Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Bioengineering
Click here for the English version

Bioengineering

Monitorización no invasiva e invasiva de la hipoxia renal en un modelo porcino de shock hemorrágico

Published: October 28, 2022 doi: 10.3791/64461
Automatic Translation
1, 2,3, 1,4, 4,5
1Department of Biomedical Engineering, University of Utah, 2Department of Emergency Medicine, University of Utah, 3Nora Eccles Harrison Cardiovascular Research and Training Institute, University of Utah, 4Department of Anesthesiology, University of Utah, 5Geriatric Research, Education, and Clinical Centre, VAMC

ERRATUM NOTICE

Summary

Aquí se presenta un protocolo para medir la oxigenación renal en la médula y la presión parcial de oxígeno en orina no invasiva en un modelo porcino de shock hemorrágico para establecer la presión parcial de oxígeno en orina como un indicador temprano de lesión renal aguda (LRA) y un nuevo criterio de valoración de reanimación.

Abstract

Hasta el 50% de los pacientes con traumatismo desarrollan lesión renal aguda (LRA), en parte debido a una mala perfusión renal después de una pérdida grave de sangre. Actualmente, la LRA se diagnostica en función de un cambio en la concentración de creatinina sérica desde el inicio o períodos prolongados de disminución de la producción de orina. Desafortunadamente, los datos basales de concentración de creatinina sérica no están disponibles en la mayoría de los pacientes con trauma, y los métodos de estimación actuales son inexactos. Además, la concentración de creatinina sérica puede no cambiar hasta 24-48 h después de la lesión. Por último, la oliguria debe persistir durante un mínimo de 6 h para diagnosticar la LRA, por lo que no es práctica para el diagnóstico temprano. Los enfoques diagnósticos de LRA disponibles hoy en día no son útiles para predecir el riesgo durante la reanimación de pacientes con trauma. Los estudios sugieren que la presión urinaria parcial de oxígeno (PuO2) puede ser útil para evaluar la hipoxia renal. Se desarrolló un monitor que conecta el catéter urinario y la bolsa de recolección de orina para medirPuO2 de forma no invasiva. El dispositivo incorpora un sensor óptico de oxígeno que estimaPuO2 basado en principios de extinción de luminiscencia. Además, el dispositivo mide el flujo urinario y la temperatura, esta última para ajustar los efectos de confusión de los cambios de temperatura. El flujo urinario se mide para compensar los efectos de la entrada de oxígeno durante los períodos de bajo flujo de orina. Este artículo describe un modelo porcino de shock hemorrágico para estudiar la relación entre el PuO2 no invasivo, la hipoxia renal y el desarrollo de LRA. Un elemento clave del modelo es la colocación quirúrgica guiada por ultrasonido en la médula renal de una sonda de oxígeno, que se basa en una microfibra óptica sin vaina. PuO 2 también se medirá en la vejiga y se comparará con el riñón y las mediciones no invasivas de PuO2. Este modelo se puede utilizar para probar PuO 2 como un marcador temprano de LRA y evaluar PuO2 como un punto final de reanimación después de una hemorragia que es indicativo de oxigenación de órganos terminales en lugar de sistémica.

Introduction

La lesión renal aguda (LRA) afecta hasta al 50% de los pacientes con traumatismo ingresados en la unidad de cuidados intensivos1. Los pacientes que desarrollan LRA tienden a tener estancias hospitalarias y de cuidados intensivos más largas y un riesgo de mortalidad tres veces mayor 2,3,4. Actualmente, la LRA se define más comúnmente en las guías Kidney Disease Improving Global Outcomes (KDIGO), que se basan en cambios en la concentración de creatinina sérica desde el inicio o períodos de oliguria prolongada5. Los datos basales de concentración de creatinina no están disponibles en la mayoría de los pacientes con trauma, y las ecuaciones de estimación no son fiables y no han sido validadas en pacientes con traumatismo6. Además, la concentración de creatinina sérica puede no cambiar hasta al menos 24 h después de la lesión, lo que impide la identificación temprana y la intervención7. Si bien la investigación sugiere que la diuresis es un indicador más temprano de LRA que la concentración de creatinina sérica, los criterios KDIGO requieren un mínimo de 6 h de oliguria, lo que excluye las intervenciones dirigidas a la prevención de lesiones8. También se debaten el umbral óptimo de diuresis por hora y la duración adecuada de la oliguria para definir la LRA, lo que limita su efectividad como marcador precoz de la enfermedad 9,10. Por lo tanto, las medidas diagnósticas actuales para la LRA no son útiles en ámbitos de trauma, conducen a un diagnóstico tardío de LRA y no proporcionan información en tiempo real sobre el estado de riesgo de un paciente para desarrollar LRA.

Si bien el desarrollo de LRA en un contexto traumático es complejo y probablemente asociado con varias causas, como una mala perfusión renal debido a hipovolemia, reducción del flujo sanguíneo renal debido a vasoconstricción, inflamación relacionada con el trauma o lesión por isquemia-reperfusión, la hipoxia renal es un factor común entre la mayoría de las formas de LRA11,12. En particular, la región medular del riñón es altamente susceptible a un desequilibrio entre la demanda y el suministro de oxígeno en el entorno de trauma debido a la reducción del suministro de oxígeno y la alta actividad metabólica asociada con la reabsorción de sodio. Por lo tanto, si fuera posible medir la oxigenación del bulbo renal, puede ser posible controlar el estado de riesgo de un paciente para desarrollar IRA. Si bien esto no es clínicamente factible, la presión parcial urinaria de oxígeno (PuO2) en la salida del riñón se correlaciona fuertemente con la oxigenación del tejido medular13,14. Otros estudios han demostrado que es posible medir elPuO2 vesical y que cambia en respuesta a estímulos que alteran el oxígeno medular y los niveles de PuO2 en la pelvis renal, como una disminución del flujo sanguíneo renal15,16,17. Estos estudios indican que el PuO2 puede indicar perfusión de órganos terminales y podría ser útil para monitorizar el impacto de las intervenciones en ámbitos de traumatismo sobre la función renal.

Para monitorear PuO 2 de forma no invasiva, se desarrolló un monitor de PuO2 no invasivo que puede conectarse fácilmente al extremo de un catéter urinario fuera del cuerpo. El monitor no invasivo PuO2 consta de tres componentes principales: un sensor de temperatura, un sensor de oxígeno de extinción de luminiscencia y un sensor de flujo térmico. Dado que cada sensor de oxígeno se basa ópticamente y se basa en la relación Stern-Volmer para cuantificar la relación entre la luminiscencia y la concentración de oxígeno, es necesario un sensor de temperatura para compensar cualquier posible efecto de confusión de los cambios de temperatura. El sensor de flujo es importante para cuantificar la producción de orina y para determinar la dirección y magnitud del flujo de orina. Los tres componentes están conectados por una combinación de conectores luer lock macho, hembra y en forma de t y tubos flexibles de cloruro de polivinilo (PVC). El extremo con el conector cónico se conecta a la salida del catéter urinario, y el extremo con tubo sobre el conector cónico conecta los portaobjetos sobre el conector en la bolsa de recolección de orina.

A pesar de medir distalmente a la vejiga, un estudio reciente mostró que el bajo nivel de PuO2 urinario durante la cirugía cardíaca se asocia con un mayor riesgo de desarrollar LRA18,19. Del mismo modo, los modelos animales actuales se han centrado principalmente en la detección precoz de LRA durante la cirugía cardíaca y la sepsis 14,20,21,22. Por lo tanto, quedan preguntas sobre el uso de este novedoso dispositivo en entornos de trauma. El objetivo de esta investigación es establecer laPuO2 como un marcador temprano de LRA e investigar su uso como criterio de valoración de reanimación en pacientes con trauma. Este manuscrito describe un modelo porcino de shock hemorrágico que incluye la colocación del monitor no invasivo dePuO2, un sensor de PuO2 de vejiga y un sensor de oxígeno tisular en la médula renal. Los datos del monitor no invasivo se compararán con el PuO2 vesical y las mediciones invasivas de oxígeno tisular. El monitor no invasivo también incluye un sensor de flujo que será útil para comprender la relación entre la tasa de flujo de orina y la entrada de oxígeno, lo que reduce la capacidad de inferir la oxigenación del tejido medular renal a partir de PuO2 no invasivo a medida que la orina atraviesa el tracto urinario. Además, los datos de los tres sensores de oxígeno se compararán con los signos vitales sistémicos, como la presión arterial media. La hipótesis central es que los datos no invasivos de PuO2 se correlacionarán fuertemente con el contenido de oxígeno medular invasivo y reflejarán hipoxia medular durante la reanimación. La monitorización no invasiva de PuO2 tiene el potencial de mejorar los resultados relacionados con el trauma al identificar la LRA antes y servir como un nuevo criterio de valoración de reanimación después de la hemorragia que es indicativo de oxigenación sistémica en lugar de órgano terminal.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

El Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad de Utah aprobó todos los protocolos experimentales descritos aquí. Antes del experimento, un total de 12 cerdos de Yorkshire machos castrados o hembras no embarazadas que pesaban entre 50 y 75 kg y entre 6 y 8 meses de edad se aclimataron en sus recintos durante al menos 7 días. Durante este período, todos los cuidados son dirigidos por un veterinario y de acuerdo con la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio y las Regulaciones y Normas de la Ley de Bienestar Animal. Los animales son ayunados durante la noche antes de la inducción de la anestesia, pero se les permite el libre acceso al agua.

1. Montaje del sensor

  1. Corte una pieza de 6 cm de 3/8 en tubos de elastómero termoplástico (TPE), piezas de 25 mm de 1/8 de pulgada y 3/16 en tubos de PVC, y piezas de 31 mm de 1/8 de pulgada y 3/16 en tubos de PVC.
  2. Perfore un orificio en la parte superior de la tapa sin ventilación para que se ajuste a la punta expuesta de la sonda de temperatura; Comience con una broca de 3/32 pulgadas, luego use una broca de 1/8 de pulgada.
  3. Utilice una broca de 5/32 pulgadas para perforar la parte superior del conector T para que se ajuste al sensor de oxígeno.
  4. Deslice la pieza más corta del tubo de PVC de 1/8 sobre el lado de entrada del sensor de flujo. Deslice la pieza más larga de 1/8 de pulgada de tubo de PVC sobre el lado de salida (según lo designado por la flecha en el sensor de flujo) del sensor de flujo. Deslice los 3/16 más cortos y más largos en piezas de tubería de PVC sobre las longitudes correspondientes de la tubería de PVC de 1/8. Inserte el extremo de púas del conector de bloqueo luer macho en el extremo abierto del tubo de PVC de 1/8.
    NOTA: Si es necesario, use una pistola de calor para calentar el tubo antes de deslizarse sobre accesorios de púas. También es posible usar alcohol isopropílico para lubricar el extremo de púas para facilitar el deslizamiento del tubo sobre el conector de púas.
  5. Mezclar el pegamento biocompatible.
  6. Exponga la punta de la sonda de temperatura quitando cualquier revestimiento o tubo protector. Llene el interior del tubo del termistor con pegamento biocompatible, pero no cubra la punta expuesta.
  7. Ensamble las piezas como se muestra en la figura 1. Use el pegamento para asegurar cada conexión de bloqueo luer, al insertar el termistor en la tapa sin ventilación, y antes de deslizar el tubo 3/8 in TPE sobre el extremo de púas.
  8. Antes de la esterilización, asegúrese de que la tapa azul de la barra de oxígeno no esté demasiado torcida, o será difícil de deshacer después de la esterilización.
    NOTA: En la Figura 1 se muestra una imagen de un dispositivo ensamblado como referencia. Para este experimento, el cable de fibra óptica se conectó a un módulo electroóptico que contiene software diseñado para trabajar con los sensores de oxígeno específicos utilizados en el dispositivo. Cualquier sensor de oxígeno basado en enfriamiento de luminiscencia y dispositivo de recopilación de datos compatible funcionará. Además, se diseñaron un módulo personalizado y una placa de circuito impreso para conectar el sensor de flujo y la sonda de temperatura. Se utilizó un software personalizado para recopilar y mostrar datos en tiempo real.

2. Procedimiento experimental

  1. Inducción de anestesia y monitorización.
    1. Sedar al animal con una inyección intramuscular combinada de ketamina (2,2 mg/kg) y xilazina (2,2 mg/kg) y telazol (4,4 mg/kg).
    2. Dependiendo del tamaño del animal, coloque un tubo endotraqueal con manguito del tamaño adecuado (muy probablemente entre 7 mm y 8 mm) con la ayuda de un laringoscopio.
    3. Aplique lubricante para los ojos en ambos ojos.
    4. Después de la inducción, ventilar mecánicamente al animal con el mantenimiento de la anestesia con isoflurano gaseoso al 1,5% -3,0% mezclado en oxígeno. Ajuste la fracción de oxígeno inspirado entre 40% -100%, la presión positiva al final de la espiración a 4 cm H 2O, el volumen corriente a 6-8 ml / kg, y ajuste la frecuencia respiratoria y el volumen corriente para mantener el CO2 al final de la espiración de 35-45 mmHg.
    5. Monitoree y confirme la profundidad adecuada de la anestesia evaluando el tono de la mandíbula, el reflejo palpebral aproximadamente cada 15 minutos y la ausencia de movimiento espontáneo durante todo el experimento. Además, monitoree los parámetros clínicos de perfusión tisular (color de la membrana mucosa, tiempo de llenado capilar, frecuencia cardíaca), oximetría de pulso,CO2 espiratorio final, temperatura corporal central y electrocardiograma.
    6. Coloque al animal en reclinación dorsal sobre una manta caliente y asegure cada pata a la mesa.
    7. El protocolo es un procedimiento de no supervivencia con eutanasia del animal al final del experimento, como se describe en la sección 5.
  2. Prepara al animal para el experimento.
    1. Prepare todos los sitios de punción (que se enumeran en los pasos 2.2.3-2.2.7) frotando la piel con tres exfoliantes alternados de clorhexidina seguidos de alcohol. Después del tercer exfoliante, aplique clorhexidina y deje que se seque por completo, luego cubra el sitio quirúrgico de manera estéril.
    2. Infiltrar localmente todos los sitios de punción e incisión con lidocaína al 2% para el alivio del dolor local.
    3. Usando la guía de ultrasonido y la técnica de Seldinger, coloque un catéter de 9 Fr en la vena yugular externa derecha para la infusión de medicamentos y la monitorización de la presión venosa central y un catéter de 7 Fr en la vena femoral derecha para la reanimación.
    4. Bajo guía ecográfica, coloque una vaina de 7 Fr en la arteria braquial derecha.
    5. Bajo guía ecográfica, coloque una vaina de 7 Fr en la arteria femoral derecha.
    6. Bajo guía ecográfica, coloque una vaina de 7 Fr en la arteria femoral izquierda.
    7. Bajo la guía de ultrasonido, coloque una vaina de 5 Fr en la arteria carótida derecha o izquierda.
    8. Controle la presión distal al balón de la oclusión endovascular reanimativa del catéter de aorta (REBOA) a través de la vaina de la arteria femoral izquierda.
      1. Conecte un transductor de presión desechable al catéter arterial que es distal al balón REBOA.
    9. Controle la presión proximal al balón del catéter REBOA a través de la vaina de la arteria carótida.
      1. Conecte un transductor de presión desechable al catéter arterial que es proximal al balón REBOA.
    10. Realice una laparotomía de línea media haciendo una incisión a lo largo de la línea media del abdomen, comenzando en la parte inferior del esternón y terminando en el pubis.
    11. Con el abdomen abierto, identifique la vejiga y realice una cistotomía, o haga una pequeña incisión, para insertar la punta de un catéter urinario de 20 Fr en la vejiga. Cierre la cistotomía con el catéter urinario en su lugar usando una sutura de cuerda de bolsa. Después de colocar el catéter, asegúrelo a la piel con suturas.
    12. Antes de conectar la salida del catéter a la bolsa de recolección urinaria, inserte el extremo en forma de cono del monitor no invasivo de PuO2 en la salida del catéter.
    13. Coloque el tubo abierto en el extremo del novedoso monitor PuO2 sobre el conector en forma de cono en el tubo que está conectado a la bolsa de recolección de orina.
    14. Extirpar el bazo para eliminar la autotransfusión inducida por hemorragia.
      1. Localiza el bazo. Identificar el hilio del bazo o el sitio donde la arteria esplénica y la vena entran en el bazo. Sujete y transecte cada vaso.
      2. Después de la transección, ligar cada vaso usando nudos Miller modificados usando suturas 2-0.
  3. Coloque el instrumento para medir el PuO2 de la vejiga y la oxigenación de los tejidos.
    1. Mida elPuO2 a la salida de la vejiga.
      1. Identifique el balón en el catéter. Justo debajo del balón haga una incisión a lo largo del eje largo del catéter, asegurándose de que no corte la luz que se conecta al balón.
      2. Después de hacer la incisión, inserte un conector en T que contenga el material de detección en la incisión.
      3. Use pegamento de tejido para asegurar el conector en T en su lugar.
      4. Conecte el cable de fibra óptica del dispositivo de recolección de datos de la vejiga al conector que contiene el material de detección.
      5. Cree un nuevo archivo en el dispositivo de recopilación de datos y anote la diferencia de tiempo entre el dispositivo de recopilación independiente y otros dispositivos utilizados en el experimento.
        1. Para el dispositivo de recolección de datos utilizado en este estudio: presione la flecha hacia atrás para llegar al menú principal.
        2. Vaya a la configuración de medición y haga clic en Aceptar. Utilice las flechas para resaltar el cuadro del navegador de medición y pulse Aceptar.
        3. Presione la flecha derecha para crear un nuevo archivo. Escriba el nombre del nuevo archivo y seleccione Listo.
        4. Resalte el nuevo nombre de archivo y seleccione Aceptar. Navegue hasta la pantalla de medición y haga clic en Aceptar para comenzar a grabar.
    2. Medir la oxigenación del tejido renal medular.
      1. Identificar la ubicación del riñón internamente.
      2. Mueva el intestino para que tenga una línea clara de sitio y acceso a todo el riñón.
      3. Inserte el sensor en un catéter calibre 2" 18. Ajuste el conector luer lock del sensor para que la punta del sensor quede expuesta. Retire el catéter y colóquelo sobre una aguja de calibre 18.
      4. Coloque la aguja de calibre 18 y el catéter 2 en la médula renal bajo guía ecográfica.
      5. Retire la aguja, manteniendo el catéter en su lugar. Pase el sensor de tejido a través del catéter y use el bloqueo luer para conectar el sensor al catéter.
      6. Use pegamento de tejido para asegurar el catéter en su lugar.
      7. Conecte el sensor de tejido a la caja de recopilación de datos.
      8. Espere 10 minutos antes de comenzar el protocolo experimental después de preparar la instrumentación y el animal. Esto se considerará un período de referencia.
  4. Protocolo experimental
    1. Antes de comenzar el procedimiento experimental, asegúrese de que la presión arterial media (PAM) sea de ≥65 mmHg. Si la PAM está por debajo del umbral, dar hasta dos bolos de 5 ml/kg de solución cristaloide isotónica. Si la PAM permanece por debajo de 65 mmHg, infundir norepinefrina (0,02 μg/kg/min) hasta que se alcance la PAM objetivo.
    2. Inducir shock hemorrágico.
      1. Retire el 25% (estimado en 60 ml / kg) del volumen de sangre estimado del animal a través de la vaina de la arteria braquial derecha durante 30 minutos en bolsas de recolección de sangre citrada suavemente agitadas. Marque el comienzo de la extracción de sangre como t = 0 min.
      2. Guarde la sangre extraída en un baño de agua tibia a 37 °C.
      3. Luego realice la aleatorización para asignar animales al grupo REBOA con sangre total o REBOA con cristaloides (n = 6 para cada grupo).
    3. Coloque el catéter REBOA.
      1. Inserte un catéter REBOA de 7 Fr en la vaina de la arteria femoral derecha. Coloque el balón del catéter inmediatamente superior al diafragma y confirme la ubicación mediante fluoroscopia.
      2. A t = 30 min, infle el balón REBOA y ocluya completamente la aorta durante 45 min.
    4. Iniciar la reanimación y administrar cuidados críticos.
      1. A t = 70 min, transfundir cada animal con su sangre derramada durante 15 min.
      2. Infundir calcio intravenoso durante 10 minutos para prevenir la hipocalcemia inducida por citrato.
      3. A t = 75 min, desinfla el globo REBOA durante 10 min.
      4. Hasta t = 360 min, resucitar al animal con líquidos y norepinefrina para mantener una PAM > 65 mmHg.
  5. Fin del experimento y eutanasia
    1. Recoja cualquier resto de muestras de sangre u orina.
    2. Eutanasia al animal inyectando una combinación de pentobarbital sódico (390 mg) y fenitoína sódica (50 mg) (1 ml / 10 libras).

3. Tratamiento de datos

  1. Sincronización de tiempo de todos los archivos de datos.
    1. En función de los tiempos que se anotaron en cada dispositivo en relación entre sí y el inicio del experimento, alinee todos los archivos de datos de modo que t = 0 indique el inicio del experimento.
  2. Elimine todos los puntos de datos asociados con indicadores de error del sensor de flujo.
    NOTA: Los tipos de error son Caudal alto y Aire en línea. El error High Flow Rate indica que el caudal superó el límite de salida del sensor. El indicador de error Air-in-Line se activa cuando el sensor detecta aire en el canal de flujo.
  3. Descarte los datos asociados con el flujo negativo.
    1. Una vez que el flujo se vuelve negativo, rastree el volumen que fluye más allá del sensor en la dirección hacia atrás.
    2. Después de que el flujo se vuelva positivo, realice un seguimiento del volumen y compárelo con el volumen del flujo negativo para incluir solo mediciones de orina evacuada recientemente.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

La Figura 1 muestra una imagen del monitor no invasivo dePuO2 descrito en este manuscrito. La Figura 2 muestra un gráfico de MAP y mediciones no invasivas dePuO2 en un solo sujeto durante un experimento similar al modelo de hemorragia porcina descrito. Al inicio del experimento, cuando se inició la hemorragia, hubo una caída en MAP y PuO2. Después de la disminución inicial de PuO2 , aumentó gradualmente hasta que el globo REBOA se desinfló. El aumento gradual se correspondió con un período de reducción drástica de la producción de orina debido a la hipovolemia inducida por hemorragia seguida de oclusión aórtica. Durante el período de baja producción de orina, los datos de PuO2 no fueron confiables debido al intercambio de oxígeno con el tejido circundante y el aire a medida que la orina viajaba desde la salida del riñón hasta el sitio de medición no invasivo. Durante la fase de cuidados críticos, hubo una disminución significativa en PuO2, que se correspondió con un aumento en la producción de orina. El aumento en la producción de orina limitó el impacto del intercambio de oxígeno con el tejido circundante, y se determinó que los datos de PuO2 eran válidos. Los datos no invasivos de PuO2 recopilados durante los períodos del experimento se pueden comparar con otros datos, como MAP. En este sujeto, la MAP parece permanecer constante durante el período de cuidados críticos y PuO2 alcanza un máximo de alrededor de 180 minutos, seguido de una disminución hasta los 240 minutos, seguida de un aumento gradual hasta el final del experimento.

Figure 1
Figura 1: Una imagen del monitor no invasivo de PuO2 . El dispositivo se conecta entre el catéter y la bolsa de recolección. El dispositivo contiene una sonda de temperatura, un sensor de oxígeno basado en luminiscencia y un cable de fibra óptica asociado, y un sensor de flujo basado en térmica. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 2
Figura 2:PuO2 no invasivo y PAM medidos durante el modelo porcino de shock hemorrágico descrito. Todos los datos fueron muestreados a 1 Hz. HEM = hemorragia, MAP = presión arterial media. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

La LRA es una complicación común en pacientes con traumatismo y, actualmente, no existe un monitor de cabecera validado para la oxigenación del tejido renal, lo que podría permitir la detección temprana de LRA y guiar posibles intervenciones. Este manuscrito describe el uso y la instrumentación de un modelo de shock hemorrágico porcino para establecer el PuO2 no invasivo como un indicador temprano de LRA y un nuevo punto final de reanimación en entornos de trauma.

Una de las ventajas distintivas de este modelo porcino es la capacidad de comparar las mediciones de oxígeno en tres lugares diferentes, incluso directamente en la médula. Si bien es posible medir la vejiga y el PuO2 no invasivo en humanos, no es posible medir el contenido de oxígeno directamente en la médula. Los modelos animales anteriores que estudian la aplicación de la monitorización de PuO2 en sepsis y cirugía cardíaca se han basado típicamente en mediciones no invasivas o de oxígeno de la vejiga, con solo un puñado de estudios que también miden el contenido de oxígeno en el tejido medularsimultáneamente 23. Además, muchos de los estudios previos se han realizado en animales más pequeños como ratones o conejos, lo que limita el impacto traslacional. El uso de cerdos es ventajoso porque los animales son lo suficientemente grandes como para permitir el monitoreo y el cuidado crítico, similar al que se someten los pacientes críticamente enfermos. Es importante tener en cuenta que el sensor de oxígeno se coloca en la médula bajo guía de ultrasonido. El ultrasonido se utiliza para confirmar que el catéter y el sensor están de hecho en la región medular del riñón. Además, el monitor no invasivo contiene un sensor de flujo urinario. Esto es importante ya que uno de los factores de confusión de la medición de PuO2 distal a la pelvis renal es la entrada de oxígeno a lo largo del tracto urinario24. El impacto de la entrada de oxígeno se observó en los datos presentados del experimento anterior. Durante los períodos de oclusión aórtica y el correspondiente flujo urinario bajo, elPuO2 se elevó artificialmente en comparación con la fase de cuidados críticos, cuando se aumentó la producción de orina. Utilizando los datos de la tasa de flujo urinario, es posible comparar solo los datos válidos no invasivos de PuO 2 con los niveles de PuO 2 en vejiga y oxígeno en el tejido medular, así como determinar un umbral de tasa de flujo por debajo del cual los datos no invasivos de PuO2 ya no representan oxigenación renal.

Además de comparar los datos de oxígeno en diferentes sitios de medición, este modelo ayudará a comparar qué productos de reanimación son más efectivos para mejorar el suministro de oxígeno renal, la oxigenación del tejido renal y los indicadores de perfusión global como MAP. La iteración actual del modelo comparará sangre entera y cristaloides. Las guías actuales sugieren el uso de cristaloides como primera línea de tratamiento en pacientes con traumatismo hemorrágico hipotensivo25. Otros han demostrado que la reanimación con líquidos con cristaloides no restauró la oxigenación del tejido renal, mientras que la transfusión de sangre sílo hizo 26. Sin embargo, la variable óptima de valoración de la transfusión no está clara, y los recursos pueden ser limitados en algunos contextos de trauma (entornos rurales, remotos o de conflicto armado). Con base en los datos de este estudio, el monitor no invasivo de PuO2 puede servir como un nuevo criterio de valoración para determinar un umbral de transfusión apropiado en pacientes con trauma. Después de validar el monitor no invasivo dePuO2 en este estudio, las iteraciones futuras de este modelo pueden explorar el uso de otros fluidos de reanimación, como soluciones hipertónicas y el uso de coloides sintéticos.

De manera similar a la comparación de diferentes productos de reanimación, los datos de este modelo se pueden utilizar para comparar las mediciones de perfusión global con la oxigenación regional y la relación entre la oxigenación sistémica y regional y los resultados. Las guías actuales para la atención del trauma recomiendan mantener una PAM de 60-65 mmHg25. Los estudios no han encontrado un objetivo óptimo concluyente de MAP durante el shock hemorrágico para preservar la función renal27. Los resultados del experimento anterior sugieren que MAP puede ser sólo un factor que influye en PuO2. Mientras que la PAM fue constante durante la fase de cuidados críticos, laPuO2 fue variada, lo que significa que es probable que haya otros factores que influyan en la PuO2. Por lo tanto, un método para monitorizar la oxigenación renal, como la monitorización no invasiva de PuO2 , puede ser útil para guiar las intervenciones en comparación con las medidas de perfusión global como la MAP. La monitorización no invasiva de PuO2 tiene el potencial de preservar la función renal al reducir la hipoxia tisular y minimizar la disfunción orgánica.

Una de las limitaciones clave del monitor no invasivo utilizado en este modelo es que no se produce orina durante las fases de hemorragia u oclusión aórtica. Esto limita las comparaciones entre PuO2 no invasiva, PuO2 vesical y oxigenación medular a la fase de reanimación, donde los datos recopilados de experimentos similares muestran que el flujo de orina es suficiente durante este período. Una segunda limitación de este modelo es que REBOA se utiliza en ambos grupos de tratamiento. Sobre la base de la práctica clínica actual, REBOA se utiliza típicamente sólo en escenarios de hemorragia torso no compresible28. Por lo tanto, los estudios futuros deben investigar el uso de la monitorización no invasiva de PuO2 con métodos convencionales de control de hemorragias y reanimación.

Este modelo ayudará a validar la monitorización no invasiva de PuO2 como herramienta para la detección temprana de LRA y la evaluación de la respuesta a los métodos de reanimación. Esto es importante porque este nuevo monitor puede reducir potencialmente la morbilidad y la mortalidad tempranas y tardías relacionadas con el trauma. Este documento de métodos proporciona una descripción paso a paso de cómo implementar el modelo.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

N. Silverton, K. Kuck y L. Lofgren son inventores de una patente y una solicitud de patente en torno al monitor no invasivo utilizado en este estudio. Este prototipo está en desarrollo para su consideración comercial por N. Silverton y K. Kuck, pero hasta el momento, no se ha producido ninguna actividad comercial. Los otros autores declaran que no hay intereses en conflicto. La interpretación y el informe de estos datos son responsabilidad exclusiva de los autores.

Acknowledgments

El trabajo en esta subvención está financiado por el Instituto de Ciencias Clínicas y Traslacionales de la Universidad de Utah a través del Programa Piloto de Estudios Clínicos y Traslacionales y la oficina del Departamento de Defensa de los Programas de Investigación Médica Dirigidos por el Congreso (PR192745).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1/8" PVC tubing Qosina SKU: T4307 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/16" PVC tubing Qosina SKU: T4310 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/8" TPE tubing  Qosina SKU: T2204 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/32" (1), 1/8" (1), 5/32" (1) drill bit Dewalt N/A For building noninvasive PuO2 monitor
Biocompatible Glue Masterbond EP30MED Part of noninvasive PuO2 monitor
Bladder PuO2 sensor Presens DP-PSt3 Oxygen dipping probe
Bladder oxygen measurement device Presens Fibox 4 Stand-alone fiber optic oxygen meter
Chlorhexidine 4% scrub Vetone N/A For scrubbing insertion or puncture sites
Conical connector with female luer lock Qosina SKU: 51500 Part of noninvasive PuO2 monitor
Cuffed endotracheal tube Vetone 600508 For sedating the subject and providing respiratory support
Euthanasia solution (pentobarbital sodium|pheyntoin sodium) Vetone 11168 For euthanasia after completion of experiment
General purpose temperature probe, 400 series thermistor Novamed 10-1610-040 Part of noninvasive PuO2 monitor
HotDog veterinary warming system HotDog V106 For controlling subject temperature during experiment
Invasive tissue oxygen measurement device Optronix N/A OxyLite™ oxygen monitors
Invasive tissue oxygen sensor Optronix NX-BF/OT/E Oxygen/Temperature bare-fibre sensor
Isoflurane Vetone 501017 To maintain sedation throughout the experiment
Isotonic crystalloid solution HenrySchein 1537930 or 1534612 Used during resuscitation in the critical care period
Liquid flow sensor Sensirion LD20-2600B Part of noninvasive PuO2 monitor
Male luer lock to barb connector Qosina SKU: 11549 Part of noninvasive PuO2 monitor
Male to male luer connector Qosina SKU: 20024 Part of noninvasive PuO2 monitor
Norepinephrine HenrySchein AIN00610 Infusion during resuscitation
Noninvasive oxygen measurement device Presens EOM-O2-mini Electro optical module transmitter for contactless oxygen measurements
Non-vented male luer lock cap  Qosina SKU: 65418 Part of noninvasive PuO2 monitor
O2 sensor stick Presens SST-PSt3-YOP Part of noninvasive PuO2 monitor
PowerLab data acquisition platform AD Instruments N/A For data collection
REBOA catheter Certus Critical Care N/A Used in experimental protocol
Super Sheath arterial catheters (5 Fr, 7 Fr, 9 Fr) Boston Scientific C1894 for intravascular access
Suture Ethicon C013D For securing catheter to skin and closing incisions
T connector, all female luer locks Qosina SKU: 88214 Part of noninvasive PuO2 monitor

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Gomes, E., Antunes, R., Dias, C., Araújo, R., Costa-Pereira, A. Acute kidney injury in severe trauma assessed by RIFLE criteria: a common feature without implications on mortality. Scandinavian Journal of Trauma, Resuscitation and Emergency Medicine. 18, 1 (2010).
  2. Bihorac, A., et al. Incidence, clinical predictors, genomics, and outcome of acute kidney injury among trauma patients. Annals of Surgery. 252 (1), 158-165 (2010).
  3. Perkins, Z. B., et al. Trauma induced acute kidney injury. Plos One. 14 (1), 0211001 (2019).
  4. Lai, W. H., et al. Post-traumatic acute kidney injury: a cross-sectional study of trauma patients. Scandinavian Journal of Trauma, Resuscitation and Emergency Medicine. 24 (1), 136 (2016).
  5. Khwaja, A. KDIGO clinical practice guidelines for acute kidney injury. Nephron Clinical Practice. 120 (4), 179-184 (2012).
  6. Saour, M., et al. Assessment of modification of diet in renal disease equation to predict reference serum creatinine value in severe trauma patients: Lessons from an observational study of 775 cases. Annals of Surgery. 263 (4), 814-820 (2016).
  7. Ostermann, M., Joannidis, M. Acute kidney injury 2016: diagnosis and diagnostic workup. Critical Care. 20 (1), 299 (2016).
  8. Koeze, J., et al. Incidence, timing and outcome of AKI in critically ill patients varies with the definition used and the addition of urine output criteria. BMC Nephrology. 18 (1), 70 (2017).
  9. Ralib, A., Pickering, J. W., Shaw, G. M., Endre, Z. H. The urine output definition of acute kidney injury is too liberal. Critical Care. 17 (3), 112 (2013).
  10. Ostermann, M. Diagnosis of acute kidney injury: Kidney disease improving global outcomes criteria and beyond. Current Opinion Critical Care. 20 (6), 581-587 (2014).
  11. Harrois, A., Libert, N., Duranteau, J. Acute kidney injury in trauma patients. Current Opinion Critical Care. 23 (6), 447-456 (2017).
  12. Ow, C. P. C., Ngo, J. P., Ullah, M. M., Hilliard, L. M., Evans, R. G. Renal hypoxia in kidney disease: Cause or consequence. Acta Physiologica. 222 (4), 12999 (2018).
  13. Leonhardt, K. O., Landes, R. R., McCauley, R. T. Anatomy and physiology of intrarenal oxygen tension: Preliminary study of the effets of anesthetics. Anesthesiology. 26 (5), 648-658 (1965).
  14. Stafford-Smith, M., Grocott, H. P. Renal medullary hypoxia during experimental cardiopulmonary bypass: a pilot study. Perfusion. 20 (1), 53-58 (2005).
  15. Kitashiro, S., et al. Monitoring urine oxygen tension during acute change in cardiac output in dogs. Journal of Applied Physiology. 79 (1), 202-204 (1995).
  16. Sgouralis, I., et al. Bladder urine oxygen tension for assessing renal medullary oxygenation in rabbits: experimental and modeling studies. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative, and Comparative Physiology. 311 (3), 532-544 (2016).
  17. Kainuma, M., Kimura, N., Shimada, Y. Effect of acute changes in renal arterial blood flow on urine oxygen tension in dogs. Critical Care Medicine. 18 (3), 309-312 (1990).
  18. Zhu, M. Z. L., et al. Urinary hypoxia: an intraoperative marker of risk of cardiac surgery-associated acute kidney injury. Nephrology Dialysis Transplantation. 33 (12), 2191-2201 (2018).
  19. Silverton, N. A., et al. Noninvasive urine oxygen monitoring and the risk of acute kidney injury in cardiac surgery. Anesthesiology. 135 (3), 406-418 (2021).
  20. Lankadeva, Y. R., et al. Intrarenal and urinary oxygenation during norepinephrine resuscitation in ovine septic acute kidney injury. Kidney International. 90 (1), 100-108 (2016).
  21. Evans, R. G., et al. Renal hemodynamics and oxygenation during experimental cardiopulmonary bypass in sheep under total intravenous anesthesia. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative, and Comparative Physiology. 318 (2), 206-213 (2020).
  22. Sgouralis, I., Evans, R. G., Layton, A. T. Renal medullary and urinary oxygen tension during cardiopulmonary bypass in the rat. Mathematical Medicine and Biology. 34 (3), 313-333 (2017).
  23. Lankadeva, Y. R., Kosaka, J., Evans, R. G., Bellomo, R., May, C. N. Urinary oxygenation as a surrogate measure of medullary oxygenation during angiotensin II therapy in septic acute kidney injury. Critical Care Medicine. 46 (1), 41-48 (2018).
  24. Ngo, J. P., et al. Factors that confound the prediction of renal medullary oxygenation and risk of acute kidney injury from measurement of bladder urine oxygen tension. Acta Physiologica. 227 (1), 13294 (2019).
  25. Spahn, D. R., et al. The European guideline on management of major bleeding and coagulopathy following trauma: fifth edition. Critical Care. 23 (1), 98 (2019).
  26. Legrand, M., et al. Fluid resuscitation does not improve renal oxygenation during hemorrhagic shock in rats. Anesthesiology. 112 (1), 119-127 (2010).
  27. Badin, J., et al. Relation between mean arterial pressure and renal function in the early phase of shock: a prospective, explorative cohort study. Critical Care. 15 (3), 135 (2011).
  28. Ribeiro Junio, M. A. F., et al. The complications associated with resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta (REBOA). World Journal of Emergency Surgery. 13, 20 (2018).

Tags

Bioingeniería Número 188

Erratum

Formal Correction: Erratum: Noninvasive and Invasive Renal Hypoxia Monitoring in a Porcine Model of Hemorrhagic Shock
Posted by JoVE Editors on 05/09/2023. Citeable Link.

An erratum was issued for: Noninvasive and Invasive Renal Hypoxia Monitoring in a Porcine Model of Hemorrhagic Shock. The Protocol section was updated.

Step 2.3.1 - 2.3.1.2 of the Protocol was updated from:

  1. Measure PuO2 in the bladder.
    1. Remove all air from the bladder by slowly squeezing the bladder while ensuring urine does not leak out.
    2. Place the tip of the luminescence quenching-based PuO2 sensor in the bladder via a cystotomy, similar to the catheter.
    3. Connect the fiber optic cable from the bladder sensor to the data collection device.

to:

  1.  Measure PuO2 at the outlet of the bladder
    1. Identify the balloon on the catheter. Just below the balloon make an incision along the long axis of the catheter, ensuring that you do not cut the lumen that connects to the balloon. 
    2. After making the incision, insert a t-connector that contains the sensing material into the incision. 
    3. Use tissue glue to secure the t-connector in place. 
    4. Connect the fiber optic cable from the bladder data collection device to the connector that contains the sensing material. 

Step 2.3.2.2 - 2.3.2.7 of the Protocol was updated from:

  1. Make a flank incision large enough to expose the kidney (approx. 2-3 in) on the side of the pig at approximately the same location where the kidney was identified.
  2. With the tips of a retractor together, introduce the retractor into the incision and then spread the tips of the retractor to expose the kidney.
  3. Use a micro-manipulator or similar tool to hold the oxygen probe steady. If possible, attach this tool to the end of an articulating arm.
  4. Attach the other end of the articulating arm to the surgical table so that the other end that will hold the oxygen probe is near the opened incision. If the tool that is used to hold the oxygen probe is not connected to an articulating arm, position the tool so the oxygen sensor is near the opened incision and is stable.
  5. Unlock all articulating joints of the arm. Using ultrasound, place the tip of the oxygen probe in the medulla region of the kidney. Lock all articulating joints on the arm.
  6. After confirming placement of the tip of the sensor in the medulla with ultrasound, use the micromanipulator to retract the needle housing the luminescence-based oxygen sensor. Connect the other end of the sensor to the data collection device connected to the computer running the data collection software. Start recording.

to:

  1. Move the bowel so that you have a clear line of site and access to the entire kidney. 
  2. Insert the sensor into 2" 18 gauge catheter. Adjust the luer lock connector on the sensor so that the tip of the sensor is exposed. Remove the catheter and place it over an 18 gauge needle.
  3. Place the 18 gauge needle and 2 in catheter into the renal medulla under ultrasound guidance.
  4. Remove the needle, keeping the catheter in place. Thread the tissue sensor through the catheter and use the luer lock to connect the sensor to the catheter. 
  5. Use tissue glue to secure the catheter in place. 
  6. Connect the tissue sensor to the data collection box.

The Table of Materials was updated from:

Name Company Catalog Number Comments
1/8" PVC tubing Qosina SKU: T4307 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/16" PVC tubing Qosina SKU: T4310 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/32" (1), 1/8" (1), 5/32" (1) drill bit Dewalt N/A For building noninvasive PuO2 monitor
3/8" TPE tubing  Qosina SKU: T2204 Part of noninvasive PuO2 monitor
Biocompatible Glue Masterbond EP30MED Part of noninvasive PuO2 monitor
Bladder oxygen measurement device Presens Fibox 4 Stand-alone fiber optic oxygen meter
Bladder PuO2 sensor Presens DP-PSt3 Oxygen dipping probe
Chlorhexidine 4% scrub Vetone N/A For scrubbing insertion or puncture sites
Conical connector with female luer lock Qosina SKU: 51500 Part of noninvasive PuO2 monitor
Cuffed endotracheal tube Vetone 600508 For sedating the subject and providing respiratory support
Euthanasia solution (pentobarbital sodium|pheyntoin sodium) Vetone 11168 For euthanasia after completion of experiment
General purpose temperature probe, 400 series thermistor Novamed 10-1610-040 Part of noninvasive PuO2 monitor
Hemmtop Magic Arm 11 inch Amazon B08JTZRKYN Holding invasive oxygen sensor in place
HotDog veterinary warming system HotDog V106 For controlling subject temperature during experiment
Invasive tissue oxygen measurement device Presens Oxy-1 ST  Compact oxygen transmitter
Invasive tissue oxygen sensor Presens PM-PSt7 Profiling oxygen microsensor
Isoflurane Vetone 501017 To maintain sedation throughout the experiment
Isotonic crystalloid solution HenrySchein 1537930 or 1534612 Used during resuscitation in the critical care period
Liquid flow sensor Sensirion LD20-2600B Part of noninvasive PuO2 monitor
Male luer lock to barb connector Qosina SKU: 11549 Part of noninvasive PuO2 monitor
Male to male luer connector Qosina SKU: 20024 Part of noninvasive PuO2 monitor
Noninvasive oxygen measurement device Presens EOM-O2-mini Electro optical module transmitter for contactless oxygen measurements
Non-vented male luer lock cap Qosina SKU: 65418 Part of noninvasive PuO2 monitor
Norepinephrine HenrySchein AIN00610 Infusion during resuscitation
O2 sensor stick Presens SST-PSt3-YOP Part of noninvasive PuO2 monitor
PowerLab data acquisition platform AD Instruments N/A For data collection
REBOA catheter Certus Critical Care N/A Used in experimental protocol
Super Sheath arterial catheters (5 Fr, 7 Fr, 9 Fr) Boston Scientific C1894 For intravascular access
Suture Ethicon C013D For securing catheter to skin and closing incisions
T connector, all female luer locks Qosina SKU: 88214 Part of noninvasive PuO2 monitor

to:

Name Company Catalog Number Comments
1/8" PVC tubing Qosina SKU: T4307 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/16" PVC tubing Qosina SKU: T4310 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/8" TPE tubing  Qosina SKU: T2204 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/32" (1), 1/8" (1), 5/32" (1) drill bit Dewalt N/A For building noninvasive PuO2 monitor
Biocompatible Glue Masterbond EP30MED Part of noninvasive PuO2 monitor
Bladder PuO2 sensor Presens DP-PSt3 Oxygen dipping probe
Bladder oxygen measurement device Presens Fibox 4 Stand-alone fiber optic oxygen meter
Chlorhexidine 4% scrub Vetone N/A For scrubbing insertion or puncture sites
Conical connector with female luer lock Qosina SKU: 51500 Part of noninvasive PuO2 monitor
Cuffed endotracheal tube Vetone 600508 For sedating the subject and providing respiratory support
Euthanasia solution (pentobarbital sodium|pheyntoin sodium) Vetone 11168 For euthanasia after completion of experiment
General purpose temperature probe, 400 series thermistor Novamed 10-1610-040 Part of noninvasive PuO2 monitor
HotDog veterinary warming system HotDog V106 For controlling subject temperature during experiment
Invasive tissue oxygen measurement device Optronix N/A OxyLite™ oxygen monitors
Invasive tissue oxygen sensor Optronix NX-BF/OT/E Oxygen/Temperature bare-fibre sensor
Isoflurane Vetone 501017 To maintain sedation throughout the experiment
Isotonic crystalloid solution HenrySchein 1537930 or 1534612 Used during resuscitation in the critical care period
Liquid flow sensor Sensirion LD20-2600B Part of noninvasive PuO2 monitor
Male luer lock to barb connector Qosina SKU: 11549 Part of noninvasive PuO2 monitor
Male to male luer connector Qosina SKU: 20024 Part of noninvasive PuO2 monitor
Norepinephrine HenrySchein AIN00610 Infusion during resuscitation
Noninvasive oxygen measurement device Presens EOM-O2-mini Electro optical module transmitter for contactless oxygen measurements
Non-vented male luer lock cap  Qosina SKU: 65418 Part of noninvasive PuO2 monitor
O2 sensor stick Presens SST-PSt3-YOP Part of noninvasive PuO2 monitor
PowerLab data acquisition platform AD Instruments N/A For data collection
REBOA catheter Certus Critical Care N/A Used in experimental protocol
Super Sheath arterial catheters (5 Fr, 7 Fr, 9 Fr) Boston Scientific C1894 for intravascular access
Suture Ethicon C013D For securing catheter to skin and closing incisions
T connector, all female luer locks Qosina SKU: 88214 Part of noninvasive PuO2 monitor
Monitorización no invasiva e invasiva de la hipoxia renal en un modelo porcino de shock hemorrágico
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Lofgren, L. R., Hoareau, G. L.,… More

Lofgren, L. R., Hoareau, G. L., Kuck, K., Silverton, N. A. Noninvasive and Invasive Renal Hypoxia Monitoring in a Porcine Model of Hemorrhagic Shock. J. Vis. Exp. (188), e64461, doi:10.3791/64461 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter