Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Bioengineering
Click here for the English version

Bioengineering

ניטור היפוקסיה כלייתי לא פולשני ופולשני במודל חזירי של הלם דימומי

Published: October 28, 2022 doi: 10.3791/64461
Automatic Translation
1, 2,3, 1,4, 4,5
1Department of Biomedical Engineering, University of Utah, 2Department of Emergency Medicine, University of Utah, 3Nora Eccles Harrison Cardiovascular Research and Training Institute, University of Utah, 4Department of Anesthesiology, University of Utah, 5Geriatric Research, Education, and Clinical Centre, VAMC

ERRATUM NOTICE

Summary

מוצג כאן פרוטוקול למדידת חמצון כלייתי במדולה ולחץ חלקי חמצן לא פולשני בשתן במודל חזירי הלם דימומי כדי לבסס לחץ חלקי של חמצן בשתן כאינדיקטור מוקדם לפגיעה חריפה בכליות (AKI) ונקודת סיום חדשנית להחייאה.

Abstract

עד 50% מהחולים עם טראומה מפתחים פגיעה כלייתית חריפה (AKI), בין היתר בשל זילוח כליות לקוי לאחר איבוד דם חמור. AKI מאובחן כיום על סמך שינוי בריכוז הקריאטינין בסרום מנקודת ההתחלה או תקופות ממושכות של ירידה בתפוקת השתן. למרבה הצער, נתוני ריכוז קריאטינין בסרום אינם זמינים ברוב החולים עם טראומה, ושיטות האומדן הנוכחיות אינן מדויקות. בנוסף, ריכוז קריאטינין בסרום לא יכול להשתנות עד 24-48 שעות לאחר הפציעה. לבסוף, אוליגוריה חייבת להתמיד לפחות 6 שעות כדי לאבחן AKI, מה שהופך אותה לבלתי מעשית לאבחון מוקדם. גישות אבחון AKI הקיימות כיום אינן שימושיות לניבוי הסיכון במהלך החייאה של חולים עם טראומה. מחקרים מראים כי לחץ חלקי בשתן של חמצן (PuO2) עשוי להיות שימושי להערכת היפוקסיה כלייתית. מוניטור המחבר בין קטטר השתן לבין שקית איסוף השתן פותח למדידת PuO2 באופן לא פולשני. המכשיר משלב חיישן חמצן אופטי שמעריך את PuO2 בהתבסס על עקרונות מרווה של לומינסנציה. בנוסף, המכשיר מודד את זרימת השתן ואת הטמפרטורה, האחרון כדי להתאים את ההשפעות המבלבלות של שינויי טמפרטורה. זרימת השתן נמדדת כדי לפצות על ההשפעות של חדירת חמצן בתקופות של זרימת שתן נמוכה. מאמר זה מתאר מודל חזירי של הלם דימומי כדי לחקור את הקשר בין PuO2 לא פולשני, היפוקסיה כלייתית והתפתחות AKI. מרכיב מרכזי במודל הוא מיקום כירורגי מונחה אולטרסאונד במדולה הכליה של בדיקת חמצן, המבוססת על מיקרופייבר אופטי ללא מעטפת. PuO 2 יימדד גם בשלפוחית השתן ויושווה למדידות הכליות והלא פולשניות של PuO2. מודל זה יכול לשמש לבדיקת PuO 2 כסמן מוקדם של AKI ולהעריך את PuO2 כנקודת קצה של החייאה לאחר דימום המעידה על איבר קצה ולא על חמצון מערכתי.

Introduction

פגיעה חריפה בכליות (AKI) משפיעה על עד 50% מהחולים עם טראומה שאושפזו ביחידה לטיפול נמרץ1. חולים המפתחים AKI נוטים להיות בעלי משך שהייה ארוך יותר בבית החולים וביחידות טיפול נמרץ וסיכון גבוה פי שלושה לתמותה 2,3,4. נכון לעכשיו, AKI מוגדר בדרך כלל על ידי הנחיות KDIGO לשיפור תוצאות גלובליות של מחלות כליות, המבוססות על שינויים בריכוז קריאטינין בסרום מנקודת ההתחלה או תקופות של אוליגוריה5 ממושכת. נתוני ריכוז קריאטינין בסיסיים אינם זמינים ברוב החולים עם טראומה, ומשוואות האומדן אינן אמינות ולא אומתו בחולים עם טראומה6. בנוסף, ריכוז קריאטינין בסרום עשוי לא להשתנות עד לפחות 24 שעות לאחר הפציעה, מניעת זיהוי מוקדם והתערבות7. בעוד שמחקרים מצביעים על כך שתפוקת השתן היא אינדיקטור מוקדם יותר של AKI מאשר ריכוז קריאטינין בסרום, הקריטריונים של KDIGO דורשים מינימום של 6 שעות של אוליגוריה, מה שמונע התערבויות הממוקדות במניעת פציעות8. כמו כן מתווכחים סף תפוקת השתן השעתי האופטימלי ומשך הזמן המתאים של אוליגוריה להגדרת AKI, המגבילים את יעילותו כסמן מוקדם של המחלה 9,10. לפיכך, אמצעי האבחון הנוכחיים עבור AKI אינם שימושיים במצבי טראומה, מובילים לאבחון מאוחר של AKI, ואינם מספקים מידע בזמן אמת לגבי מצב הסיכון של המטופל לפתח AKI.

בעוד שהתפתחות AKI במסגרת טראומה היא מורכבת וככל הנראה קשורה למספר סיבות כגון זילוח כליות לקוי עקב היפובולמיה, זרימת דם כלייתית מופחתת עקב התכווצות כלי דם, דלקת הקשורה לטראומה או פגיעה באיסכמיה-רפרפוזיה, היפוקסיה כלייתית היא גורם שכיח בקרב רוב הצורות של AKI11,12. בפרט, אזור המדולה של הכליה רגיש מאוד לחוסר איזון בין דרישת החמצן לאספקה במצב הטראומה עקב אספקת חמצן מופחתת ופעילות מטבולית גבוהה הקשורה לספיגה מחדש של נתרן. לכן, אם ניתן היה למדוד חמצון כליות medulla, ייתכן שניתן יהיה לעקוב אחר מצב הסיכון של המטופל לפתח AKI. אמנם זה לא אפשרי קלינית, לחץ חלקי בשתן של חמצן (PuO2) במוצא הכליה נמצא בקורלציה חזקה עם חמצון רקמה מדולרית13,14. מחקרים אחרים הראו כי ניתן למדוד את שלפוחית השתן PuO 2 וכי היא משתנה בתגובה לגירויים המשנים את רמות החמצן המדולרי ואגן הכליה PuO2, כגון ירידה בזרימת הדם הכלייתית15,16,17. מחקרים אלה מצביעים על כך ש- PuO2 עשוי להצביע על זילוח איברי קצה ויכול להיות שימושי לניטור ההשפעה של התערבויות במצבי טראומה על תפקוד הכליות.

כדי לנטר את PuO 2 באופן לא פולשני, פותח מוניטור PuO2 לא פולשני שיכול להתחבר בקלות לקצה של קטטר שתן מחוץ לגוף. צג PuO2 הלא פולשני מורכב משלושה רכיבים עיקריים: חיישן טמפרטורה, חיישן חמצן מרווה-אור וחיישן זרימה תרמי. מכיוון שכל חיישן חמצן מבוסס אופטית ומסתמך על יחסי שטרן-וולמר כדי לכמת את הקשר בין עוצמת האור לריכוז החמצן, יש צורך בחיישן טמפרטורה כדי לקזז את ההשפעות המבלבלות האפשריות של שינויים בטמפרטורה. חיישן הזרימה חשוב לכימות תפוקת השתן ולקביעת כיוון ועוצמת זרימת השתן. כל שלושת הרכיבים מחוברים על ידי שילוב של מחברי נעילה Luer בצורת זכר, נקבה ו- T וצינורות גמישים פולי-ויניל כלוריד (PVC). הקצה עם המחבר החרוטי מתחבר לשקע של קטטר השתן, והקצה עם צינורות מעל המחבר החרוטי מתחבר מחליק מעל המחבר על שקית איסוף השתן.

למרות מדידה שונה לשלפוחית השתן, מחקר שנערך לאחרונה הראה כי PuO2 נמוך בשתן במהלך ניתוח לב קשור לסיכון מוגבר לפתח AKI18,19. באופן דומה, המודלים הנוכחיים של בעלי חיים התמקדו בעיקר בגילוי מוקדם של AKI במהלך ניתוחי לב ואלח דם 14,20,21,22. לפיכך, נותרו שאלות לגבי השימוש במכשיר חדשני זה במסגרות של טראומה. מטרת מחקר זה היא לבסס את PuO2 כסמן מוקדם של AKI ולחקור את השימוש בו כנקודת קצה להחייאה בחולים עם טראומה. כתב יד זה מתאר מודל חזירי של הלם דימומי הכולל מיקום של צג PuO 2 לא פולשני, חיישן PuO2 של שלפוחית השתן וחיישן חמצן רקמתי במדולה הכליה. הנתונים מהמוניטור הלא פולשני יושוו למדידות PuO2 וחמצן פולשני ברקמות. המוניטור הלא פולשני כולל גם חיישן זרימה שיהיה שימושי להבנת הקשר בין קצב זרימת השתן לבין חדירת חמצן, מה שמפחית את היכולת להסיק חמצון רקמה מדולרית כלייתית מ- PuO2 לא פולשני כאשר השתן חוצה את דרכי השתן. בנוסף, הנתונים משלושת חיישני החמצן יושוו לסימנים חיוניים מערכתיים, כגון לחץ עורקים ממוצע. ההשערה המרכזית היא שנתוני PuO2 לא פולשניים יהיו בקורלציה חזקה עם תכולת חמצן מדולרית פולשנית וישקפו היפוקסיה מדולרית במהלך החייאה. לניטור לא פולשני של PuO2 יש פוטנציאל לשפר את התוצאות הקשורות לטראומה על ידי זיהוי מוקדם יותר של AKI ולשמש כנקודת קצה חדשה להחייאה לאחר דימום המעידה על איבר קצה ולא על חמצון מערכתי.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

הוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים של אוניברסיטת יוטה אישרה את כל פרוטוקולי הניסוי המתוארים כאן. לפני הניסוי, 12 חזירות יורקשייר מסורסות או לא הרות במשקל 50-75 ק"ג ובין 6-8 חודשים התאקלמו במכלאות שלהם במשך 7 ימים לפחות. במהלך תקופה זו, כל הטיפול מנוהל על ידי וטרינר ובהתאם למדריך לטיפול ושימוש בחיות מעבדה ולתקנות ותקנים של חוק צער בעלי חיים. בעלי החיים צמים לילה לפני השראת ההרדמה, אך ניתנת להם גישה חופשית למים.

1. הרכבת חיישנים

  1. חתכו חתיכה בקוטר 6 ס"מ של צינורות אלסטומר תרמופלסטי (TPE), חתיכות 25 מ"מ של צינורות PVC בגודל 1/8 אינץ' ו-3/16 אינץ', וחתיכות 31 מ"מ של צינורות PVC בגודל 1/8 אינץ' ו-3/16 אינץ'.
  2. קדח חור בחלק העליון של המכסה הלא מאוורר כדי להתאים לקצה החשוף של בדיקת הטמפרטורה; התחל עם 3/32 במקדח, ולאחר מכן השתמש ב- 1/8 במקדח.
  3. השתמש במקדח 5/32 אינץ' כדי לקדוח את החלק העליון של מחבר T כך שיתאים לחיישן החמצן.
  4. החלק את החלק הקצר יותר של צינורות PVC 1/8 על צד הכניסה של חיישן הזרימה. החלק את ה-1/8 הארוך יותר של צינור PVC על צד היציאה (כפי שמציין החץ בחיישן הזרימה עצמו) של חיישן הזרימה. החלק את 3/16 הקצר והארוך יותר בחתיכות של צינורות PVC על פני האורכים המתאימים של 1/8 בצינורות PVC. הכנס את הקצה הדוקרני של מחבר נעילת הלואר הגברי לקצה הפתוח של 1/8 בצינורות PVC.
    הערה: במידת הצורך, השתמש באקדח חום כדי לחמם את הצינור לפני החלקה מעל אביזרי גדרות. ניתן גם להשתמש באלכוהול איזופרופיל כדי לשמן את קצה הדוקרן כדי להקל על החלקת הצינור מעל מחבר הדוקרני.
  5. מערבבים את הדבק התואם ביולוגית.
  6. חשוף את קצה בדיקת הטמפרטורה על ידי הסרת כל מעטפת מגן או צינור. מלאו את החלק הפנימי של הצינור של התרמיסטור בדבק תואם ביולוגית, אך אל תכסו את הקצה החשוף.
  7. הרכיבו את החלקים כפי שמוצג באיור 1. השתמש בדבק כדי לאבטח כל חיבור נעילת פיתוי, בעת הכנסת התרמיסטור למכסה שאינו מאוורר, ולפני החלקת צינורות TPE 3/8 על קצה הדוקרני.
  8. לפני העיקור, יש לוודא שהפקק הכחול על מקל החמצן אינו מעוות חזק מדי, אחרת יהיה קשה להתיר אותו לאחר העיקור.
    הערה: תמונה של התקן מורכב מוצגת באיור 1 לעיון. לצורך ניסוי זה, כבל הסיב האופטי חובר למודול אלקטרואופטי המכיל תוכנה שנועדה לעבוד עם חיישני החמצן הספציפיים המשמשים במכשיר. כל חיישן חמצן מבוסס מרווה זוהר ומכשיר איסוף נתונים תואם יפעלו. בנוסף, מודול מותאם אישית ומעגל מודפס תוכננו לחבר את חיישן הזרימה ובדיקת הטמפרטורה. תוכנה מותאמת אישית שימשה לאיסוף והצגה של נתונים בזמן אמת.

2. הליך ניסיוני

  1. השראת הרדמה וניטור.
    1. הרגיעו את בעל החיים בהזרקה תוך שרירית משולבת של קטמין (2.2 מ"ג/ק"ג) וקסילזין (2.2 מ"ג/ק"ג) וטלזול (4.4 מ"ג/ק"ג).
    2. בהתאם לגודל החיה, מניחים צינור אנדוטרכאלי אזוק בגודל מתאים (ככל הנראה בין 7 מ"מ ל -8 מ"מ) בעזרת לרינגוסקופ.
    3. יש למרוח חומר סיכה לעיניים על שתי העיניים.
    4. לאחר הזירוז, אווררו מכנית את בעל החיים עם תחזוקת הרדמה עם איזופלורן גזי 1.5%-3.0% מעורבב בחמצן. הגדר את חלק החמצן בהשראה בין 40%-100%, את הלחץ הסופי החיובי ל- 4 ס"מ H2 O, את נפח הגאות ל- 6-8 מ"ל / ק"ג, והתאם את קצב הנשימה ואת נפח הגאות כדי לשמור על CO2 של 35-45 מ"מ כספית.
    5. נטר ואשר את עומק ההרדמה הנכון על ידי הערכת טונוס הלסת, רפלקס מישוש בערך כל 15 דקות, והיעדר תנועה ספונטנית לאורך כל הניסוי. בנוסף, עקוב אחר פרמטרים קליניים של זילוח רקמות (צבע קרום רירי, זמן מילוי נימים, קצב לב), אוקסימטריה של הדופק, CO2 של סוף הגאות, טמפרטורת גוף הליבה ואלקטרוקרדיוגרמה.
    6. הניחו את בעל החיים בשכיבה גבית על שמיכה מחממת והצמידו כל רגל לשולחן.
    7. הפרוטוקול הוא הליך לא הישרדותי עם המתת חסד של בעל החיים בסוף הניסוי, כמתואר בסעיף 5.
  2. הכינו את בעל החיים לניסוי.
    1. הכינו את כל אתרי הניקוב (המפורטים בשלבים 2.2.3-2.2.7) על ידי קרצוף העור עם שלושה קרצוף לסירוגין של כלורהקסידין ואחריו אלכוהול. לאחר הפילינג השלישי, להחיל chlorhexidine ולאפשר להתייבש לחלוטין, ולאחר מכן לעטוף את האתר כירורגי בצורה סטרילית.
    2. יש לחדור באופן מקומי לכל אתרי הניקוב והחתך עם 2% לידוקאין לשיכוך כאבים מקומי.
    3. בעזרת הנחיית אולטרסאונד וטכניקת סלדינגר מניחים צנתר 9 Fr בווריד הצוואר החיצוני הימני לעירוי תרופות וניטור לחץ ורידי מרכזי וצנתר 7 Fr בווריד הירך הימני לצורך החייאה.
    4. בהנחיית אולטרסאונד, הניחו נדן 7 Fr בעורק הברכיאלי הימני.
    5. בהנחיית אולטרסאונד, מניחים נדן 7 Fr בעורק הירך הימני.
    6. בהנחיית אולטרסאונד, יש להניח נדן 7 Fr בעורק הירך השמאלי.
    7. בהנחיית אולטרסאונד, הניחו נדן 5 Fr בעורק התרדמה הימני או השמאלי.
    8. יש לעקוב אחר הלחץ הדיסטלי לבלון של החסימה האנדווסקולרית החייאת צנתר אבי העורקים (REBOA) דרך מעטפת עורק הירך השמאלי.
      1. חברו מתמר לחץ חד פעמי לצנתר העורקי שהוא דיסטלי לבלון REBOA.
    9. עקוב אחר הלחץ הפרוקסימלי לבלון של צנתר REBOA דרך נדן עורק התרדמה.
      1. חברו מתמר לחץ חד פעמי לצנתר העורקי שהוא פרוקסימלי לבלון REBOA.
    10. בצע laparotomy קו האמצע על ידי ביצוע חתך לאורך קו האמצע של הבטן, החל בחלק התחתון של עצם החזה וכלה בפאביס.
    11. כאשר הבטן פתוחה, זהה את שלפוחית השתן ובצע ציסטוטומיה, או בצע חתך קטן, כדי להחדיר קצה של קטטר שתן 20 Fr לשלפוחית השתן. סגור את הציסטוטומיה עם קטטר השתן במקומו באמצעות תפר חוט ארנק. לאחר שהקטטר נמצא במקומו, הצמידו אותו לעור באמצעות תפרים.
    12. לפני חיבור יציאת הצנתר לשקית איסוף השתן, הכנס את הקצה בצורת חרוט של צג PuO2 הלא פולשני לשקע הצנתר.
    13. הניחו את הצינורית הפתוחה בקצה צג PuO2 החדשני מעל המחבר בצורת חרוט על הצינורית המחוברת לשקית איסוף השתן.
    14. הסר את הטחול כדי למנוע דימום המושרה עירוי אוטומטי.
      1. אתר את הטחול. זהה את הילום הטחול או את האתר שבו עורק הטחול ווריד נכנסים לטחול. מהדקים ומעבירים כל כלי.
      2. לאחר הטרנסקציה, קשרו כל כלי באמצעות קשרי מילר מותאמים באמצעות תפרים 2-0.
  3. הניחו את המכשיר למדידת שלפוחית השתן PuO2 וחמצון רקמות.
    1. יש למדוד PuO2 במוצא שלפוחית השתן.
      1. זהה את הבלון על הצנתר. ממש מתחת לבלון בצעו חתך לאורך הציר הארוך של הצנתר, וודאו שלא תחתכו את הלומן שמתחבר לבלון.
      2. לאחר ביצוע החתך, הכנס מחבר t המכיל את חומר החישה לתוך החתך.
      3. השתמש בדבק רקמות כדי לאבטח את מחבר t במקומו.
      4. חבר את כבל הסיב האופטי מהתקן איסוף הנתונים של שלפוחית השתן למחבר המכיל את חומר החישה.
      5. צור קובץ חדש בהתקן איסוף הנתונים ושים לב להפרש הזמנים בין התקן האיסוף העצמאי לבין התקנים אחרים המשמשים בניסוי.
        1. עבור מכשיר איסוף הנתונים המשמש במחקר זה: לחץ על החץ אחורה כדי להגיע לתפריט הראשי.
        2. עבור אל הגדרות המדידה ולחץ על אישור. השתמש בחצים כדי לסמן את תיבת דפדפן המדידה ולחץ על אישור.
        3. לחץ על החץ ימינה כדי ליצור קובץ חדש. הקלד את שם הקובץ החדש ובחר סיום.
        4. סמן את שם הקובץ החדש ובחר אישור. נווט אל מסך המדידה ולחץ על אישור כדי להתחיל להקליט.
    2. למדוד חמצון רקמת הכליה medullary.
      1. זהה את מיקום הכליה באופן פנימי.
      2. הזז את המעי כך שיהיה לך קו ברור של אתר וגישה לכליה כולה.
      3. הכנס את החיישן לצנתר 2 אינץ' בעל מד 18 אינץ'. כוונן את מחבר נעילת הפיתוי בחיישן כך שקצה החיישן ייחשף. מוציאים את הצנתר ומניחים אותו מעל מחט 18 מד.
      4. הכניסו את המחט 18 מד ו-2 בצנתר למדולה הכליה תחת הנחיית אולטרסאונד.
      5. הסר את המחט, שמירה על הצנתר במקום. השחילו את חיישן הרקמה דרך הצנתר והשתמשו בנעילת הלואר כדי לחבר את החיישן לצנתר.
      6. השתמש בדבק רקמות כדי לאבטח את הצנתר במקומו.
      7. חבר את חיישן הרקמה לתיבת איסוף הנתונים.
      8. המתן 10 דקות לפני תחילת פרוטוקול הניסוי לאחר הכנת המכשור והחיה. זה ייחשב תקופת בסיס.
  4. פרוטוקול ניסויי
    1. לפני תחילת ההליך הניסיוני, ודא שהלחץ העורקי הממוצע (MAP) הוא ≥65 מ"מ כספית. אם MAP נמצא מתחת לסף, יש לוותר על עד שני בולוסים של 5 מ"ל/ק"ג של תמיסת קריסטלואיד איזוטונית. אם MAP נשאר מתחת ל-65 מ"מ כספית, יש להחדיר נוראפינפרין (0.02 מיקרוגרם/ק"ג/דקה) עד להשגת היעד MAP.
    2. לגרום להלם דימומי.
      1. יש להסיר 25% (כ-60 מ"ל/ק"ג) מנפח הדם המשוער של בעל החיים דרך מעטפת העורק הברכיאלי הימני במשך 30 דקות לתוך שקיות איסוף דם ציטרלי נסערות בעדינות. סמן את תחילת הסרת הדם כ- t = 0 דקות.
      2. לאחסן את הדם שהוסר באמבט מים חמים ב 37 °C (77 °F).
      3. לאחר מכן בצעו אקראיות כדי להקצות בעלי חיים לקבוצת REBOA עם דם מלא או REBOA עם קבוצת קריסטלואידים (n = 6 לכל קבוצה).
    3. מניחים את צנתר REBOA.
      1. הכנס קטטר 7 Fr REBOA למעטפת עורק הירך הימני. מניחים את הבלון של הצנתר מיד מעל הסרעפת ומאשרים את המיקום באמצעות פלואורוסקופיה.
      2. ב t = 30 דקות, לנפח את בלון REBOA ולחסום לחלוטין את אבי העורקים למשך 45 דקות.
    4. ליזום החייאה ולנהל טיפול נמרץ.
      1. ב t = 70 דקות, transfuse כל חיה עם הדם שלהם שפך במשך 15 דקות.
      2. יש להחדיר סידן תוך ורידי במשך 10 דקות כדי למנוע היפוקלצמיה הנגרמת על ידי ציטראט.
      3. ב t = 75 דקות, לנפח את בלון REBOA מעל 10 דקות.
      4. עד t = 360 דקות, להחיות את החיה עם נוזלים נוראפינפרין כדי לשמור על MAP > 65 מ"מ כספית.
  5. סיום הניסוי והמתת חסד
    1. יש לאסוף את דגימות הדם או השתן שנותרו.
    2. הרדימו את בעל החיים על ידי הזרקת שילוב של נתרן Pentobarbital (390 מ"ג) ונתרן Phenytoin (50 מ"ג) (1 מ"ל / 10 lbs).

3. עיבוד נתונים

  1. סנכרון בזמן של כל קבצי הנתונים.
    1. בהתבסס על הזמנים שצוינו בכל מכשיר ביחס זה לזה ותחילת הניסוי, יישר את כל קבצי הנתונים כך ש- t = 0 מציין את תחילת הניסוי.
  2. הסר נקודות נתונים המשויכות לדגלי שגיאה מחיישן הזרימה.
    הערה: סוגי השגיאה הם קצב זרימה גבוה ואוויר בשורה. השגיאה High Flow Rate מציינת שקצב הזרימה חרג ממגבלת התפוקה של החיישן. דגל השגיאה Air-in-Line מונף כאשר החיישן מזהה אוויר בערוץ הזרימה.
  3. מחק את הנתונים המשויכים לזרימה השלילית.
    1. ברגע שהזרימה הופכת לשלילית, עקוב אחר עוצמת הקול שזורמת מעבר לחיישן בכיוון ההפוך.
    2. לאחר שהזרימה הופכת חיובית, עקוב אחר עוצמת הקול והשווה אותה לנפח הזרימה השלילית כדי לכלול רק מדידות משתן שהתרוקן לאחרונה.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

איור 1 מראה תמונה של צג PuO2 לא פולשני המתואר בכתב היד הזה. איור 2 מראה תרשים של מדידות MAP ו-PuO2 לא פולשניות בקרב נבדק יחיד במהלך ניסוי דומה למודל הדימום החזירי המתואר. בתחילת הניסוי, עם תחילת הדימום, חלה ירידה ב-MAP וב-PuO2. לאחר הירידה הראשונית ב-PuO2 הוא עלה בהדרגה עד לאחר ניפוח בלון ה-REBOA. העלייה ההדרגתית התאימה לתקופה של ירידה דרסטית בתפוקת השתן עקב היפובולמיה הנגרמת על ידי דימום ואחריה חסימת אבי העורקים. במהלך התקופה של תפוקת שתן נמוכה, נתוני PuO2 לא היו אמינים בגלל חילופי חמצן עם הרקמה והאוויר שמסביב כאשר השתן עבר ממוצא הכליה לאתר המדידה הלא פולשני. במהלך שלב הטיפול הנמרץ, חלה ירידה משמעותית ב- PuO2, אשר התאימה לעלייה בתפוקת השתן. העלייה בתפוקת השתן הגבילה את השפעת חילופי החמצן עם הרקמה הסובבת, ונתוני PuO2 נקבעו כתקפים. ניתן להשוות נתוני PuO2 לא פולשניים שנאספו במהלך תקופות הניסוי לנתונים אחרים, כגון MAP. בנושא זה, נראה כי MAP נשאר קבוע במהלך תקופת הטיפול הנמרץ ו- PuO2 מגיע למקסימום בסביבות 180 דקות ואחריו ירידה עד 240 דקות, ואחריה עלייה הדרגתית עד סוף הניסוי.

Figure 1
איור 1: תמונה של צג PuO2 שאינו פולשני. המכשיר מחבר בין הצנתר לשקית האיסוף. המכשיר מכיל בדיקת טמפרטורה, חיישן חמצן מבוסס הארה וכבל סיב אופטי נלווה, וחיישן זרימה מבוסס תרמית. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

Figure 2
איור 2: PuO2 ו-MAP לא פולשניים שנמדדו במהלך מודל ההלם החזירי המתואר בהלם דימומי. כל הנתונים נדגמו ב 1 הרץ. HEM = דימום, MAP = לחץ עורקי ממוצע. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

AKI הוא סיבוך שכיח בחולים עם טראומה, ונכון לעכשיו, אין מוניטור מאומת ליד המיטה עבור חמצון רקמת הכליה, אשר יכול לאפשר זיהוי מוקדם יותר של AKI ולהנחות התערבויות פוטנציאליות. כתב יד זה מתאר את השימוש והמכשור של מודל הלם דימום חזירי כדי לבסס PuO2 לא פולשני כאינדיקטור מוקדם של AKI ונקודת סיום חדשה של החייאה בסביבות טראומה.

אחד היתרונות המובהקים של מודל חזירי זה הוא היכולת להשוות מדידות חמצן בשלושה מקומות שונים, כולל ישירות במדולה. בעוד שניתן למדוד שלפוחית השתן ו-PuO2 לא פולשני בבני אדם, לא ניתן למדוד את תכולת החמצן ישירות במדולה. מודלים קודמים של בעלי חיים שחקרו את היישום של ניטור PuO2 באלח דם ובניתוחי לב הסתמכו בדרך כלל על מדידות חמצן לא פולשניות או שלפוחית השתן, כאשר רק קומץ מחקרים מדדו גם את תכולת החמצן ברקמה המדולרית בו זמנית23. כמו כן, רבים מהמחקרים הקודמים בוצעו בבעלי חיים קטנים יותר כגון עכברים או ארנבות, מה שמגביל את ההשפעה התרגומית. השימוש בחזירים הוא יתרון משום שבעלי החיים גדולים מספיק כדי לאפשר ניטור וטיפול קריטי, בדומה למה שעוברים חולים במצב קריטי. חשוב לציין כי חיישן החמצן ממוקם במדולה תחת הנחיית אולטרסאונד. האולטרסאונד משמש כדי לאשר כי הקטטר והחיישן אכן נמצאים באזור המדולה של הכליה. בנוסף, המוניטור הלא פולשני מכיל חיישן זרימת שתן. זה חשוב מכיוון שאחד הגורמים המבלבלים במדידת PuO2 דיסטלי לאגן הכליה הוא חדירת חמצן לאורך דרכי השתן24. ההשפעה של חדירת חמצן נצפתה בנתונים שהוצגו מהניסוי הקודם. בתקופות של חסימת אבי העורקים וזרימת שתן נמוכה בהתאם, PuO2 היה גבוה באופן מלאכותי בהשוואה לשלב הטיפול הנמרץ, כאשר תפוקת השתן גדלה. באמצעות נתוני קצב זרימת השתן, ניתן להשוות רק נתוני PuO 2 לא פולשניים תקפים לרמות החמצן של שלפוחית השתן PuO 2 והרקמה המדולרית, כמו גם לקבוע סף קצב זרימה שמתחתיו נתוני PuO2 לא פולשניים אינם מייצגים עוד חמצון כלייתי.

בנוסף להשוואת נתוני חמצן באתרי מדידה שונים, מודל זה יסייע להשוות אילו מוצרי החייאה הם היעילים ביותר לשיפור אספקת החמצן הכלייתית, חמצון רקמת הכליה, ואינדיקטורים של זילוח גלובלי כגון MAP. האיטרציה הנוכחית של המודל תשווה דם שלם וקריסטלואידים. ההנחיות הנוכחיות מציעות להשתמש בקריסטלואידים כקו הטיפול הראשון בחולי טראומה עם דימום היפוטנסיבי25. אחרים הראו כי החייאה נוזלים עם קריסטלואידים לא החזיר חמצון רקמת הכליה, בעוד עירוי דם עשה26. עם זאת, נקודת הקצה האופטימלית לעירוי אינה ברורה, והמשאבים עשויים להיות מוגבלים בסביבות טראומה מסוימות (סביבות כפריות, מרוחקות או). בהתבסס על הנתונים ממחקר זה, מוניטור PuO2 הלא פולשני עשוי לשמש כנקודת קצה חדשה לקביעת סף עירוי מתאים בחולים עם טראומה. לאחר אימות צג PuO2 הלא פולשני במחקר זה, גרסאות עתידיות של מודל זה עשויות לחקור את השימוש בנוזלי החייאה אחרים, כגון תמיסות היפרטוניות ושימוש בקולואידים סינתטיים.

בדומה להשוואת תוצרי החייאה שונים, ניתן להשתמש בנתונים ממודל זה כדי להשוות מדידות זילוח גלובליות לחמצון אזורי ואת הקשר בין חמצון מערכתי ואזורי לתוצאות. ההנחיות הנוכחיות לטיפול בטראומה ממליצות לשמור על מפה של 60-65 מ"מ כספית25. מחקרים לא מצאו מטרה אופטימלית חד משמעית MAP במהלך הלם דימומי כדי לשמר את תפקוד הכליות27. התוצאות מהניסוי הקודם מצביעות על כך ש-MAP עשוי להיות רק גורם אחד שמשפיע על PuO2. בעוד MAP היה קבוע בשלב הטיפול הנמרץ, PuO 2 היה מגוון, מה שאומר שיש כנראה גורמים אחרים המשפיעים על PuO2. לפיכך, שיטה לניטור חמצון כליות, כגון ניטור PuO2 לא פולשני, עשויה להיות שימושית להנחיית התערבויות בהשוואה למדדים של זילוח גלובלי כגון MAP. לניטור PuO2 לא פולשני יש פוטנציאל לשמר את תפקוד הכליות על ידי הפחתת היפוקסיה של רקמות ומזעור תפקוד לקוי של איברים.

אחת המגבלות העיקריות של המוניטור הלא פולשני המשמש במודל זה היא שלא מיוצר שתן במהלך שלבי הדימום או חסימת אבי העורקים. זה מגביל את ההשוואות בין PuO2 לא פולשני, PuO2 שלפוחית השתן וחמצון מדולרי לשלב ההחייאה, שבו נתונים שנאספו מניסויים דומים מראים כי זרימת השתן מספיקה בתקופה זו. מגבלה שנייה של מודל זה היא כי REBOA משמש בשתי קבוצות הטיפול. בהתבסס על הפרקטיקה הקלינית הנוכחית, REBOA משמש בדרך כלל רק בתרחישי דימום פלג גוף עליון שאינו דחיס28. לפיכך, מחקרים עתידיים צריכים לחקור את השימוש בניטור PuO2 לא פולשני עם בקרת דימום קונבנציונלית ושיטות החייאה.

מודל זה יסייע לאמת ניטור PuO2 לא פולשני ככלי לגילוי מוקדם של AKI והערכת התגובה לשיטות החייאה. זה חשוב מכיוון שמוניטור חדשני זה יכול להפחית תחלואה ותמותה מוקדמת ומאוחרת הקשורה לטראומה. נייר שיטות זה מספק תיאור שלב אחר שלב של אופן יישום המודל.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

נ' סילברטון, ק' קוק ול' לופגרן הם ממציאים של פטנט ובקשת פטנט סביב המוניטור הלא פולשני ששימש במחקר זה. אב טיפוס זה נמצא בפיתוח מסחרי על ידי נ. סילברטון וק. קוק, אך עד כה לא התרחשה פעילות מסחרית. המחברים האחרים מצהירים שאין אינטרסים מתחרים. הפרשנות והדיווח של נתונים אלה הם באחריות המחברים בלבד.

Acknowledgments

העבודה במענק זה ממומנת על ידי המכון למדע קליני ותרגומי של אוניברסיטת יוטה באמצעות תוכנית הפיילוט למחקרים תרגומיים וקליניים ומשרד ההגנה של תוכניות המחקר הרפואי המכוונות על ידי הקונגרס (PR192745).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1/8" PVC tubing Qosina SKU: T4307 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/16" PVC tubing Qosina SKU: T4310 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/8" TPE tubing  Qosina SKU: T2204 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/32" (1), 1/8" (1), 5/32" (1) drill bit Dewalt N/A For building noninvasive PuO2 monitor
Biocompatible Glue Masterbond EP30MED Part of noninvasive PuO2 monitor
Bladder PuO2 sensor Presens DP-PSt3 Oxygen dipping probe
Bladder oxygen measurement device Presens Fibox 4 Stand-alone fiber optic oxygen meter
Chlorhexidine 4% scrub Vetone N/A For scrubbing insertion or puncture sites
Conical connector with female luer lock Qosina SKU: 51500 Part of noninvasive PuO2 monitor
Cuffed endotracheal tube Vetone 600508 For sedating the subject and providing respiratory support
Euthanasia solution (pentobarbital sodium|pheyntoin sodium) Vetone 11168 For euthanasia after completion of experiment
General purpose temperature probe, 400 series thermistor Novamed 10-1610-040 Part of noninvasive PuO2 monitor
HotDog veterinary warming system HotDog V106 For controlling subject temperature during experiment
Invasive tissue oxygen measurement device Optronix N/A OxyLite™ oxygen monitors
Invasive tissue oxygen sensor Optronix NX-BF/OT/E Oxygen/Temperature bare-fibre sensor
Isoflurane Vetone 501017 To maintain sedation throughout the experiment
Isotonic crystalloid solution HenrySchein 1537930 or 1534612 Used during resuscitation in the critical care period
Liquid flow sensor Sensirion LD20-2600B Part of noninvasive PuO2 monitor
Male luer lock to barb connector Qosina SKU: 11549 Part of noninvasive PuO2 monitor
Male to male luer connector Qosina SKU: 20024 Part of noninvasive PuO2 monitor
Norepinephrine HenrySchein AIN00610 Infusion during resuscitation
Noninvasive oxygen measurement device Presens EOM-O2-mini Electro optical module transmitter for contactless oxygen measurements
Non-vented male luer lock cap  Qosina SKU: 65418 Part of noninvasive PuO2 monitor
O2 sensor stick Presens SST-PSt3-YOP Part of noninvasive PuO2 monitor
PowerLab data acquisition platform AD Instruments N/A For data collection
REBOA catheter Certus Critical Care N/A Used in experimental protocol
Super Sheath arterial catheters (5 Fr, 7 Fr, 9 Fr) Boston Scientific C1894 for intravascular access
Suture Ethicon C013D For securing catheter to skin and closing incisions
T connector, all female luer locks Qosina SKU: 88214 Part of noninvasive PuO2 monitor

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Gomes, E., Antunes, R., Dias, C., Araújo, R., Costa-Pereira, A. Acute kidney injury in severe trauma assessed by RIFLE criteria: a common feature without implications on mortality. Scandinavian Journal of Trauma, Resuscitation and Emergency Medicine. 18, 1 (2010).
  2. Bihorac, A., et al. Incidence, clinical predictors, genomics, and outcome of acute kidney injury among trauma patients. Annals of Surgery. 252 (1), 158-165 (2010).
  3. Perkins, Z. B., et al. Trauma induced acute kidney injury. Plos One. 14 (1), 0211001 (2019).
  4. Lai, W. H., et al. Post-traumatic acute kidney injury: a cross-sectional study of trauma patients. Scandinavian Journal of Trauma, Resuscitation and Emergency Medicine. 24 (1), 136 (2016).
  5. Khwaja, A. KDIGO clinical practice guidelines for acute kidney injury. Nephron Clinical Practice. 120 (4), 179-184 (2012).
  6. Saour, M., et al. Assessment of modification of diet in renal disease equation to predict reference serum creatinine value in severe trauma patients: Lessons from an observational study of 775 cases. Annals of Surgery. 263 (4), 814-820 (2016).
  7. Ostermann, M., Joannidis, M. Acute kidney injury 2016: diagnosis and diagnostic workup. Critical Care. 20 (1), 299 (2016).
  8. Koeze, J., et al. Incidence, timing and outcome of AKI in critically ill patients varies with the definition used and the addition of urine output criteria. BMC Nephrology. 18 (1), 70 (2017).
  9. Ralib, A., Pickering, J. W., Shaw, G. M., Endre, Z. H. The urine output definition of acute kidney injury is too liberal. Critical Care. 17 (3), 112 (2013).
  10. Ostermann, M. Diagnosis of acute kidney injury: Kidney disease improving global outcomes criteria and beyond. Current Opinion Critical Care. 20 (6), 581-587 (2014).
  11. Harrois, A., Libert, N., Duranteau, J. Acute kidney injury in trauma patients. Current Opinion Critical Care. 23 (6), 447-456 (2017).
  12. Ow, C. P. C., Ngo, J. P., Ullah, M. M., Hilliard, L. M., Evans, R. G. Renal hypoxia in kidney disease: Cause or consequence. Acta Physiologica. 222 (4), 12999 (2018).
  13. Leonhardt, K. O., Landes, R. R., McCauley, R. T. Anatomy and physiology of intrarenal oxygen tension: Preliminary study of the effets of anesthetics. Anesthesiology. 26 (5), 648-658 (1965).
  14. Stafford-Smith, M., Grocott, H. P. Renal medullary hypoxia during experimental cardiopulmonary bypass: a pilot study. Perfusion. 20 (1), 53-58 (2005).
  15. Kitashiro, S., et al. Monitoring urine oxygen tension during acute change in cardiac output in dogs. Journal of Applied Physiology. 79 (1), 202-204 (1995).
  16. Sgouralis, I., et al. Bladder urine oxygen tension for assessing renal medullary oxygenation in rabbits: experimental and modeling studies. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative, and Comparative Physiology. 311 (3), 532-544 (2016).
  17. Kainuma, M., Kimura, N., Shimada, Y. Effect of acute changes in renal arterial blood flow on urine oxygen tension in dogs. Critical Care Medicine. 18 (3), 309-312 (1990).
  18. Zhu, M. Z. L., et al. Urinary hypoxia: an intraoperative marker of risk of cardiac surgery-associated acute kidney injury. Nephrology Dialysis Transplantation. 33 (12), 2191-2201 (2018).
  19. Silverton, N. A., et al. Noninvasive urine oxygen monitoring and the risk of acute kidney injury in cardiac surgery. Anesthesiology. 135 (3), 406-418 (2021).
  20. Lankadeva, Y. R., et al. Intrarenal and urinary oxygenation during norepinephrine resuscitation in ovine septic acute kidney injury. Kidney International. 90 (1), 100-108 (2016).
  21. Evans, R. G., et al. Renal hemodynamics and oxygenation during experimental cardiopulmonary bypass in sheep under total intravenous anesthesia. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative, and Comparative Physiology. 318 (2), 206-213 (2020).
  22. Sgouralis, I., Evans, R. G., Layton, A. T. Renal medullary and urinary oxygen tension during cardiopulmonary bypass in the rat. Mathematical Medicine and Biology. 34 (3), 313-333 (2017).
  23. Lankadeva, Y. R., Kosaka, J., Evans, R. G., Bellomo, R., May, C. N. Urinary oxygenation as a surrogate measure of medullary oxygenation during angiotensin II therapy in septic acute kidney injury. Critical Care Medicine. 46 (1), 41-48 (2018).
  24. Ngo, J. P., et al. Factors that confound the prediction of renal medullary oxygenation and risk of acute kidney injury from measurement of bladder urine oxygen tension. Acta Physiologica. 227 (1), 13294 (2019).
  25. Spahn, D. R., et al. The European guideline on management of major bleeding and coagulopathy following trauma: fifth edition. Critical Care. 23 (1), 98 (2019).
  26. Legrand, M., et al. Fluid resuscitation does not improve renal oxygenation during hemorrhagic shock in rats. Anesthesiology. 112 (1), 119-127 (2010).
  27. Badin, J., et al. Relation between mean arterial pressure and renal function in the early phase of shock: a prospective, explorative cohort study. Critical Care. 15 (3), 135 (2011).
  28. Ribeiro Junio, M. A. F., et al. The complications associated with resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta (REBOA). World Journal of Emergency Surgery. 13, 20 (2018).

Tags

ביו-הנדסה גיליון 188

Erratum

Formal Correction: Erratum: Noninvasive and Invasive Renal Hypoxia Monitoring in a Porcine Model of Hemorrhagic Shock
Posted by JoVE Editors on 05/09/2023. Citeable Link.

An erratum was issued for: Noninvasive and Invasive Renal Hypoxia Monitoring in a Porcine Model of Hemorrhagic Shock. The Protocol section was updated.

Step 2.3.1 - 2.3.1.2 of the Protocol was updated from:

  1. Measure PuO2 in the bladder.
    1. Remove all air from the bladder by slowly squeezing the bladder while ensuring urine does not leak out.
    2. Place the tip of the luminescence quenching-based PuO2 sensor in the bladder via a cystotomy, similar to the catheter.
    3. Connect the fiber optic cable from the bladder sensor to the data collection device.

to:

  1.  Measure PuO2 at the outlet of the bladder
    1. Identify the balloon on the catheter. Just below the balloon make an incision along the long axis of the catheter, ensuring that you do not cut the lumen that connects to the balloon. 
    2. After making the incision, insert a t-connector that contains the sensing material into the incision. 
    3. Use tissue glue to secure the t-connector in place. 
    4. Connect the fiber optic cable from the bladder data collection device to the connector that contains the sensing material. 

Step 2.3.2.2 - 2.3.2.7 of the Protocol was updated from:

  1. Make a flank incision large enough to expose the kidney (approx. 2-3 in) on the side of the pig at approximately the same location where the kidney was identified.
  2. With the tips of a retractor together, introduce the retractor into the incision and then spread the tips of the retractor to expose the kidney.
  3. Use a micro-manipulator or similar tool to hold the oxygen probe steady. If possible, attach this tool to the end of an articulating arm.
  4. Attach the other end of the articulating arm to the surgical table so that the other end that will hold the oxygen probe is near the opened incision. If the tool that is used to hold the oxygen probe is not connected to an articulating arm, position the tool so the oxygen sensor is near the opened incision and is stable.
  5. Unlock all articulating joints of the arm. Using ultrasound, place the tip of the oxygen probe in the medulla region of the kidney. Lock all articulating joints on the arm.
  6. After confirming placement of the tip of the sensor in the medulla with ultrasound, use the micromanipulator to retract the needle housing the luminescence-based oxygen sensor. Connect the other end of the sensor to the data collection device connected to the computer running the data collection software. Start recording.

to:

  1. Move the bowel so that you have a clear line of site and access to the entire kidney. 
  2. Insert the sensor into 2" 18 gauge catheter. Adjust the luer lock connector on the sensor so that the tip of the sensor is exposed. Remove the catheter and place it over an 18 gauge needle.
  3. Place the 18 gauge needle and 2 in catheter into the renal medulla under ultrasound guidance.
  4. Remove the needle, keeping the catheter in place. Thread the tissue sensor through the catheter and use the luer lock to connect the sensor to the catheter. 
  5. Use tissue glue to secure the catheter in place. 
  6. Connect the tissue sensor to the data collection box.

The Table of Materials was updated from:

Name Company Catalog Number Comments
1/8" PVC tubing Qosina SKU: T4307 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/16" PVC tubing Qosina SKU: T4310 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/32" (1), 1/8" (1), 5/32" (1) drill bit Dewalt N/A For building noninvasive PuO2 monitor
3/8" TPE tubing  Qosina SKU: T2204 Part of noninvasive PuO2 monitor
Biocompatible Glue Masterbond EP30MED Part of noninvasive PuO2 monitor
Bladder oxygen measurement device Presens Fibox 4 Stand-alone fiber optic oxygen meter
Bladder PuO2 sensor Presens DP-PSt3 Oxygen dipping probe
Chlorhexidine 4% scrub Vetone N/A For scrubbing insertion or puncture sites
Conical connector with female luer lock Qosina SKU: 51500 Part of noninvasive PuO2 monitor
Cuffed endotracheal tube Vetone 600508 For sedating the subject and providing respiratory support
Euthanasia solution (pentobarbital sodium|pheyntoin sodium) Vetone 11168 For euthanasia after completion of experiment
General purpose temperature probe, 400 series thermistor Novamed 10-1610-040 Part of noninvasive PuO2 monitor
Hemmtop Magic Arm 11 inch Amazon B08JTZRKYN Holding invasive oxygen sensor in place
HotDog veterinary warming system HotDog V106 For controlling subject temperature during experiment
Invasive tissue oxygen measurement device Presens Oxy-1 ST  Compact oxygen transmitter
Invasive tissue oxygen sensor Presens PM-PSt7 Profiling oxygen microsensor
Isoflurane Vetone 501017 To maintain sedation throughout the experiment
Isotonic crystalloid solution HenrySchein 1537930 or 1534612 Used during resuscitation in the critical care period
Liquid flow sensor Sensirion LD20-2600B Part of noninvasive PuO2 monitor
Male luer lock to barb connector Qosina SKU: 11549 Part of noninvasive PuO2 monitor
Male to male luer connector Qosina SKU: 20024 Part of noninvasive PuO2 monitor
Noninvasive oxygen measurement device Presens EOM-O2-mini Electro optical module transmitter for contactless oxygen measurements
Non-vented male luer lock cap Qosina SKU: 65418 Part of noninvasive PuO2 monitor
Norepinephrine HenrySchein AIN00610 Infusion during resuscitation
O2 sensor stick Presens SST-PSt3-YOP Part of noninvasive PuO2 monitor
PowerLab data acquisition platform AD Instruments N/A For data collection
REBOA catheter Certus Critical Care N/A Used in experimental protocol
Super Sheath arterial catheters (5 Fr, 7 Fr, 9 Fr) Boston Scientific C1894 For intravascular access
Suture Ethicon C013D For securing catheter to skin and closing incisions
T connector, all female luer locks Qosina SKU: 88214 Part of noninvasive PuO2 monitor

to:

Name Company Catalog Number Comments
1/8" PVC tubing Qosina SKU: T4307 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/16" PVC tubing Qosina SKU: T4310 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/8" TPE tubing  Qosina SKU: T2204 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/32" (1), 1/8" (1), 5/32" (1) drill bit Dewalt N/A For building noninvasive PuO2 monitor
Biocompatible Glue Masterbond EP30MED Part of noninvasive PuO2 monitor
Bladder PuO2 sensor Presens DP-PSt3 Oxygen dipping probe
Bladder oxygen measurement device Presens Fibox 4 Stand-alone fiber optic oxygen meter
Chlorhexidine 4% scrub Vetone N/A For scrubbing insertion or puncture sites
Conical connector with female luer lock Qosina SKU: 51500 Part of noninvasive PuO2 monitor
Cuffed endotracheal tube Vetone 600508 For sedating the subject and providing respiratory support
Euthanasia solution (pentobarbital sodium|pheyntoin sodium) Vetone 11168 For euthanasia after completion of experiment
General purpose temperature probe, 400 series thermistor Novamed 10-1610-040 Part of noninvasive PuO2 monitor
HotDog veterinary warming system HotDog V106 For controlling subject temperature during experiment
Invasive tissue oxygen measurement device Optronix N/A OxyLite™ oxygen monitors
Invasive tissue oxygen sensor Optronix NX-BF/OT/E Oxygen/Temperature bare-fibre sensor
Isoflurane Vetone 501017 To maintain sedation throughout the experiment
Isotonic crystalloid solution HenrySchein 1537930 or 1534612 Used during resuscitation in the critical care period
Liquid flow sensor Sensirion LD20-2600B Part of noninvasive PuO2 monitor
Male luer lock to barb connector Qosina SKU: 11549 Part of noninvasive PuO2 monitor
Male to male luer connector Qosina SKU: 20024 Part of noninvasive PuO2 monitor
Norepinephrine HenrySchein AIN00610 Infusion during resuscitation
Noninvasive oxygen measurement device Presens EOM-O2-mini Electro optical module transmitter for contactless oxygen measurements
Non-vented male luer lock cap  Qosina SKU: 65418 Part of noninvasive PuO2 monitor
O2 sensor stick Presens SST-PSt3-YOP Part of noninvasive PuO2 monitor
PowerLab data acquisition platform AD Instruments N/A For data collection
REBOA catheter Certus Critical Care N/A Used in experimental protocol
Super Sheath arterial catheters (5 Fr, 7 Fr, 9 Fr) Boston Scientific C1894 for intravascular access
Suture Ethicon C013D For securing catheter to skin and closing incisions
T connector, all female luer locks Qosina SKU: 88214 Part of noninvasive PuO2 monitor
ניטור היפוקסיה כלייתי לא פולשני ופולשני במודל חזירי של הלם דימומי
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Lofgren, L. R., Hoareau, G. L.,… More

Lofgren, L. R., Hoareau, G. L., Kuck, K., Silverton, N. A. Noninvasive and Invasive Renal Hypoxia Monitoring in a Porcine Model of Hemorrhagic Shock. J. Vis. Exp. (188), e64461, doi:10.3791/64461 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter