وخطر أكبر بثلاثة أضعاف للوفاة2،3،4. حاليا ، يتم تعريف AKI بشكل شائع من خلال إرشادات تحسين النتائج العالمية لأمراض الكلى (KDIGO) ، والتي تستند إلى التغيرات في تركيز الكرياتينين في الدم من خط الأساس أو فترات قلة البول المطولة5. بيانات تركيز الكرياتينين الأساسية غير متوفرة في معظم المرضى الذين يعانون من الصدمات ، ومعادلات التقدير غير موثوقة ولم يتم التحقق من صحتها في المرضى الذين يعانون من الصدمة6. بالإضافة إلى ذلك ، قد لا يتغير تركيز الكرياتينين في الدم حتى 24 ساعة على الأقل بعد الإصابة ، مما يحول دون التحديد المبكر والتدخل7. بينما تشير الأبحاث إلى أن إخراج البول هو مؤشر مبكر ل AKI من تركيز الكرياتينين في الدم ، تتطلب معايير KDIGO ما لا يقل عن 6 ساعات من قلة البول ، مما يحول دون التدخلات التي تستهدف الوقاية من الإصابة8. كما تتم مناقشة عتبة إخراج البول بالساعة المثلى والمدة المناسبة لقلة البول لتحديد AKI ، مما يحد من فعاليتها كعلامة مبكرة للمرض 9,10. وبالتالي ، فإن التدابير التشخيصية الحالية ل AKI ليست مفيدة في إعدادات الصدمات ، وتؤدي إلى تأخر تشخيص AKI ، ولا توفر معلومات في الوقت الفعلي فيما يتعلق بحالة خطر المريض لتطوير AKI.

في حين أن تطور AKI في بيئة الصدمة معقد ومن المحتمل أن يرتبط بعدة أسباب مثل ضعف التروية الكلوية بسبب نقص حجم الدم ، أو انخفاض تدفق الدم الكلوي بسبب تضيق الأوعية ، أو الالتهاب المرتبط بالصدمة ، أو إصابة نقص التروية ، فإن نقص الأكسجة الكلوي هو عامل مشترك بين معظم أشكال AKI11،12. على وجه الخصوص ، تكون منطقة النخاع في الكلى شديدة التأثر بعدم التوازن بين الطلب على الأكسجين والعرض في حالة الصدمة بسبب انخفاض توصيل الأكسجين والنشاط الأيضي العالي المرتبط بإعادة امتصاص الصوديوم. وبالتالي ، إذا كان من الممكن قياس أكسجة النخاع الكلوي ، فقد يكون من الممكن مراقبة حالة خطر المريض لتطوير AKI. في حين أن هذا ليس ممكنا سريريا ، فإن الضغط الجزئي البولي للأكسجين (PuO2) عند مخرج الكلى يرتبط ارتباطا وثيقا بأكسجة الأنسجة النخاعية13,14. وقد أظهرت دراسات أخرى أنه من الممكن قياس المثانة PuO 2 وأنه يتغير استجابة للمنبهات التي تغير الأكسجين النخاعي ومستويات الحوض الكلوي PuO2 ، مثل انخفاض في تدفق الدم الكلوي 15،16،17. تشير هذه الدراسات إلى أن PuO2 قد يشير إلى تروية العضو النهائي ويمكن أن يكون مفيدا لرصد تأثير التدخلات في إعدادات الصدمات على وظائف الكلى.

لمراقبة PuO 2 بشكل غير جراحي ، تم تطوير جهاز PuO2 غير جراحي يمكنه الاتصال بسهولة بنهاية القسطرة البولية خارج الجسم. تتكون شاشة PuO2 غير الباضعة من ثلاثة مكونات رئيسية: مستشعر درجة الحرارة ، ومستشعر الأكسجين لتبريد التلألؤ ، ومستشعر التدفق الحراري. نظرا لأن كل مستشعر أكسجين يعتمد بصريا ويعتمد على علاقة ستيرن-فولمر لتحديد العلاقة بين التلألؤ وتركيز الأكسجين ، فإن مستشعر درجة الحرارة ضروري لتعويض أي آثار مربكة محتملة للتغيرات في درجة الحرارة. يعد مستشعر التدفق مهما لتحديد كمية إخراج البول وتحديد اتجاه وحجم تدفق البول. يتم توصيل جميع المكونات الثلاثة بواسطة مجموعة من موصلات قفل luer للذكور والإناث وعلى شكل حرف T وأنابيب مرنة من البولي فينيل كلوريد (PVC). تتصل النهاية مع الموصل المخروطي بمخرج القسطرة البولية ، وتربط النهاية بأنبوب فوق الموصل المخروطي الشرائح فوق الموصل الموجود على كيس جمع البول.

على الرغم من القياس البعيد إلى المثانة ، أظهرت دراسة حديثة أن انخفاض PuO2 البولي أثناء جراحة القلب يرتبط بزيادة خطر الإصابة ب AKI18,19. وبالمثل ، ركزت النماذج الحيوانية الحالية بشكل أساسي على الكشف المبكر عن AKI أثناء جراحة القلب والإنتان14،20،21،22. وبالتالي ، لا تزال هناك أسئلة حول استخدام هذا الجهاز الجديد في إعدادات الصدمة. الهدف من هذا البحث هو إنشاء PuO2 كعلامة مبكرة ل AKI والتحقيق في استخدامه كنقطة نهاية إنعاش في المرضى الذين يعانون من الصدمة. تصف هذه المخطوطة نموذجا خنزيريا للصدمة النزفية يتضمن وضع جهاز مراقبة PuO 2 غير الباضع، ومستشعر PuO2 للمثانة، ومستشعر أكسجين الأنسجة في النخاع الكلوي. ستتم مقارنة البيانات من جهاز المراقبة غير الباضع ب PuO2 في المثانة وقياسات الأكسجين الغازية للأنسجة. تشتمل الشاشة غير الباضعة أيضا على مستشعر تدفق سيكون مفيدا لفهم العلاقة بين معدل تدفق البول ودخول الأكسجين ، مما يقلل من القدرة على استنتاج أكسجة الأنسجة النخاعية الكلوية من PuO2 غير الباضع أثناء عبور البول للمسالك البولية. بالإضافة إلى ذلك ، ستتم مقارنة البيانات من مستشعرات الأكسجين الثلاثة بالعلامات الحيوية الجهازية ، مثل متوسط الضغط الشرياني. الفرضية المركزية هي أن بيانات PuO2 غير الغازية سترتبط ارتباطا وثيقا بمحتوى الأكسجين النخاعي الغازي وستعكس نقص الأكسجة النخاعي أثناء الإنعاش. تتمتع مراقبة PuO2 غير الباضعة بالقدرة على تحسين النتائج المتعلقة بالصدمات من خلال تحديد AKI في وقت مبكر والعمل كنقطة نهاية إنعاش جديدة بعد النزف الذي يدل على العضو النهائي بدلا من الأوكسجين الجهازي.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

وافقت اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدام الحيوانات بجامعة يوتا على جميع البروتوكولات التجريبية الموضحة هنا. قبل التجربة ، تم تأقلم ما مجموعه 12 من خنازير يوركشاير المخصية أو غير الحامل التي يتراوح وزنها بين 50 و 75 كجم وبين 6-8 أشهر في مرفقاتها لمدة 7 أيام على الأقل. خلال هذه الفترة ، يتم توجيه جميع الرعاية من قبل طبيب بيطري ووفقا لدليل رعاية واستخدام المختبر ولوائح ومعايير قانون رعاية الحيوان. يتم صيام الحيوانات طوال الليل قبل تحريض التخدير ولكن يسمح لها بحرية الوصول إلى الماء.

1. تجميع المستشعر

  1. قطع قطعة 6 سم من أنابيب المطاط الصناعي بالحرارة (TPE) ، وقطع 25 مم من 1/8 بوصة و 3/16 في أنابيب PVC ، وقطع 31 مم من 1/8 بوصة و 3/16 في أنابيب PVC.
  2. حفر ثقب في الجزء العلوي من الغطاء غير تنفيس لتناسب الطرف المكشوف لمسبار درجة الحرارة ؛ ابدأ بمثقاب 3/32 بوصة ، ثم استخدم مثقاب 1/8 بوصة.
  3. استخدم مثقاب 5/32 بوصة لحفر الجزء العلوي من الموصل T ليناسب مستشعر الأكسجين.
  4. حرك القطعة الأقصر من أنبوب PVC 1/8 بوصة فوق جانب مدخل مستشعر التدفق. حرك قطعة 1/8 الأطول من الأنابيب البلاستيكية فوق جانب المخرج (كما هو محدد بواسطة السهم الموجود على مستشعر التدفق نفسه) لمستشعر التدفق. حرك الأقصر والأطول 3/16 في قطع من الأنابيب البلاستيكية على الأطوال المقابلة من 1/8 في الأنابيب البلاستيكية. أدخل الطرف الشائك لموصل قفل luer الذكر في الطرف المفتوح لأنبوب PVC 1/8.
    ملاحظة: إذا لزم الأمر ، استخدم مسدسا حراريا لتسخين الأنبوب قبل الانزلاق فوق التركيبات الشائكة. من الممكن أيضا استخدام كحول الأيزوبروبيل لتليين الطرف الشائك لتسهيل تحريك الأنبوب فوق الموصل الشائك.
  5. خلط الغراء المتوافق حيويا.
  6. كشف طرف مسبار درجة الحرارة عن طريق إزالة أي غلاف أو أنبوب واقي. املأ الجزء الداخلي من أنبوب الثرمستور بغراء متوافق حيويا ولكن لا تغطي الطرف المكشوف.
  7. قم بتجميع الأجزاء كما هو موضح في الشكل 1. استخدم الغراء لتأمين كل وصلة قفل luer ، عند إدخال الثرمستور في الغطاء غير المهواة ، وقبل تحريك 3/8 في أنبوب TPE فوق الطرف الشائك.
  8. قبل التعقيم ، تأكد من عدم لف الغطاء الأزرق الموجود على عصا الأكسجين بإحكام شديد ، وإلا سيكون من الصعب التراجع عنه بعد التعقيم.
    ملاحظة: تظهر صورة لجهاز مجمع في الشكل 1 كمرجع. في هذه التجربة ، تم توصيل كابل الألياف الضوئية بوحدة كهروضوئية تحتوي على برنامج مصمم للعمل مع مستشعرات الأكسجين المحددة المستخدمة في الجهاز. سيعمل أي مستشعر أكسجين قائم على تبريد التلألؤ وجهاز جمع البيانات المتوافق. بالإضافة إلى ذلك ، تم تصميم وحدة مخصصة ولوحة دوائر مطبوعة لتوصيل مستشعر التدفق ومسبار درجة الحرارة. تم استخدام البرامج المخصصة لجمع البيانات وعرضها في الوقت الفعلي.

2. الإجراء التجريبي

  1. تحريض التخدير والمراقبة.
    1. قم بتخدير الحيوان بالحقن العضلي المشترك للكيتامين (2.2 مجم / كجم) والزيلازين (2.2 مجم / كجم) وتلازول (4.4 مجم / كجم).
    2. اعتمادا على حجم الحيوان ، ضع أنبوبا داخليا مكبولا بحجم مناسب (على الأرجح بين 7 مم و 8 مم) بمساعدة منظار الحنجرة.
    3. ضع مزلق العين على كلتا العينين.
    4. بعد الحث ، تهوية الحيوان ميكانيكيا مع الحفاظ على التخدير مع 1.5 ٪ -3.0 ٪ إيزوفلوران الغازية مختلطة في الأكسجين. اضبط جزء الأكسجين المستوحى بين 40٪ -100٪ ، وضغط الزفير النهائي الإيجابي إلى 4 سم H2O ، وحجم المد والجزر إلى 6-8 مل / كجم ، واضبط معدل التنفس وحجم المد والجزر للحفاظ على نهاية المد والجزرCO 2 من 35-45 مم زئبق.
    5. راقب وتأكد من عمق التخدير المناسب من خلال تقييم نغمة الفك ، ومنعكس الجفن كل 15 دقيقة تقريبا ، وغياب الحركة التلقائية طوال التجربة. بالإضافة إلى ذلك ، راقب المعلمات السريرية لتروية الأنسجة (لون الغشاء المخاطي ، وقت إعادة ملء الشعيرات الدموية ، معدل ضربات القلب) ، قياس التأكسج النبضي ، CO2 في نهاية المد والجزر ، درجة حرارة الجسم الأساسية ، ومخطط كهربية القلب.
    6. ضع الحيوان في راقد ظهري على بطانية دافئة وقم بتأمين كل ساق على الطاولة.
    7. البروتوكول هو إجراء عدم البقاء على قيد الحياة مع القتل الرحيم للحيوان في نهاية التجربة ، كما هو موضح في القسم 5.
  2. تحضير الحيوان للتجربة.
    1. قم بإعداد جميع مواقع البزل (المدرجة في الخطوات 2.2.3-2.2.7) عن طريق تنظيف الجلد بثلاثة مقشرات متناوبة من الكلورهيكسيدين متبوعة بالكحول. بعد الفرك الثالث ، ضع الكلورهيكسيدين واتركه حتى يجف تماما ، ثم قم بثني موقع الجراحة بطريقة معقمة.
    2. تسلل محليا إلى جميع مواقع البزل والشق باستخدام 2٪ يدوكائين لتخفيف الآلام المحلية.
    3. باستخدام توجيه الموجات فوق الصوتية وتقنية Seldinger ، ضع قسطرة 9 Fr في الوريد الوداجي الخارجي الأيمن لتسريب الدواء ومراقبة الضغط الوريدي المركزي وقسطرة 7 Fr في الوريد الفخذي الأيمن للإنعاش.
    4. تحت توجيه الموجات فوق الصوتية ، ضع غمد 7 Fr في الشريان العضدي الأيمن.
    5. تحت توجيه الموجات فوق الصوتية ، ضع غمد 7 Fr في الشريان الفخذي الأيمن.
    6. تحت توجيه الموجات فوق الصوتية ، ضع غمد 7 Fr في الشريان الفخذي الأيسر.
    7. تحت توجيه الموجات فوق الصوتية ، ضع غمد 5 Fr في الشريان السباتي الأيمن أو الأيسر.
    8. راقب الضغط البعيد إلى بالون انسداد الأوعية الدموية الإنعاش لقسطرة الشريان الأورطي (REBOA) عبر غمد الشريان الفخذي الأيسر.
      1. قم بتوصيل محول ضغط يمكن التخلص منه بالقسطرة الشريانية البعيدة عن بالون REBOA.
    9. راقب الضغط القريب من بالون قسطرة REBOA عبر غمد الشريان السباتي.
      1. قم بتوصيل محول ضغط يمكن التخلص منه بالقسطرة الشريانية القريبة من بالون REBOA.
    10. إجراء بضع البطن خط الوسط عن طريق إجراء شق على طول خط الوسط من البطن ، بدءا من الجزء السفلي من القص وتنتهي في العانة.
    11. مع فتح البطن ، حدد المثانة وقم بإجراء بضع المثانة ، أو قم بعمل شق صغير ، لإدخال طرف قسطرة بولية 20 Fr في المثانة. أغلق بضع المثانة مع وضع القسطرة البولية في مكانها باستخدام خيط محفظة. بعد وضع القسطرة في مكانها ، ثبتها على الجلد بالغرز.
    12. قبل توصيل مخرج القسطرة بكيس جمع البول، أدخل الطرف المخروطي الشكل لجهاز مراقبة PuO2 غير الباضع في مخرج القسطرة.
    13. ضع الأنبوب المفتوح في نهاية شاشة PuO2 الجديدة فوق الموصل المخروطي الشكل على الأنبوب المتصل بكيس جمع البول.
    14. إزالة الطحال للقضاء على النقل التلقائي الناجم عن النزيف.
      1. حدد موقع الطحال. حدد هيلوم الطحال أو الموقع الذي يدخل فيه الشريان الطحال والوريد إلى الطحال. المشبك وعبور كل سفينة.
      2. بعد القطع ، اربط كل وعاء باستخدام عقدة ميلر المعدلة باستخدام خيوط 2-0.
  3. ضع الأداة لقياس المثانة PuO2 وأكسجة الأنسجة.
    1. قياس PuO2 عند مخرج المثانة.
      1. تحديد البالون على القسطرة. أسفل البالون مباشرة ، قم بعمل شق على طول المحور الطويل للقسطرة ، مما يضمن عدم قطع التجويف الذي يتصل بالبالون.
      2. بعد إجراء الشق ، أدخل موصل t يحتوي على مادة الاستشعار في الشق.
      3. استخدم غراء الأنسجة لتثبيت الموصل t في مكانه.
      4. قم بتوصيل كابل الألياف الضوئية من جهاز جمع بيانات المثانة بالموصل الذي يحتوي على مادة الاستشعار.
      5. أنشئ ملفا جديدا على جهاز جمع البيانات ولاحظ فارق التوقيت بين جهاز التجميع المستقل والأجهزة الأخرى المستخدمة في التجربة.
        1. بالنسبة لجهاز جمع البيانات المستخدم في هذه الدراسة: اضغط على السهم الخلفي للوصول إلى القائمة الرئيسية.
        2. انتقل إلى إعدادات القياس وانقر على موافق. استخدم الأسهم لتمييز مربع متصفح القياس واضغط على موافق.
        3. اضغط على السهم الأيمن لإنشاء ملف جديد. اكتب اسم الملف الجديد وحدد تم.
        4. قم بتمييز اسم الملف الجديد وحدد موافق. انتقل إلى شاشة القياس وانقر على موافق لبدء التسجيل.
    2. قياس أكسجة الأنسجة الكلوية النخاعية.
      1. تحديد موقع الكلى داخليا.
      2. حرك الأمعاء بحيث يكون لديك خط واضح من الموقع والوصول إلى الكلية بأكملها.
      3. أدخل المستشعر في قسطرة قياس 2 بوصة 18. اضبط موصل قفل luer على المستشعر بحيث يتعرض طرف المستشعر. قم بإزالة القسطرة ووضعها فوق إبرة قياس 18.
      4. ضع إبرة قياس 18 و 2 في القسطرة في النخاع الكلوي تحت توجيه الموجات فوق الصوتية.
      5. قم بإزالة الإبرة، مع إبقاء القسطرة في مكانها. قم بتمرير مستشعر الأنسجة عبر القسطرة واستخدم قفل luer لتوصيل المستشعر بالقسطرة.
      6. استخدم غراء الأنسجة لتثبيت القسطرة في مكانها.
      7. قم بتوصيل مستشعر الأنسجة بصندوق جمع البيانات.
      8. انتظر لمدة 10 دقائق قبل البدء في البروتوكول التجريبي بعد إعداد الأجهزة والحيوان. وستعتبر هذه فترة خط أساس.
  4. بروتوكول تجريبي
    1. قبل البدء في الإجراء التجريبي ، تأكد من أن متوسط الضغط الشرياني (MAP) هو ≥65 مم زئبق. إذا كان MAP أقل من العتبة ، فقم بإعطاء ما يصل إلى 5 مل / كجم من محلول بلوري متساوي التوتر. إذا ظل MAP أقل من 65 مم زئبق ، فقم بحقن النورإبينفرين (0.02 ميكروغرام / كجم / دقيقة) حتى يتم تحقيق MAP المستهدف.
    2. إحداث صدمة نزفية.
      1. قم بإزالة 25٪ (يقدر ب 60 مل / كجم) من حجم الدم المقدر للحيوان من خلال غمد الشريان العضدي الأيمن على مدى 30 دقيقة في أكياس جمع الدم السيترات المهتاجة بلطف. ضع علامة على بداية إزالة الدم ك t = 0 دقيقة.
      2. يخزن الدم المنزوع في حمام ماء دافئ على حرارة 37 درجة مئوية.
      3. ثم قم بإجراء التوزيع العشوائي لتعيين الحيوانات إما إلى REBOA بالدم الكامل أو REBOA مع مجموعة البلورات (n = 6 لكل مجموعة).
    3. ضع قسطرة REBOA.
      1. أدخل قسطرة 7 Fr REBOA في غمد الشريان الفخذي الأيمن. ضع بالون القسطرة على الفور أعلى من الحجاب الحاجز وتأكد من الموقع باستخدام التنظير الفلوري.
      2. عند t = 30 دقيقة ، قم بنفخ بالون REBOA وأغلق الشريان الأورطي تماما لمدة 45 دقيقة.
    4. بدء الإنعاش وإدارة الرعاية الحرجة.
      1. عند t = 70 دقيقة ، قم بنقل كل بدمه المسفوك على مدار 15 دقيقة.
      2. ينقع الكالسيوم في الوريد لمدة تزيد عن 10 دقائق لمنع نقص كلس الدم الناجم عن السيترات.
      3. عند t = 75 دقيقة ، قم بتفريغ بالون REBOA على مدار 10 دقائق.
      4. حتى t = 360 دقيقة ، قم بإنعاش الحيوان بالسوائل والنورادرينالين للحفاظ على MAP > 65 مم زئبق.
  5. نهاية التجربة والقتل الرحيم
    1. اجمع أي عينات متبقية من الدم أو البول.
    2. القتل الرحيم للحيوان عن طريق حقن مزيج من بنتوباربيتال الصوديوم (390 ملغ) والفينيتوين الصوديوم (50 ملغ) (1 مل / 10 رطل).

3. معالجة البيانات

  1. مزامنة الوقت لجميع ملفات البيانات.
    1. استنادا إلى الأوقات التي تمت ملاحظتها على كل جهاز بالنسبة لبعضها البعض وبداية التجربة، قم بمحاذاة جميع ملفات البيانات بحيث يشير t = 0 إلى بداية التجربة.
  2. قم بإزالة أي نقاط بيانات مرتبطة بعلامات الخطأ من مستشعر التدفق.
    ملاحظة: أنواع الأخطاء هي معدل التدفق العالي والهواء في الخط. يشير خطأ معدل التدفق العالي إلى أن معدل التدفق تجاوز حد إخراج المستشعر. يتم رفع علامة خطأ Air-in-Line عندما يكتشف المستشعر الهواء في قناة التدفق.
  3. تجاهل البيانات المرتبطة بالتدفق السلبي.
    1. بمجرد أن يصبح التدفق سالبا ، تتبع مستوى الصوت الذي يتدفق عبر المستشعر في الاتجاه الخلفي.
    2. بعد أن يصبح التدفق موجبا ، تتبع الحجم وقارنه بحجم التدفق السلبي لتضمين القياسات من البول المفرغ مؤخرا فقط.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

يوضح الشكل 1 صورة لشاشة PuO2 غير الغازية الموصوفة في هذه المخطوطة. يوضح الشكل 2 مخططا لقياسات MAP وقياسات PuO2 غير الغازية في موضوع واحد أثناء تجربة مشابهة لنموذج نزيف الخنازير الموصوف. في بداية التجربة ، عندما بدأ النزف ، كان هناك انخفاض في MAP و PuO2. بعد الانخفاض الأولي في PuO2 ، زاد تدريجيا حتى بعد تفريغ بالون REBOA. تتوافق الزيادة التدريجية مع فترة من الانخفاض الحاد في إنتاج البول بسبب نقص حجم الدم الناجم عن النزف يليه انسداد الأبهر. خلال فترة انخفاض إنتاج البول ، لم تكن بيانات PuO2 موثوقة بسبب تبادل الأكسجين مع الأنسجة المحيطة والهواء أثناء انتقال البول من مخرج الكلى إلى موقع القياس غير الباضع. خلال مرحلة الرعاية الحرجة ، كان هناك انخفاض كبير في PuO2 ، والذي يتوافق مع زيادة في إنتاج البول. حدت الزيادة في إنتاج البول من تأثير تبادل الأكسجين مع الأنسجة المحيطة ، وتم تحديد بيانات PuO2 لتكون صالحة. يمكن مقارنة بيانات PuO2 غير الباضعة التي تم جمعها خلال فترات التجربة ببيانات أخرى ، مثل MAP. في هذا الموضوع ، يبدو أن MAP تظل ثابتة خلال فترة الرعاية الحرجة ويصل PuO2 إلى الحد الأقصى عند حوالي 180 دقيقة يليه انخفاض حتى 240 دقيقة ، تليها زيادة تدريجية حتى نهاية التجربة.

Figure 1
الشكل 1: صورة لشاشة PuO2 غير الباضعة. يتصل الجهاز بين القسطرة وحقيبة التجميع. يحتوي الجهاز على مسبار درجة الحرارة ، ومستشعر الأكسجين القائم على التلألؤ وكابل الألياف البصرية المرتبط به ، ومستشعر التدفق الحراري. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Figure 2
الشكل 2: تم قياس PuO2 و MAP غير الباضعين خلال نموذج الخنازير الصدمي النزفي الموصوف. تم أخذ عينات من جميع البيانات عند 1 هرتز. HEM = نزيف ، MAP = متوسط الضغط الشرياني. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

AKI هو أحد المضاعفات الشائعة في المرضى الذين يعانون من الصدمات ، وحاليا ، لا يوجد جهاز مراقبة بجانب السرير تم التحقق من صحته لأكسجة أنسجة الكلى ، مما قد يتيح اكتشاف AKI المبكر وتوجيه التدخلات المحتملة. تصف هذه المخطوطة استخدام وأدوات نموذج صدمة نزفية خنزفية للخنازير لإنشاء PuO2 غير الباضع كمؤشر مبكر ل AKI ونقطة نهاية إنعاش جديدة في إعدادات الصدمات.

تتمثل إحدى المزايا المميزة لنموذج الخنازير هذا في القدرة على مقارنة قياسات الأكسجين في ثلاثة مواقع مختلفة ، بما في ذلك مباشرة في النخاع. في حين أنه من الممكن قياس المثانة و PuO2 غير الباضعة في البشر ، إلا أنه لا يمكن قياس محتوى الأكسجين مباشرة في النخاع. اعتمدت النماذج الحيوانية السابقة التي تدرس تطبيق مراقبة PuO2 في الإنتان وجراحة القلب عادة على قياسات الأكسجين غير الغازية أو المثانة ، مع عدد قليل فقط من الدراسات التي تقيس أيضا محتوى الأكسجين في الأنسجة النخاعيةفي وقت واحد 23. أيضا ، تم إجراء العديد من الدراسات السابقة على الحيوانات الصغيرة مثل الفئران أو الأرانب ، مما يحد من التأثير الانتقالي. يعد استخدام الخنازير مفيدا لأن الحيوانات كبيرة بما يكفي للسماح بالمراقبة والرعاية الحرجة ، على غرار ما يخضع له المرضى المصابون بأمراض خطيرة. من المهم ملاحظة أن مستشعر الأكسجين يوضع في النخاع تحت توجيه الموجات فوق الصوتية. يتم استخدام الموجات فوق الصوتية للتأكد من أن القسطرة والمستشعر موجودان في الواقع في منطقة النخاع في الكلى. بالإضافة إلى ذلك ، تحتوي الشاشة غير الباضعة على مستشعر تدفق البول. هذا مهم لأن أحد العوامل المربكة لقياس PuO2 البعيد إلى الحوض الكلوي هو دخول الأكسجين على طول المسالك البولية24. شوهد تأثير دخول الأكسجين في البيانات المقدمة من التجربة السابقة. خلال فترات انسداد الأبهر وانخفاض تدفق البول المقابل ، كان PuO2 مرتفعا بشكل مصطنع مقارنة بمرحلة الرعاية الحرجة ، عندما زاد إنتاج البول. باستخدام بيانات معدل تدفق البول ، من الممكن مقارنة بيانات PuO 2 غير الباضعة فقط بالمثانة PuO2 ومستويات الأكسجين في الأنسجة النخاعية ، وكذلك تحديد عتبة معدل التدفق التي لم تعد بيانات PuO2 غير الغازية تحتها تمثل الأوكسجين الكلوي.

بالإضافة إلى مقارنة بيانات الأكسجين في مواقع القياس المختلفة ، سيساعد هذا النموذج في مقارنة منتجات الإنعاش الأكثر فعالية لتحسين توصيل الأكسجين الكلوي ، وأكسجة الأنسجة الكلوية ، ومؤشرات التروية العالمية مثل MAP. سيقارن التكرار الحالي للنموذج الدم الكامل والبلورات. تقترح الإرشادات الحالية استخدام البلورات كخط أول للعلاج في مرضى صدمة النزيف الخافض للضغط25. أظهر آخرون أن إنعاش السوائل باستخدام البلورات لم يستعيد أكسجة الأنسجة الكلوية ، بينما فعل نقل الدم26. ومع ذلك، فإن نقطة النهاية المثلى لنقل الدم غير واضحة، وقد تكون الموارد محدودة في بعض بيئات الصدمات (بيئات النزاع الريفية أو النائية أو المسلحة). استنادا إلى البيانات المستمدة من هذه الدراسة ، قد يكون جهاز مراقبة PuO2 غير الباضع بمثابة نقطة نهاية جديدة لتحديد عتبة نقل الدم المناسبة في المرضى الذين يعانون من الصدمة. بعد التحقق من صحة شاشة PuO2 غير الباضعة في هذه الدراسة ، قد تستكشف التكرارات المستقبلية لهذا النموذج استخدام سوائل الإنعاش الأخرى ، مثل المحاليل مفرطة التوتر واستخدام الغرويات الاصطناعية.

على غرار مقارنة منتجات الإنعاش المختلفة ، يمكن استخدام البيانات من هذا النموذج لمقارنة قياسات التروية العالمية بالأوكسجين الإقليمي والعلاقة بين الأوكسجين الجهازي والإقليمي والنتائج. توصي الإرشادات الحالية لرعاية الصدمات بالحفاظ على خطة عمل MAP من 60-65 مم زئبق25. لم تجد الدراسات هدفا مثاليا قاطعا MAP أثناء الصدمة النزفية للحفاظ على وظائف الكلى27. تشير نتائج التجربة السابقة إلى أن MAP قد يكون عاملا واحدا فقط يؤثر على PuO2. بينما كان MAP ثابتا خلال مرحلة الرعاية الحرجة ، كان PuO 2 متنوعا ، مما يعني أن هناك عوامل أخرى محتملة تؤثر على PuO2. وبالتالي ، قد تكون طريقة مراقبة أكسجة الكلى ، مثل مراقبة PuO2 غير الباضعة ، مفيدة لتوجيه التدخلات مقارنة بمقاييس التروية العالمية مثل MAP. مراقبة PuO2 غير الباضعة لديها القدرة على الحفاظ على وظائف الكلى عن طريق تقليل نقص الأكسجة في الأنسجة وتقليل الخلل الوظيفي للأعضاء.

أحد القيود الرئيسية للشاشة غير الباضعة المستخدمة في هذا النموذج هو أنه لا يتم إنتاج البول أثناء مراحل النزف أو انسداد الأبهر. هذا يحد من المقارنات بين PuO2 غير الباضعة والمثانة PuO2 والأوكسجين النخاعي إلى مرحلة الإنعاش ، حيث تظهر البيانات التي تم جمعها من تجارب مماثلة أن تدفق البول كاف خلال هذه الفترة. القيد الثاني لهذا النموذج هو أن REBOA يستخدم في كلتا مجموعتي العلاج. بناء على الممارسة السريرية الحالية ، عادة ما يتم استخدام REBOA فقط في سيناريوهات نزيف الجذع غير القابلة للضغط28. وبالتالي ، يجب أن تبحث الدراسات المستقبلية في استخدام مراقبة PuO2 غير الباضعة مع طرق التحكم في النزف والإنعاش التقليدية.

سيساعد هذا النموذج في التحقق من صحة مراقبة PuO2 غير الباضعة كأداة للكشف المبكر عن AKI وتقييم الاستجابة لطرق الإنعاش. هذا مهم لأن هذا المرصد الجديد يمكن أن يقلل من المراضة المبكرة والمتأخرة والوفيات المرتبطة بالصدمة. توفر ورقة الأساليب هذه وصفا خطوة بخطوة لكيفية تنفيذ النموذج.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

N. Silverton و K. Kuck و L. Lofgren هم مخترعون لبراءة اختراع وطلب براءة اختراع يحيط بالشاشة غير الغازية المستخدمة في هذه الدراسة. هذا النموذج الأولي قيد التطوير للنظر التجاري من قبل N. Silverton و K. Kuck ، ولكن حتى الآن ، لم يحدث أي نشاط تجاري. يعلن المؤلفون الآخرون عدم وجود مصالح متنافسة. تقع مسؤولية تفسير هذه البيانات والإبلاغ عنها على عاتق المؤلفين وحدهم.

Acknowledgments

يتم تمويل العمل في هذه المنحة من قبل معهد العلوم السريرية والانتقالية بجامعة يوتا من خلال البرنامج التجريبي للدراسات الانتقالية والسريرية ومكتب وزارة الدفاع لبرامج البحوث الطبية الموجهة من الكونغرس (PR192745).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1/8" PVC tubing Qosina SKU: T4307 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/16" PVC tubing Qosina SKU: T4310 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/8" TPE tubing  Qosina SKU: T2204 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/32" (1), 1/8" (1), 5/32" (1) drill bit Dewalt N/A For building noninvasive PuO2 monitor
Biocompatible Glue Masterbond EP30MED Part of noninvasive PuO2 monitor
Bladder PuO2 sensor Presens DP-PSt3 Oxygen dipping probe
Bladder oxygen measurement device Presens Fibox 4 Stand-alone fiber optic oxygen meter
Chlorhexidine 4% scrub Vetone N/A For scrubbing insertion or puncture sites
Conical connector with female luer lock Qosina SKU: 51500 Part of noninvasive PuO2 monitor
Cuffed endotracheal tube Vetone 600508 For sedating the subject and providing respiratory support
Euthanasia solution (pentobarbital sodium|pheyntoin sodium) Vetone 11168 For euthanasia after completion of experiment
General purpose temperature probe, 400 series thermistor Novamed 10-1610-040 Part of noninvasive PuO2 monitor
HotDog veterinary warming system HotDog V106 For controlling subject temperature during experiment
Invasive tissue oxygen measurement device Optronix N/A OxyLite™ oxygen monitors
Invasive tissue oxygen sensor Optronix NX-BF/OT/E Oxygen/Temperature bare-fibre sensor
Isoflurane Vetone 501017 To maintain sedation throughout the experiment
Isotonic crystalloid solution HenrySchein 1537930 or 1534612 Used during resuscitation in the critical care period
Liquid flow sensor Sensirion LD20-2600B Part of noninvasive PuO2 monitor
Male luer lock to barb connector Qosina SKU: 11549 Part of noninvasive PuO2 monitor
Male to male luer connector Qosina SKU: 20024 Part of noninvasive PuO2 monitor
Norepinephrine HenrySchein AIN00610 Infusion during resuscitation
Noninvasive oxygen measurement device Presens EOM-O2-mini Electro optical module transmitter for contactless oxygen measurements
Non-vented male luer lock cap  Qosina SKU: 65418 Part of noninvasive PuO2 monitor
O2 sensor stick Presens SST-PSt3-YOP Part of noninvasive PuO2 monitor
PowerLab data acquisition platform AD Instruments N/A For data collection
REBOA catheter Certus Critical Care N/A Used in experimental protocol
Super Sheath arterial catheters (5 Fr, 7 Fr, 9 Fr) Boston Scientific C1894 for intravascular access
Suture Ethicon C013D For securing catheter to skin and closing incisions
T connector, all female luer locks Qosina SKU: 88214 Part of noninvasive PuO2 monitor

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Gomes, E., Antunes, R., Dias, C., Araújo, R., Costa-Pereira, A. Acute kidney injury in severe trauma assessed by RIFLE criteria: a common feature without implications on mortality. Scandinavian Journal of Trauma, Resuscitation and Emergency Medicine. 18, 1 (2010).
  2. Bihorac, A., et al. Incidence, clinical predictors, genomics, and outcome of acute kidney injury among trauma patients. Annals of Surgery. 252 (1), 158-165 (2010).
  3. Perkins, Z. B., et al. Trauma induced acute kidney injury. Plos One. 14 (1), 0211001 (2019).
  4. Lai, W. H., et al. Post-traumatic acute kidney injury: a cross-sectional study of trauma patients. Scandinavian Journal of Trauma, Resuscitation and Emergency Medicine. 24 (1), 136 (2016).
  5. Khwaja, A. KDIGO clinical practice guidelines for acute kidney injury. Nephron Clinical Practice. 120 (4), 179-184 (2012).
  6. Saour, M., et al. Assessment of modification of diet in renal disease equation to predict reference serum creatinine value in severe trauma patients: Lessons from an observational study of 775 cases. Annals of Surgery. 263 (4), 814-820 (2016).
  7. Ostermann, M., Joannidis, M. Acute kidney injury 2016: diagnosis and diagnostic workup. Critical Care. 20 (1), 299 (2016).
  8. Koeze, J., et al. Incidence, timing and outcome of AKI in critically ill patients varies with the definition used and the addition of urine output criteria. BMC Nephrology. 18 (1), 70 (2017).
  9. Ralib, A., Pickering, J. W., Shaw, G. M., Endre, Z. H. The urine output definition of acute kidney injury is too liberal. Critical Care. 17 (3), 112 (2013).
  10. Ostermann, M. Diagnosis of acute kidney injury: Kidney disease improving global outcomes criteria and beyond. Current Opinion Critical Care. 20 (6), 581-587 (2014).
  11. Harrois, A., Libert, N., Duranteau, J. Acute kidney injury in trauma patients. Current Opinion Critical Care. 23 (6), 447-456 (2017).
  12. Ow, C. P. C., Ngo, J. P., Ullah, M. M., Hilliard, L. M., Evans, R. G. Renal hypoxia in kidney disease: Cause or consequence. Acta Physiologica. 222 (4), 12999 (2018).
  13. Leonhardt, K. O., Landes, R. R., McCauley, R. T. Anatomy and physiology of intrarenal oxygen tension: Preliminary study of the effets of anesthetics. Anesthesiology. 26 (5), 648-658 (1965).
  14. Stafford-Smith, M., Grocott, H. P. Renal medullary hypoxia during experimental cardiopulmonary bypass: a pilot study. Perfusion. 20 (1), 53-58 (2005).
  15. Kitashiro, S., et al. Monitoring urine oxygen tension during acute change in cardiac output in dogs. Journal of Applied Physiology. 79 (1), 202-204 (1995).
  16. Sgouralis, I., et al. Bladder urine oxygen tension for assessing renal medullary oxygenation in rabbits: experimental and modeling studies. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative, and Comparative Physiology. 311 (3), 532-544 (2016).
  17. Kainuma, M., Kimura, N., Shimada, Y. Effect of acute changes in renal arterial blood flow on urine oxygen tension in dogs. Critical Care Medicine. 18 (3), 309-312 (1990).
  18. Zhu, M. Z. L., et al. Urinary hypoxia: an intraoperative marker of risk of cardiac surgery-associated acute kidney injury. Nephrology Dialysis Transplantation. 33 (12), 2191-2201 (2018).
  19. Silverton, N. A., et al. Noninvasive urine oxygen monitoring and the risk of acute kidney injury in cardiac surgery. Anesthesiology. 135 (3), 406-418 (2021).
  20. Lankadeva, Y. R., et al. Intrarenal and urinary oxygenation during norepinephrine resuscitation in ovine septic acute kidney injury. Kidney International. 90 (1), 100-108 (2016).
  21. Evans, R. G., et al. Renal hemodynamics and oxygenation during experimental cardiopulmonary bypass in sheep under total intravenous anesthesia. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative, and Comparative Physiology. 318 (2), 206-213 (2020).
  22. Sgouralis, I., Evans, R. G., Layton, A. T. Renal medullary and urinary oxygen tension during cardiopulmonary bypass in the rat. Mathematical Medicine and Biology. 34 (3), 313-333 (2017).
  23. Lankadeva, Y. R., Kosaka, J., Evans, R. G., Bellomo, R., May, C. N. Urinary oxygenation as a surrogate measure of medullary oxygenation during angiotensin II therapy in septic acute kidney injury. Critical Care Medicine. 46 (1), 41-48 (2018).
  24. Ngo, J. P., et al. Factors that confound the prediction of renal medullary oxygenation and risk of acute kidney injury from measurement of bladder urine oxygen tension. Acta Physiologica. 227 (1), 13294 (2019).
  25. Spahn, D. R., et al. The European guideline on management of major bleeding and coagulopathy following trauma: fifth edition. Critical Care. 23 (1), 98 (2019).
  26. Legrand, M., et al. Fluid resuscitation does not improve renal oxygenation during hemorrhagic shock in rats. Anesthesiology. 112 (1), 119-127 (2010).
  27. Badin, J., et al. Relation between mean arterial pressure and renal function in the early phase of shock: a prospective, explorative cohort study. Critical Care. 15 (3), 135 (2011).
  28. Ribeiro Junio, M. A. F., et al. The complications associated with resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta (REBOA). World Journal of Emergency Surgery. 13, 20 (2018).

Tags

الهندسة الحيوية، العدد 188،

Erratum

Formal Correction: Erratum: Noninvasive and Invasive Renal Hypoxia Monitoring in a Porcine Model of Hemorrhagic Shock
Posted by JoVE Editors on 05/09/2023. Citeable Link.

An erratum was issued for: Noninvasive and Invasive Renal Hypoxia Monitoring in a Porcine Model of Hemorrhagic Shock. The Protocol section was updated.

Step 2.3.1 - 2.3.1.2 of the Protocol was updated from:

  1. Measure PuO2 in the bladder.
    1. Remove all air from the bladder by slowly squeezing the bladder while ensuring urine does not leak out.
    2. Place the tip of the luminescence quenching-based PuO2 sensor in the bladder via a cystotomy, similar to the catheter.
    3. Connect the fiber optic cable from the bladder sensor to the data collection device.

to:

  1.  Measure PuO2 at the outlet of the bladder
    1. Identify the balloon on the catheter. Just below the balloon make an incision along the long axis of the catheter, ensuring that you do not cut the lumen that connects to the balloon. 
    2. After making the incision, insert a t-connector that contains the sensing material into the incision. 
    3. Use tissue glue to secure the t-connector in place. 
    4. Connect the fiber optic cable from the bladder data collection device to the connector that contains the sensing material. 

Step 2.3.2.2 - 2.3.2.7 of the Protocol was updated from:

  1. Make a flank incision large enough to expose the kidney (approx. 2-3 in) on the side of the pig at approximately the same location where the kidney was identified.
  2. With the tips of a retractor together, introduce the retractor into the incision and then spread the tips of the retractor to expose the kidney.
  3. Use a micro-manipulator or similar tool to hold the oxygen probe steady. If possible, attach this tool to the end of an articulating arm.
  4. Attach the other end of the articulating arm to the surgical table so that the other end that will hold the oxygen probe is near the opened incision. If the tool that is used to hold the oxygen probe is not connected to an articulating arm, position the tool so the oxygen sensor is near the opened incision and is stable.
  5. Unlock all articulating joints of the arm. Using ultrasound, place the tip of the oxygen probe in the medulla region of the kidney. Lock all articulating joints on the arm.
  6. After confirming placement of the tip of the sensor in the medulla with ultrasound, use the micromanipulator to retract the needle housing the luminescence-based oxygen sensor. Connect the other end of the sensor to the data collection device connected to the computer running the data collection software. Start recording.

to:

  1. Move the bowel so that you have a clear line of site and access to the entire kidney. 
  2. Insert the sensor into 2" 18 gauge catheter. Adjust the luer lock connector on the sensor so that the tip of the sensor is exposed. Remove the catheter and place it over an 18 gauge needle.
  3. Place the 18 gauge needle and 2 in catheter into the renal medulla under ultrasound guidance.
  4. Remove the needle, keeping the catheter in place. Thread the tissue sensor through the catheter and use the luer lock to connect the sensor to the catheter. 
  5. Use tissue glue to secure the catheter in place. 
  6. Connect the tissue sensor to the data collection box.

The Table of Materials was updated from:

Name Company Catalog Number Comments
1/8" PVC tubing Qosina SKU: T4307 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/16" PVC tubing Qosina SKU: T4310 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/32" (1), 1/8" (1), 5/32" (1) drill bit Dewalt N/A For building noninvasive PuO2 monitor
3/8" TPE tubing  Qosina SKU: T2204 Part of noninvasive PuO2 monitor
Biocompatible Glue Masterbond EP30MED Part of noninvasive PuO2 monitor
Bladder oxygen measurement device Presens Fibox 4 Stand-alone fiber optic oxygen meter
Bladder PuO2 sensor Presens DP-PSt3 Oxygen dipping probe
Chlorhexidine 4% scrub Vetone N/A For scrubbing insertion or puncture sites
Conical connector with female luer lock Qosina SKU: 51500 Part of noninvasive PuO2 monitor
Cuffed endotracheal tube Vetone 600508 For sedating the subject and providing respiratory support
Euthanasia solution (pentobarbital sodium|pheyntoin sodium) Vetone 11168 For euthanasia after completion of experiment
General purpose temperature probe, 400 series thermistor Novamed 10-1610-040 Part of noninvasive PuO2 monitor
Hemmtop Magic Arm 11 inch Amazon B08JTZRKYN Holding invasive oxygen sensor in place
HotDog veterinary warming system HotDog V106 For controlling subject temperature during experiment
Invasive tissue oxygen measurement device Presens Oxy-1 ST  Compact oxygen transmitter
Invasive tissue oxygen sensor Presens PM-PSt7 Profiling oxygen microsensor
Isoflurane Vetone 501017 To maintain sedation throughout the experiment
Isotonic crystalloid solution HenrySchein 1537930 or 1534612 Used during resuscitation in the critical care period
Liquid flow sensor Sensirion LD20-2600B Part of noninvasive PuO2 monitor
Male luer lock to barb connector Qosina SKU: 11549 Part of noninvasive PuO2 monitor
Male to male luer connector Qosina SKU: 20024 Part of noninvasive PuO2 monitor
Noninvasive oxygen measurement device Presens EOM-O2-mini Electro optical module transmitter for contactless oxygen measurements
Non-vented male luer lock cap Qosina SKU: 65418 Part of noninvasive PuO2 monitor
Norepinephrine HenrySchein AIN00610 Infusion during resuscitation
O2 sensor stick Presens SST-PSt3-YOP Part of noninvasive PuO2 monitor
PowerLab data acquisition platform AD Instruments N/A For data collection
REBOA catheter Certus Critical Care N/A Used in experimental protocol
Super Sheath arterial catheters (5 Fr, 7 Fr, 9 Fr) Boston Scientific C1894 For intravascular access
Suture Ethicon C013D For securing catheter to skin and closing incisions
T connector, all female luer locks Qosina SKU: 88214 Part of noninvasive PuO2 monitor

to:

Name Company Catalog Number Comments
1/8" PVC tubing Qosina SKU: T4307 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/16" PVC tubing Qosina SKU: T4310 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/8" TPE tubing  Qosina SKU: T2204 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/32" (1), 1/8" (1), 5/32" (1) drill bit Dewalt N/A For building noninvasive PuO2 monitor
Biocompatible Glue Masterbond EP30MED Part of noninvasive PuO2 monitor
Bladder PuO2 sensor Presens DP-PSt3 Oxygen dipping probe
Bladder oxygen measurement device Presens Fibox 4 Stand-alone fiber optic oxygen meter
Chlorhexidine 4% scrub Vetone N/A For scrubbing insertion or puncture sites
Conical connector with female luer lock Qosina SKU: 51500 Part of noninvasive PuO2 monitor
Cuffed endotracheal tube Vetone 600508 For sedating the subject and providing respiratory support
Euthanasia solution (pentobarbital sodium|pheyntoin sodium) Vetone 11168 For euthanasia after completion of experiment
General purpose temperature probe, 400 series thermistor Novamed 10-1610-040 Part of noninvasive PuO2 monitor
HotDog veterinary warming system HotDog V106 For controlling subject temperature during experiment
Invasive tissue oxygen measurement device Optronix N/A OxyLite™ oxygen monitors
Invasive tissue oxygen sensor Optronix NX-BF/OT/E Oxygen/Temperature bare-fibre sensor
Isoflurane Vetone 501017 To maintain sedation throughout the experiment
Isotonic crystalloid solution HenrySchein 1537930 or 1534612 Used during resuscitation in the critical care period
Liquid flow sensor Sensirion LD20-2600B Part of noninvasive PuO2 monitor
Male luer lock to barb connector Qosina SKU: 11549 Part of noninvasive PuO2 monitor
Male to male luer connector Qosina SKU: 20024 Part of noninvasive PuO2 monitor
Norepinephrine HenrySchein AIN00610 Infusion during resuscitation
Noninvasive oxygen measurement device Presens EOM-O2-mini Electro optical module transmitter for contactless oxygen measurements
Non-vented male luer lock cap  Qosina SKU: 65418 Part of noninvasive PuO2 monitor
O2 sensor stick Presens SST-PSt3-YOP Part of noninvasive PuO2 monitor
PowerLab data acquisition platform AD Instruments N/A For data collection
REBOA catheter Certus Critical Care N/A Used in experimental protocol
Super Sheath arterial catheters (5 Fr, 7 Fr, 9 Fr) Boston Scientific C1894 for intravascular access
Suture Ethicon C013D For securing catheter to skin and closing incisions
T connector, all female luer locks Qosina SKU: 88214 Part of noninvasive PuO2 monitor
مراقبة نقص الأكسجة الكلوي غير الغازية والغازية في نموذج الخنازير للصدمة النزفية
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Lofgren, L. R., Hoareau, G. L.,… More

Lofgren, L. R., Hoareau, G. L., Kuck, K., Silverton, N. A. Noninvasive and Invasive Renal Hypoxia Monitoring in a Porcine Model of Hemorrhagic Shock. J. Vis. Exp. (188), e64461, doi:10.3791/64461 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter