Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Bioengineering
Click here for the English version

Bioengineering

Ikke-invasiv og invasiv renal hypoksiovervåking i en svinemodell av hemoragisk sjokk

Published: October 28, 2022 doi: 10.3791/64461
Automatic Translation
1, 2,3, 1,4, 4,5
1Department of Biomedical Engineering, University of Utah, 2Department of Emergency Medicine, University of Utah, 3Nora Eccles Harrison Cardiovascular Research and Training Institute, University of Utah, 4Department of Anesthesiology, University of Utah, 5Geriatric Research, Education, and Clinical Centre, VAMC

ERRATUM NOTICE

Summary

Her presenteres en protokoll for å måle renal oksygenering i medulla og ikke-invasivt oksygenpartialtrykk i urin i en hemoragisk sjokksvinemodell for å etablere oksygenpartialtrykk i urin som en tidlig indikator på akutt nyreskade (AKI) og et nytt gjenopplivende endepunkt.

Abstract

Opptil 50% av pasientene med traumer utvikler akutt nyreskade (AKI), delvis på grunn av dårlig nyreperfusjon etter alvorlig blodtap. AKI er for tiden diagnostisert basert på en endring i serumkreatininkonsentrasjon fra baseline eller lengre perioder med redusert urinmengde. Dessverre er data om serumkreatininkonsentrasjon ved baseline ikke tilgjengelig hos de fleste pasienter med traume, og dagens estimeringsmetoder er unøyaktige. I tillegg kan serumkreatininkonsentrasjonen ikke endres før 24-48 timer etter skaden. Til slutt må oliguri vedvare i minst 6 timer for å diagnostisere AKI, noe som gjør det upraktisk for tidlig diagnose. AKI-diagnostiske tilnærminger som er tilgjengelige i dag, er ikke nyttige for å forutsi risiko under gjenopplivning av pasienter med traumer. Studier tyder på at urin partialtrykk av oksygen (PuO2) kan være nyttig for å vurdere nyrehypoksi. En monitor som forbinder urinkateteret og urinoppsamlingsposen ble utviklet for å måle PuO2 ikke-invasivt. Enheten har en optisk oksygensensor som estimerer PuO2 basert på luminescensslukkingsprinsipper. I tillegg måler enheten urinstrøm og temperatur, sistnevnte for å justere for forstyrrende effekter av temperaturendringer. Urinstrømmen måles for å kompensere for effekten av oksygeninntrengning i perioder med lav urinstrøm. Denne artikkelen beskriver en svinemodell av hemoragisk sjokk for å studere forholdet mellom ikke-invasiv PuO2, nyrehypoksi og AKI-utvikling. Et sentralt element i modellen er ultralydveiledet kirurgisk plassering i nyremedulla av en oksygenprobe, som er basert på en ikke-kappet optisk mikrofiber. PuO 2 vil også bli målt i blæren og sammenlignet med nyre- og ikke-invasive PuO2-målinger. Denne modellen kan brukes til å teste PuO 2 som en tidlig markør for AKI og vurdere PuO2 som et gjenopplivende endepunkt etter blødning som indikerer endeorgan i stedet for systemisk oksygenering.

Introduction

Akutt nyreskade (AKI) rammer opptil 50% av pasienter med traumer innlagt på intensivavdelingen1. Pasienter som utvikler AKI har en tendens til å ha lengre oppholdstid på sykehus og intensivavdelinger og en tredobbelt større risiko for dødelighet 2,3,4. For tiden er AKI oftest definert av retningslinjene for forbedring av nyresykdom som forbedrer globale utfall (KDIGO), som er basert på endringer i serumkreatininkonsentrasjon fra baseline eller perioder med langvarig oliguri5. Data om kreatininkonsentrasjon ved baseline er utilgjengelig hos de fleste pasienter med traume, og estimeringsligninger er upålitelige og er ikke validert hos pasienter med traume6. I tillegg kan serumkreatininkonsentrasjonen ikke endres før minst 24 timer etter skaden, noe som utelukker tidlig identifisering og intervensjon7. Mens forskning tyder på at urinproduksjon er en tidligere indikator på AKI enn serumkreatininkonsentrasjon, krever KDIGO-kriteriene minst 6 timer oliguri, noe som utelukker intervensjoner rettet mot skadeforebygging8. Den optimale terskelen for urinproduksjon hver time og passende varighet av oliguri for å definere AKI diskuteres også, noe som begrenser effektiviteten som en tidlig markør for sykdommen 9,10. Dermed er nåværende diagnostiske tiltak for AKI ikke nyttige i traumeinnstillinger, fører til forsinket diagnose av AKI, og gir ikke sanntidsinformasjon om pasientens risikostatus for å utvikle AKI.

Mens utviklingen av AKI i en traumeinnstilling er kompleks og sannsynligvis forbundet med flere årsaker som dårlig nyreperfusjon på grunn av hypovolemi, redusert nyreblodstrøm på grunn av vasokonstriksjon, traumerelatert betennelse eller iskemi-reperfusjonsskade, er nyrehypoksi en vanlig faktor blant de fleste former for AKI11,12. Spesielt er medulla-regionen i nyrene svært utsatt for ubalanse mellom oksygenbehov og forsyning i traumeinnstillingen på grunn av redusert oksygentilførsel og høy metabolsk aktivitet assosiert med natriumreabsorpsjon. Hvis det var mulig å måle oksygenering av nyremedulla, kan det derfor være mulig å overvåke en pasients risikostatus for å utvikle AKI. Selv om dette ikke er klinisk mulig, korrelerer urinpartialtrykk av oksygen (PuO2) ved utløpet av nyrene sterkt med medullært vevsoksygenering13,14. Andre studier har vist at det er mulig å måle blære PuO 2 og at det endres som respons på stimuli som endrer medullær oksygen og nyrebekken PuO2 nivåer, for eksempel en reduksjon i nyreblodstrømmen15,16,17. Disse studiene antyder at PuO2 kan indikere perfusjon i endeorganet og kan være nyttig for å overvåke effekten av intervensjoner i traumeinnstillinger på nyrefunksjonen.

For å overvåke PuO 2 ikke-invasivt ble det utviklet en ikke-invasiv PuO2-skjerm som lett kan kobles til enden av et urinkateter utenfor kroppen. Den ikke-invasive PuO2-skjermen består av tre hovedkomponenter: en temperatursensor, en luminescensslukkende oksygensensor og en termisk basert strømningssensor. Siden hver oksygensensor er optisk basert og er avhengig av Stern-Volmer-forholdet for å kvantifisere forholdet mellom luminescens og oksygenkonsentrasjon, er det nødvendig med en temperatursensor for å kompensere for potensielle forvirrende effekter av temperaturendringer. Strømningssensoren er viktig for å kvantifisere urinproduksjonen og for å bestemme retningen og størrelsen på urinstrømmen. Alle tre komponentene er forbundet med en kombinasjon av mannlige, kvinnelige og t-formede luerlåskontakter og fleksible rør av polyvinylklorid (PVC). Enden med den koniske kontakten kobles til utløpet til urinkateteret, og enden med slange over den koniske kontakten forbinder lysbilder over kontakten på urinoppsamlingsposen.

Til tross for måling distalt for blæren, viste en nylig studie at lav urin PuO2 under hjertekirurgi er forbundet med økt risiko for å utvikle AKI18,19. På samme måte har dagens dyremodeller primært fokusert på tidlig påvisning av AKI under hjertekirurgi og sepsis 14,20,21,22. Dermed gjenstår spørsmål om bruken av denne nye enheten i traumer. Målet med denne forskningen er å etablere PuO2 som en tidlig markør for AKI og undersøke bruken som et gjenopplivende endepunkt hos pasienter med traumer. Dette manuskriptet beskriver en svinemodell av hemoragisk sjokk som inkluderer plassering av den ikke-invasive PuO 2-monitoren, en blære PuO2-sensor og en vevsoksygensensor i nyremedulla. Data fra den ikke-invasive monitoren vil bli sammenlignet med blære PuO2 og invasive vevsoksygenmålinger. Den ikke-invasive monitoren inkluderer også en strømningssensor som vil være nyttig for å forstå forholdet mellom urinstrømningshastighet og oksygeninntrenging, noe som reduserer evnen til å utlede renal medullar vevsoksygenering fra ikke-invasiv PuO2 når urinen krysser urinveiene. I tillegg vil data fra de tre oksygensensorene bli sammenlignet med systemiske vitale tegn, for eksempel gjennomsnittlig arterielt trykk. Den sentrale hypotesen er at ikke-invasive PuO2-data vil sterkt korrelere med invasivt medullært oksygeninnhold og vil reflektere medullær hypoksi under gjenopplivning. Ikke-invasiv PuO2-overvåking har potensial til å forbedre traumerelaterte utfall ved å identifisere AKI tidligere og tjene som et nytt gjenopplivende endepunkt etter blødning som indikerer endeorgan i stedet for systemisk oksygenering.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Institutional Animal Care and Use Committee ved University of Utah godkjente alle eksperimentelle protokoller beskrevet her. Før forsøket ble totalt 12 kastrerte mannlige eller ikke-gravide kvinnelige Yorkshire-svin som veide 50-75 kg og mellom 6-8 måneder gamle, akklimatisert i innhegningene i minst 7 dager. I denne perioden ledes all omsorg av veterinær og i henhold til Veileder for stell og bruk av forsøksdyr og dyrevelferdslovens forskrifter og standarder. Dyrene fastes over natten før anestesi, men får fri tilgang til vann.

1. Sensor montering

  1. Skjær et 6 cm stykke 3/8 i termoplastisk elastomer (TPE) rør, 25 mm stykker på 1/8 i og 3/16 i PVC-rør, og 31 mm stykker på 1/8 i og 3/16 i PVC-rør.
  2. Bor et hull i toppen av den ikke-ventilerte hetten for å passe til den eksponerte spissen av temperatursonden. Start med en 3/32 i borkrone, og bruk deretter en 1/8 i borkrone.
  3. Bruk en 5/32 borkrone til å bore ut den øverste delen av T-kontakten slik at den passer til oksygensensoren.
  4. Skyv det kortere stykket av 1/8 i PVC-slangen over innløpssiden av strømningssensoren. Skyv den lengre 1/8 i stykke PVC-rør over utløpssiden (som angitt av pilen på selve strømningssensoren) på strømningssensoren. Skyv den kortere og lengre 3/16 i biter av PVC-rør over de tilsvarende lengdene på 1/8 i PVC-slangen. Sett piggenden av hannluerlåskoblingen inn i den åpne enden av 1/8 i PVC-slangen.
    MERK: Bruk om nødvendig en varmepistol til å varme opp slangen før du glir over piggbeslag. Det er også mulig å bruke isopropylalkohol til å smøre piggenden for å gjøre det lettere å skyve slangen over piggkontakten.
  5. Bland det biokompatible limet.
  6. Blottlegg spissen av temperatursonden ved å fjerne beskyttende kappe eller slanger. Fyll innsiden av slangen til termistoren med biokompatibelt lim, men dekk ikke til den eksponerte spissen.
  7. Sett sammen delene som vist i figur 1. Bruk limet til å sikre hver luerlåstilkobling, når du setter termistoren inn i den ikke-ventilerte hetten, og før du skyver 3/8 i TPE-slangen over piggenden.
  8. Før sterilisering, sørg for at den blå hetten på oksygenpinnen ikke er vridd for tett, ellers vil det være vanskelig å angre etter sterilisering.
    MERK: Et bilde av en montert enhet er vist i figur 1 for referanse. For dette eksperimentet ble den fiberoptiske kabelen koblet til en elektrooptisk modul som inneholder programvare som er designet for å fungere med de spesifikke oksygensensorene som brukes i enheten. Enhver luminescens-quenching-basert oksygensensor og kompatibel datainnsamlingsenhet vil fungere. I tillegg ble en tilpasset modul og et kretskort designet for å koble til strømningssensoren og temperatursonden. Tilpasset programvare ble brukt til å samle inn og vise data i sanntid.

2. Eksperimentell prosedyre

  1. Induksjon av anestesi og overvåking.
    1. Berolig dyret med en kombinert intramuskulær injeksjon av ketamin (2,2 mg/kg) og xylazin (2,2 mg/kg) og telazol (4,4 mg/kg).
    2. Avhengig av størrelsen på dyret, plasser et passende størrelse (mest sannsynlig mellom 7 mm og 8 mm) mansjett endotrakealrør ved hjelp av et laryngoskop.
    3. Påfør øye smøremiddel på begge øynene.
    4. Etter induksjon, ventiler dyret mekanisk med vedlikehold av anestesi med 1,5% -3,0% gassformig isofluran blandet i oksygen. Sett fraksjonen av inspirert oksygen mellom 40% -100%, det positive endeekspiratorisk trykket til 4 cm H 2 O, tidevannsvolumet til 6-8 ml / kg, og juster respirasjonsfrekvensen og tidevannsvolumet for å opprettholde endetidal CO2 på 35-45 mmHg.
    5. Overvåk og bekreft riktig dybde av anestesi ved å vurdere kjevetone, palpebral refleks omtrent hvert 15. minutt og fravær av spontan bevegelse gjennom hele forsøket. I tillegg overvåker kliniske parametere for vevsperfusjon (slimhinnefarge, kapillær påfyllingstid, hjertefrekvens), pulsoksymetri, endetidal CO2, kjernekroppstemperatur og elektrokardiogram.
    6. Plasser dyret i dorsale liggeplasser på et varmeteppe og fest hvert ben til bordet.
    7. Protokollen er en ikke-overlevelsesprosedyre med avliving av dyret ved slutten av forsøket, som beskrevet i avsnitt 5.
  2. Forbered dyret på forsøket.
    1. Forbered alle stikksteder (som er oppført i trinn 2.2.3-2.2.7) ved å skrubbe huden med tre vekslende skrubber klorhexidin etterfulgt av alkohol. Etter den tredje skrubben, bruk klorhexidin og la den tørke helt, og draper deretter operasjonsstedet på en steril måte.
    2. Infiltrer lokalt alle punkterings- og snittsteder med 2% lidokain for lokal smertelindring.
    3. Ved hjelp av ultralydveiledning og Seldinger-teknikken, plasser et 9 Fr kateter i høyre ytre jugularvene for medisinsk infusjon og overvåking av sentralt venetrykk og et 7 Fr kateter i høyre lårbenvene for gjenopplivning.
    4. Under ultralydveiledning, plasser en 7 Fr skjede i høyre brachialarterie.
    5. Under ultralydveiledning, plasser en 7 Fr skjede i høyre lårarterie.
    6. Under ultralydveiledning, plasser en 7 Fr skjede i venstre lårarterie.
    7. Under ultralydveiledning, plasser en 5 Fr skjede i høyre eller venstre halspulsåren.
    8. Overvåk trykket distalt for ballongen i den resuscitative endovaskulære okklusjonen av aorta (REBOA) kateteret via venstre lårbenskjede.
      1. Koble en engangstrykkmåler til arteriekateteret som er distalt for REBOA-ballongen.
    9. Overvåk trykket proksimalt for ballongen på REBOA-kateteret via halspulsåren.
      1. Koble en engangstrykktransduser til arteriekateteret som er proksimalt for REBOA-ballongen.
    10. Utfør en midline laparotomi ved å lage et snitt langs midtlinjen i magen, starter i den nedre delen av brystbenet og slutter ved pubis.
    11. Med magen åpen, identifiser blæren og utfør en cystotomi, eller gjør et lite snitt, for å sette spissen av et 20 Fr urinkateter i blæren. Lukk cystotomi med urinkateteret på plass ved hjelp av en veskestrengsutur. Etter at kateteret er på plass, fest det til huden med suturer.
    12. Før du kobler kateterets utløp til urinoppsamlingsposen, setter du den kegleformede enden av den ikke-invasive PuO2-skjermen inn i kateterets utløp.
    13. Plasser det åpne slangen på slutten av den nye PuO2-skjermen over den kjegleformede kontakten på slangen som er koblet til urinoppsamlingsposen.
    14. Fjern milten for å eliminere blødningsinducert autotransfusjon.
      1. Finn milten. Identifiser hilum av milten eller stedet der miltarterien og venen kommer inn i milten. Klem og transekt hvert fartøy.
      2. Etter transeksjon, liger hvert fartøy ved hjelp av modifiserte Miller-knuter ved hjelp av 2-0 suturer.
  3. Plasser instrumentet for å måle blære PuO2 og oksygenering av vev.
    1. Mål PuO2 ved blærens utløp.
      1. Identifiser ballongen på kateteret. Like under ballongen gjør et snitt langs kateterets lange akse, slik at du ikke kutter lumen som kobles til ballongen.
      2. Etter å ha gjort snittet, sett inn en t-kontakt som inneholder sensormaterialet i snittet.
      3. Bruk vevlim for å feste t-kontakten på plass.
      4. Koble den fiberoptiske kabelen fra blæredatainnsamlingsenheten til kontakten som inneholder sensormaterialet.
      5. Opprett en ny fil på datainnsamlingsenheten, og noter tidsforskjellen mellom den frittstående innsamlingsenheten og andre enheter som ble brukt i eksperimentet.
        1. For datainnsamlingsenheten som brukes i denne studien: Trykk på tilbakepilen for å komme til hovedmenyen.
        2. Gå til måleinnstillinger og klikk på OK. Bruk pilene til å markere målenettleserboksen og trykk på OK.
        3. Trykk på høyrepilen for å opprette en ny fil. Skriv inn navnet på den nye filen, og velg Ferdig.
        4. Merk det nye filnavnet, og velg OK. Naviger til måleskjermen og klikk på OK for å starte opptaket.
    2. Mål oksygenering av medullær nyrevev.
      1. Identifiser plasseringen av nyrene internt.
      2. Beveg tarmen slik at du har en klar linje med området og tilgang til hele nyren.
      3. Sett sensoren inn i 2" 18 gauge kateter. Juster luerlåskontakten på sensoren slik at tuppen på sensoren blir eksponert. Fjern kateteret og plasser det over en 18 gauge nål.
      4. Plasser 18 gauge kanyle og 2 i kateter i nyremedulla under ultralydveiledning.
      5. Fjern nålen, hold kateteret på plass. Tre vevssensoren gjennom kateteret og bruk luerlåsen til å koble sensoren til kateteret.
      6. Bruk vevslim for å feste kateteret på plass.
      7. Koble vevssensoren til datainnsamlingsboksen.
      8. Vent i 10 minutter før du begynner på den eksperimentelle protokollen etter å ha forberedt instrumenteringen og dyret. Dette vil bli betraktet som en referanseperiode.
  4. Eksperimentell protokoll
    1. Før du starter eksperimentell prosedyre, må du kontrollere at gjennomsnittlig arterielt trykk (MAP) er ≥65 mmHg. Hvis MAP er under terskelverdien, gi opptil to 5 ml/kg boluser med isoton krystalloidoppløsning. Hvis MAP forblir under 65 mmHg, infiser noradrenalin (0,02 μg / kg / min) til målet MAP er nådd.
    2. Indusere hemorragisk sjokk.
      1. Fjern 25 % (estimert som 60 ml/kg) av dyrets estimerte blodvolum gjennom høyre brakialarteriekappe over 30 minutter i forsiktig opphissede citrerte blodoppsamlingsposer. Merk begynnelsen av blodfjerning som t = 0 min.
      2. Oppbevar blodet som fjernes i et varmt vannbad ved 37 °C.
      3. Utfør deretter randomisering for å tildele dyr til enten REBOA med fullblod eller REBOA med krystalloider gruppe (n = 6 for hver gruppe).
    3. Plasser REBOA kateteret.
      1. Sett inn et 7 Fr REBOA kateter i høyre lårarteriekappe. Plasser ballongen på kateteret umiddelbart bedre enn membranen og bekreft plasseringen ved hjelp av fluoroskopi.
      2. Ved t = 30 min, blås opp REBOA-ballongen og okkluder aorta helt i 45 minutter.
    4. Start gjenopplivning og administrer kritisk behandling.
      1. Ved t = 70 min, transfuse hvert dyr med deres utgytt blod over 15 minutter.
      2. Infiser intravenøst kalsium over 10 minutter for å forhindre citratindusert hypokalsemi.
      3. Ved t = 75 min, slipp ut REBOA-ballongen over 10 min.
      4. Inntil t = 360 min, gjenopplive dyret med væsker og noradrenalin for å opprettholde en MAP > 65 mmHg.
  5. Slutt på eksperiment og aktiv dødshjelp
    1. Samle eventuelle gjenværende blod- eller urinprøver.
    2. Avlive dyret ved å injisere en kombinasjon av pentobarbitalnatrium (390 mg) og fenytoinnatrium (50 mg) (1 ml / 10 lbs).

3. Databehandling

  1. Tidssynkroniser alle datafiler.
    1. Basert på tidspunktene som ble notert på hver enhet i forhold til hverandre og starten av eksperimentet, justerer du alle datafilene slik at t = 0 indikerer starten på eksperimentet.
  2. Fjern eventuelle datapunkter som er knyttet til feilflagg, fra flytsensoren.
    MERK: Feiltypene er High Flow Rate og Air-in-Line. Feilen High Flow Rate indikerer at strømningshastigheten overskred sensorens utgangsgrense. Air-in-Line-feilflagget heves når sensoren oppdager luft i strømningskanalen.
  3. Forkast dataene som er knyttet til den negative flyten.
    1. Når strømmen blir negativ, sporer du volumet som strømmer forbi sensoren i bakoverretningen.
    2. Etter at strømmen blir positiv, sporer du volumet og sammenligner det med volumet av negativ strømning for å bare inkludere målinger fra nylig tømt urin.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Figur 1 viser et bilde av den ikke-invasive PuO2-monitoren beskrevet i dette manuskriptet. Figur 2 viser et plott av MAP og ikke-invasive PuO 2-målinger i et enkelt under et eksperiment som ligner på den beskrevne svineblødningsmodellen. Ved starten av forsøket, da blødning ble initiert, var det et fall i MAP og PuO2. Etter den første nedgangen i PuO2 økte den gradvis til etter at REBOA-ballongen ble tømt. Den gradvise økningen korresponderte med en periode med drastisk redusert urinmengde på grunn av blødningsindusert hypovolemi etterfulgt av aortaokklusjon. I perioden med lav urinproduksjon var PuO2-data ikke pålitelige på grunn av oksygenutveksling med omgivende vev og luft da urin reiste fra utløpet av nyrene til det ikke-invasive målestedet. I løpet av den kritiske omsorgsfasen var det et betydelig fall i PuO2, noe som korresponderte med en økning i urinproduksjonen. Økningen i urinproduksjon begrenset effekten av oksygenutvekslingen med omkringliggende vev, og PuO2-data ble bestemt å være gyldige. Ikke-invasive PuO2-data samlet inn i perioder av eksperimentet kan sammenlignes med andre data, for eksempel MAP. I dette emnet ser MAP ut til å forbli konstant i den kritiske omsorgsperioden, og PuO2 når et maksimum på rundt 180 minutter etterfulgt av en reduksjon til 240 min, som etterfølges av en gradvis økning til slutten av forsøket.

Figure 1
Figur 1: Et bilde av den ikke-invasive PuO2-skjermen . Enheten kobles mellom kateteret og oppsamlingsposen. Enheten inneholder en temperatursonde, en luminescensbasert oksygensensor og tilhørende fiberoptisk kabel og en termisk basert strømningssensor. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 2
Figur 2: Ikke-invasiv PuO2 og MAP målt under den beskrevne hemoragiske sjokksvinemodellen. Alle data ble samplet ved 1 Hz. HEM = blødning, MAP = gjennomsnittlig arterielt trykk. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

AKI er en vanlig komplikasjon hos pasienter med traumer, og for øyeblikket er det ingen validert sengemonitor for oksygenering av nyrevev, noe som kan muliggjøre tidligere AKI-deteksjon og veilede potensielle inngrep. Dette manuskriptet beskriver bruken og instrumenteringen av en svinehemoragisk sjokkmodell for å etablere ikke-invasiv PuO2 som en tidlig indikator på AKI og et nytt gjenopplivingsendepunkt i traumeinnstillinger.

En av de klare fordelene med denne svinemodellen er muligheten til å sammenligne oksygenmålinger på tre forskjellige steder, inkludert direkte i medulla. Selv om det er mulig å måle blære og ikke-invasiv PuO2 hos mennesker, er det ikke mulig å måle oksygeninnhold direkte i medulla. Tidligere dyremodeller som studerer anvendelsen av PuO2-overvåking i sepsis og hjertekirurgi har vanligvis stått på ikke-invasive eller blære oksygenmålinger, med bare en håndfull studier som også måler medullært vevs oksygeninnhold samtidig23. Mange av de tidligere studiene har også blitt utført på mindre dyr som mus eller kaniner, noe som begrenser translasjonseffekten. Bruk av svin er fordelaktig fordi dyrene er store nok til å tillate overvåking og kritisk omsorg, lik hva kritisk syke pasienter gjennomgår. Det er viktig å merke seg at oksygensensoren er plassert i medulla under ultralydveiledning. Ultralydet brukes til å bekrefte at kateteret og sensoren faktisk er i medulla-regionen av nyrene. I tillegg inneholder den ikke-invasive skjermen en urinstrømssensor. Dette er viktig da en av de konfunderende faktorene ved måling av PuO2 distalt for nyrebekkenet er oksygeninntrengning langs urinveiene24. Virkningen av inntrengning av oksygen ble sett i dataene som ble presentert fra det forrige eksperimentet. I perioder med aortaokklusjon og tilsvarende lav urinstrøm var PuO2 kunstig forhøyet sammenlignet med kritisk behandlingsfase, da urinproduksjonen økte. Ved å bruke urinstrømningshastighetsdataene er det mulig å sammenligne bare gyldige ikke-invasive PuO 2-data med blære PuO 2 og medullære vevsoksygennivåer, samt bestemme en strømningshastighetsterskel under hvilken ikke-invasive PuO2-data ikke lenger representerer nyreoksygenering.

I tillegg til å sammenligne oksygendata på forskjellige målesteder, vil denne modellen bidra til å sammenligne hvilke gjenopplivingsprodukter som er mest effektive for å forbedre renal oksygentilførsel, oksygenering av nyrevev og indikatorer for global perfusjon som MAP. Den nåværende iterasjonen av modellen vil sammenligne fullblod og krystalloider. Gjeldende retningslinjer foreslår bruk av krystalloider som førstelinjebehandling hos hypotensive blødningstraumepasienter25. Andre har vist at væskeresuscitering med krystalloider ikke gjenopprettet oksygenering av nyrevev, mens blodtransfusjon gjorde26. Det optimale transfusjonsendepunktet er imidlertid uklart, og ressursene kan være begrenset i noen traumeinnstillinger (landlige, eksterne eller væpnede konfliktmiljøer). Basert på dataene fra denne studien kan den ikke-invasive PuO2-monitoren tjene som et nytt endepunkt for å bestemme en passende transfusjonsterskel hos pasienter med traumer. Etter å ha validert den ikke-invasive PuO2-monitoren i denne studien, kan fremtidige iterasjoner av denne modellen utforske bruken av andre gjenopplivingsvæsker, for eksempel hypertoniske løsninger og bruk av syntetiske kolloider.

I likhet med å sammenligne ulike gjenopplivingsprodukter, kan data fra denne modellen brukes til å sammenligne globale perfusjonsmålinger med regional oksygenering og forholdet mellom systemisk og regional oksygenering og utfall. Gjeldende retningslinjer for traumebehandling anbefaler å opprettholde et MAP på 60-65 mmHg25. Studier har ikke funnet et avgjørende optimalt mål MAP under hemoragisk sjokk for å bevare nyrefunksjonen27. Resultatene fra det forrige eksperimentet tyder på at MAP bare kan være en faktor som påvirker PuO2. Mens MAP var konstant i kritisk omsorgsfase, var PuO 2 variert, noe som betyr at det sannsynligvis er andre faktorer som påvirker PuO2. Dermed kan en metode for å overvåke nyreoksygenering, for eksempel ikke-invasiv PuO2-overvåking, være nyttig for å veilede intervensjoner sammenlignet med tiltak av global perfusjon som MAP. Ikke-invasiv PuO2-overvåking har potensial til å bevare nyrefunksjonen ved å redusere vevshypoksi og minimere organdysfunksjon.

En av de viktigste begrensningene til den ikke-invasive skjermen som brukes i denne modellen, er at ingen urin produseres under blødnings- eller aortaokklusjonsfasene. Dette begrenser sammenligninger mellom ikke-invasiv PuO2, blære PuO2 og medullær oksygenering til gjenopplivingsfasen, hvor data samlet inn fra lignende eksperimenter viser at urinstrømmen er tilstrekkelig i denne perioden. En annen begrensning ved denne modellen er at REBOA brukes i begge behandlingsgruppene. Basert på dagens kliniske praksis brukes REBOA vanligvis bare i ikke-komprimerbare torsoblødningsscenarier28. Derfor bør fremtidige studier undersøke bruken av ikke-invasiv PuO2-overvåking med konvensjonelle blødningskontroll- og gjenopplivningsmetoder.

Denne modellen vil bidra til å validere ikke-invasiv PuO2-overvåking som et verktøy for tidlig påvisning av AKI og vurdering av responsen på gjenopplivingsmetoder. Dette er viktig fordi denne nye monitoren potensielt kan redusere tidlig og forsinket sykelighet og dødelighet relatert til traumer. Denne metodeoppgaven gir en trinnvis beskrivelse av hvordan modellen skal implementeres.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

N. Silverton, K. Kuck og L. Lofgren er oppfinnere av et patent og patentsøknad rundt den ikke-invasive skjermen som brukes i denne studien. Denne prototypen er under utvikling for kommersiell vurdering av N. Silverton og K. Kuck, men foreløpig har ingen kommersiell aktivitet skjedd. De øvrige forfatterne oppgir ingen konkurrerende interesser. Tolkningen og rapporteringen av disse dataene er forfatternes ansvar alene.

Acknowledgments

Arbeidet i dette tilskuddet er finansiert av University of Utah Clinical and Translational Science Institute gjennom Translational and Clinical Studies Pilot Program og Department of Defense Office of the Congressionally Directed Medical Research Programs (PR192745).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1/8" PVC tubing Qosina SKU: T4307 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/16" PVC tubing Qosina SKU: T4310 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/8" TPE tubing  Qosina SKU: T2204 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/32" (1), 1/8" (1), 5/32" (1) drill bit Dewalt N/A For building noninvasive PuO2 monitor
Biocompatible Glue Masterbond EP30MED Part of noninvasive PuO2 monitor
Bladder PuO2 sensor Presens DP-PSt3 Oxygen dipping probe
Bladder oxygen measurement device Presens Fibox 4 Stand-alone fiber optic oxygen meter
Chlorhexidine 4% scrub Vetone N/A For scrubbing insertion or puncture sites
Conical connector with female luer lock Qosina SKU: 51500 Part of noninvasive PuO2 monitor
Cuffed endotracheal tube Vetone 600508 For sedating the subject and providing respiratory support
Euthanasia solution (pentobarbital sodium|pheyntoin sodium) Vetone 11168 For euthanasia after completion of experiment
General purpose temperature probe, 400 series thermistor Novamed 10-1610-040 Part of noninvasive PuO2 monitor
HotDog veterinary warming system HotDog V106 For controlling subject temperature during experiment
Invasive tissue oxygen measurement device Optronix N/A OxyLite™ oxygen monitors
Invasive tissue oxygen sensor Optronix NX-BF/OT/E Oxygen/Temperature bare-fibre sensor
Isoflurane Vetone 501017 To maintain sedation throughout the experiment
Isotonic crystalloid solution HenrySchein 1537930 or 1534612 Used during resuscitation in the critical care period
Liquid flow sensor Sensirion LD20-2600B Part of noninvasive PuO2 monitor
Male luer lock to barb connector Qosina SKU: 11549 Part of noninvasive PuO2 monitor
Male to male luer connector Qosina SKU: 20024 Part of noninvasive PuO2 monitor
Norepinephrine HenrySchein AIN00610 Infusion during resuscitation
Noninvasive oxygen measurement device Presens EOM-O2-mini Electro optical module transmitter for contactless oxygen measurements
Non-vented male luer lock cap  Qosina SKU: 65418 Part of noninvasive PuO2 monitor
O2 sensor stick Presens SST-PSt3-YOP Part of noninvasive PuO2 monitor
PowerLab data acquisition platform AD Instruments N/A For data collection
REBOA catheter Certus Critical Care N/A Used in experimental protocol
Super Sheath arterial catheters (5 Fr, 7 Fr, 9 Fr) Boston Scientific C1894 for intravascular access
Suture Ethicon C013D For securing catheter to skin and closing incisions
T connector, all female luer locks Qosina SKU: 88214 Part of noninvasive PuO2 monitor

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Gomes, E., Antunes, R., Dias, C., Araújo, R., Costa-Pereira, A. Acute kidney injury in severe trauma assessed by RIFLE criteria: a common feature without implications on mortality. Scandinavian Journal of Trauma, Resuscitation and Emergency Medicine. 18, 1 (2010).
  2. Bihorac, A., et al. Incidence, clinical predictors, genomics, and outcome of acute kidney injury among trauma patients. Annals of Surgery. 252 (1), 158-165 (2010).
  3. Perkins, Z. B., et al. Trauma induced acute kidney injury. Plos One. 14 (1), 0211001 (2019).
  4. Lai, W. H., et al. Post-traumatic acute kidney injury: a cross-sectional study of trauma patients. Scandinavian Journal of Trauma, Resuscitation and Emergency Medicine. 24 (1), 136 (2016).
  5. Khwaja, A. KDIGO clinical practice guidelines for acute kidney injury. Nephron Clinical Practice. 120 (4), 179-184 (2012).
  6. Saour, M., et al. Assessment of modification of diet in renal disease equation to predict reference serum creatinine value in severe trauma patients: Lessons from an observational study of 775 cases. Annals of Surgery. 263 (4), 814-820 (2016).
  7. Ostermann, M., Joannidis, M. Acute kidney injury 2016: diagnosis and diagnostic workup. Critical Care. 20 (1), 299 (2016).
  8. Koeze, J., et al. Incidence, timing and outcome of AKI in critically ill patients varies with the definition used and the addition of urine output criteria. BMC Nephrology. 18 (1), 70 (2017).
  9. Ralib, A., Pickering, J. W., Shaw, G. M., Endre, Z. H. The urine output definition of acute kidney injury is too liberal. Critical Care. 17 (3), 112 (2013).
  10. Ostermann, M. Diagnosis of acute kidney injury: Kidney disease improving global outcomes criteria and beyond. Current Opinion Critical Care. 20 (6), 581-587 (2014).
  11. Harrois, A., Libert, N., Duranteau, J. Acute kidney injury in trauma patients. Current Opinion Critical Care. 23 (6), 447-456 (2017).
  12. Ow, C. P. C., Ngo, J. P., Ullah, M. M., Hilliard, L. M., Evans, R. G. Renal hypoxia in kidney disease: Cause or consequence. Acta Physiologica. 222 (4), 12999 (2018).
  13. Leonhardt, K. O., Landes, R. R., McCauley, R. T. Anatomy and physiology of intrarenal oxygen tension: Preliminary study of the effets of anesthetics. Anesthesiology. 26 (5), 648-658 (1965).
  14. Stafford-Smith, M., Grocott, H. P. Renal medullary hypoxia during experimental cardiopulmonary bypass: a pilot study. Perfusion. 20 (1), 53-58 (2005).
  15. Kitashiro, S., et al. Monitoring urine oxygen tension during acute change in cardiac output in dogs. Journal of Applied Physiology. 79 (1), 202-204 (1995).
  16. Sgouralis, I., et al. Bladder urine oxygen tension for assessing renal medullary oxygenation in rabbits: experimental and modeling studies. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative, and Comparative Physiology. 311 (3), 532-544 (2016).
  17. Kainuma, M., Kimura, N., Shimada, Y. Effect of acute changes in renal arterial blood flow on urine oxygen tension in dogs. Critical Care Medicine. 18 (3), 309-312 (1990).
  18. Zhu, M. Z. L., et al. Urinary hypoxia: an intraoperative marker of risk of cardiac surgery-associated acute kidney injury. Nephrology Dialysis Transplantation. 33 (12), 2191-2201 (2018).
  19. Silverton, N. A., et al. Noninvasive urine oxygen monitoring and the risk of acute kidney injury in cardiac surgery. Anesthesiology. 135 (3), 406-418 (2021).
  20. Lankadeva, Y. R., et al. Intrarenal and urinary oxygenation during norepinephrine resuscitation in ovine septic acute kidney injury. Kidney International. 90 (1), 100-108 (2016).
  21. Evans, R. G., et al. Renal hemodynamics and oxygenation during experimental cardiopulmonary bypass in sheep under total intravenous anesthesia. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative, and Comparative Physiology. 318 (2), 206-213 (2020).
  22. Sgouralis, I., Evans, R. G., Layton, A. T. Renal medullary and urinary oxygen tension during cardiopulmonary bypass in the rat. Mathematical Medicine and Biology. 34 (3), 313-333 (2017).
  23. Lankadeva, Y. R., Kosaka, J., Evans, R. G., Bellomo, R., May, C. N. Urinary oxygenation as a surrogate measure of medullary oxygenation during angiotensin II therapy in septic acute kidney injury. Critical Care Medicine. 46 (1), 41-48 (2018).
  24. Ngo, J. P., et al. Factors that confound the prediction of renal medullary oxygenation and risk of acute kidney injury from measurement of bladder urine oxygen tension. Acta Physiologica. 227 (1), 13294 (2019).
  25. Spahn, D. R., et al. The European guideline on management of major bleeding and coagulopathy following trauma: fifth edition. Critical Care. 23 (1), 98 (2019).
  26. Legrand, M., et al. Fluid resuscitation does not improve renal oxygenation during hemorrhagic shock in rats. Anesthesiology. 112 (1), 119-127 (2010).
  27. Badin, J., et al. Relation between mean arterial pressure and renal function in the early phase of shock: a prospective, explorative cohort study. Critical Care. 15 (3), 135 (2011).
  28. Ribeiro Junio, M. A. F., et al. The complications associated with resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta (REBOA). World Journal of Emergency Surgery. 13, 20 (2018).

Tags

Bioteknologi utgave 188

Erratum

Formal Correction: Erratum: Noninvasive and Invasive Renal Hypoxia Monitoring in a Porcine Model of Hemorrhagic Shock
Posted by JoVE Editors on 05/09/2023. Citeable Link.

An erratum was issued for: Noninvasive and Invasive Renal Hypoxia Monitoring in a Porcine Model of Hemorrhagic Shock. The Protocol section was updated.

Step 2.3.1 - 2.3.1.2 of the Protocol was updated from:

  1. Measure PuO2 in the bladder.
    1. Remove all air from the bladder by slowly squeezing the bladder while ensuring urine does not leak out.
    2. Place the tip of the luminescence quenching-based PuO2 sensor in the bladder via a cystotomy, similar to the catheter.
    3. Connect the fiber optic cable from the bladder sensor to the data collection device.

to:

  1.  Measure PuO2 at the outlet of the bladder
    1. Identify the balloon on the catheter. Just below the balloon make an incision along the long axis of the catheter, ensuring that you do not cut the lumen that connects to the balloon. 
    2. After making the incision, insert a t-connector that contains the sensing material into the incision. 
    3. Use tissue glue to secure the t-connector in place. 
    4. Connect the fiber optic cable from the bladder data collection device to the connector that contains the sensing material. 

Step 2.3.2.2 - 2.3.2.7 of the Protocol was updated from:

  1. Make a flank incision large enough to expose the kidney (approx. 2-3 in) on the side of the pig at approximately the same location where the kidney was identified.
  2. With the tips of a retractor together, introduce the retractor into the incision and then spread the tips of the retractor to expose the kidney.
  3. Use a micro-manipulator or similar tool to hold the oxygen probe steady. If possible, attach this tool to the end of an articulating arm.
  4. Attach the other end of the articulating arm to the surgical table so that the other end that will hold the oxygen probe is near the opened incision. If the tool that is used to hold the oxygen probe is not connected to an articulating arm, position the tool so the oxygen sensor is near the opened incision and is stable.
  5. Unlock all articulating joints of the arm. Using ultrasound, place the tip of the oxygen probe in the medulla region of the kidney. Lock all articulating joints on the arm.
  6. After confirming placement of the tip of the sensor in the medulla with ultrasound, use the micromanipulator to retract the needle housing the luminescence-based oxygen sensor. Connect the other end of the sensor to the data collection device connected to the computer running the data collection software. Start recording.

to:

  1. Move the bowel so that you have a clear line of site and access to the entire kidney. 
  2. Insert the sensor into 2" 18 gauge catheter. Adjust the luer lock connector on the sensor so that the tip of the sensor is exposed. Remove the catheter and place it over an 18 gauge needle.
  3. Place the 18 gauge needle and 2 in catheter into the renal medulla under ultrasound guidance.
  4. Remove the needle, keeping the catheter in place. Thread the tissue sensor through the catheter and use the luer lock to connect the sensor to the catheter. 
  5. Use tissue glue to secure the catheter in place. 
  6. Connect the tissue sensor to the data collection box.

The Table of Materials was updated from:

Name Company Catalog Number Comments
1/8" PVC tubing Qosina SKU: T4307 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/16" PVC tubing Qosina SKU: T4310 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/32" (1), 1/8" (1), 5/32" (1) drill bit Dewalt N/A For building noninvasive PuO2 monitor
3/8" TPE tubing  Qosina SKU: T2204 Part of noninvasive PuO2 monitor
Biocompatible Glue Masterbond EP30MED Part of noninvasive PuO2 monitor
Bladder oxygen measurement device Presens Fibox 4 Stand-alone fiber optic oxygen meter
Bladder PuO2 sensor Presens DP-PSt3 Oxygen dipping probe
Chlorhexidine 4% scrub Vetone N/A For scrubbing insertion or puncture sites
Conical connector with female luer lock Qosina SKU: 51500 Part of noninvasive PuO2 monitor
Cuffed endotracheal tube Vetone 600508 For sedating the subject and providing respiratory support
Euthanasia solution (pentobarbital sodium|pheyntoin sodium) Vetone 11168 For euthanasia after completion of experiment
General purpose temperature probe, 400 series thermistor Novamed 10-1610-040 Part of noninvasive PuO2 monitor
Hemmtop Magic Arm 11 inch Amazon B08JTZRKYN Holding invasive oxygen sensor in place
HotDog veterinary warming system HotDog V106 For controlling subject temperature during experiment
Invasive tissue oxygen measurement device Presens Oxy-1 ST  Compact oxygen transmitter
Invasive tissue oxygen sensor Presens PM-PSt7 Profiling oxygen microsensor
Isoflurane Vetone 501017 To maintain sedation throughout the experiment
Isotonic crystalloid solution HenrySchein 1537930 or 1534612 Used during resuscitation in the critical care period
Liquid flow sensor Sensirion LD20-2600B Part of noninvasive PuO2 monitor
Male luer lock to barb connector Qosina SKU: 11549 Part of noninvasive PuO2 monitor
Male to male luer connector Qosina SKU: 20024 Part of noninvasive PuO2 monitor
Noninvasive oxygen measurement device Presens EOM-O2-mini Electro optical module transmitter for contactless oxygen measurements
Non-vented male luer lock cap Qosina SKU: 65418 Part of noninvasive PuO2 monitor
Norepinephrine HenrySchein AIN00610 Infusion during resuscitation
O2 sensor stick Presens SST-PSt3-YOP Part of noninvasive PuO2 monitor
PowerLab data acquisition platform AD Instruments N/A For data collection
REBOA catheter Certus Critical Care N/A Used in experimental protocol
Super Sheath arterial catheters (5 Fr, 7 Fr, 9 Fr) Boston Scientific C1894 For intravascular access
Suture Ethicon C013D For securing catheter to skin and closing incisions
T connector, all female luer locks Qosina SKU: 88214 Part of noninvasive PuO2 monitor

to:

Name Company Catalog Number Comments
1/8" PVC tubing Qosina SKU: T4307 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/16" PVC tubing Qosina SKU: T4310 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/8" TPE tubing  Qosina SKU: T2204 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/32" (1), 1/8" (1), 5/32" (1) drill bit Dewalt N/A For building noninvasive PuO2 monitor
Biocompatible Glue Masterbond EP30MED Part of noninvasive PuO2 monitor
Bladder PuO2 sensor Presens DP-PSt3 Oxygen dipping probe
Bladder oxygen measurement device Presens Fibox 4 Stand-alone fiber optic oxygen meter
Chlorhexidine 4% scrub Vetone N/A For scrubbing insertion or puncture sites
Conical connector with female luer lock Qosina SKU: 51500 Part of noninvasive PuO2 monitor
Cuffed endotracheal tube Vetone 600508 For sedating the subject and providing respiratory support
Euthanasia solution (pentobarbital sodium|pheyntoin sodium) Vetone 11168 For euthanasia after completion of experiment
General purpose temperature probe, 400 series thermistor Novamed 10-1610-040 Part of noninvasive PuO2 monitor
HotDog veterinary warming system HotDog V106 For controlling subject temperature during experiment
Invasive tissue oxygen measurement device Optronix N/A OxyLite™ oxygen monitors
Invasive tissue oxygen sensor Optronix NX-BF/OT/E Oxygen/Temperature bare-fibre sensor
Isoflurane Vetone 501017 To maintain sedation throughout the experiment
Isotonic crystalloid solution HenrySchein 1537930 or 1534612 Used during resuscitation in the critical care period
Liquid flow sensor Sensirion LD20-2600B Part of noninvasive PuO2 monitor
Male luer lock to barb connector Qosina SKU: 11549 Part of noninvasive PuO2 monitor
Male to male luer connector Qosina SKU: 20024 Part of noninvasive PuO2 monitor
Norepinephrine HenrySchein AIN00610 Infusion during resuscitation
Noninvasive oxygen measurement device Presens EOM-O2-mini Electro optical module transmitter for contactless oxygen measurements
Non-vented male luer lock cap  Qosina SKU: 65418 Part of noninvasive PuO2 monitor
O2 sensor stick Presens SST-PSt3-YOP Part of noninvasive PuO2 monitor
PowerLab data acquisition platform AD Instruments N/A For data collection
REBOA catheter Certus Critical Care N/A Used in experimental protocol
Super Sheath arterial catheters (5 Fr, 7 Fr, 9 Fr) Boston Scientific C1894 for intravascular access
Suture Ethicon C013D For securing catheter to skin and closing incisions
T connector, all female luer locks Qosina SKU: 88214 Part of noninvasive PuO2 monitor
Ikke-invasiv og invasiv renal hypoksiovervåking i en svinemodell av hemoragisk sjokk
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Lofgren, L. R., Hoareau, G. L.,… More

Lofgren, L. R., Hoareau, G. L., Kuck, K., Silverton, N. A. Noninvasive and Invasive Renal Hypoxia Monitoring in a Porcine Model of Hemorrhagic Shock. J. Vis. Exp. (188), e64461, doi:10.3791/64461 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter