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Bioengineering

Monitoraggio dell'ipossia renale non invasiva e invasiva in un modello suino di shock emorragico

Published: October 28, 2022 doi: 10.3791/64461
Automatic Translation
1, 2,3, 1,4, 4,5
1Department of Biomedical Engineering, University of Utah, 2Department of Emergency Medicine, University of Utah, 3Nora Eccles Harrison Cardiovascular Research and Training Institute, University of Utah, 4Department of Anesthesiology, University of Utah, 5Geriatric Research, Education, and Clinical Centre, VAMC

ERRATUM NOTICE

Summary

Presentato qui è un protocollo per misurare l'ossigenazione renale nel midollo e la pressione parziale dell'ossigeno urinario non invasivo in un modello suino da shock emorragico per stabilire la pressione parziale dell'ossigeno urinario come indicatore precoce di danno renale acuto (AKI) e un nuovo endpoint rianimatorio.

Abstract

Fino al 50% dei pazienti con trauma sviluppa danno renale acuto (AKI), in parte a causa della scarsa perfusione renale dopo una grave perdita di sangue. L'AKI viene attualmente diagnosticata sulla base di una variazione della concentrazione sierica di creatinina rispetto al basale o a periodi prolungati di diminuzione della produzione di urina. Sfortunatamente, i dati basali sulla concentrazione di creatinina sierica non sono disponibili nella maggior parte dei pazienti con traumi e gli attuali metodi di stima sono imprecisi. Inoltre, la concentrazione di creatinina sierica potrebbe non cambiare fino a 24-48 ore dopo la lesione. Infine, l'oliguria deve persistere per un minimo di 6 ore per diagnosticare l'AKI, rendendola poco pratica per la diagnosi precoce. Gli approcci diagnostici AKI oggi disponibili non sono utili per prevedere il rischio durante la rianimazione di pazienti con traumi. Gli studi suggeriscono che la pressione urinaria parziale dell'ossigeno (PuO2) può essere utile per valutare l'ipossia renale. È stato sviluppato un monitor che collega il catetere urinario e la sacca per la raccolta delle urine per misurare il PuO2 in modo non invasivo. Il dispositivo incorpora un sensore ottico di ossigeno che stima il PuO2 in base ai principi di spegnimento della luminescenza. Inoltre, il dispositivo misura il flusso urinario e la temperatura, quest'ultima per regolare gli effetti confondenti delle variazioni di temperatura. Il flusso urinario viene misurato per compensare gli effetti dell'ingresso di ossigeno durante i periodi di basso flusso di urina. Questo articolo descrive un modello suino di shock emorragico per studiare la relazione tra PuO2 non invasivo, ipossia renale e sviluppo di AKI. Un elemento chiave del modello è il posizionamento chirurgico ecoguidato nel midollo renale di una sonda di ossigeno, che si basa su una microfibra ottica sguainata. Il PuO 2 sarà anche misurato nella vescica e confrontato con il rene e le misurazioni non invasive di PuO2. Questo modello può essere utilizzato per testare PuO 2 come marcatore precoce di AKI e valutare PuO2 come endpoint rianimatorio dopo emorragia che è indicativo di ossigenazione dell'organo terminale piuttosto che sistemica.

Introduction

Il danno renale acuto (AKI) colpisce fino al 50% dei pazienti con trauma ricoverati nell'unità di terapia intensiva1. I pazienti che sviluppano AKI tendono ad avere una durata più lunga dell'ospedale e dell'unità di terapia intensiva e un rischio tre volte maggiore di mortalità 2,3,4. Attualmente, l'AKI è più comunemente definita dalle linee guida KDIGO (Kidney Disease Improving Global Outcomes), che si basano su cambiamenti nella concentrazione di creatinina sierica dal basale o periodi di oliguria prolungata5. I dati di concentrazione di creatinina al basale non sono disponibili nella maggior parte dei pazienti con trauma e le equazioni di stima sono inaffidabili e non sono state convalidate nei pazienti con trauma6. Inoltre, la concentrazione di creatinina sierica non può cambiare fino ad almeno 24 ore dopo la lesione, precludendo l'identificazione precoce e l'intervento7. Mentre la ricerca suggerisce che la produzione di urina è un indicatore precoce di AKI rispetto alla concentrazione di creatinina sierica, i criteri KDIGO richiedono un minimo di 6 ore di oliguria, il che preclude interventi mirati alla prevenzione delle lesioni8. Sono inoltre discusse la soglia oraria ottimale di produzione urinaria e la durata appropriata dell'oliguria per la definizione di AKI, che ne limitano l'efficacia come marker precoce della malattia 9,10. Pertanto, le attuali misure diagnostiche per l'AKI non sono utili in contesti traumatici, portano a una diagnosi ritardata di AKI e non forniscono informazioni in tempo reale sullo stato di rischio di un paziente per lo sviluppo di AKI.

Mentre lo sviluppo di AKI in un contesto traumatico è complesso e probabilmente associato a diverse cause come scarsa perfusione renale dovuta a ipovolemia, riduzione del flusso sanguigno renale a causa di vasocostrizione, infiammazione correlata al trauma o danno da ischemia-riperfusione, l'ipossia renale è un fattore comune tra la maggior parte delle forme di AKI11,12. In particolare, la regione midollare del rene è altamente suscettibile a uno squilibrio tra domanda e offerta di ossigeno nel contesto del trauma a causa della ridotta erogazione di ossigeno e dell'elevata attività metabolica associata al riassorbimento di sodio. Pertanto, se fosse possibile misurare l'ossigenazione midollare renale, potrebbe essere possibile monitorare lo stato di rischio di un paziente per lo sviluppo di AKI. Sebbene ciò non sia clinicamente fattibile, la pressione urinaria parziale dell'ossigeno (PuO2) all'uscita del rene è fortemente correlata con l'ossigenazione del tessuto midollare13,14. Altri studi hanno dimostrato che è possibile misurare il PuO 2 della vescica e che cambia in risposta a stimoli che alteranoi livelli midollari di ossigeno ePuO 2 della pelvi renale, come una diminuzione del flusso sanguigno renale15,16,17. Questi studi suggeriscono che il PuO2 può indicare la perfusione dell'organo terminale e potrebbe essere utile per monitorare l'impatto degli interventi in contesti traumatici sulla funzione renale.

Per monitorare PuO 2 in modo non invasivo, è stato sviluppato un monitor PuO2 non invasivo che può facilmente connettersi all'estremità di un catetere urinario all'esterno del corpo. Il monitor PuO2 non invasivo è costituito da tre componenti principali: un sensore di temperatura, un sensore di ossigeno per la tempra a luminescenza e un sensore di flusso termico. Poiché ogni sensore di ossigeno è basato otticamente e si basa sulla relazione Stern-Volmer per quantificare la relazione tra luminescenza e concentrazione di ossigeno, è necessario un sensore di temperatura per compensare eventuali effetti confondenti delle variazioni di temperatura. Il sensore di flusso è importante per quantificare la produzione di urina e per determinare la direzione e l'entità del flusso di urina. Tutti e tre i componenti sono collegati da una combinazione di connettori luer lock maschio, femmina e a forma di T e tubi flessibili in polivinilcloruro (PVC). L'estremità con il connettore conico si collega all'uscita del catetere urinario e l'estremità con tubo sopra il connettore conico collega le diapositive sul connettore sulla sacca di raccolta delle urine.

Nonostante la misurazione distale alla vescica, uno studio recente ha dimostrato che un bassoPuO 2 urinario durante la cardiochirurgia è associato ad un aumentato rischio di sviluppare AKI18,19. Allo stesso modo, gli attuali modelli animali si sono concentrati principalmente sulla diagnosi precoce di AKI durante la cardiochirurgia e la sepsi 14,20,21,22. Pertanto, rimangono domande sull'uso di questo nuovo dispositivo in contesti di trauma. Lo scopo di questa ricerca è stabilire PuO2 come marcatore precoce di AKI e studiare il suo uso come endpoint rianimatorio in pazienti con trauma. Questo manoscritto descrive un modello suino di shock emorragico che include il posizionamento del monitorPuO 2 non invasivo, un sensore PuO2 della vescica e un sensore di ossigeno tissutale nel midollo renale. I dati del monitor non invasivo saranno confrontati con laPuO 2 della vescica e le misurazioni invasive dell'ossigeno tissutale. Il monitor non invasivo include anche un sensore di flusso che sarà utile per comprendere la relazione tra la portata delle urine e l'ingresso di ossigeno, che riduce la capacità di dedurre l'ossigenazione del tessuto midollare renale dal PuO2 non invasivo mentre l'urina attraversa il tratto urinario. Inoltre, i dati dei tre sensori di ossigeno saranno confrontati con i segni vitali sistemici, come la pressione arteriosa media. L'ipotesi centrale è che i dati non invasivi di PuO2 saranno fortemente correlati con il contenuto di ossigeno midollare invasivo e rifletteranno l'ipossia midollare durante la rianimazione. Il monitoraggio non invasivo di PuO2 ha il potenziale per migliorare gli esiti correlati al trauma identificando l'AKI prima e fungendo da nuovo endpoint rianimatorio dopo emorragia che è indicativo di ossigenazione dell'organo terminale piuttosto che sistemica.

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Protocol

L'Institutional Animal Care and Use Committee dell'Università dello Utah ha approvato tutti i protocolli sperimentali qui descritti. Prima dell'esperimento, un totale di 12 suini dello Yorkshire maschi o femmine non gravidi castrati del peso di 50-75 kg e di età compresa tra 6-8 mesi sono stati acclimatati nei loro recinti per almeno 7 giorni. Durante questo periodo, tutte le cure sono dirette da un veterinario e in conformità con la Guida per la cura e l'uso degli animali da laboratorio e i regolamenti e gli standard della legge sul benessere degli animali. Gli animali vengono digiunati durante la notte prima dell'induzione dell'anestesia, ma hanno libero accesso all'acqua.

1. Assemblaggio del sensore

  1. Tagliare un pezzo da 6 cm di tubo in elastomero termoplastico (TPE), pezzi da 25 mm di tubi in PVC da 1/8 in e 3/16 e pezzi da 31 mm da 1/8 in e 3/16 in tubi in PVC.
  2. Praticare un foro nella parte superiore del cappuccio non ventilato per adattarsi alla punta esposta della sonda di temperatura; Inizia con una punta da 3/32", quindi usa una punta da 1/8".
  3. Utilizzare una punta da 5/32" per perforare la parte superiore del connettore a T per adattarla al sensore di ossigeno.
  4. Far scorrere il pezzo più corto del tubo in PVC da 1/8 sul lato di ingresso del sensore di flusso. Far scorrere il pezzo più lungo di tubo in PVC da 1/8 sul lato di uscita (come indicato dalla freccia sul sensore di flusso stesso) del sensore di flusso. Far scorrere il 3/16 più corto e più lungo in pezzi di tubi in PVC sulle lunghezze corrispondenti del tubo in PVC 1/8. Inserire l'estremità spinata del connettore maschio luer lock nell'estremità aperta del tubo in PVC da 1/8.
    NOTA: Se necessario, utilizzare una pistola termica per riscaldare il tubo prima di scivolare sui raccordi spinati. È anche possibile utilizzare alcool isopropilico per lubrificare l'estremità spinata per facilitare lo scorrimento del tubo sul connettore spinato.
  5. Mescolare la colla biocompatibile.
  6. Esporre la punta della sonda di temperatura rimuovendo eventuali guaine o tubi protettivi. Riempire l'interno del tubo del termistore con colla biocompatibile ma non coprire la punta esposta.
  7. Assemblate le parti come illustrato nella Figura 1. Utilizzare la colla per fissare ogni connessione luer lock, quando si inserisce il termistore nel tappo non ventilato e prima di far scorrere il tubo TPE da 3/8 pollici sopra l'estremità spinata.
  8. Prima della sterilizzazione, assicurarsi che il cappuccio blu sullo stick di ossigeno non sia attorcigliato troppo strettamente, o sarà difficile da annullare dopo la sterilizzazione.
    NOTA: un'immagine di un dispositivo assemblato è mostrata nella Figura 1 come riferimento. Per questo esperimento, il cavo in fibra ottica è stato collegato a un modulo elettro-ottico che contiene un software progettato per funzionare con i sensori di ossigeno specifici utilizzati nel dispositivo. Qualsiasi sensore di ossigeno basato sulla tempra di luminescenza e dispositivo di raccolta dati compatibile funzionerà. Inoltre, un modulo personalizzato e un circuito stampato sono stati progettati per collegare il sensore di flusso e la sonda di temperatura. Il software personalizzato è stato utilizzato per raccogliere e visualizzare i dati in tempo reale.

2. Procedura sperimentale

  1. Induzione dell'anestesia e monitoraggio.
    1. Sedare l'animale con un'iniezione intramuscolare combinata di ketamina (2,2 mg/kg) e xilazina (2,2 mg/kg) e telazolo (4,4 mg/kg).
    2. A seconda delle dimensioni dell'animale, posizionare un tubo endotracheale bracciale di dimensioni appropriate (molto probabilmente tra 7 mm e 8 mm) con l'assistenza di un laringoscopio.
    3. Applicare lubrificante per gli occhi su entrambi gli occhi.
    4. Dopo l'induzione, ventilare meccanicamente l'animale con il mantenimento dell'anestesia con isoflurano gassoso all'1,5%-3,0% miscelato in ossigeno. Impostare la frazione di ossigeno inspirato tra il 40% e il 100%, la pressione positiva di fine espirazione a 4 cm H 2 O, il volume corrente a 6-8 ml / kg e regolare la frequenza respiratoria e il volume corrente per mantenere CO2di fine mareadi 35-45 mmHg.
    5. Monitorare e confermare la corretta profondità dell'anestesia valutando il tono della mascella, il riflesso palpebrale circa ogni 15 minuti e l'assenza di movimento spontaneo durante l'esperimento. Inoltre, monitorare i parametri clinici della perfusione tissutale (colore della mucosa, tempo di ricarica capillare, frequenza cardiaca), pulsossimetria, CO 2 end-tidal, temperatura corporea interna ed elettrocardiogramma.
    6. Posiziona l'animale in posizione dorsale sdraiata su una coperta riscaldante e fissa ogni gamba al tavolo.
    7. Il protocollo è una procedura di non sopravvivenza con eutanasia dell'animale alla fine dell'esperimento, come descritto nella sezione 5.
  2. Prepara l'animale per l'esperimento.
    1. Preparare tutti i siti di puntura (elencati nei punti 2.2.3-2.2.7) strofinando la pelle con tre scrub alternati di clorexidina seguiti da alcool. Dopo il terzo scrub, applicare la clorexidina e lasciare asciugare completamente, quindi coprire il sito chirurgico in modo sterile.
    2. Infiltrarsi localmente in tutti i siti di puntura e incisione con il 2% di lidocaina per alleviare il dolore locale.
    3. Utilizzando la guida ecografica e la tecnica Seldinger, posizionare un catetere da 9 Fr nella vena giugulare esterna destra per l'infusione di farmaci e il monitoraggio della pressione venosa centrale e un catetere 7 Fr nella vena femorale destra per la rianimazione.
    4. Sotto guida ecografica, posizionare una guaina 7 Fr nell'arteria brachiale destra.
    5. Sotto guida ecografica, posizionare una guaina 7 Fr nell'arteria femorale destra.
    6. Sotto guida ecografica, posizionare una guaina 7 Fr nell'arteria femorale sinistra.
    7. Sotto guida ecografica, posizionare una guaina 5 Fr nell'arteria carotide destra o sinistra.
    8. Monitorare la pressione distale al palloncino dell'occlusione endovascolare rianimatoria del catetere dell'aorta (REBOA) attraverso la guaina dell'arteria femorale sinistra.
      1. Collegare un trasduttore di pressione monouso al catetere arterioso distale al palloncino REBOA.
    9. Monitorare la pressione prossimale al palloncino del catetere REBOA attraverso la guaina dell'arteria carotide.
      1. Collegare un trasduttore di pressione monouso al catetere arterioso prossimale al palloncino REBOA.
    10. Eseguire una laparotomia della linea mediana praticando un'incisione lungo la linea mediana dell'addome, iniziando dalla parte inferiore dello sterno e terminando al pube.
    11. Con l'addome aperto, identificare la vescica ed eseguire una cistotomia, o fare una piccola incisione, per inserire la punta di un catetere urinario 20 Fr nella vescica. Chiudere la cistotomia con il catetere urinario in posizione utilizzando una sutura a corda di borsa. Dopo che il catetere è in posizione, fissarlo alla pelle con punti di sutura.
    12. Prima di collegare l'uscita del catetere alla sacca di raccolta urinaria, inserire l'estremità a forma di cono del monitor PuO2 non invasivo nell'uscita del catetere.
    13. Posizionare il tubo aperto all'estremità del nuovo monitor PuO2 sul connettore a forma di cono sul tubo collegato alla sacca di raccolta delle urine.
    14. Rimuovere la milza per eliminare l'auto-trasfusione indotta da emorragia.
      1. Localizza la milza. Identificare l'ilo della milza o il sito in cui l'arteria splenica e la vena entrano nella milza. Morsetto e transetto ogni recipiente.
      2. Dopo la transezione, legare ogni nave usando nodi Miller modificati usando punti di sutura 2-0.
  3. Posizionare lo strumento per misurare ilPuO 2 della vescica e l'ossigenazione dei tessuti.
    1. Misurare PuO2 all'uscita della vescica.
      1. Identificare il palloncino sul catetere. Appena sotto il palloncino fare un'incisione lungo l'asse lungo del catetere, assicurandosi di non tagliare il lume che si collega al palloncino.
      2. Dopo aver effettuato l'incisione, inserire un connettore a T che contiene il materiale sensibile nell'incisione.
      3. Utilizzare colla per tessuti per fissare il connettore a T in posizione.
      4. Collegare il cavo in fibra ottica dal dispositivo di raccolta dati della vescica al connettore che contiene il materiale rilevante.
      5. Creare un nuovo file nel dispositivo di raccolta dati e prendere nota della differenza di tempo tra il dispositivo di raccolta autonomo e gli altri dispositivi utilizzati nell'esperimento.
        1. Per il dispositivo di raccolta dati utilizzato in questo studio: premere la freccia indietro per raggiungere il menu principale.
        2. Vai alle impostazioni di misurazione e fai clic su Ok. Utilizzare le frecce per evidenziare la casella del browser di misurazione e premere OK.
        3. Premere la freccia destra per creare un nuovo file. Digitare il nome del nuovo file e selezionare Fine.
        4. Evidenziare il nuovo nome del file e selezionare OK. Passare alla schermata di misurazione e fare clic su Ok per avviare la registrazione.
    2. Misurare l'ossigenazione midollare del tessuto renale.
      1. Identificare internamente la posizione del rene.
      2. Muovi l'intestino in modo da avere una linea chiara di sito e l'accesso all'intero rene.
      3. Inserire il sensore in un catetere da 2" con calibro 18. Regolare il connettore luer lock sul sensore in modo che la punta del sensore sia esposta. Rimuovere il catetere e posizionarlo sopra un ago da 18 gauge.
      4. Posizionare l'ago da 18 gauge e 2 nel catetere nel midollo renale sotto guida ecografica.
      5. Rimuovere l'ago, mantenendo il catetere in posizione. Infilare il sensore tissutale attraverso il catetere e utilizzare il luer lock per collegare il sensore al catetere.
      6. Utilizzare colla per tessuti per fissare il catetere in posizione.
      7. Collegare il sensore tissutale alla scatola di raccolta dati.
      8. Attendere 10 minuti prima di iniziare il protocollo sperimentale dopo aver preparato la strumentazione e l'animale. Questo sarà considerato un periodo di riferimento.
  4. Protocollo sperimentale
    1. Prima di iniziare la procedura sperimentale, assicurarsi che la pressione arteriosa media (MAP) sia ≥65 mmHg. Se la MAP è inferiore alla soglia, somministrare fino a due boli da 5 ml/kg di soluzione cristalloide isotonica. Se il MAP rimane inferiore a 65 mmHg, infondere noradrenalina (0,02 μg/kg/min) fino al raggiungimento del MAP target.
    2. Indurre shock emorragico.
      1. Rimuovere il 25% (stimato in 60 ml / kg) del volume di sangue stimato dell'animale attraverso la guaina dell'arteria brachiale destra per 30 minuti in sacche di raccolta del sangue citrato delicatamente agitate. Segnare l'inizio della rimozione del sangue come t = 0 min.
      2. Conservare il sangue rimosso in bagnomaria tiepida a 37 °C.
      3. Quindi eseguire la randomizzazione per assegnare gli animali al gruppo REBOA con sangue intero o REBOA con cristalloidi (n = 6 per ciascun gruppo).
    3. Posizionare il catetere REBOA.
      1. Inserire un catetere REBOA 7 Fr nella guaina dell'arteria femorale destra. Posizionare il palloncino del catetere immediatamente superiore al diaframma e confermare la posizione mediante fluoroscopia.
      2. A t = 30 min, gonfiare il palloncino REBOA e occludere completamente l'aorta per 45 minuti.
    4. Avviare la rianimazione e somministrare cure critiche.
      1. A t = 70 min, trasfondere ogni animale con il loro sangue versato oltre 15 min.
      2. Infondere calcio per via endovenosa per 10 minuti per prevenire l'ipocalcemia indotta da citrato.
      3. A t = 75 min, sgonfiare il palloncino REBOA nell'arco di 10 minuti.
      4. Fino a t = 360 min, rianimare l'animale con liquidi e noradrenalina per mantenere una MAP > 65 mmHg.
  5. Fine dell'esperimento ed eutanasia
    1. Raccogliere eventuali campioni di sangue o urina rimanenti.
    2. Eutanasia l'animale iniettando una combinazione di pentobarbital sodico (390 mg) e fenitoina sodica (50 mg) (1 ml / 10 libbre).

3. Trattamento dei dati

  1. Sincronizzazione temporale di tutti i file di dati.
    1. In base agli orari annotati su ciascun dispositivo e all'inizio dell'esperimento, allineare tutti i file di dati in modo che t = 0 indichi l'inizio dell'esperimento.
  2. Rimuovere eventuali punti dati associati ai flag di errore dal sensore di flusso.
    NOTA: i tipi di errore sono High Flow Rate e Air-in-Line. L'errore High Flow Rate indica che la portata ha superato il limite di uscita del sensore. Il flag di errore Air-in-Line viene visualizzato quando il sensore rileva aria nel canale di flusso.
  3. Eliminare i dati associati al flusso negativo.
    1. Una volta che il flusso diventa negativo, tenere traccia del volume che scorre oltre il sensore nella direzione opposta.
    2. Dopo che il flusso diventa positivo, tenere traccia del volume e confrontarlo con il volume del flusso negativo per includere solo le misurazioni delle urine recentemente svuotate.

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Representative Results

La Figura 1 mostra un'immagine del monitor PuO2 non invasivo descritto in questo manoscritto. La Figura 2 mostra un grafico di misurazioni MAP e PuO2 non invasive in un singolo soggetto durante un esperimento simile al modello di emorragia suina descritto. All'inizio dell'esperimento, quando è iniziata l'emorragia, c'è stato un calo di MAP e PuO2. Dopo il declino iniziale del PuO2 è gradualmente aumentato fino a dopo che il pallone REBOA è stato sgonfiato. L'aumento graduale corrispondeva a un periodo di produzione di urina drasticamente ridotta a causa di ipovolemia indotta da emorragia seguita da occlusione aortica. Durante il periodo di bassa produzione di urina, i dati di PuO2 non erano affidabili a causa dello scambio di ossigeno con il tessuto e l'aria circostanti mentre l'urina viaggiava dall'uscita del rene al sito di misurazione non invasivo. Durante la fase di terapia intensiva, c'è stato un calo significativo di PuO2, che corrispondeva ad un aumento della produzione di urina. L'aumento della produzione di urina ha limitato l'impatto dello scambio di ossigeno con il tessuto circostante e i dati di PuO2 sono stati determinati per essere validi. I dati PuO2 non invasivi raccolti durante i periodi dell'esperimento possono essere confrontati con altri dati, come MAP. In questo soggetto, la MAP sembra rimanere costante durante il periodo di terapia intensiva e PuO2 raggiunge un massimo di circa 180 minuti seguito da una diminuzione fino a 240 minuti, che è seguita da un aumento graduale fino alla fine dell'esperimento.

Figure 1
Figura 1: Un'immagine del monitor PuO2 non invasivo. Il dispositivo si collega tra il catetere e la sacca di raccolta. Il dispositivo contiene una sonda di temperatura, un sensore di ossigeno basato sulla luminescenza e il cavo in fibra ottica associato e un sensore di flusso termico. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.

Figure 2
Figura 2: PuO 2 non invasivo e MAP misurati durante il modello suino da shock emorragico descritto. Tutti i dati sono stati campionati a 1 Hz. HEM = emorragia, MAP = pressione arteriosa media. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.

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Discussion

L'AKI è una complicanza comune nei pazienti con trauma e, attualmente, non esiste un monitor convalidato al posto letto per l'ossigenazione del tessuto renale, che potrebbe consentire un rilevamento precoce dell'AKI e guidare potenziali interventi. Questo manoscritto descrive l'uso e la strumentazione di un modello di shock emorragico suino per stabilire PuO2 non invasivo come indicatore precoce di AKI e un nuovo endpoint di rianimazione in contesti traumatici.

Uno dei vantaggi distintivi di questo modello suino è la capacità di confrontare le misurazioni dell'ossigeno in tre diverse posizioni, anche direttamente nel midollo. Mentre è possibile misurare la vescica e ilPuO 2 non invasivo nell'uomo, non è possibile misurare il contenuto di ossigeno direttamente nel midollo. Precedenti modelli animali che studiavano l'applicazione del monitoraggio del PuO2 nella sepsi e nella cardiochirurgia si sono tipicamente basati su misurazioni non invasive o di ossigeno della vescica, con solo una manciata di studi che misuravano anche il contenuto di ossigeno del tessuto midollare contemporaneamente23. Inoltre, molti degli studi precedenti sono stati condotti su animali più piccoli come topi o conigli, il che limita l'impatto traslazionale. L'uso dei suini è vantaggioso perché gli animali sono abbastanza grandi da consentire il monitoraggio e la terapia intensiva, simile a quello che subiscono i pazienti critici. È importante notare che il sensore di ossigeno è posizionato nel midollo sotto guida ecografica. L'ecografia viene utilizzata per confermare che il catetere e il sensore si trovano effettivamente nella regione midollare del rene. Inoltre, il monitor non invasivo contiene un sensore di flusso urinario. Questo è importante in quanto uno dei fattori confondenti della misurazione del PuO2 distale alla pelvi renale è l'ingresso di ossigeno lungo il tratto urinario24. L'impatto dell'ingresso di ossigeno è stato visto nei dati presentati dall'esperimento precedente. Durante i periodi di occlusione aortica e corrispondente basso flusso di urina, il PuO2 era artificialmente elevato rispetto alla fase di terapia intensiva, quando la produzione di urina era aumentata. Utilizzando i dati della portata urinaria, è possibile confrontare solo i dati validi di PuO 2 non invasivi con i livelli di PuO2 della vescica e di ossigeno del tessuto midollare, nonché determinare una soglia di portata al di sotto della quale i dati non invasivi di PuO2 non rappresentano più l'ossigenazione renale.

Oltre a confrontare i dati sull'ossigeno in diversi siti di misurazione, questo modello aiuterà a confrontare quali prodotti di rianimazione sono più efficaci per migliorare l'erogazione di ossigeno renale, l'ossigenazione del tessuto renale e gli indicatori di perfusione globale come MAP. L'attuale iterazione del modello confronterà sangue intero e cristalloidi. Le attuali linee guida suggeriscono l'uso di cristalloidi come prima linea di trattamento nei pazienti con trauma emorragico ipotensivo25. Altri hanno dimostrato che la rianimazione fluida con cristalloidi non ha ripristinato l'ossigenazione del tessuto renale, mentre la trasfusione di sangue ha fatto26. Tuttavia, l'endpoint trasfusionale ottimale non è chiaro e le risorse possono essere limitate in alcuni contesti traumatici (ambienti rurali, remoti o di conflitto armato). Sulla base dei dati di questo studio, il monitor PuO2 non invasivo può servire come nuovo endpoint per determinare una soglia trasfusionale appropriata nei pazienti con trauma. Dopo aver convalidato il monitor PuO2 non invasivo in questo studio, le future iterazioni di questo modello potrebbero esplorare l'uso di altri fluidi di rianimazione, come soluzioni ipertoniche e l'uso di colloidi sintetici.

Analogamente al confronto di diversi prodotti di rianimazione, i dati di questo modello possono essere utilizzati per confrontare le misurazioni globali della perfusione con l'ossigenazione regionale e la relazione tra ossigenazione sistemica e regionale e risultati. Le attuali linee guida per la cura del trauma raccomandano di mantenere un MAP di 60-65 mmHg25. Gli studi non hanno trovato un MAP ottimale conclusivo durante lo shock emorragico per preservare la funzionalità renale27. I risultati dell'esperimento precedente suggeriscono che la MAP potrebbe essere solo uno dei fattori che influenzano PuO2. Mentre la MAP era costante durante la fase di terapia intensiva, PuO 2 era varia, il che significa che ci sono probabilmente altri fattori che influenzano PuO2. Pertanto, un metodo per monitorare l'ossigenazione renale, come il monitoraggio non invasivo del PuO2, può essere utile per guidare gli interventi rispetto alle misure di perfusione globale come la MAP. Il monitoraggio non invasivo del PuO2 ha il potenziale per preservare la funzione renale riducendo l'ipossia tissutale e minimizzando la disfunzione d'organo.

Uno dei principali limiti del monitor non invasivo utilizzato in questo modello è che non viene prodotta urina durante le fasi di emorragia o occlusione aortica. Ciò limita i confronti tra PuO2 non invasivo,PuO 2 della vescica e ossigenazione midollare alla fase di rianimazione, dove i dati raccolti da esperimenti simili mostrano che il flusso di urina è sufficiente durante questo periodo. Una seconda limitazione di questo modello è che REBOA è utilizzato in entrambi i gruppi di trattamento. Sulla base dell'attuale pratica clinica, REBOA è tipicamente utilizzato solo in scenari di emorragia del tronco non comprimibili28. Pertanto, studi futuri dovrebbero studiare l'uso del monitoraggio non invasivo del PuO2 con metodi convenzionali di controllo e rianimazione dell'emorragia.

Questo modello aiuterà a convalidare il monitoraggio non invasivo del PuO2 come strumento per la diagnosi precoce di AKI e la valutazione della risposta ai metodi di rianimazione. Questo è importante perché questo nuovo monitor può potenzialmente ridurre la morbilità precoce e ritardata e la mortalità correlata al trauma. In questo documento sui metodi viene fornita una descrizione dettagliata di come implementare il modello.

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Disclosures

N. Silverton, K. Kuck e L. Lofgren sono inventori di un brevetto e di una domanda di brevetto che circonda il monitor non invasivo utilizzato in questo studio. Questo prototipo è in fase di sviluppo commerciale da parte di N. Silverton e K. Kuck, ma finora non si è verificata alcuna attività commerciale. Gli altri autori non dichiarano interessi concorrenti. L'interpretazione e la segnalazione di questi dati sono di esclusiva responsabilità degli autori.

Acknowledgments

Il lavoro in questa sovvenzione è finanziato dall'Istituto di scienze cliniche e traslazionali dell'Università dello Utah attraverso il programma pilota di studi traslazionali e clinici e l'ufficio del Dipartimento della Difesa dei programmi di ricerca medica diretta dal Congresso (PR192745).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1/8" PVC tubing Qosina SKU: T4307 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/16" PVC tubing Qosina SKU: T4310 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/8" TPE tubing  Qosina SKU: T2204 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/32" (1), 1/8" (1), 5/32" (1) drill bit Dewalt N/A For building noninvasive PuO2 monitor
Biocompatible Glue Masterbond EP30MED Part of noninvasive PuO2 monitor
Bladder PuO2 sensor Presens DP-PSt3 Oxygen dipping probe
Bladder oxygen measurement device Presens Fibox 4 Stand-alone fiber optic oxygen meter
Chlorhexidine 4% scrub Vetone N/A For scrubbing insertion or puncture sites
Conical connector with female luer lock Qosina SKU: 51500 Part of noninvasive PuO2 monitor
Cuffed endotracheal tube Vetone 600508 For sedating the subject and providing respiratory support
Euthanasia solution (pentobarbital sodium|pheyntoin sodium) Vetone 11168 For euthanasia after completion of experiment
General purpose temperature probe, 400 series thermistor Novamed 10-1610-040 Part of noninvasive PuO2 monitor
HotDog veterinary warming system HotDog V106 For controlling subject temperature during experiment
Invasive tissue oxygen measurement device Optronix N/A OxyLite™ oxygen monitors
Invasive tissue oxygen sensor Optronix NX-BF/OT/E Oxygen/Temperature bare-fibre sensor
Isoflurane Vetone 501017 To maintain sedation throughout the experiment
Isotonic crystalloid solution HenrySchein 1537930 or 1534612 Used during resuscitation in the critical care period
Liquid flow sensor Sensirion LD20-2600B Part of noninvasive PuO2 monitor
Male luer lock to barb connector Qosina SKU: 11549 Part of noninvasive PuO2 monitor
Male to male luer connector Qosina SKU: 20024 Part of noninvasive PuO2 monitor
Norepinephrine HenrySchein AIN00610 Infusion during resuscitation
Noninvasive oxygen measurement device Presens EOM-O2-mini Electro optical module transmitter for contactless oxygen measurements
Non-vented male luer lock cap  Qosina SKU: 65418 Part of noninvasive PuO2 monitor
O2 sensor stick Presens SST-PSt3-YOP Part of noninvasive PuO2 monitor
PowerLab data acquisition platform AD Instruments N/A For data collection
REBOA catheter Certus Critical Care N/A Used in experimental protocol
Super Sheath arterial catheters (5 Fr, 7 Fr, 9 Fr) Boston Scientific C1894 for intravascular access
Suture Ethicon C013D For securing catheter to skin and closing incisions
T connector, all female luer locks Qosina SKU: 88214 Part of noninvasive PuO2 monitor

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References

  1. Gomes, E., Antunes, R., Dias, C., Araújo, R., Costa-Pereira, A. Acute kidney injury in severe trauma assessed by RIFLE criteria: a common feature without implications on mortality. Scandinavian Journal of Trauma, Resuscitation and Emergency Medicine. 18, 1 (2010).
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  3. Perkins, Z. B., et al. Trauma induced acute kidney injury. Plos One. 14 (1), 0211001 (2019).
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  7. Ostermann, M., Joannidis, M. Acute kidney injury 2016: diagnosis and diagnostic workup. Critical Care. 20 (1), 299 (2016).
  8. Koeze, J., et al. Incidence, timing and outcome of AKI in critically ill patients varies with the definition used and the addition of urine output criteria. BMC Nephrology. 18 (1), 70 (2017).
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  20. Lankadeva, Y. R., et al. Intrarenal and urinary oxygenation during norepinephrine resuscitation in ovine septic acute kidney injury. Kidney International. 90 (1), 100-108 (2016).
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  25. Spahn, D. R., et al. The European guideline on management of major bleeding and coagulopathy following trauma: fifth edition. Critical Care. 23 (1), 98 (2019).
  26. Legrand, M., et al. Fluid resuscitation does not improve renal oxygenation during hemorrhagic shock in rats. Anesthesiology. 112 (1), 119-127 (2010).
  27. Badin, J., et al. Relation between mean arterial pressure and renal function in the early phase of shock: a prospective, explorative cohort study. Critical Care. 15 (3), 135 (2011).
  28. Ribeiro Junio, M. A. F., et al. The complications associated with resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta (REBOA). World Journal of Emergency Surgery. 13, 20 (2018).

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Bioingegneria Numero 188

Erratum

Formal Correction: Erratum: Noninvasive and Invasive Renal Hypoxia Monitoring in a Porcine Model of Hemorrhagic Shock
Posted by JoVE Editors on 05/09/2023. Citeable Link.

An erratum was issued for: Noninvasive and Invasive Renal Hypoxia Monitoring in a Porcine Model of Hemorrhagic Shock. The Protocol section was updated.

Step 2.3.1 - 2.3.1.2 of the Protocol was updated from:

  1. Measure PuO2 in the bladder.
    1. Remove all air from the bladder by slowly squeezing the bladder while ensuring urine does not leak out.
    2. Place the tip of the luminescence quenching-based PuO2 sensor in the bladder via a cystotomy, similar to the catheter.
    3. Connect the fiber optic cable from the bladder sensor to the data collection device.

to:

  1.  Measure PuO2 at the outlet of the bladder
    1. Identify the balloon on the catheter. Just below the balloon make an incision along the long axis of the catheter, ensuring that you do not cut the lumen that connects to the balloon. 
    2. After making the incision, insert a t-connector that contains the sensing material into the incision. 
    3. Use tissue glue to secure the t-connector in place. 
    4. Connect the fiber optic cable from the bladder data collection device to the connector that contains the sensing material. 

Step 2.3.2.2 - 2.3.2.7 of the Protocol was updated from:

  1. Make a flank incision large enough to expose the kidney (approx. 2-3 in) on the side of the pig at approximately the same location where the kidney was identified.
  2. With the tips of a retractor together, introduce the retractor into the incision and then spread the tips of the retractor to expose the kidney.
  3. Use a micro-manipulator or similar tool to hold the oxygen probe steady. If possible, attach this tool to the end of an articulating arm.
  4. Attach the other end of the articulating arm to the surgical table so that the other end that will hold the oxygen probe is near the opened incision. If the tool that is used to hold the oxygen probe is not connected to an articulating arm, position the tool so the oxygen sensor is near the opened incision and is stable.
  5. Unlock all articulating joints of the arm. Using ultrasound, place the tip of the oxygen probe in the medulla region of the kidney. Lock all articulating joints on the arm.
  6. After confirming placement of the tip of the sensor in the medulla with ultrasound, use the micromanipulator to retract the needle housing the luminescence-based oxygen sensor. Connect the other end of the sensor to the data collection device connected to the computer running the data collection software. Start recording.

to:

  1. Move the bowel so that you have a clear line of site and access to the entire kidney. 
  2. Insert the sensor into 2" 18 gauge catheter. Adjust the luer lock connector on the sensor so that the tip of the sensor is exposed. Remove the catheter and place it over an 18 gauge needle.
  3. Place the 18 gauge needle and 2 in catheter into the renal medulla under ultrasound guidance.
  4. Remove the needle, keeping the catheter in place. Thread the tissue sensor through the catheter and use the luer lock to connect the sensor to the catheter. 
  5. Use tissue glue to secure the catheter in place. 
  6. Connect the tissue sensor to the data collection box.

The Table of Materials was updated from:

Name Company Catalog Number Comments
1/8" PVC tubing Qosina SKU: T4307 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/16" PVC tubing Qosina SKU: T4310 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/32" (1), 1/8" (1), 5/32" (1) drill bit Dewalt N/A For building noninvasive PuO2 monitor
3/8" TPE tubing  Qosina SKU: T2204 Part of noninvasive PuO2 monitor
Biocompatible Glue Masterbond EP30MED Part of noninvasive PuO2 monitor
Bladder oxygen measurement device Presens Fibox 4 Stand-alone fiber optic oxygen meter
Bladder PuO2 sensor Presens DP-PSt3 Oxygen dipping probe
Chlorhexidine 4% scrub Vetone N/A For scrubbing insertion or puncture sites
Conical connector with female luer lock Qosina SKU: 51500 Part of noninvasive PuO2 monitor
Cuffed endotracheal tube Vetone 600508 For sedating the subject and providing respiratory support
Euthanasia solution (pentobarbital sodium|pheyntoin sodium) Vetone 11168 For euthanasia after completion of experiment
General purpose temperature probe, 400 series thermistor Novamed 10-1610-040 Part of noninvasive PuO2 monitor
Hemmtop Magic Arm 11 inch Amazon B08JTZRKYN Holding invasive oxygen sensor in place
HotDog veterinary warming system HotDog V106 For controlling subject temperature during experiment
Invasive tissue oxygen measurement device Presens Oxy-1 ST  Compact oxygen transmitter
Invasive tissue oxygen sensor Presens PM-PSt7 Profiling oxygen microsensor
Isoflurane Vetone 501017 To maintain sedation throughout the experiment
Isotonic crystalloid solution HenrySchein 1537930 or 1534612 Used during resuscitation in the critical care period
Liquid flow sensor Sensirion LD20-2600B Part of noninvasive PuO2 monitor
Male luer lock to barb connector Qosina SKU: 11549 Part of noninvasive PuO2 monitor
Male to male luer connector Qosina SKU: 20024 Part of noninvasive PuO2 monitor
Noninvasive oxygen measurement device Presens EOM-O2-mini Electro optical module transmitter for contactless oxygen measurements
Non-vented male luer lock cap Qosina SKU: 65418 Part of noninvasive PuO2 monitor
Norepinephrine HenrySchein AIN00610 Infusion during resuscitation
O2 sensor stick Presens SST-PSt3-YOP Part of noninvasive PuO2 monitor
PowerLab data acquisition platform AD Instruments N/A For data collection
REBOA catheter Certus Critical Care N/A Used in experimental protocol
Super Sheath arterial catheters (5 Fr, 7 Fr, 9 Fr) Boston Scientific C1894 For intravascular access
Suture Ethicon C013D For securing catheter to skin and closing incisions
T connector, all female luer locks Qosina SKU: 88214 Part of noninvasive PuO2 monitor

to:

Name Company Catalog Number Comments
1/8" PVC tubing Qosina SKU: T4307 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/16" PVC tubing Qosina SKU: T4310 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/8" TPE tubing  Qosina SKU: T2204 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/32" (1), 1/8" (1), 5/32" (1) drill bit Dewalt N/A For building noninvasive PuO2 monitor
Biocompatible Glue Masterbond EP30MED Part of noninvasive PuO2 monitor
Bladder PuO2 sensor Presens DP-PSt3 Oxygen dipping probe
Bladder oxygen measurement device Presens Fibox 4 Stand-alone fiber optic oxygen meter
Chlorhexidine 4% scrub Vetone N/A For scrubbing insertion or puncture sites
Conical connector with female luer lock Qosina SKU: 51500 Part of noninvasive PuO2 monitor
Cuffed endotracheal tube Vetone 600508 For sedating the subject and providing respiratory support
Euthanasia solution (pentobarbital sodium|pheyntoin sodium) Vetone 11168 For euthanasia after completion of experiment
General purpose temperature probe, 400 series thermistor Novamed 10-1610-040 Part of noninvasive PuO2 monitor
HotDog veterinary warming system HotDog V106 For controlling subject temperature during experiment
Invasive tissue oxygen measurement device Optronix N/A OxyLite™ oxygen monitors
Invasive tissue oxygen sensor Optronix NX-BF/OT/E Oxygen/Temperature bare-fibre sensor
Isoflurane Vetone 501017 To maintain sedation throughout the experiment
Isotonic crystalloid solution HenrySchein 1537930 or 1534612 Used during resuscitation in the critical care period
Liquid flow sensor Sensirion LD20-2600B Part of noninvasive PuO2 monitor
Male luer lock to barb connector Qosina SKU: 11549 Part of noninvasive PuO2 monitor
Male to male luer connector Qosina SKU: 20024 Part of noninvasive PuO2 monitor
Norepinephrine HenrySchein AIN00610 Infusion during resuscitation
Noninvasive oxygen measurement device Presens EOM-O2-mini Electro optical module transmitter for contactless oxygen measurements
Non-vented male luer lock cap  Qosina SKU: 65418 Part of noninvasive PuO2 monitor
O2 sensor stick Presens SST-PSt3-YOP Part of noninvasive PuO2 monitor
PowerLab data acquisition platform AD Instruments N/A For data collection
REBOA catheter Certus Critical Care N/A Used in experimental protocol
Super Sheath arterial catheters (5 Fr, 7 Fr, 9 Fr) Boston Scientific C1894 for intravascular access
Suture Ethicon C013D For securing catheter to skin and closing incisions
T connector, all female luer locks Qosina SKU: 88214 Part of noninvasive PuO2 monitor
Monitoraggio dell'ipossia renale non invasiva e invasiva in un modello suino di shock emorragico
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Lofgren, L. R., Hoareau, G. L.,… More

Lofgren, L. R., Hoareau, G. L., Kuck, K., Silverton, N. A. Noninvasive and Invasive Renal Hypoxia Monitoring in a Porcine Model of Hemorrhagic Shock. J. Vis. Exp. (188), e64461, doi:10.3791/64461 (2022).

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