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JoVE Journal Bioengineering
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Bioengineering

Surveillance non invasive et invasive de l’hypoxie rénale dans un modèle porcin de choc hémorragique

Published: October 28, 2022 doi: 10.3791/64461
Automatic Translation
1, 2,3, 1,4, 4,5
1Department of Biomedical Engineering, University of Utah, 2Department of Emergency Medicine, University of Utah, 3Nora Eccles Harrison Cardiovascular Research and Training Institute, University of Utah, 4Department of Anesthesiology, University of Utah, 5Geriatric Research, Education, and Clinical Centre, VAMC

ERRATUM NOTICE

Summary

Un protocole visant à mesurer l’oxygénation rénale dans la moelle épinière et la pression partielle d’oxygène urinaire non invasive dans un modèle porcin de choc hémorragique afin d’établir la pression partielle d’oxygène urinaire comme indicateur précoce d’insuffisance rénale aiguë (IRA) et un nouveau critère d’évaluation de réanimation.

Abstract

Jusqu’à 50% des patients traumatisés développent une insuffisance rénale aiguë (IRA), en partie due à une mauvaise perfusion rénale après une perte de sang sévère. L’IRA est actuellement diagnostiquée en fonction d’un changement de la concentration sérique de créatinine par rapport aux valeurs initiales ou de périodes prolongées de diminution de la production urinaire. Malheureusement, les données de base sur la concentration sérique de créatinine ne sont pas disponibles chez la plupart des patients traumatisés, et les méthodes d’estimation actuelles sont inexactes. En outre, la concentration de créatinine sérique peut ne pas changer avant 24-48 heures après la blessure. Enfin, l’oligurie doit persister pendant au moins 6 heures pour diagnostiquer l’IRA, ce qui rend peu pratique un diagnostic précoce. Les approches diagnostiques d’IRA disponibles aujourd’hui ne sont pas utiles pour prédire le risque lors de la réanimation de patients traumatisés. Des études suggèrent que la pression partielle urinaire d’oxygène (PuO2) peut être utile pour évaluer l’hypoxie rénale. Un moniteur qui relie le cathéter urinaire et le sac de collecte d’urine a été développé pour mesurer le PuO2 de manière non invasive. L’appareil intègre un capteur d’oxygène optique qui estime le PuO2 sur la base des principes de trempe par luminescence. De plus, l’appareil mesure le débit urinaire et la température, cette dernière pour ajuster les effets confondants des changements de température. Le débit urinaire est mesuré pour compenser les effets de la pénétration d’oxygène pendant les périodes de faible débit urinaire. Cet article décrit un modèle porcin de choc hémorragique pour étudier la relation entre le PuO2 non invasif, l’hypoxie rénale et le développement de l’IRA. Un élément clé du modèle est le placement chirurgical guidé par ultrasons dans la moelle rénale d’une sonde à oxygène, basée sur une microfibre optique non gainée. Le PuO 2 sera également mesuré dans la vessie et comparé aux mesures rénales et non invasives de PuO2. Ce modèle peut être utilisé pour tester le PuO 2 en tant que marqueur précoce de l’IRA et évaluer le PuO2 en tant que critère de réanimation après une hémorragie indiquant une oxygénation d’organe terminal plutôt que systémique.

Introduction

L’insuffisance rénale aiguë (IRA) touche jusqu’à 50 % des patients traumatisés admis à l’unité de soins intensifs1. Les patients qui développent une IRA ont tendance à avoir des durées de séjour plus longues à l’hôpital et en unité de soins intensifs et un risque de mortalité trois fois plus élevé 2,3,4. Actuellement, l’IRA est le plus souvent définie par les lignes directrices KDIGO (Kidney Disease Improving Global Outcomes), qui sont basées sur les changements de la concentration sérique de créatinine par rapport aux valeurs initiales ou aux périodes d’oligurie prolongée5. Les données de base sur la concentration de créatinine ne sont pas disponibles chez la plupart des patients traumatisés, et les équations d’estimation ne sont pas fiables et n’ont pas été validées chez les patients ayant subi un traumatisme6. En outre, la concentration de créatinine sérique peut ne pas changer avant au moins 24 heures après la blessure, ce qui empêche une identification et une intervention précoces7. Bien que la recherche suggère que le débit urinaire est un indicateur plus précoce de l’IRA que la concentration de créatinine sérique, les critères KDIGO exigent un minimum de 6 h d’oligurie, ce qui exclut les interventions ciblant la prévention des blessures8. Le seuil horaire optimal de production d’urine et la durée appropriée de l’oligurie pour définir l’IRA sont également débattus, ce qui limite son efficacité en tant que marqueur précoce de la maladie 9,10. Ainsi, les mesures diagnostiques actuelles de l’IRA ne sont pas utiles dans les contextes de traumatologie, entraînent un diagnostic retardé de l’IRA et ne fournissent pas d’informations en temps réel sur le statut de risque d’IRA d’un patient.

Bien que le développement de l’IRA dans un contexte de traumatisme soit complexe et probablement associé à plusieurs causes telles qu’une mauvaise perfusion rénale due à l’hypovolémie, une réduction du débit sanguin rénal due à une vasoconstriction, une inflammation liée à un traumatisme ou une lésion d’ischémie-reperfusion, l’hypoxie rénale est un facteur commun à la plupart des formes d’IRA11,12. En particulier, la région de la moelle du rein est très sensible à un déséquilibre entre la demande et l’offre d’oxygène dans le contexte de traumatisme en raison de la réduction de l’apport en oxygène et de l’activité métabolique élevée associée à la réabsorption du sodium. Ainsi, s’il était possible de mesurer l’oxygénation de la moelle rénale, il pourrait être possible de surveiller le statut de risque d’IRA d’un patient. Bien que cela ne soit pas cliniquement faisable, la pression partielle urinaire d’oxygène (PuO2) à la sortie du rein est fortement corrélée à l’oxygénation du tissu médullaire13,14. D’autres études ont montré qu’il est possible de mesurer le PuO 2 de la vessie et qu’il change en réponse à des stimuli qui modifient les niveaux de PuO2 médullaire et du bassinet du rein, comme une diminution du débit sanguin rénal15,16,17. Ces études suggèrent que PuO2 peut indiquer une perfusion d’organes terminaux et pourrait être utile pour surveiller l’impact des interventions dans les contextes de traumatologie sur la fonction rénale.

Pour surveiller le PuO 2 de manière non invasive, un moniteur PuO2 non invasif a été développé qui peut facilement se connecter à l’extrémité d’un cathéter urinaire à l’extérieur du corps. Le moniteur PuO2 non invasif se compose de trois composants principaux : un capteur de température, un capteur d’oxygène de trempe par luminescence et un capteur de débit thermique. Étant donné que chaque capteur d’oxygène est basé optiquement et s’appuie sur la relation Stern-Volmer pour quantifier la relation entre la luminescence et la concentration d’oxygène, un capteur de température est nécessaire pour compenser les effets confusionnels potentiels des changements de température. Le capteur de débit est important pour quantifier le débit urinaire et pour déterminer la direction et l’ampleur de l’écoulement urinaire. Les trois composants sont reliés par une combinaison de connecteurs de verrouillage luer mâles, femelles et en forme de T et de tubes flexibles en polychlorure de vinyle (PVC). L’extrémité avec le connecteur conique se connecte à la sortie du cathéter urinaire, et l’extrémité avec tubing sur le connecteur conique relie les glissières sur le connecteur sur le sac de collecte d’urine.

Malgré la mesure distale à la vessie, une étude récente a montré qu’un faible PuO2 urinaire pendant la chirurgie cardiaque est associé à un risque accru de développer une IRA18,19. De même, les modèles animaux actuels se sont principalement concentrés sur la détection précoce de l’IRA lors d’une chirurgie cardiaque et d’une septicémie 14,20,21,22. Ainsi, des questions demeurent quant à l’utilisation de ce nouveau dispositif dans des contextes de traumatisme. L’objectif de cette recherche est d’établir que le PuO2 est un marqueur précoce de l’IRA et d’étudier son utilisation comme critère de réanimation chez les patients traumatisés. Ce manuscrit décrit un modèle porcin de choc hémorragique qui comprend le placement du moniteur PuO 2 non invasif, d’un capteur PuO2 de la vessie et d’un capteur d’oxygène tissulaire dans la moelle rénale. Les données du moniteur non invasif seront comparées aux mesures de PuO2 de la vessie et de l’oxygène tissulaire invasif. Le moniteur non invasif comprend également un capteur de débit qui sera utile pour comprendre la relation entre le débit urinaire et la pénétration d’oxygène, ce qui réduit la capacité de déduire l’oxygénation du tissu médullaire rénal à partir de PuO2 non invasive lorsque l’urine traverse les voies urinaires. De plus, les données des trois capteurs d’oxygène seront comparées aux signes vitaux systémiques, tels que la pression artérielle moyenne. L’hypothèse centrale est que les données non invasives PuO2 seront fortement corrélées avec la teneur en oxygène médullaire invasive et refléteront l’hypoxie médullaire pendant la réanimation. La surveillance non invasive du PuO2 a le potentiel d’améliorer les résultats liés aux traumatismes en identifiant l’IRA plus tôt et en servant de nouveau critère de réanimation après une hémorragie qui indique une oxygénation des organes terminaux plutôt que systémique.

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Protocol

Le comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux de l’Université de l’Utah a approuvé tous les protocoles expérimentaux décrits ici. Avant l’expérience, un total de 12 porcs Yorkshire mâles castrés ou femelles non gravides pesant 50 à 75 kg et âgés de 6 à 8 mois ont été acclimatés dans leurs enclos pendant au moins 7 jours. Pendant cette période, tous les soins sont dirigés par un vétérinaire et conformément au Guide sur le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire et aux règlements et normes de la Loi sur le bien-être des animaux. Les animaux sont à jeun pendant la nuit avant l’induction de l’anesthésie, mais ont libre accès à l’eau.

1. Ensemble capteur

  1. Couper un morceau de 6 cm de 3/8 dans un tube en élastomère thermoplastique (TPE), des morceaux de 25 mm de 1/8 po et 3/16 dans un tube en PVC et un morceau de 31 mm de 1/8 po et 3/16 dans un tube en PVC.
  2. Percer un trou dans le haut du bouchon non ventilé pour l’adapter à l’extrémité exposée de la sonde de température; Commencez avec un foret de 3/32 po, puis utilisez un foret de 1/8 po.
  3. Utilisez un foret de 5/32 po pour percer la partie supérieure du connecteur en T afin de l’adapter au capteur d’oxygène.
  4. Faites glisser la pièce la plus courte du tube en PVC 1/8 sur le côté d’entrée du capteur de débit. Faites glisser le morceau de tube en PVC 1/8 plus long sur le côté de la sortie (tel que désigné par la flèche sur le capteur de débit lui-même) du capteur de débit. Faites glisser le tube en PVC 3/16 plus court et plus long sur les longueurs correspondantes du tube en PVC 1/8. Insérez l’extrémité barbelée du connecteur de verrouillage Luer mâle dans l’extrémité ouverte du tube en PVC 1/8 po.
    REMARQUE: Si nécessaire, utilisez un pistolet thermique pour chauffer le tube avant de glisser sur les raccords barbelés. Il est également possible d’utiliser de l’alcool isopropylique pour lubrifier l’extrémité barbelée afin de faciliter le glissement du tube sur le connecteur barbelé.
  5. Mélangez la colle biocompatible.
  6. Exposez l’extrémité de la sonde de température en retirant tout revêtement ou tube de protection. Remplissez l’intérieur du tube de la thermistance avec de la colle biocompatible, mais ne couvrez pas l’embout exposé.
  7. Assemblez les pièces comme illustré à la figure 1. Utilisez la colle pour fixer chaque connexion de verrouillage luer, lors de l’insertion de la thermistance dans le bouchon non ventilé et avant de faire glisser le tube 3/8 en TPE sur l’extrémité barbelée.
  8. Avant la stérilisation, assurez-vous que le capuchon bleu du bâton d’oxygène n’est pas trop serré, sinon il sera difficile de le défaire après la stérilisation.
    REMARQUE : Une image d’un dispositif assemblé est illustrée à la figure 1 à titre de référence. Pour cette expérience, le câble à fibre optique a été connecté à un module électro-optique contenant un logiciel conçu pour fonctionner avec les capteurs d’oxygène spécifiques utilisés dans l’appareil. Tout capteur d’oxygène à base de trempe à luminescence et dispositif de collecte de données compatible fonctionnera. De plus, un module personnalisé et une carte de circuit imprimé ont été conçus pour connecter le capteur de débit et la sonde de température. Un logiciel personnalisé a été utilisé pour collecter et afficher des données en temps réel.

2. Procédure expérimentale

  1. Induction de l’anesthésie et de la surveillance.
    1. Sédater l’animal avec une injection intramusculaire combinée de kétamine (2,2 mg/kg) et de xylazine (2,2 mg/kg) et de télazol (4,4 mg/kg).
    2. Selon la taille de l’animal, placez un tube endotrachéal à brassard de taille appropriée (probablement entre 7 mm et 8 mm) à l’aide d’un laryngoscope.
    3. Appliquez un lubrifiant pour les yeux sur les deux yeux.
    4. Après l’induction, ventiler mécaniquement l’animal avec le maintien de l’anesthésie avec 1,5% à 3,0% d’isoflurane gazeux mélangé à de l’oxygène. Régler la fraction d’oxygène inspiré entre 40 % et 100 %, la pression expiratoire positive à 4 cmH2O, le volume courant à 6-8 mL/kg, et ajuster la fréquence respiratoire et le volume courant pour maintenir le CO2 en fin de marée de 35 à 45 mmHg.
    5. Surveillez et confirmez la profondeur appropriée de l’anesthésie en évaluant le tonus de la mâchoire, le réflexe palpébral environ toutes les 15 minutes et l’absence de mouvement spontané tout au long de l’expérience. De plus, surveillez les paramètres cliniques de la perfusion tissulaire (couleur des muqueuses, temps de remplissage capillaire, fréquence cardiaque), de l’oxymétrie de pouls, du CO2 en fin de marée, de la température corporelle centrale et de l’électrocardiogramme.
    6. Placez l’animal en position couchée dorsale sur une couverture chauffante et fixez chaque jambe à la table.
    7. Le protocole est une procédure de non-survie avec euthanasie de l’animal à la fin de l’expérience, comme décrit à la section 5.
  2. Préparez l’animal pour l’expérience.
    1. Préparez tous les sites de ponction (énumérés aux étapes 2.2.3 à 2.2.7) en frottant la peau avec trois gommages alternés de chlorhexidine suivis d’alcool. Après le troisième gommage, appliquez de la chlorhexidine et laissez sécher complètement, puis draper le site chirurgical de manière stérile.
    2. Infiltrer localement tous les sites de ponction et d’incision avec 2% de lidocaïne pour soulager la douleur localement.
    3. À l’aide du guidage échographique et de la technique Seldinger, placer un cathéter 9 Fr dans la veine jugulaire externe droite pour la perfusion de médicaments et la surveillance de la pression veineuse centrale et un cathéter 7 Fr dans la veine fémorale droite pour la réanimation.
    4. Sous guidage échographique, placez une gaine de 7 Fr dans l’artère brachiale droite.
    5. Sous guidage échographique, placez une gaine de 7 Fr dans l’artère fémorale droite.
    6. Sous guidage échographique, placez une gaine de 7 Fr dans l’artère fémorale gauche.
    7. Sous guidage échographique, placez une gaine de 5 Fr dans l’artère carotide droite ou gauche.
    8. Surveiller la pression distale au ballonnet de l’occlusion endovasculaire réanimatrice du cathéter de l’aorte (REBOA) via la gaine de l’artère fémorale gauche.
      1. Connectez un transducteur de pression jetable au cathéter artériel distal du ballonnet REBOA.
    9. Surveiller la pression proximale au ballonnet du cathéter REBOA via la gaine de l’artère carotide.
      1. Connectez un transducteur de pression jetable au cathéter artériel qui est proximal au ballon REBOA.
    10. Effectuez une laparotomie médiane en faisant une incision le long de la ligne médiane de l’abdomen, en commençant par la partie inférieure du sternum et en terminant au pubis.
    11. Avec l’abdomen ouvert, identifier la vessie et effectuer une cystotomie, ou faire une petite incision, pour insérer l’extrémité d’un cathéter urinaire 20 Fr dans la vessie. Fermez la cystotomie avec le cathéter urinaire en place à l’aide d’une suture de cordon de bourse. Une fois le cathéter en place, fixez-le à la peau avec des sutures.
    12. Avant de connecter la sortie du cathéter au sac de collecte urinaire, insérez l’extrémité en forme de cône du moniteur PuO2 non invasif dans la sortie du cathéter.
    13. Placez le tube ouvert à l’extrémité du nouveau moniteur PuO2 sur le connecteur en forme de cône sur le tube qui est connecté au sac de collecte d’urine.
    14. Retirez la rate pour éliminer l’autotransfusion provoquée par l’hémorragie.
      1. Localisez la rate. Identifiez le hile de la rate ou le site où l’artère et la veine spléniques pénètrent dans la rate. Serrez et transectez chaque vaisseau.
      2. Après la transsection, ligaturer chaque vaisseau à l’aide de nœuds Miller modifiés à l’aide de sutures 2-0.
  3. Placez l’instrument pour mesurer le PuO2 de la vessie et l’oxygénation des tissus.
    1. Mesurer le PuO2 à la sortie de la vessie.
      1. Identifiez le ballonnet sur le cathéter. Juste en dessous du ballon, faites une incision le long de l’axe long du cathéter, en veillant à ne pas couper la lumière qui se connecte au ballon.
      2. Après avoir fait l’incision, insérez un connecteur en T qui contient le matériau de détection dans l’incision.
      3. Utilisez de la colle à papier tissu pour fixer le connecteur en T en place.
      4. Connectez le câble à fibre optique du dispositif de collecte de données de la vessie au connecteur qui contient le matériau de détection.
      5. Créez un nouveau fichier sur le périphérique de collecte de données et notez le décalage horaire entre le périphérique de collecte autonome et les autres périphériques utilisés dans l’expérience.
        1. Pour le dispositif de collecte de données utilisé dans cette étude : appuyez sur la flèche de retour pour atteindre le menu principal.
        2. Allez dans les paramètres de mesure et cliquez sur Ok. Utilisez les flèches pour mettre en surbrillance la zone du navigateur de mesure et appuyez sur OK.
        3. Appuyez sur la flèche droite pour créer un nouveau fichier. Tapez le nom du nouveau fichier et sélectionnez Terminé.
        4. Mettez en surbrillance le nouveau nom de fichier et sélectionnez OK. Accédez à l’écran de mesure et cliquez sur OK pour démarrer l’enregistrement.
    2. Mesurer l’oxygénation médullaire des tissus rénaux.
      1. Identifiez l’emplacement du rein à l’intérieur.
      2. Déplacez l’intestin de manière à avoir une ligne de site claire et un accès à tout le rein.
      3. Insérez le capteur dans un cathéter de calibre 2 » 18. Réglez le connecteur de verrouillage luer sur le capteur de sorte que la pointe du capteur soit exposée. Retirez le cathéter et placez-le sur une aiguille de calibre 18.
      4. Placez l’aiguille de calibre 18 et 2 dans le cathéter dans la moelle rénale sous guidage échographique.
      5. Retirez l’aiguille en maintenant le cathéter en place. Enfilez le capteur de tissu à travers le cathéter et utilisez le verrou luer pour connecter le capteur au cathéter.
      6. Utilisez de la colle tissulaire pour fixer le cathéter en place.
      7. Connectez le capteur de tissu à la boîte de collecte de données.
      8. Attendez 10 min avant de commencer le protocole expérimental après avoir préparé l’instrumentation et l’animal. Cette période sera considérée comme une période de référence.
  4. Protocole expérimental
    1. Avant de commencer la procédure expérimentale, assurez-vous que la pression artérielle moyenne (MAP) est de ≥65 mmHg. Si le MAP est inférieur au seuil, donner jusqu’à deux bolus de 5 mL/kg de solution cristalloïde isotonique. Si la MAP reste inférieure à 65 mmHg, injecter de la noradrénaline (0,02 μg/kg/min) jusqu’à ce que la MAP cible soit atteinte.
    2. Induire un choc hémorragique.
      1. Prélever 25 % (estimé à 60 mL/kg) du volume sanguin estimé de l’animal par la gaine de l’artère brachiale droite pendant 30 minutes dans des poches de prélèvement de sang citrate légèrement agitées. Marquez le début de l’extraction sanguine comme t = 0 min.
      2. Conservez le sang prélevé dans un bain-marie tiède à 37 °C.
      3. Ensuite, effectuez une randomisation pour assigner les animaux au groupe REBOA avec sang total ou REBOA avec cristalloïdes (n = 6 pour chaque groupe).
    3. Placez le cathéter REBOA.
      1. Insérez un cathéter REBOA 7 Fr dans la gaine de l’artère fémorale droite. Placez le ballonnet du cathéter immédiatement supérieur au diaphragme et confirmez l’emplacement par fluoroscopie.
      2. A t = 30 min, gonfler le ballon REBOA et obstruer complètement l’aorte pendant 45 min.
    4. Initier la réanimation et administrer les soins intensifs.
      1. A t = 70 min, transfuser chaque animal avec son sang versé sur 15 min.
      2. Injecter du calcium par voie intraveineuse pendant 10 minutes pour prévenir l’hypocalcémie induite par le citrate.
      3. A t = 75 min, dégonfler le ballon REBOA sur 10 min.
      4. Jusqu’à t = 360 min, réanimer l’animal avec des liquides et de la noradrénaline pour maintenir un MAP > 65 mmHg.
  5. Fin de l’expérience et euthanasie
    1. Prélever tous les échantillons de sang ou d’urine restants.
    2. Euthanasier l’animal en injectant une combinaison de pentobarbital sodique (390 mg) et de phénytoïne sodique (50 mg) (1 mL/10 lb).

3. Traitement des données

  1. Synchronisez l’heure de tous les fichiers de données.
    1. En fonction des heures notées sur chaque périphérique les unes par rapport aux autres et du début de l’expérience, alignez tous les fichiers de données de sorte que t = 0 indique le début de l’expérience.
  2. Supprimez tous les points de données associés aux indicateurs d’erreur du capteur de débit.
    REMARQUE: Les types d’erreur sont High Flow Rate (Débit élevé) et Air-in-Line (Air-in-Line). L’erreur High Flow Rate indique que le débit a dépassé la limite de sortie du capteur. L’indicateur d’erreur Air-in-Line s’allume lorsque le capteur détecte de l’air dans le canal d’écoulement.
  3. Supprimez les données associées au flux négatif.
    1. Une fois que le flux devient négatif, suivez le volume qui passe devant le capteur dans la direction arrière.
    2. Une fois que le débit devient positif, suivez le volume et comparez-le au volume de débit négatif pour n’inclure que les mesures de l’urine récemment vidée.

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Representative Results

La figure 1 montre une image du moniteur PuO2 non invasif décrit dans ce manuscrit. La figure 2 montre un diagramme des mesures de MAP et de PuO2 non invasives chez un seul sujet au cours d’une expérience similaire au modèle d’hémorragie porcine décrit. Au début de l’expérience, lorsque l’hémorragie a été initiée, il y a eu une baisse de MAP et de PuO2. Après le déclin initial de PuO2 , il a progressivement augmenté jusqu’à ce que le ballon REBOA soit dégonflé. L’augmentation progressive correspondait à une période de réduction drastique de la production d’urine due à une hypovolémie induite par une hémorragie suivie d’une occlusion aortique. Pendant la période de faible débit urinaire, les données sur les PuO2 n’étaient pas fiables en raison de l’échange d’oxygène avec les tissus environnants et l’air lorsque l’urine se déplaçait de la sortie du rein au site de mesure non invasif. Au cours de la phase de soins intensifs, il y a eu une baisse significative de la PuO2, ce qui correspondait à une augmentation de la production d’urine. L’augmentation de la production d’urine a limité l’impact de l’échange d’oxygène avec les tissus environnants, et les données PuO2 ont été jugées valides. Les données non invasives de PuO2 recueillies pendant les périodes de l’expérience peuvent être comparées à d’autres données, telles que la MAP. Chez ce sujet, la MAP semble rester constante pendant la période de soins intensifs et le PuO2 atteint un maximum à environ 180 minutes suivi d’une diminution jusqu’à 240 min, suivie d’une augmentation progressive jusqu’à la fin de l’expérience.

Figure 1
Figure 1 : Image du moniteur PuO2 non invasif. Le dispositif se connecte entre le cathéter et le sac de collecte. L’appareil contient une sonde de température, un capteur d’oxygène à base de luminescence et un câble à fibre optique associé, ainsi qu’un capteur de débit thermique. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 2
Figure 2 : PuO2 et MAP non invasifs mesurés au cours du modèle porcin de choc hémorragique décrit. Toutes les données ont été échantillonnées à 1 Hz. HEM = hémorragie, MAP = pression artérielle moyenne. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Discussion

L’IRA est une complication courante chez les patients traumatisés et, à l’heure actuelle, il n’existe pas de moniteur de chevet validé pour l’oxygénation des tissus rénaux, ce qui pourrait permettre une détection plus précoce de l’IRA et guider les interventions potentielles. Ce manuscrit décrit l’utilisation et l’instrumentation d’un modèle de choc hémorragique porcin pour établir que le PuO2 non invasif est un indicateur précoce de l’IRA et un nouveau critère de réanimation dans les contextes de traumatologie.

L’un des avantages distincts de ce modèle porcin est la possibilité de comparer les mesures d’oxygène à trois endroits différents, y compris directement dans la moelle. Bien qu’il soit possible de mesurer la vessie et le PuO2 non invasif chez l’homme, il n’est pas possible de mesurer la teneur en oxygène directement dans la moelle. Les modèles animaux antérieurs étudiant l’application de la surveillance du PuO2 dans la septicémie et la chirurgie cardiaque reposaient généralement sur des mesures non invasives ou de l’oxygène de la vessie, avec seulement une poignée d’études mesurant également simultanément la teneur en oxygène du tissu médullaire23. En outre, bon nombre des études précédentes ont été réalisées sur des animaux plus petits tels que des souris ou des lapins, ce qui limite l’impact translationnel. L’utilisation de porcs est avantageuse parce que les animaux sont assez grands pour permettre la surveillance et les soins intensifs, semblables à ceux que subissent les patients gravement malades. Il est important de noter que le capteur d’oxygène est placé dans la moelle sous guidage échographique. L’échographie est utilisée pour confirmer que le cathéter et le capteur sont bien dans la région de la moelle du rein. De plus, le moniteur non invasif contient un capteur de débit urinaire. Ceci est important car l’un des facteurs de confusion de la mesure du PuO2 distal au bassinet du rein est la pénétration d’oxygène le long des voies urinaires24. L’impact de la pénétration d’oxygène a été observé dans les données présentées lors de l’expérience précédente. Pendant les périodes d’occlusion aortique et de faible débit urinaire correspondant, le PuO2 était artificiellement élevé par rapport à la phase de soins intensifs, lorsque la production d’urine était augmentée. À l’aide des données sur le débit urinaire, il est possible de comparer uniquement les données valides de PuO 2 non invasif aux niveaux d’oxygène de PuO 2 et de tissu médullaire de la vessie, ainsi que de déterminer un seuil de débit en dessous duquel les données non invasives de PuO2 ne représentent plus l’oxygénation rénale.

En plus de comparer les données sur l’oxygène à différents sites de mesure, ce modèle aidera à comparer les produits de réanimation les plus efficaces pour améliorer l’apport d’oxygène rénal, l’oxygénation des tissus rénaux et les indicateurs de perfusion globale tels que le MAP. L’itération actuelle du modèle comparera le sang total et les cristalloïdes. Les lignes directrices actuelles suggèrent d’utiliser les cristalloïdes comme traitement de première intention chez les patients traumatisés par une hémorragie hypotensive25. D’autres ont montré que la réanimation liquidienne avec des cristalloïdes ne rétablissait pas l’oxygénation des tissus rénaux, tandis que la transfusion sanguine en faisait26. Cependant, le critère optimal de transfusion n’est pas clair et les ressources peuvent être limitées dans certains contextes de traumatologie (environnements ruraux, éloignés ou de conflit armé). Sur la base des données de cette étude, le moniteur non invasif PuO2 pourrait servir de nouveau critère d’évaluation pour déterminer un seuil de transfusion approprié chez les patients traumatisés. Après avoir validé le moniteur PuO2 non invasif dans cette étude, les futures itérations de ce modèle pourraient explorer l’utilisation d’autres fluides de réanimation, tels que les solutions hypertoniques et l’utilisation de colloïdes synthétiques.

Tout comme la comparaison de différents produits de réanimation, les données de ce modèle peuvent être utilisées pour comparer les mesures de perfusion globales à l’oxygénation régionale et la relation entre l’oxygénation systémique et régionale et les résultats. Les lignes directrices actuelles pour les soins de traumatologie recommandent de maintenir une MAP de 60-65 mmHg25. Les études n’ont pas trouvé de MAP cible optimale concluante lors d’un choc hémorragique pour préserver la fonction rénale27. Les résultats de l’expérience précédente suggèrent que la MAP n’est peut-être qu’un facteur qui influence PuO2. Alors que la PMA était constante pendant la phase de soins intensifs, la POU 2 était variée, ce qui signifie qu’il y a probablement d’autres facteurs qui influencent la POU2. Ainsi, une méthode de surveillance de l’oxygénation rénale, telle que la surveillance non invasive du PuO2, peut être utile pour orienter les interventions par rapport aux mesures de perfusion globale telles que la MAP. La surveillance non invasive du PuO2 a le potentiel de préserver la fonction rénale en réduisant l’hypoxie tissulaire et en minimisant le dysfonctionnement des organes.

L’une des principales limites du moniteur non invasif utilisé dans ce modèle est qu’aucune urine n’est produite pendant les phases d’hémorragie ou d’occlusion aortique. Cela limite les comparaisons entre le PuO2 non invasif, le PuO2 de la vessie et l’oxygénation médullaire à la phase de réanimation, où les données recueillies à partir d’expériences similaires montrent que le débit urinaire est suffisant pendant cette période. Une deuxième limite de ce modèle est que REBOA est utilisé dans les deux groupes de traitement. Sur la base de la pratique clinique actuelle, REBOA n’est généralement utilisé que dans les scénarios d’hémorragie de torse non compressible28. Ainsi, les études futures devraient étudier l’utilisation de la surveillance non invasive du PuO2 avec des méthodes conventionnelles de contrôle des hémorragies et de réanimation.

Ce modèle aidera à valider la surveillance non invasive des POU2 en tant qu’outil de détection précoce de l’IRA et d’évaluation de la réponse aux méthodes de réanimation. Ceci est important parce que ce nouveau moniteur peut potentiellement réduire la morbidité et la mortalité précoces et différées liées aux traumatismes. Ce document sur les méthodes fournit une description étape par étape de la façon de mettre en œuvre le modèle.

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Disclosures

N. Silverton, K. Kuck et L. Lofgren sont les inventeurs d’un brevet et d’une demande de brevet concernant le moniteur non invasif utilisé dans cette étude. Ce prototype est en cours de développement pour examen commercial par N. Silverton et K. Kuck, mais jusqu’à présent, aucune activité commerciale n’a eu lieu. Les autres auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent. L’interprétation et la communication de ces données relèvent de la seule responsabilité des auteurs.

Acknowledgments

Les travaux de cette subvention sont financés par l’Institut des sciences cliniques et translationnelles de l’Université de l’Utah par le biais du programme pilote d’études translationnelles et cliniques et du bureau du ministère de la Défense des programmes de recherche médicale dirigés par le Congrès (PR192745).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1/8" PVC tubing Qosina SKU: T4307 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/16" PVC tubing Qosina SKU: T4310 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/8" TPE tubing  Qosina SKU: T2204 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/32" (1), 1/8" (1), 5/32" (1) drill bit Dewalt N/A For building noninvasive PuO2 monitor
Biocompatible Glue Masterbond EP30MED Part of noninvasive PuO2 monitor
Bladder PuO2 sensor Presens DP-PSt3 Oxygen dipping probe
Bladder oxygen measurement device Presens Fibox 4 Stand-alone fiber optic oxygen meter
Chlorhexidine 4% scrub Vetone N/A For scrubbing insertion or puncture sites
Conical connector with female luer lock Qosina SKU: 51500 Part of noninvasive PuO2 monitor
Cuffed endotracheal tube Vetone 600508 For sedating the subject and providing respiratory support
Euthanasia solution (pentobarbital sodium|pheyntoin sodium) Vetone 11168 For euthanasia after completion of experiment
General purpose temperature probe, 400 series thermistor Novamed 10-1610-040 Part of noninvasive PuO2 monitor
HotDog veterinary warming system HotDog V106 For controlling subject temperature during experiment
Invasive tissue oxygen measurement device Optronix N/A OxyLite™ oxygen monitors
Invasive tissue oxygen sensor Optronix NX-BF/OT/E Oxygen/Temperature bare-fibre sensor
Isoflurane Vetone 501017 To maintain sedation throughout the experiment
Isotonic crystalloid solution HenrySchein 1537930 or 1534612 Used during resuscitation in the critical care period
Liquid flow sensor Sensirion LD20-2600B Part of noninvasive PuO2 monitor
Male luer lock to barb connector Qosina SKU: 11549 Part of noninvasive PuO2 monitor
Male to male luer connector Qosina SKU: 20024 Part of noninvasive PuO2 monitor
Norepinephrine HenrySchein AIN00610 Infusion during resuscitation
Noninvasive oxygen measurement device Presens EOM-O2-mini Electro optical module transmitter for contactless oxygen measurements
Non-vented male luer lock cap  Qosina SKU: 65418 Part of noninvasive PuO2 monitor
O2 sensor stick Presens SST-PSt3-YOP Part of noninvasive PuO2 monitor
PowerLab data acquisition platform AD Instruments N/A For data collection
REBOA catheter Certus Critical Care N/A Used in experimental protocol
Super Sheath arterial catheters (5 Fr, 7 Fr, 9 Fr) Boston Scientific C1894 for intravascular access
Suture Ethicon C013D For securing catheter to skin and closing incisions
T connector, all female luer locks Qosina SKU: 88214 Part of noninvasive PuO2 monitor

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References

  1. Gomes, E., Antunes, R., Dias, C., Araújo, R., Costa-Pereira, A. Acute kidney injury in severe trauma assessed by RIFLE criteria: a common feature without implications on mortality. Scandinavian Journal of Trauma, Resuscitation and Emergency Medicine. 18, 1 (2010).
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  7. Ostermann, M., Joannidis, M. Acute kidney injury 2016: diagnosis and diagnostic workup. Critical Care. 20 (1), 299 (2016).
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  20. Lankadeva, Y. R., et al. Intrarenal and urinary oxygenation during norepinephrine resuscitation in ovine septic acute kidney injury. Kidney International. 90 (1), 100-108 (2016).
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  23. Lankadeva, Y. R., Kosaka, J., Evans, R. G., Bellomo, R., May, C. N. Urinary oxygenation as a surrogate measure of medullary oxygenation during angiotensin II therapy in septic acute kidney injury. Critical Care Medicine. 46 (1), 41-48 (2018).
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  25. Spahn, D. R., et al. The European guideline on management of major bleeding and coagulopathy following trauma: fifth edition. Critical Care. 23 (1), 98 (2019).
  26. Legrand, M., et al. Fluid resuscitation does not improve renal oxygenation during hemorrhagic shock in rats. Anesthesiology. 112 (1), 119-127 (2010).
  27. Badin, J., et al. Relation between mean arterial pressure and renal function in the early phase of shock: a prospective, explorative cohort study. Critical Care. 15 (3), 135 (2011).
  28. Ribeiro Junio, M. A. F., et al. The complications associated with resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta (REBOA). World Journal of Emergency Surgery. 13, 20 (2018).

Tags

Bioengineering numéro 188

Erratum

Formal Correction: Erratum: Noninvasive and Invasive Renal Hypoxia Monitoring in a Porcine Model of Hemorrhagic Shock
Posted by JoVE Editors on 05/09/2023. Citeable Link.

An erratum was issued for: Noninvasive and Invasive Renal Hypoxia Monitoring in a Porcine Model of Hemorrhagic Shock. The Protocol section was updated.

Step 2.3.1 - 2.3.1.2 of the Protocol was updated from:

  1. Measure PuO2 in the bladder.
    1. Remove all air from the bladder by slowly squeezing the bladder while ensuring urine does not leak out.
    2. Place the tip of the luminescence quenching-based PuO2 sensor in the bladder via a cystotomy, similar to the catheter.
    3. Connect the fiber optic cable from the bladder sensor to the data collection device.

to:

  1.  Measure PuO2 at the outlet of the bladder
    1. Identify the balloon on the catheter. Just below the balloon make an incision along the long axis of the catheter, ensuring that you do not cut the lumen that connects to the balloon. 
    2. After making the incision, insert a t-connector that contains the sensing material into the incision. 
    3. Use tissue glue to secure the t-connector in place. 
    4. Connect the fiber optic cable from the bladder data collection device to the connector that contains the sensing material. 

Step 2.3.2.2 - 2.3.2.7 of the Protocol was updated from:

  1. Make a flank incision large enough to expose the kidney (approx. 2-3 in) on the side of the pig at approximately the same location where the kidney was identified.
  2. With the tips of a retractor together, introduce the retractor into the incision and then spread the tips of the retractor to expose the kidney.
  3. Use a micro-manipulator or similar tool to hold the oxygen probe steady. If possible, attach this tool to the end of an articulating arm.
  4. Attach the other end of the articulating arm to the surgical table so that the other end that will hold the oxygen probe is near the opened incision. If the tool that is used to hold the oxygen probe is not connected to an articulating arm, position the tool so the oxygen sensor is near the opened incision and is stable.
  5. Unlock all articulating joints of the arm. Using ultrasound, place the tip of the oxygen probe in the medulla region of the kidney. Lock all articulating joints on the arm.
  6. After confirming placement of the tip of the sensor in the medulla with ultrasound, use the micromanipulator to retract the needle housing the luminescence-based oxygen sensor. Connect the other end of the sensor to the data collection device connected to the computer running the data collection software. Start recording.

to:

  1. Move the bowel so that you have a clear line of site and access to the entire kidney. 
  2. Insert the sensor into 2" 18 gauge catheter. Adjust the luer lock connector on the sensor so that the tip of the sensor is exposed. Remove the catheter and place it over an 18 gauge needle.
  3. Place the 18 gauge needle and 2 in catheter into the renal medulla under ultrasound guidance.
  4. Remove the needle, keeping the catheter in place. Thread the tissue sensor through the catheter and use the luer lock to connect the sensor to the catheter. 
  5. Use tissue glue to secure the catheter in place. 
  6. Connect the tissue sensor to the data collection box.

The Table of Materials was updated from:

Name Company Catalog Number Comments
1/8" PVC tubing Qosina SKU: T4307 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/16" PVC tubing Qosina SKU: T4310 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/32" (1), 1/8" (1), 5/32" (1) drill bit Dewalt N/A For building noninvasive PuO2 monitor
3/8" TPE tubing  Qosina SKU: T2204 Part of noninvasive PuO2 monitor
Biocompatible Glue Masterbond EP30MED Part of noninvasive PuO2 monitor
Bladder oxygen measurement device Presens Fibox 4 Stand-alone fiber optic oxygen meter
Bladder PuO2 sensor Presens DP-PSt3 Oxygen dipping probe
Chlorhexidine 4% scrub Vetone N/A For scrubbing insertion or puncture sites
Conical connector with female luer lock Qosina SKU: 51500 Part of noninvasive PuO2 monitor
Cuffed endotracheal tube Vetone 600508 For sedating the subject and providing respiratory support
Euthanasia solution (pentobarbital sodium|pheyntoin sodium) Vetone 11168 For euthanasia after completion of experiment
General purpose temperature probe, 400 series thermistor Novamed 10-1610-040 Part of noninvasive PuO2 monitor
Hemmtop Magic Arm 11 inch Amazon B08JTZRKYN Holding invasive oxygen sensor in place
HotDog veterinary warming system HotDog V106 For controlling subject temperature during experiment
Invasive tissue oxygen measurement device Presens Oxy-1 ST  Compact oxygen transmitter
Invasive tissue oxygen sensor Presens PM-PSt7 Profiling oxygen microsensor
Isoflurane Vetone 501017 To maintain sedation throughout the experiment
Isotonic crystalloid solution HenrySchein 1537930 or 1534612 Used during resuscitation in the critical care period
Liquid flow sensor Sensirion LD20-2600B Part of noninvasive PuO2 monitor
Male luer lock to barb connector Qosina SKU: 11549 Part of noninvasive PuO2 monitor
Male to male luer connector Qosina SKU: 20024 Part of noninvasive PuO2 monitor
Noninvasive oxygen measurement device Presens EOM-O2-mini Electro optical module transmitter for contactless oxygen measurements
Non-vented male luer lock cap Qosina SKU: 65418 Part of noninvasive PuO2 monitor
Norepinephrine HenrySchein AIN00610 Infusion during resuscitation
O2 sensor stick Presens SST-PSt3-YOP Part of noninvasive PuO2 monitor
PowerLab data acquisition platform AD Instruments N/A For data collection
REBOA catheter Certus Critical Care N/A Used in experimental protocol
Super Sheath arterial catheters (5 Fr, 7 Fr, 9 Fr) Boston Scientific C1894 For intravascular access
Suture Ethicon C013D For securing catheter to skin and closing incisions
T connector, all female luer locks Qosina SKU: 88214 Part of noninvasive PuO2 monitor

to:

Name Company Catalog Number Comments
1/8" PVC tubing Qosina SKU: T4307 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/16" PVC tubing Qosina SKU: T4310 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/8" TPE tubing  Qosina SKU: T2204 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/32" (1), 1/8" (1), 5/32" (1) drill bit Dewalt N/A For building noninvasive PuO2 monitor
Biocompatible Glue Masterbond EP30MED Part of noninvasive PuO2 monitor
Bladder PuO2 sensor Presens DP-PSt3 Oxygen dipping probe
Bladder oxygen measurement device Presens Fibox 4 Stand-alone fiber optic oxygen meter
Chlorhexidine 4% scrub Vetone N/A For scrubbing insertion or puncture sites
Conical connector with female luer lock Qosina SKU: 51500 Part of noninvasive PuO2 monitor
Cuffed endotracheal tube Vetone 600508 For sedating the subject and providing respiratory support
Euthanasia solution (pentobarbital sodium|pheyntoin sodium) Vetone 11168 For euthanasia after completion of experiment
General purpose temperature probe, 400 series thermistor Novamed 10-1610-040 Part of noninvasive PuO2 monitor
HotDog veterinary warming system HotDog V106 For controlling subject temperature during experiment
Invasive tissue oxygen measurement device Optronix N/A OxyLite™ oxygen monitors
Invasive tissue oxygen sensor Optronix NX-BF/OT/E Oxygen/Temperature bare-fibre sensor
Isoflurane Vetone 501017 To maintain sedation throughout the experiment
Isotonic crystalloid solution HenrySchein 1537930 or 1534612 Used during resuscitation in the critical care period
Liquid flow sensor Sensirion LD20-2600B Part of noninvasive PuO2 monitor
Male luer lock to barb connector Qosina SKU: 11549 Part of noninvasive PuO2 monitor
Male to male luer connector Qosina SKU: 20024 Part of noninvasive PuO2 monitor
Norepinephrine HenrySchein AIN00610 Infusion during resuscitation
Noninvasive oxygen measurement device Presens EOM-O2-mini Electro optical module transmitter for contactless oxygen measurements
Non-vented male luer lock cap  Qosina SKU: 65418 Part of noninvasive PuO2 monitor
O2 sensor stick Presens SST-PSt3-YOP Part of noninvasive PuO2 monitor
PowerLab data acquisition platform AD Instruments N/A For data collection
REBOA catheter Certus Critical Care N/A Used in experimental protocol
Super Sheath arterial catheters (5 Fr, 7 Fr, 9 Fr) Boston Scientific C1894 for intravascular access
Suture Ethicon C013D For securing catheter to skin and closing incisions
T connector, all female luer locks Qosina SKU: 88214 Part of noninvasive PuO2 monitor
Surveillance non invasive et invasive de l’hypoxie rénale dans un modèle porcin de choc hémorragique
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Lofgren, L. R., Hoareau, G. L.,… More

Lofgren, L. R., Hoareau, G. L., Kuck, K., Silverton, N. A. Noninvasive and Invasive Renal Hypoxia Monitoring in a Porcine Model of Hemorrhagic Shock. J. Vis. Exp. (188), e64461, doi:10.3791/64461 (2022).

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