Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Bioengineering
Click here for the English version

Bioengineering

Noninvasiv og invasiv renal hypoxi overvågning i en svin model af hæmoragisk shock

Published: October 28, 2022 doi: 10.3791/64461
Automatic Translation
1, 2,3, 1,4, 4,5
1Department of Biomedical Engineering, University of Utah, 2Department of Emergency Medicine, University of Utah, 3Nora Eccles Harrison Cardiovascular Research and Training Institute, University of Utah, 4Department of Anesthesiology, University of Utah, 5Geriatric Research, Education, and Clinical Centre, VAMC

ERRATUM NOTICE

Summary

Præsenteret her er en protokol til måling af renal iltning i medulla og ikke-invasiv urin ilt partialtryk i en hæmoragisk chok svinemodel for at etablere urin ilt partialtryk som en tidlig indikator for akut nyreskade (AKI) og et nyt genoplivende endepunkt.

Abstract

Op til 50% af patienter med traumer udvikler akut nyreskade (AKI), delvis på grund af dårlig nyreperfusion efter alvorligt blodtab. AKI diagnosticeres i øjeblikket baseret på en ændring i serumkreatininkoncentrationen fra baseline eller længere perioder med nedsat urinproduktion. Desværre er baseline serumkreatininkoncentrationsdata ikke tilgængelige hos de fleste patienter med traumer, og de nuværende estimeringsmetoder er unøjagtige. Derudover kan serumkreatininkoncentrationen ikke ændre sig før 24-48 timer efter skaden. Endelig skal oliguri vare i mindst 6 timer for at diagnosticere AKI, hvilket gør det upraktisk til tidlig diagnose. AKI diagnostiske tilgange, der er tilgængelige i dag, er ikke nyttige til at forudsige risiko under genoplivning af patienter med traumer. Undersøgelser tyder på, at urinpartialtryk af ilt (PuO2) kan være nyttigt til vurdering af nyrehypoxi. En monitor, der forbinder urinkateteret og urinopsamlingsposen, blev udviklet til at måle PuO2 noninvasivt. Enheden indeholder en optisk iltføler, der estimerer PuO2 baseret på luminescensdæmpningsprincipper. Derudover måler enheden urinstrøm og temperatur, sidstnævnte for at justere for forvirrende virkninger af temperaturændringer. Urinstrømmen måles for at kompensere for virkningerne af iltindtrængning i perioder med lav urinstrøm. Denne artikel beskriver en svinemodel af hæmoragisk chok for at studere forholdet mellem ikke-invasiv PuO2, nyrehypoxi og AKI-udvikling. Et nøgleelement i modellen er den ultralydstyrede kirurgiske placering i renal medulla af en iltsonde, der er baseret på en ubeklædt optisk mikrofiber. PuO 2 vil også blive målt i blæren og sammenlignet med nyre- og ikke-invasive PuO2-målinger. Denne model kan bruges til at teste PuO 2 som en tidlig markør for AKI og vurdere PuO2 som et genoplivende endepunkt efter blødning, der er tegn på slutorgan snarere end systemisk iltning.

Introduction

Akut nyreskade (AKI) påvirker op til 50% af patienter med traumer indlagt på intensivafdeling1. Patienter, der udvikler AKI, har tendens til at have længere hospitals- og intensivafdelingslængder og en tre gange større risiko for dødelighed 2,3,4. I øjeblikket er AKI oftest defineret af retningslinjerne for forbedring af nyresygdom globale resultater (KDIGO), som er baseret på ændringer i serumkreatininkoncentration fra baseline eller perioder med langvarig oliguri,5. Baseline kreatininkoncentrationsdata er ikke tilgængelige hos de fleste patienter med traumer, og estimeringsligninger er upålidelige og er ikke blevet valideret hos patienter med traume6. Desuden må serumkreatininkoncentrationen ikke ændre sig før mindst 24 timer efter skaden, hvilket udelukker tidlig identifikation og intervention7. Mens forskning tyder på, at urinproduktion er en tidligere indikator for AKI end serumkreatininkoncentration, kræver KDIGO-kriterierne mindst 6 timers oliguri, hvilket udelukker interventioner rettet mod forebyggelse af skader8. Den optimale timeurinudgangstærskel og passende varighed af oliguri til definition af AKI diskuteres også, hvilket begrænser dens effektivitet som en tidlig markør for sygdommen 9,10. Således er de nuværende diagnostiske foranstaltninger for AKI ikke nyttige i traumeindstillinger, fører til forsinket diagnose af AKI og giver ikke realtidsinformation om en patients risikostatus for udvikling af AKI.

Mens udviklingen af AKI i en traumeindstilling er kompleks og sandsynligvis forbundet med flere årsager, såsom dårlig renal perfusion på grund af hypovolæmi, nedsat renal blodgennemstrømning på grund af vasokonstriktion, traumerelateret inflammation eller iskæmi-reperfusionsskade, er nyrehypoxi en almindelig faktor blandt de fleste former for AKI11,12. Især er medulla-regionen i nyrerne meget modtagelig for en ubalance mellem iltbehov og -udbud i traumeindstillingen på grund af reduceret ilttilførsel og høj metabolisk aktivitet forbundet med natriumreabsorption. Hvis det således var muligt at måle renal medulla oxygenering, kan det være muligt at overvåge en patients risikostatus for udvikling af AKI. Selvom dette ikke er klinisk muligt, korrelerer partialtrykket af ilt i urinen (PuO2) ved nyrens udløb stærkt med iltning af medullært væv13,14. Andre undersøgelser har vist, at det er muligt at måle blære PuO2, og at det ændrer sig som reaktion på stimuli, der ændrer medullært ilt og nyrebækkenPuO2-niveauer, såsom et fald i renal blodgennemstrømning15,16,17. Disse undersøgelser tyder på, at PuO2 kan indikere slutorganperfusion og kan være nyttig til overvågning af virkningen af interventioner i traumeindstillinger på nyrefunktionen.

For at overvåge PuO 2 noninvasivt blev der udviklet en ikke-invasiv PuO2-skærm, der let kan oprette forbindelse til enden af et urinkateter uden for kroppen. Den ikke-invasive PuO2-skærm består af tre hovedkomponenter: en temperatursensor, en luminescensdæmpende iltsensor og en termisk baseret flowsensor. Da hver iltføler er optisk baseret og er afhængig af Stern-Volmer-forholdet for at kvantificere forholdet mellem luminescens og iltkoncentration, er en temperatursensor nødvendig for at kompensere for eventuelle forvirrende virkninger af temperaturændringer. Flowsensoren er vigtig for at kvantificere urinproduktionen og bestemme retningen og størrelsen af urinstrømmen. Alle tre komponenter er forbundet med en kombination af han-, hun- og t-formede luerlåsestik og polyvinylchlorid (PVC) fleksible slanger. Enden med det koniske stik forbinder til udløbet af urinkateteret, og enden med slange over det koniske stik forbinder glider over stikket på urinopsamlingsposen.

På trods af at måle distalt til blæren viste en nylig undersøgelse, at lav urin PuO2 under hjertekirurgi er forbundet med en øget risiko for at udvikle AKI18,19. Tilsvarende har nuværende dyremodeller primært fokuseret på tidlig påvisning af AKI under hjertekirurgi og sepsis 14,20,21,22. Således forbliver spørgsmål om brugen af denne nye enhed i indstillinger af traumer. Formålet med denne forskning er at etablere PuO2 som en tidlig markør for AKI og undersøge dets anvendelse som genoplivende endepunkt hos patienter med traumer. Dette manuskript beskriver en svinemodel af hæmoragisk chok, der inkluderer placeringen af den ikke-invasive PuO 2-skærm, en blære PuO2-sensor og en vævsiltsensor i nyremedulla. Data fra den ikke-invasive monitor vil blive sammenlignet med målinger af blære PuO2 og invasiv vævsilt. Den ikke-invasive monitor inkluderer også en flowsensor, som vil være nyttig til at forstå forholdet mellem urinstrømningshastighed og iltindtrængning, hvilket reducerer evnen til at udlede renal medullær vævsiltning fra ikke-invasiv PuO2, når urinen krydser urinvejene. Derudover vil data fra de tre iltsensorer blive sammenlignet med systemiske vitale tegn, såsom gennemsnitligt arterielt tryk. Den centrale hypotese er, at ikke-invasive PuO2-data vil korrelere stærkt med invasivt medullært iltindhold og vil afspejle medullær hypoxi under genoplivning. Ikke-invasiv PuO2-overvågning har potentialet til at forbedre traumerelaterede resultater ved at identificere AKI tidligere og tjene som et nyt genoplivende endepunkt efter blødning, der er tegn på slutorgan snarere end systemisk iltning.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Institutional Animal Care and Use Committee ved University of Utah godkendte alle eksperimentelle protokoller, der er beskrevet her. Før forsøget blev i alt 12 kastrerede mandlige eller ikke-drægtige Yorkshire-svin, der vejer 50-75 kg og er mellem 6-8 måneder gamle, akklimatiseret i deres kabinetter i mindst 7 dage. I denne periode ledes al pleje af en dyrlæge og i overensstemmelse med vejledningen om pleje og brug af forsøgsdyr og dyrevelfærdslovens regler og standarder. Dyrene fastes natten over før induktion af anæstesi, men får fri adgang til vand.

1. Sensor samling

  1. Skær et 6 cm stykke 3/8 i termoplastisk elastomer (TPE) rør, 25 mm stykker på 1/8 tommer og 3/16 i PVC-rør og 31 mm stykker på 1/8 tommer og 3/16 i PVC-rør.
  2. Bor et hul i toppen af den ikke-ventilerede hætte, så den passer til den udsatte spids af temperatursonden; Start med et bor på 3/32 tommer, og brug derefter et bor på 1/8 tommer.
  3. Brug et 5/32 tommer bor til at bore den øverste del af T-stikket ud, så det passer til iltføleren.
  4. Skub det kortere stykke af 1/8 i PVC-slangen over flowsensorens indløbsside. Skub den længere 1/8 i stykke PVC-slange over udløbssiden (som angivet med pilen på selve flowsensoren) på flowsensoren. Skub den kortere og længere 3/16 i stykker PVC-rør over de tilsvarende længder af 1/8 i PVC-rør. Indsæt den piggede ende af hanluerlåsstikket i den åbne ende af 1/8 i PVC-slangen.
    BEMÆRK: Brug om nødvendigt en varmepistol til at opvarme slangen, inden den glider over pigbeslag. Det er også muligt at bruge isopropylalkohol til at smøre pigenden for at gøre det lettere at skubbe slangen over pigstikket.
  5. Bland den biokompatible lim.
  6. Udsæt spidsen af temperatursonden ved at fjerne enhver beskyttende beklædning eller slange. Fyld indersiden af termistorens slange med biokompatibel lim, men dæk ikke den udsatte spids.
  7. Saml delene som vist i figur 1. Brug limen til at fastgøre hver luerlåsforbindelse, når termistoren indsættes i den ikke-ventilerede hætte, og inden du skubber 3/8 i TPE-slangen over piggenden.
  8. Før sterilisering skal du sikre dig, at den blå hætte på iltpinden ikke er snoet for stramt, ellers vil det være svært at fortryde efter sterilisering.
    BEMÆRK: Et billede af en samlet enhed er vist i figur 1 som reference. Til dette eksperiment blev det fiberoptiske kabel forbundet til et elektrooptisk modul, der indeholder software, der er designet til at arbejde med de specifikke iltsensorer, der anvendes i enheden. Enhver luminescensdæmpende iltsensor og kompatibel dataindsamlingsenhed fungerer. Ud over, et brugerdefineret modul og et printkort blev designet til at forbinde flowsensoren og temperatursonden. Brugerdefineret software blev brugt til at indsamle og vise data i realtid.

2. Eksperimentel procedure

  1. Induktion af anæstesi og overvågning.
    1. Bedæt dyret med en kombineret intramuskulær injektion af ketamin (2,2 mg/kg) og xylazin (2,2 mg/kg) og telazol (4,4 mg/kg).
    2. Afhængigt af dyrets størrelse skal du placere et passende størrelse (sandsynligvis mellem 7 mm og 8 mm) manchet endotracheal rør ved hjælp af et laryngoskop.
    3. Påfør øjensmøremiddel på begge øjne.
    4. Efter induktion ventileres dyret mekanisk med vedligeholdelse af anæstesi med 1,5% -3,0% gasformig isofluran blandet i ilt. Indstil fraktionen af inspireret ilt mellem 40% -100%, det positive slutekspiratoriske tryk til 4 cm H 2 O,tidevandsvolumenet til 6-8 ml / kg, og juster respirationsfrekvensen og tidevandsvolumen for at opretholde slutvands-CO2 på 35-45 mmHg.
    5. Overvåg og bekræft den korrekte dybde af anæstesi ved at vurdere kæbeton, palpebral refleks ca. hvert 15. minut og fravær af spontan bevægelse under hele eksperimentet. Derudover overvåge kliniske parametre for vævsperfusion (slimhindefarve, kapillær genopfyldningstid, puls), pulsoximetri, endevands-CO2, kernekropstemperatur og elektrokardiogram.
    6. Placer dyret i dorsal liggende på et varmende tæppe og fastgør hvert ben til bordet.
    7. Protokollen er en ikke-overlevelsesprocedure med eutanasi af dyret ved forsøgets afslutning, som beskrevet i afsnit 5.
  2. Forbered dyret til forsøget.
    1. Forbered alle punkteringssteder (som er angivet i trin 2.2.3-2.2.7) ved at skrubbe huden med tre skiftevis skrubber chlorhexidin efterfulgt af alkohol. Efter den tredje skrubbe påføres chlorhexidin og lad det tørre helt, og draperer derefter det kirurgiske sted på en steril måde.
    2. Infiltrer lokalt alle punkterings- og snitsteder med 2% lidokain til lokal smertelindring.
    3. Ved hjælp af ultralydsvejledning og Seldinger-teknikken placeres et 9 Fr-kateter i den højre ydre jugularvene til medicininfusion og central venetrykovervågning og et 7 Fr-kateter i højre lårbensvene til genoplivning.
    4. Under ultralydsvejledning skal du placere en 7 Fr-kappe i højre brachialarterie.
    5. Under ultralydsvejledning skal du placere en 7 Fr-kappe i højre lårbensarterie.
    6. Under ultralydsvejledning placeres en 7 Fr-kappe i venstre lårbensarterie.
    7. Under ultralydsvejledning skal du placere en 5 Fr-kappe i højre eller venstre halspulsåre.
    8. Overvåg trykket distalt til ballonen af den genoplivende endovaskulære okklusion af aorta (REBOA) kateteret via venstre lårbensarterieskede.
      1. Tilslut en engangstryktransducer til arteriekateteret, der er distalt til REBOA-ballonen.
    9. Overvåg trykket proksimalt til ballonen i REBOA-kateteret via halspulsårens kappe.
      1. Tilslut en engangstryktransducer til arteriekateteret, der er proksimalt til REBOA-ballonen.
    10. Udfør en midterlinie laparotomi ved at lave et snit langs midterlinjen af maven, der starter ved den ringere del af brystbenet og slutter ved pubis.
    11. Med maven åben, identificere blæren og udføre en cystotomi, eller lav et lille snit, at indsætte spidsen af en 20 Fr urinkateter i blæren. Luk cystotomien med urinkateteret på plads ved hjælp af en pungstrengsutur. Når kateteret er på plads, skal du fastgøre det til huden med suturer.
    12. Før kateterets udløb tilsluttes urinopsamlingsposen, skal du indsætte den kegleformede ende af den ikke-invasive PuO2-skærm i kateterets udløb.
    13. Placer den åbne slange for enden af den nye PuO2-skærm over det kegleformede stik på slangen, der er forbundet med urinopsamlingsposen.
    14. Fjern milten for at eliminere blødningsinduceret autotransfusion.
      1. Find milten. Identificer miltens hilum eller det sted, hvor miltarterien og venen kommer ind i milten. Klem og transekter hvert fartøj.
      2. Efter transsektion ligeres hvert fartøj ved hjælp af modificerede Miller-knuder ved hjælp af 2-0 suturer.
  3. Placer instrumentet for at måle blære PuO2 og vævets iltning.
    1. Mål PuO2 ved blærens udløb.
      1. Identificer ballonen på kateteret. Lige under ballonen laves et snit langs kateterets lange akse, så du ikke skærer lumenet, der forbinder til ballonen.
      2. Efter snittet skal du indsætte et t-stik, der indeholder sensormaterialet, i snittet.
      3. Brug vævslim til at fastgøre t-stikket på plads.
      4. Tilslut det fiberoptiske kabel fra blæredataindsamlingsenheden til stikket, der indeholder sensormaterialet.
      5. Opret en ny fil på dataindsamlingsenheden, og noter tidsforskellen mellem den enkeltstående indsamlingsenhed og andre enheder, der bruges i eksperimentet.
        1. For dataindsamlingsenheden, der bruges i denne undersøgelse: Tryk på tilbagepilen for at nå hovedmenuen.
        2. Gå til måleindstillinger, og klik på Ok. Brug pilene til at fremhæve målebrowserboksen, og tryk på OK.
        3. Tryk på højre pil for at oprette en ny fil. Indtast navnet på den nye fil, og vælg Udført.
        4. Fremhæv det nye filnavn, og vælg OK. Naviger til måleskærmen, og klik på Ok for at starte optagelsen.
    2. Mål medullær iltning af nyrevæv.
      1. Identificer placeringen af nyrerne internt.
      2. Flyt tarmen, så du har en klar linje af stedet og adgang til hele nyren.
      3. Indsæt sensoren i 2" 18 gauge kateter. Juster luer lock-stikket på sensoren, så spidsen af sensoren er blottet. Fjern kateteret og læg det over en 18 gauge nål.
      4. Anbring 18 gauge nålen og 2 i kateteret i renal medulla under ultralydsvejledning.
      5. Fjern nålen, og hold kateteret på plads. Træk vævssensoren gennem kateteret, og brug luerlåsen til at forbinde sensoren til kateteret.
      6. Brug vævslim til at fastgøre kateteret på plads.
      7. Tilslut vævssensoren til dataindsamlingsboksen.
      8. Vent i 10 minutter, før du begynder forsøgsprotokollen efter tilberedning af instrumenteringen og dyret. Dette vil blive betragtet som en basisperiode.
  4. Eksperimentel protokol
    1. Før du starter den eksperimentelle procedure, skal du sikre dig, at det gennemsnitlige arterielle tryk (MAP) er ≥65 mmHg. Hvis MAP er under tærsklen, gives der op til to 5 ml/kg bolusser isotonisk krystalloid opløsning. Hvis MAP forbliver under 65 mmHg, skal noradrenalin (0,02 μg/kg/min) infunderes, indtil mål-MAP er nået.
    2. Fremkald hæmoragisk chok.
      1. Fjern 25% (anslået til 60 ml / kg) af dyrets estimerede blodvolumen gennem højre brachialarterieskede over 30 minutter i forsigtigt ophidsede citrerede blodindsamlingsposer. Marker begyndelsen af blodfjernelsen som t = 0 min.
      2. Det fjernede blod opbevares i varmtvandsbad ved 37 °C.
      3. Udfør derefter randomisering for at tildele dyr til enten REBOA med fuldblod eller REBOA med krystalloidgruppe (n = 6 for hver gruppe).
    3. REBOA kateteret er anbragt.
      1. Indsæt et 7 Fr REBOA kateter i højre lårbensarterieskede. Placer kateterets ballon umiddelbart overlegen membranen, og bekræft placeringen ved hjælp af fluoroskopi.
      2. Ved t = 30 min pustes REBOA-ballonen op og lukker aorta helt i 45 min.
    4. Initiere genoplivning og administrere kritisk pleje.
      1. Ved t = 70 min transficeres hvert dyr med deres udgydte blod over 15 min.
      2. Infundere intravenøs calcium over 10 min for at forhindre citrat-induceret hypokalcæmi.
      3. Ved t = 75 min tømmes REBOA ballonen over 10 min.
      4. Indtil t = 360 min, genoplives dyret med væsker og noradrenalin for at opretholde en MAP-> 65 mmHg.
  5. Afslutning af eksperiment og eutanasi
    1. Indsaml eventuelle resterende blod- eller urinprøver.
    2. Aflive dyret ved at injicere en kombination af Pentobarbitalnatrium (390 mg) og phenytoinnatrium (50 mg) (1 ml/10 lbs).

3. Databehandling

  1. Tidssynkroniser alle datafiler.
    1. Baseret på de tidspunkter, der blev noteret på hver enhed i forhold til hinanden og starten på eksperimentet, skal du justere alle datafiler, så t = 0 angiver starten på eksperimentet.
  2. Fjern eventuelle datapunkter, der er knyttet til fejlflag, fra flowsensoren.
    BEMÆRK: Fejltyperne er Høj flowhastighed og Air-in-Line. Fejlen Høj strømningshastighed angiver, at strømningshastigheden overskred sensorens udgangsgrænse. Air-in-Line-fejlflaget hæves, når sensoren registrerer luft i flowkanalen.
  3. Kassér de data, der er knyttet til det negative flow.
    1. Når flowet bliver negativt, skal du spore lydstyrken, der strømmer forbi sensoren i baglæns retning.
    2. Når strømmen bliver positiv, skal du spore lydstyrken og sammenligne den med mængden af negativ strømning for kun at inkludere målinger fra nyligt annulleret urin.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Figur 1 viser et billede af den ikke-invasive PuO2-skærm , der er beskrevet i dette manuskript. Figur 2 viser et plot af MAP og ikke-invasive PuO2-målinger i et enkelt emne under et eksperiment svarende til den beskrevne svineblødningsmodel. I starten af eksperimentet, da blødningen blev indledt, var der et fald i MAP og PuO2. Efter det indledende fald i PuO2 steg den gradvist, indtil REBOA-ballonen blev tømt. Den gradvise stigning svarede til en periode med drastisk reduceret urinproduktion på grund af blødningsinduceret hypovolæmi efterfulgt af aortaokklusion. I perioden med lav urinproduktion var PuO2-data ikke pålidelige på grund af iltudveksling med omgivende væv og luft, da urinen rejste fra nyrens udløb til det ikke-invasive målested. I den kritiske plejefase var der et signifikant fald i PuO2, hvilket svarede til en stigning i urinproduktionen. Stigningen i urinproduktion begrænsede virkningen af iltudvekslingen med omgivende væv, og PuO2-data blev bestemt til at være gyldige. Ikke-invasive PuO2-data indsamlet i perioder af eksperimentet kan sammenlignes med andre data, såsom MAP. I dette emne ser MAP ud til at forblive konstant i den kritiske plejeperiode, og PuO2 når et maksimum på ca. 180 minutter efterfulgt af et fald indtil 240 minutter, hvilket efterfølges af en gradvis stigning indtil eksperimentets afslutning.

Figure 1
Figur 1: Et billede af den ikke-invasive PuO2-skærm . Enheden forbinder mellem kateteret og opsamlingsposen. Enheden indeholder en temperatursonde, en luminescensbaseret iltføler og tilhørende fiberoptisk kabel og en termisk baseret flowsensor. Klik her for at se en større version af denne figur.

Figure 2
Figur 2: Noninvasiv PuO2 og MAP målt under den beskrevne hæmoragiske choksvinemodel. Alle data blev samplet ved 1 Hz. HEM = blødning, MAP = gennemsnitligt arterielt tryk. Klik her for at se en større version af denne figur.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

AKI er en almindelig komplikation hos patienter med traumer, og i øjeblikket er der ingen valideret sengemonitor til iltning af nyrevæv, hvilket kunne muliggøre tidligere AKI-detektion og vejlede potentielle interventioner. Dette manuskript beskriver brugen og instrumenteringen af en hæmoragisk chokmodel til svin til at etablere ikke-invasiv PuO2 som en tidlig indikator for AKI og et nyt genoplivningsendepunkt i traumeindstillinger.

En af de klare fordele ved denne svinemodel er evnen til at sammenligne iltmålinger på tre forskellige steder, herunder direkte i medulla. Mens det er muligt at måle blære og ikke-invasiv PuO2 hos mennesker, er det ikke muligt at måle iltindholdet direkte i medulla. Tidligere dyremodeller, der studerede anvendelsen af PuO2-overvågning i sepsis og hjertekirurgi, har typisk været afhængige af ikke-invasive eller blæreiltmålinger, hvor kun en håndfuld undersøgelser også målte iltindhold i medullært væv samtidigt23. Mange af de tidligere undersøgelser er også blevet udført på mindre dyr som mus eller kaniner, hvilket begrænser translationseffekten. Brugen af svin er fordelagtig, fordi dyrene er store nok til at muliggøre overvågning og kritisk pleje, svarende til hvad kritisk syge patienter gennemgår. Det er vigtigt at bemærke, at iltføleren placeres i medulla under ultralydsvejledning. Ultralydet bruges til at bekræfte, at kateteret og sensoren faktisk er i nyrens medulla-region. Derudover indeholder den ikke-invasive skærm en urinstrømssensor. Dette er vigtigt, da en af de forvirrende faktorer ved måling afPuO2 distal til nyrebækkenet er iltindtrængning langs urinvejene24. Virkningen af indtrængen af ilt blev set i de data, der blev præsenteret fra det foregående eksperiment. I perioder med aortaokklusion og tilsvarende lav uringennemstrømning blevPuO2 kunstigt forhøjet sammenlignet med den kritiske plejefase, hvor urinproduktionen blev øget. Ved hjælp af urinstrømningshastighedsdata er det kun muligt at sammenligne gyldige ikke-invasive PuO 2-data med blære PuO 2 og medullært vævs iltniveauer samt bestemme en strømningshastighedstærskel, under hvilken ikke-invasive PuO2-data ikke længere repræsenterer renal iltning.

Ud over at sammenligne iltdata på forskellige målesteder vil denne model hjælpe med at sammenligne, hvilke genoplivningsprodukter der er mest effektive til forbedring af renal ilttilførsel, iltning af nyrevæv og indikatorer for global perfusion såsom MAP. Den nuværende iteration af modellen vil sammenligne fuldblod og krystalloider. Nuværende retningslinjer foreslår at bruge krystalloider som den første behandlingslinje hos patienter med hypotensive blødningstraumer25. Andre har vist, at væskegenoplivning med krystalloider ikke genoprettede iltning af nyrevæv, mens blodtransfusion gjorde26. Det optimale transfusionsendepunkt er imidlertid uklart, og ressourcerne kan være begrænsede i nogle traumemiljøer (landdistrikter, fjerntliggende eller væbnede konfliktmiljøer). Baseret på data fra denne undersøgelse kan den ikke-invasive PuO2-monitor tjene som et nyt endepunkt til bestemmelse af en passende transfusionstærskel hos patienter med traumer. Efter validering af den ikke-invasive PuO2-skærm i denne undersøgelse kan fremtidige iterationer af denne model undersøge brugen af andre genoplivningsvæsker, såsom hypertoniske opløsninger og brugen af syntetiske kolloider.

I lighed med sammenligning af forskellige genoplivningsprodukter kan data fra denne model bruges til at sammenligne globale perfusionsmålinger med regional iltning og forholdet mellem systemisk og regional iltning og resultater. De nuværende retningslinjer for traumebehandling anbefaler at opretholde en MAP på 60-65 mmHg25. Undersøgelser har ikke fundet en afgørende optimal mål-MAP under hæmoragisk shock for at bevare nyrefunktionen27. Resultaterne fra det tidligere eksperiment tyder på, at MAP måske kun er en faktor, der påvirker PuO2. Mens MAP var konstant i den kritiske plejefase, var PuO 2 varieret, hvilket betyder, at der sandsynligvis er andre faktorer, der påvirker PuO2. Således kan en metode til overvågning af nyreoxygenering, såsom ikke-invasiv PuO2-overvågning, være nyttig til at vejlede interventioner sammenlignet med målinger af global perfusion såsom MAP. Noninvasiv PuO2-overvågning har potentialet til at bevare nyrefunktionen ved at reducere vævshypoxi og minimere organdysfunktion.

En af de vigtigste begrænsninger ved den ikke-invasive skærm, der anvendes i denne model, er, at der ikke produceres urin under blødnings- eller aortaokklusionsfaserne. Dette begrænser sammenligninger mellem ikke-invasiv PuO2, blære PuO2 og medullær iltning til genoplivningsfasen, hvor data indsamlet fra lignende eksperimenter viser, at urinstrømmen er tilstrækkelig i denne periode. En anden begrænsning ved denne model er, at REBOA anvendes i begge behandlingsgrupper. Baseret på nuværende klinisk praksis anvendes REBOA typisk kun i ikke-komprimerbare torsoblødningsscenarier28. Således bør fremtidige undersøgelser undersøge brugen af ikke-invasiv PuO2-overvågning med konventionelle blødningskontrol- og genoplivningsmetoder.

Denne model vil hjælpe med at validere ikke-invasiv PuO2-overvågning som et værktøj til tidlig påvisning af AKI og vurdering af responsen på genoplivningsmetoder. Dette er vigtigt, fordi denne nye overvågning potentielt kan reducere tidlig og forsinket sygelighed og dødelighed relateret til traumer. Dette metodepapir giver en trinvis beskrivelse af, hvordan modellen implementeres.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

N. Silverton, K. Kuck og L. Lofgren er opfindere af en patent- og patentansøgning omkring den ikke-invasive skærm, der anvendes i denne undersøgelse. Denne prototype er under udvikling til kommerciel overvejelse af N. Silverton og K. Kuck, men endnu har der ikke fundet nogen kommerciel aktivitet sted. De øvrige forfattere erklærer ingen konkurrerende interesser. Fortolkningen og rapporteringen af disse data er alene forfatternes ansvar.

Acknowledgments

Arbejdet i dette tilskud finansieres af University of Utah Clinical and Translational Science Institute gennem Translational and Clinical Studies Pilot Program og Department of Defense Office of the Congressionally Directed Medical Research Programs (PR192745).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1/8" PVC tubing Qosina SKU: T4307 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/16" PVC tubing Qosina SKU: T4310 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/8" TPE tubing  Qosina SKU: T2204 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/32" (1), 1/8" (1), 5/32" (1) drill bit Dewalt N/A For building noninvasive PuO2 monitor
Biocompatible Glue Masterbond EP30MED Part of noninvasive PuO2 monitor
Bladder PuO2 sensor Presens DP-PSt3 Oxygen dipping probe
Bladder oxygen measurement device Presens Fibox 4 Stand-alone fiber optic oxygen meter
Chlorhexidine 4% scrub Vetone N/A For scrubbing insertion or puncture sites
Conical connector with female luer lock Qosina SKU: 51500 Part of noninvasive PuO2 monitor
Cuffed endotracheal tube Vetone 600508 For sedating the subject and providing respiratory support
Euthanasia solution (pentobarbital sodium|pheyntoin sodium) Vetone 11168 For euthanasia after completion of experiment
General purpose temperature probe, 400 series thermistor Novamed 10-1610-040 Part of noninvasive PuO2 monitor
HotDog veterinary warming system HotDog V106 For controlling subject temperature during experiment
Invasive tissue oxygen measurement device Optronix N/A OxyLite™ oxygen monitors
Invasive tissue oxygen sensor Optronix NX-BF/OT/E Oxygen/Temperature bare-fibre sensor
Isoflurane Vetone 501017 To maintain sedation throughout the experiment
Isotonic crystalloid solution HenrySchein 1537930 or 1534612 Used during resuscitation in the critical care period
Liquid flow sensor Sensirion LD20-2600B Part of noninvasive PuO2 monitor
Male luer lock to barb connector Qosina SKU: 11549 Part of noninvasive PuO2 monitor
Male to male luer connector Qosina SKU: 20024 Part of noninvasive PuO2 monitor
Norepinephrine HenrySchein AIN00610 Infusion during resuscitation
Noninvasive oxygen measurement device Presens EOM-O2-mini Electro optical module transmitter for contactless oxygen measurements
Non-vented male luer lock cap  Qosina SKU: 65418 Part of noninvasive PuO2 monitor
O2 sensor stick Presens SST-PSt3-YOP Part of noninvasive PuO2 monitor
PowerLab data acquisition platform AD Instruments N/A For data collection
REBOA catheter Certus Critical Care N/A Used in experimental protocol
Super Sheath arterial catheters (5 Fr, 7 Fr, 9 Fr) Boston Scientific C1894 for intravascular access
Suture Ethicon C013D For securing catheter to skin and closing incisions
T connector, all female luer locks Qosina SKU: 88214 Part of noninvasive PuO2 monitor

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Gomes, E., Antunes, R., Dias, C., Araújo, R., Costa-Pereira, A. Acute kidney injury in severe trauma assessed by RIFLE criteria: a common feature without implications on mortality. Scandinavian Journal of Trauma, Resuscitation and Emergency Medicine. 18, 1 (2010).
  2. Bihorac, A., et al. Incidence, clinical predictors, genomics, and outcome of acute kidney injury among trauma patients. Annals of Surgery. 252 (1), 158-165 (2010).
  3. Perkins, Z. B., et al. Trauma induced acute kidney injury. Plos One. 14 (1), 0211001 (2019).
  4. Lai, W. H., et al. Post-traumatic acute kidney injury: a cross-sectional study of trauma patients. Scandinavian Journal of Trauma, Resuscitation and Emergency Medicine. 24 (1), 136 (2016).
  5. Khwaja, A. KDIGO clinical practice guidelines for acute kidney injury. Nephron Clinical Practice. 120 (4), 179-184 (2012).
  6. Saour, M., et al. Assessment of modification of diet in renal disease equation to predict reference serum creatinine value in severe trauma patients: Lessons from an observational study of 775 cases. Annals of Surgery. 263 (4), 814-820 (2016).
  7. Ostermann, M., Joannidis, M. Acute kidney injury 2016: diagnosis and diagnostic workup. Critical Care. 20 (1), 299 (2016).
  8. Koeze, J., et al. Incidence, timing and outcome of AKI in critically ill patients varies with the definition used and the addition of urine output criteria. BMC Nephrology. 18 (1), 70 (2017).
  9. Ralib, A., Pickering, J. W., Shaw, G. M., Endre, Z. H. The urine output definition of acute kidney injury is too liberal. Critical Care. 17 (3), 112 (2013).
  10. Ostermann, M. Diagnosis of acute kidney injury: Kidney disease improving global outcomes criteria and beyond. Current Opinion Critical Care. 20 (6), 581-587 (2014).
  11. Harrois, A., Libert, N., Duranteau, J. Acute kidney injury in trauma patients. Current Opinion Critical Care. 23 (6), 447-456 (2017).
  12. Ow, C. P. C., Ngo, J. P., Ullah, M. M., Hilliard, L. M., Evans, R. G. Renal hypoxia in kidney disease: Cause or consequence. Acta Physiologica. 222 (4), 12999 (2018).
  13. Leonhardt, K. O., Landes, R. R., McCauley, R. T. Anatomy and physiology of intrarenal oxygen tension: Preliminary study of the effets of anesthetics. Anesthesiology. 26 (5), 648-658 (1965).
  14. Stafford-Smith, M., Grocott, H. P. Renal medullary hypoxia during experimental cardiopulmonary bypass: a pilot study. Perfusion. 20 (1), 53-58 (2005).
  15. Kitashiro, S., et al. Monitoring urine oxygen tension during acute change in cardiac output in dogs. Journal of Applied Physiology. 79 (1), 202-204 (1995).
  16. Sgouralis, I., et al. Bladder urine oxygen tension for assessing renal medullary oxygenation in rabbits: experimental and modeling studies. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative, and Comparative Physiology. 311 (3), 532-544 (2016).
  17. Kainuma, M., Kimura, N., Shimada, Y. Effect of acute changes in renal arterial blood flow on urine oxygen tension in dogs. Critical Care Medicine. 18 (3), 309-312 (1990).
  18. Zhu, M. Z. L., et al. Urinary hypoxia: an intraoperative marker of risk of cardiac surgery-associated acute kidney injury. Nephrology Dialysis Transplantation. 33 (12), 2191-2201 (2018).
  19. Silverton, N. A., et al. Noninvasive urine oxygen monitoring and the risk of acute kidney injury in cardiac surgery. Anesthesiology. 135 (3), 406-418 (2021).
  20. Lankadeva, Y. R., et al. Intrarenal and urinary oxygenation during norepinephrine resuscitation in ovine septic acute kidney injury. Kidney International. 90 (1), 100-108 (2016).
  21. Evans, R. G., et al. Renal hemodynamics and oxygenation during experimental cardiopulmonary bypass in sheep under total intravenous anesthesia. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative, and Comparative Physiology. 318 (2), 206-213 (2020).
  22. Sgouralis, I., Evans, R. G., Layton, A. T. Renal medullary and urinary oxygen tension during cardiopulmonary bypass in the rat. Mathematical Medicine and Biology. 34 (3), 313-333 (2017).
  23. Lankadeva, Y. R., Kosaka, J., Evans, R. G., Bellomo, R., May, C. N. Urinary oxygenation as a surrogate measure of medullary oxygenation during angiotensin II therapy in septic acute kidney injury. Critical Care Medicine. 46 (1), 41-48 (2018).
  24. Ngo, J. P., et al. Factors that confound the prediction of renal medullary oxygenation and risk of acute kidney injury from measurement of bladder urine oxygen tension. Acta Physiologica. 227 (1), 13294 (2019).
  25. Spahn, D. R., et al. The European guideline on management of major bleeding and coagulopathy following trauma: fifth edition. Critical Care. 23 (1), 98 (2019).
  26. Legrand, M., et al. Fluid resuscitation does not improve renal oxygenation during hemorrhagic shock in rats. Anesthesiology. 112 (1), 119-127 (2010).
  27. Badin, J., et al. Relation between mean arterial pressure and renal function in the early phase of shock: a prospective, explorative cohort study. Critical Care. 15 (3), 135 (2011).
  28. Ribeiro Junio, M. A. F., et al. The complications associated with resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta (REBOA). World Journal of Emergency Surgery. 13, 20 (2018).

Tags

Bioengineering nr. 188

Erratum

Formal Correction: Erratum: Noninvasive and Invasive Renal Hypoxia Monitoring in a Porcine Model of Hemorrhagic Shock
Posted by JoVE Editors on 05/09/2023. Citeable Link.

An erratum was issued for: Noninvasive and Invasive Renal Hypoxia Monitoring in a Porcine Model of Hemorrhagic Shock. The Protocol section was updated.

Step 2.3.1 - 2.3.1.2 of the Protocol was updated from:

  1. Measure PuO2 in the bladder.
    1. Remove all air from the bladder by slowly squeezing the bladder while ensuring urine does not leak out.
    2. Place the tip of the luminescence quenching-based PuO2 sensor in the bladder via a cystotomy, similar to the catheter.
    3. Connect the fiber optic cable from the bladder sensor to the data collection device.

to:

  1.  Measure PuO2 at the outlet of the bladder
    1. Identify the balloon on the catheter. Just below the balloon make an incision along the long axis of the catheter, ensuring that you do not cut the lumen that connects to the balloon. 
    2. After making the incision, insert a t-connector that contains the sensing material into the incision. 
    3. Use tissue glue to secure the t-connector in place. 
    4. Connect the fiber optic cable from the bladder data collection device to the connector that contains the sensing material. 

Step 2.3.2.2 - 2.3.2.7 of the Protocol was updated from:

  1. Make a flank incision large enough to expose the kidney (approx. 2-3 in) on the side of the pig at approximately the same location where the kidney was identified.
  2. With the tips of a retractor together, introduce the retractor into the incision and then spread the tips of the retractor to expose the kidney.
  3. Use a micro-manipulator or similar tool to hold the oxygen probe steady. If possible, attach this tool to the end of an articulating arm.
  4. Attach the other end of the articulating arm to the surgical table so that the other end that will hold the oxygen probe is near the opened incision. If the tool that is used to hold the oxygen probe is not connected to an articulating arm, position the tool so the oxygen sensor is near the opened incision and is stable.
  5. Unlock all articulating joints of the arm. Using ultrasound, place the tip of the oxygen probe in the medulla region of the kidney. Lock all articulating joints on the arm.
  6. After confirming placement of the tip of the sensor in the medulla with ultrasound, use the micromanipulator to retract the needle housing the luminescence-based oxygen sensor. Connect the other end of the sensor to the data collection device connected to the computer running the data collection software. Start recording.

to:

  1. Move the bowel so that you have a clear line of site and access to the entire kidney. 
  2. Insert the sensor into 2" 18 gauge catheter. Adjust the luer lock connector on the sensor so that the tip of the sensor is exposed. Remove the catheter and place it over an 18 gauge needle.
  3. Place the 18 gauge needle and 2 in catheter into the renal medulla under ultrasound guidance.
  4. Remove the needle, keeping the catheter in place. Thread the tissue sensor through the catheter and use the luer lock to connect the sensor to the catheter. 
  5. Use tissue glue to secure the catheter in place. 
  6. Connect the tissue sensor to the data collection box.

The Table of Materials was updated from:

Name Company Catalog Number Comments
1/8" PVC tubing Qosina SKU: T4307 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/16" PVC tubing Qosina SKU: T4310 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/32" (1), 1/8" (1), 5/32" (1) drill bit Dewalt N/A For building noninvasive PuO2 monitor
3/8" TPE tubing  Qosina SKU: T2204 Part of noninvasive PuO2 monitor
Biocompatible Glue Masterbond EP30MED Part of noninvasive PuO2 monitor
Bladder oxygen measurement device Presens Fibox 4 Stand-alone fiber optic oxygen meter
Bladder PuO2 sensor Presens DP-PSt3 Oxygen dipping probe
Chlorhexidine 4% scrub Vetone N/A For scrubbing insertion or puncture sites
Conical connector with female luer lock Qosina SKU: 51500 Part of noninvasive PuO2 monitor
Cuffed endotracheal tube Vetone 600508 For sedating the subject and providing respiratory support
Euthanasia solution (pentobarbital sodium|pheyntoin sodium) Vetone 11168 For euthanasia after completion of experiment
General purpose temperature probe, 400 series thermistor Novamed 10-1610-040 Part of noninvasive PuO2 monitor
Hemmtop Magic Arm 11 inch Amazon B08JTZRKYN Holding invasive oxygen sensor in place
HotDog veterinary warming system HotDog V106 For controlling subject temperature during experiment
Invasive tissue oxygen measurement device Presens Oxy-1 ST  Compact oxygen transmitter
Invasive tissue oxygen sensor Presens PM-PSt7 Profiling oxygen microsensor
Isoflurane Vetone 501017 To maintain sedation throughout the experiment
Isotonic crystalloid solution HenrySchein 1537930 or 1534612 Used during resuscitation in the critical care period
Liquid flow sensor Sensirion LD20-2600B Part of noninvasive PuO2 monitor
Male luer lock to barb connector Qosina SKU: 11549 Part of noninvasive PuO2 monitor
Male to male luer connector Qosina SKU: 20024 Part of noninvasive PuO2 monitor
Noninvasive oxygen measurement device Presens EOM-O2-mini Electro optical module transmitter for contactless oxygen measurements
Non-vented male luer lock cap Qosina SKU: 65418 Part of noninvasive PuO2 monitor
Norepinephrine HenrySchein AIN00610 Infusion during resuscitation
O2 sensor stick Presens SST-PSt3-YOP Part of noninvasive PuO2 monitor
PowerLab data acquisition platform AD Instruments N/A For data collection
REBOA catheter Certus Critical Care N/A Used in experimental protocol
Super Sheath arterial catheters (5 Fr, 7 Fr, 9 Fr) Boston Scientific C1894 For intravascular access
Suture Ethicon C013D For securing catheter to skin and closing incisions
T connector, all female luer locks Qosina SKU: 88214 Part of noninvasive PuO2 monitor

to:

Name Company Catalog Number Comments
1/8" PVC tubing Qosina SKU: T4307 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/16" PVC tubing Qosina SKU: T4310 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/8" TPE tubing  Qosina SKU: T2204 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/32" (1), 1/8" (1), 5/32" (1) drill bit Dewalt N/A For building noninvasive PuO2 monitor
Biocompatible Glue Masterbond EP30MED Part of noninvasive PuO2 monitor
Bladder PuO2 sensor Presens DP-PSt3 Oxygen dipping probe
Bladder oxygen measurement device Presens Fibox 4 Stand-alone fiber optic oxygen meter
Chlorhexidine 4% scrub Vetone N/A For scrubbing insertion or puncture sites
Conical connector with female luer lock Qosina SKU: 51500 Part of noninvasive PuO2 monitor
Cuffed endotracheal tube Vetone 600508 For sedating the subject and providing respiratory support
Euthanasia solution (pentobarbital sodium|pheyntoin sodium) Vetone 11168 For euthanasia after completion of experiment
General purpose temperature probe, 400 series thermistor Novamed 10-1610-040 Part of noninvasive PuO2 monitor
HotDog veterinary warming system HotDog V106 For controlling subject temperature during experiment
Invasive tissue oxygen measurement device Optronix N/A OxyLite™ oxygen monitors
Invasive tissue oxygen sensor Optronix NX-BF/OT/E Oxygen/Temperature bare-fibre sensor
Isoflurane Vetone 501017 To maintain sedation throughout the experiment
Isotonic crystalloid solution HenrySchein 1537930 or 1534612 Used during resuscitation in the critical care period
Liquid flow sensor Sensirion LD20-2600B Part of noninvasive PuO2 monitor
Male luer lock to barb connector Qosina SKU: 11549 Part of noninvasive PuO2 monitor
Male to male luer connector Qosina SKU: 20024 Part of noninvasive PuO2 monitor
Norepinephrine HenrySchein AIN00610 Infusion during resuscitation
Noninvasive oxygen measurement device Presens EOM-O2-mini Electro optical module transmitter for contactless oxygen measurements
Non-vented male luer lock cap  Qosina SKU: 65418 Part of noninvasive PuO2 monitor
O2 sensor stick Presens SST-PSt3-YOP Part of noninvasive PuO2 monitor
PowerLab data acquisition platform AD Instruments N/A For data collection
REBOA catheter Certus Critical Care N/A Used in experimental protocol
Super Sheath arterial catheters (5 Fr, 7 Fr, 9 Fr) Boston Scientific C1894 for intravascular access
Suture Ethicon C013D For securing catheter to skin and closing incisions
T connector, all female luer locks Qosina SKU: 88214 Part of noninvasive PuO2 monitor
Noninvasiv og invasiv renal hypoxi overvågning i en svin model af hæmoragisk shock
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Lofgren, L. R., Hoareau, G. L.,… More

Lofgren, L. R., Hoareau, G. L., Kuck, K., Silverton, N. A. Noninvasive and Invasive Renal Hypoxia Monitoring in a Porcine Model of Hemorrhagic Shock. J. Vis. Exp. (188), e64461, doi:10.3791/64461 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter