Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Bioengineering
Click here for the English version

Bioengineering

Icke-invasiv och invasiv renal hypoxiövervakning i en svinmodell av hemorragisk chock

Published: October 28, 2022 doi: 10.3791/64461
Automatic Translation
1, 2,3, 1,4, 4,5
1Department of Biomedical Engineering, University of Utah, 2Department of Emergency Medicine, University of Utah, 3Nora Eccles Harrison Cardiovascular Research and Training Institute, University of Utah, 4Department of Anesthesiology, University of Utah, 5Geriatric Research, Education, and Clinical Centre, VAMC

ERRATUM NOTICE

Summary

Här presenteras ett protokoll för att mäta renal syresättning i medulla och icke-invasivt urinsyrepartialtryck i en hemorragisk chocksvinmodell för att fastställa urinsyrepartialtryck som en tidig indikator på akut njurskada (AKI) och ett nytt återupplivande effektmått.

Abstract

Upp till 50% av patienter med trauma utvecklar akut njurskada (AKI), delvis på grund av dålig njurperfusion efter svår blodförlust. AKI diagnostiseras för närvarande baserat på en förändring i serumkreatininkoncentrationen från baslinjen eller långa perioder med minskad urinproduktion. Tyvärr är baslinjedata för serumkreatininkoncentration inte tillgängliga hos de flesta patienter med trauma, och nuvarande uppskattningsmetoder är felaktiga. Dessutom kan serumkreatininkoncentrationen inte förändras förrän 24-48 timmar efter skadan. Slutligen måste oliguri kvarstå i minst 6 timmar för att diagnostisera AKI, vilket gör det opraktiskt för tidig diagnos. AKI diagnostiska metoder som finns tillgängliga idag är inte användbara för att förutsäga risk vid återupplivning av patienter med trauma. Studier tyder på att partialtrycket av syre i urinen (PuO2) kan vara användbart för att bedöma njurhypoxi. En monitor som förbinder urinkatetern och urinuppsamlingspåsen utvecklades för att mäta PuO2 icke-invasivt. Enheten innehåller en optisk syresensor som uppskattar PuO2 baserat på luminiscenskylningsprinciper. Dessutom mäter enheten urinflöde och temperatur, den senare för att justera för förvirrande effekter av temperaturförändringar. Urinflödet mäts för att kompensera för effekterna av syreinträngning under perioder med lågt urinflöde. Denna artikel beskriver en svinmodell av hemorragisk chock för att studera förhållandet mellan icke-invasiv PuO2, njurhypoxi och AKI-utveckling. Ett viktigt element i modellen är den ultraljudsstyrda kirurgiska placeringen i njurmedulla av en syresond, som är baserad på en omantlad optisk mikrofiber. PuO 2 kommer också att mätas i urinblåsan och jämföras med njuren och icke-invasiva PuO2-mätningar. Denna modell kan användas för att testa PuO 2 som en tidig markör för AKI och bedöma PuO2 som ett återupplivande effektmått efter blödning som indikerar slutorgan snarare än systemisk syresättning.

Introduction

Akut njurskada (AKI) drabbar upp till 50% av patienter med trauma som läggs in på intensivvårdsavdelning1. Patienter som utvecklar AKI tenderar att ha längre sjukhus- och intensivvårdslängder och en trefaldigt större risk för dödlighet 2,3,4. För närvarande definieras AKI oftast av riktlinjerna för förbättring av njursjukdom (KDIGO), som baseras på förändringar i serumkreatininkoncentrationen från baslinjen eller perioder med långvarig oliguri5. Kreatininkoncentrationsdata vid baslinjen är inte tillgängliga för de flesta patienter med trauma, och skattningsekvationer är otillförlitliga och har inte validerats hos patienter med trauma6. Dessutom kan serumkreatininkoncentrationen inte förändras förrän tidigast 24 timmar efter skadan, vilket förhindrar tidig identifiering och intervention7. Medan forskning tyder på att urinproduktionen är en tidigare indikator på AKI än serumkreatininkoncentration, kräver KDIGO-kriterierna minst 6 h oliguri, vilket utesluter insatser som är inriktade på förebyggande av skador8. Den optimala urinproduktionströskeln per timme och lämplig varaktighet av oliguri för att definiera AKI diskuteras också, vilket begränsar dess effektivitet som en tidig markör för sjukdomen 9,10. Således är nuvarande diagnostiska åtgärder för AKI inte användbara i traumainställningar, leder till fördröjd diagnos av AKI och ger inte realtidsinformation om en patients riskstatus för att utveckla AKI.

Medan utvecklingen av AKI i en traumainställning är komplex och sannolikt förknippad med flera orsaker såsom dålig njurperfusion på grund av hypovolemi, minskat renalt blodflöde på grund av vasokonstriktion, traumarelaterad inflammation eller ischemi-reperfusionsskada, är njurhypoxi en vanlig faktor bland de flesta former av AKI11,12. I synnerhet är njurens medulla-region mycket mottaglig för en obalans mellan syrebehov och tillgång i traumainställningen på grund av minskad syretillförsel och hög metabolisk aktivitet i samband med natriumreabsorption. Således, om det var möjligt att mäta renal medulla syresättning, kan det vara möjligt att övervaka en patients riskstatus för att utveckla AKI. Även om detta inte är kliniskt genomförbart, korrelerar urinpartialtrycket av syre (PuO2) vid njurens utlopp starkt med medullär vävnadssyresättning13,14. Andra studier har visat att det är möjligt att mäta urinblåsan PuO 2 och att den förändras som svar på stimuli som förändrar medullärt syre och njurbäcken PuO2 nivåer, såsom en minskning av njurblodflödet15,16,17. Dessa studier tyder på att PuO2 kan indikera perfusion i slutet av organet och kan vara användbart för att övervaka effekterna av interventioner i traumainställningar på njurfunktionen.

För att övervaka PuO 2 icke-invasivt utvecklades en icke-invasiv PuO2-monitor som enkelt kan anslutas till änden av en urinkateter utanför kroppen. Den icke-invasiva PuO2-monitorn består av tre huvudkomponenter: en temperatursensor, en luminiscenssläckande syresensor och en termiskt baserad flödesgivare. Eftersom varje syresensor är optiskt baserad och förlitar sig på Stern-Volmer-förhållandet för att kvantifiera förhållandet mellan luminiscens och syrekoncentration, är en temperatursensor nödvändig för att kompensera eventuella förvirrande effekter av temperaturförändringar. Flödesgivaren är viktig för att kvantifiera urinproduktionen och för att bestämma riktningen och storleken på urinflödet. Alla tre komponenterna är anslutna med en kombination av hane-, hon- och t-formade luer lock-kontakter och polyvinylklorid (PVC) flexibla slangar. Änden med den koniska kontakten ansluts till urinkateterns utlopp, och änden med slang över den koniska kontakten förbinder glidbanor över kontakten på urinuppsamlingspåsen.

Trots mätning distalt mot urinblåsan visade en nyligen genomförd studie att lågt urin PuO2 under hjärtkirurgi är förknippad med en ökad risk att utveckla AKI18,19. På samma sätt har nuvarande djurmodeller främst fokuserat på tidig upptäckt av AKI under hjärtkirurgi och sepsis 14,20,21,22. Således kvarstår frågor om användningen av denna nya enhet i inställningar av trauma. Syftet med denna forskning är att etablera PuO2 som en tidig markör för AKI och undersöka dess användning som ett återupplivande effektmått hos patienter med trauma. Detta manuskript beskriver en svinmodell av hemorragisk chock som inkluderar placeringen av den icke-invasiva PuO 2-monitorn, en urinblåsa PuO2-sensor och en vävnadssyresensor i njurmedulla. Data från den icke-invasiva monitorn kommer att jämföras med mätningar av PuO2 i urinblåsan och invasiv vävnad syre. Den icke-invasiva monitorn innehåller också en flödessensor som kommer att vara användbar för att förstå förhållandet mellan urinflödeshastighet och syreinträngning, vilket minskar förmågan att härleda renal medullär vävnadssyresättning från icke-invasiv PuO2 när urinen passerar urinvägarna. Dessutom kommer data från de tre syresensorerna att jämföras med systemiska vitala tecken, såsom genomsnittligt arteriellt tryck. Den centrala hypotesen är att icke-invasiva PuO2-data starkt korrelerar med invasiv medullär syrehalt och kommer att återspegla medullär hypoxi under återupplivning. Icke-invasiv PuO2-övervakning har potential att förbättra traumarelaterade resultat genom att identifiera AKI tidigare och fungera som ett nytt återupplivande effektmått efter blödning som indikerar slutorgan snarare än systemisk syresättning.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Institutional Animal Care and Use Committee vid University of Utah godkände alla experimentella protokoll som beskrivs här. Före experimentet acklimatiserades totalt 12 kastrerade manliga eller icke-gravida kvinnliga Yorkshire-svin som vägde 50-75 kg och mellan 6-8 månader gamla i sina höljen i minst 7 dagar. Under denna period leds all vård av en veterinär och i enlighet med Vägledning för vård och användning av försöksdjur och djurskyddslagens föreskrifter och standarder. Djuren fastar över natten före induktion av anestesi men får fri tillgång till vatten.

1. Sensormontering

  1. Skär en 6 cm bit av 3/8 i termoplastisk elastomer (TPE) rör, 25 mm bitar av 1/8 tum och 3/16 i PVC-rör och 31 mm bitar av 1/8 tum och 3/16 i PVC-rör.
  2. Borra ett hål i toppen av det icke-ventilerade locket för att passa den exponerade spetsen på temperatursonden; Börja med en 3/32 tum borr och använd sedan en 1/8 tum borr.
  3. Använd en 5/32 tum borr för att borra ut den övre delen av T-kopplingen så att den passar syresensorn.
  4. Skjut den kortare delen av 1/8 i PVC-slangen över flödesgivarens inloppssida. Skjut den längre 1/8 tum PVC-slangen över utloppssidan (som anges av pilen på själva flödesgivaren) på flödesgivaren. Skjut den kortare och längre 3/16 i bitar av PVC-rör över motsvarande längder på 1/8 i PVC-rör. Sätt in taggänden på hanens luerlåskoppling i den öppna änden av 1/8 i PVC-slangen.
    OBS: Använd vid behov en värmepistol för att värma slangen innan du glider över taggbeslag. Det är också möjligt att använda isopropylalkohol för att smörja taggänden för att göra det lättare att skjuta slangen över taggkontakten.
  5. Blanda det biokompatibla limet.
  6. Exponera spetsen på temperatursonden genom att ta bort eventuell skyddande mantel eller slang. Fyll insidan av termistorns slang med biokompatibelt lim men täck inte över den exponerade spetsen.
  7. Montera delarna enligt bild 1. Använd limmet för att säkra varje luer lockanslutning, när du sätter in termistorn i det icke-ventilerade locket och innan du skjuter 3/8 in TPE-slangen över taggänden.
  8. Före sterilisering, se till att det blå locket på syrepinnen inte vrids för hårt, annars blir det svårt att ångra efter sterilisering.
    En bild av en monterad enhet visas i figur 1 som referens. För detta experiment anslöts den fiberoptiska kabeln till en elektrooptisk modul som innehåller programvara som är utformad för att fungera med de specifika syresensorerna som används i enheten. Alla luminiscenssläckningsbaserade syresensorer och kompatibla datainsamlingsenheter fungerar. Dessutom, en anpassad modul och ett kretskort utformades för att ansluta flödesgivaren och temperatursonden. Anpassad programvara användes för att samla in och visa data i realtid.

2. Experimentellt förfarande

  1. Induktion av anestesi och övervakning.
    1. Söva djuret med en kombinerad intramuskulär injektion av ketamin (2,2 mg/kg) och xylazin (2,2 mg/kg) och telazol (4,4 mg/kg).
    2. Beroende på djurets storlek, placera ett endotrakealt rör av lämplig storlek (troligen mellan 7 mm och 8 mm) med hjälp av ett laryngoskop.
    3. Applicera ögonsmörjmedel på båda ögonen.
    4. Efter induktion, ventilera djuret mekaniskt med underhåll av anestesi med 1,5% -3,0% gasformig isofluran blandad i syre. Ställ in fraktionen av inandat syre mellan 40% -100%, det positiva slututandningstrycket till 4 cm H 2 O, tidalvolymen till 6-8 ml / kg och justera andningsfrekvensen och tidalvolymen för att bibehålla endtidal CO2 på 35-45 mmHg.
    5. Övervaka och bekräfta rätt djup av anestesi genom att bedöma käftton, palpebral reflex ungefär var 15: e minut och frånvaro av spontan rörelse under hela experimentet. Dessutom övervaka kliniska parametrar för vävnadsperfusion (slemhinnefärg, kapillärpåfyllningstid, hjärtfrekvens), pulsoximetri, sluttidvatten CO2, kärnkroppstemperatur och elektrokardiogram.
    6. Placera djuret i ryggläge på en värmande filt och säkra varje ben på bordet.
    7. Protokollet är ett icke-överlevnadsförfarande med avlivning av djuret i slutet av försöket, enligt beskrivningen i avsnitt 5.
  2. Förbered djuret för experimentet.
    1. Bered alla punkteringsställen (som anges i steg 2.2.3–2.2.7) genom att skrubba huden med tre alternerande skrubbar klorhexidin följt av alkohol. Efter den tredje skrubben, applicera klorhexidin och låt torka helt och drapera sedan operationsområdet på ett sterilt sätt.
    2. Infiltrera lokalt alla punkterings- och snittställen med 2% lidokain för lokal smärtlindring.
    3. Använd ultraljudsvägledning och Seldinger-tekniken, placera en 9 Fr-kateter i den högra yttre halsvenen för läkemedelsinfusion och central ventrycksövervakning och en 7 Fr-kateter i höger lårbensvenen för återupplivning.
    4. Under ultraljudsvägledning, placera en 7 Fr mantel i höger brachialartär.
    5. Under ultraljudsvägledning, placera en 7 Fr mantel i höger lårbensartär.
    6. Under ultraljudsvägledning, placera en 7 Fr mantel i vänster lårbensartär.
    7. Under ultraljudsvägledning, placera en 5 Fr mantel i höger eller vänster halspulsåder.
    8. Övervaka trycket distalt till ballongen av den återupplivande endovaskulära ocklusionen av aorta (REBOA) katetern via vänster lårbensartärskida.
      1. Anslut en engångstryckgivare till artärkatetern som är distal mot REBOA-ballongen.
    9. Övervaka trycket proximalt till ballongen i REBOA-katetern via halspulsåderhöljet.
      1. Anslut en engångstryckgivare till artärkatetern som är proximal till REBOA-ballongen.
    10. Utför en midline laparotomi genom att göra ett snitt längs mittlinjen i buken, börjar vid den nedre delen av bröstbenet och slutar vid pubis.
    11. Med buken öppen, identifiera urinblåsan och utföra en cystotomi, eller gör ett litet snitt, för att sätta in spetsen på en 20 Fr urinkateter i urinblåsan. Stäng cystotomi med urinkatetern på plats med hjälp av en handväska strängsutur. När katetern är på plats, säkra den på huden med suturer.
    12. Innan kateterns utlopp ansluts till urinuppsamlingspåsen, sätt in den konformade änden av den icke-invasiva PuO2-monitorn i kateterns utlopp.
    13. Placera den öppna slangen i slutet av den nya PuO2-monitorn över den konformade kontakten på slangen som är ansluten till urinuppsamlingspåsen.
    14. Ta bort mjälten för att eliminera blödningsinducerad autotransfusion.
      1. Leta reda på mjälten. Identifiera mjältens hilum eller den plats där mjältartären och venen kommer in i mjälten. Kläm fast och transektera varje kärl.
      2. Efter transektion, ligera varje kärl med modifierade Miller-knutar med 2-0 suturer.
  3. Placera instrumentet för att mäta urinblåsans PuO2 och vävnadens syresättning.
    1. Mät PuO2 vid blåsans utlopp.
      1. Identifiera ballongen på katetern. Strax under ballongen gör ett snitt längs kateterns långa axel, så att du inte skär lumen som ansluter till ballongen.
      2. Efter snittet, sätt in en t-kontakt som innehåller avkänningsmaterialet i snittet.
      3. Använd vävnadslim för att säkra t-kontakten på plats.
      4. Anslut den fiberoptiska kabeln från blåsans datainsamlingsenhet till kontakten som innehåller avkänningsmaterialet.
      5. Skapa en ny fil på datainsamlingsenheten och notera tidsskillnaden mellan den fristående insamlingsenheten och andra enheter som används i experimentet.
        1. För datainsamlingsenheten som används i denna studie: tryck på bakåtpilen för att komma till huvudmenyn.
        2. Gå till mätinställningar och klicka på Ok. Använd pilarna för att markera mätwebbläsarrutan och tryck på Ok.
        3. Tryck på högerpilen för att skapa en ny fil. Skriv in namnet på den nya filen och välj Klar.
        4. Markera det nya filnamnet och välj Ok. Navigera till mätskärmen och klicka på Ok för att starta inspelningen.
    2. Mät medullär njurvävnad syresättning.
      1. Identifiera platsen för njuren internt.
      2. Flytta tarmen så att du har en tydlig linje på platsen och tillgång till hela njuren.
      3. Sätt in sensorn i 2" 18 gauge kateter. Justera luer lock-kontakten på sensorn så att sensorns spets exponeras. Ta bort katetern och placera den över en 18 gauge nål.
      4. Placera 18 gauge nål och 2 i kateter i njurmedulla under ultraljudsvägledning.
      5. Ta bort nålen och håll katetern på plats. Trä vävnadssensorn genom katetern och använd luerlåset för att ansluta sensorn till katetern.
      6. Använd vävnadslim för att säkra katetern på plats.
      7. Anslut vävnadssensorn till datainsamlingsboxen.
      8. Vänta i 10 minuter innan du påbörjar försöksprotokollet efter att ha förberett instrumenteringen och djuret. Detta kommer att betraktas som en referensperiod.
  4. Experimentellt protokoll
    1. Innan experimentproceduren påbörjas, se till att det genomsnittliga arteriella trycket (MAP) är ≥65 mmHg. Om MAP ligger under tröskelvärdet, ge upp till två 5 ml/kg bolusar isoton kristalloid lösning. Om MAP förblir under 65 mmHg, infusera noradrenalin (0,02 μg/kg/min) tills mål-MAP uppnås.
    2. Framkalla hemorragisk chock.
      1. Ta bort 25% (uppskattat som 60 ml / kg) av djurets uppskattade blodvolym genom höger brachialartärhölje under 30 minuter i försiktigt upprörda citrerade bloduppsamlingspåsar. Markera början på blodborttagning som t = 0 min.
      2. Förvara det borttagna blodet i ett varmt vattenbad vid 37 °C.
      3. Utför sedan randomisering för att tilldela djur till antingen REBOA med helblod eller REBOA med kristalloider (n = 6 för varje grupp).
    3. Placera REBOA-katetern.
      1. Sätt in en 7 Fr REBOA-kateter i höger lårbensartärskida. Placera kateterns ballong omedelbart överlägsen membranet och bekräfta platsen med fluoroskopi.
      2. Vid t = 30 min, blås upp REBOA-ballongen och täpp till aortan helt i 45 minuter.
    4. Initiera återupplivning och administrera kritisk vård.
      1. Vid t = 70 min, transfusera varje djur med sitt utgjutna blod under 15 minuter.
      2. Infusera intravenöst kalcium över 10 min för att förhindra citratinducerad hypokalcemi.
      3. Vid t = 75 min, töm REBOA-ballongen över 10 minuter.
      4. Fram till t = 360 min, återuppliva djuret med vätskor och noradrenalin för att upprätthålla en MAP > 65 mmHg.
  5. Slut på experiment och eutanasi
    1. Samla eventuella kvarvarande blod- eller urinprover.
    2. Avliva djuret genom att injicera en kombination av pentobarbitalnatrium (390 mg) och fenytoinnatrium (50 mg) (1 ml / 10 lbs).

3. Behandling av uppgifter

  1. Tidssynkronisera alla datafiler.
    1. Baserat på de tider som noterades på varje enhet i förhållande till varandra och experimentets början, justera alla datafiler så att t = 0 indikerar experimentets start.
  2. Ta bort alla datapunkter som är associerade med felflaggor från flödesgivaren.
    OBS: Feltyperna är Hög flödeshastighet och Air-in-Line. Felet Hög flödeshastighet indikerar att flödeshastigheten överskred sensorns utgångsgräns. Air-in-Line-felflaggan höjs när sensorn detekterar luft i flödeskanalen.
  3. Ignorera data som är associerade med det negativa flödet.
    1. När flödet blir negativt, spåra volymen som flyter förbi sensorn i bakåtriktningen.
    2. När flödet blir positivt, spåra volymen och jämför den med volymen av negativt flöde för att endast inkludera mätningar från nyligen tömd urin.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Figur 1 visar en bild av den icke-invasiva PuO2-monitorn som beskrivs i detta manuskript. Figur 2 visar ett diagram över MAP- och icke-invasiva PuO2-mätningar i ett enda ämne under ett experiment som liknar den beskrivna svinblödningsmodellen. I början av experimentet, när blödning initierades, var det en minskning av MAP och PuO2. Efter den initiala nedgången i PuO2 ökade den gradvis tills REBOA-ballongen tömdes. Den gradvisa ökningen motsvarade en period av drastiskt minskad urinproduktion på grund av blödningsinducerad hypovolemi följt av aortaocklusion. Under perioden med låg urinproduktion varPuO2-data inte tillförlitliga på grund av syreutbyte med omgivande vävnad och luft när urin färdades från njurens utlopp till det icke-invasiva mätstället. Under intensivvårdsfasen skedde en signifikant nedgång i PuO2, vilket motsvarade en ökning av urinproduktionen. Ökningen av urinproduktionen begränsade effekten av syreutbytet med omgivande vävnad, och PuO2-data bestämdes vara giltiga. Icke-invasiva PuO2-data som samlats in under experimentets perioder kan jämföras med andra data, såsom MAP. I detta ämne verkar MAP förbli konstant under den kritiska vårdperioden och PuO2 når ett maximum på cirka 180 minuter följt av en minskning fram till 240 min, vilket följs av en gradvis ökning fram till slutet av experimentet.

Figure 1
Figur 1: En bild av den icke-invasiva PuO2-monitorn . Enheten ansluts mellan katetern och uppsamlingspåsen. Enheten innehåller en temperatursond, en luminiscensbaserad syresensor och tillhörande fiberoptisk kabel och en värmebaserad flödesgivare. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Figure 2
Figur 2: Icke-invasiv PuO2 och MAP uppmätt under den beskrivna hemorragiska chocksvinmodellen. Alla data samplades vid 1 Hz. HEM = blödning, MAP = genomsnittligt arteriellt tryck. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

AKI är en vanlig komplikation hos patienter med trauma, och för närvarande finns det ingen validerad sängmonitor för syresättning av njurvävnad, vilket kan möjliggöra tidigare AKI-upptäckt och vägleda potentiella interventioner. Detta manuskript beskriver användningen och instrumenteringen av en svinhemorragisk chockmodell för att etablera icke-invasiv PuO2 som en tidig indikator på AKI och en ny återupplivningsslutpunkt i traumainställningar.

En av de tydliga fördelarna med denna svinmodell är möjligheten att jämföra syremätningar på tre olika platser, inklusive direkt i medulla. Även om det är möjligt att mäta urinblåsan och icke-invasiv PuO2 hos människor, är det inte möjligt att mäta syrehalten direkt i medulla. Tidigare djurmodeller som studerat tillämpningen av PuO2-övervakning vid sepsis och hjärtkirurgi har vanligtvis förlitat sig på icke-invasiva eller urinblåsans syremätningar, med endast en handfull studier som också mäter medullära vävnadens syrehalt samtidigt23. Många av de tidigare studierna har också utförts på mindre djur som möss eller kaniner, vilket begränsar den translationella effekten. Användningen av svin är fördelaktig eftersom djuren är tillräckligt stora för att möjliggöra övervakning och kritisk vård, liknande vad kritiskt sjuka patienter genomgår. Det är viktigt att notera att syresensorn placeras i medulla under ultraljudsvägledning. Ultraljudet används för att bekräfta att katetern och sensorn faktiskt är i medulla-regionen i njuren. Dessutom innehåller den icke-invasiva monitorn en urinflödessensor. Detta är viktigt eftersom en av de förvirrande faktorerna för att mäta PuO2 distalt mot njurbäckenet är syreinträngning längs urinvägarna24. Effekten av inträngning av syre sågs i de data som presenterades från det tidigare experimentet. Under perioder av aortaocklusion och motsvarande lågt urinflöde var PuO2 artificiellt förhöjt jämfört med intensivvårdsfasen, då urinproduktionen ökade. Med hjälp av urinflödesdata är det möjligt att jämföra endast giltiga icke-invasiva PuO 2-data med urinblåsans PuO 2 och medullär vävnads syrenivåer, samt bestämma en flödeshastighetströskel under vilken icke-invasiva PuO2-data inte längre representerar renal syresättning.

Förutom att jämföra syredata på olika mätställen kommer denna modell att hjälpa till att jämföra vilka återupplivningsprodukter som är mest effektiva för att förbättra njursyretillförsel, syresättning av njurvävnad och indikatorer på global perfusion som MAP. Den nuvarande iterationen av modellen kommer att jämföra helblod och kristalloider. Nuvarande riktlinjer föreslår att man använder kristalloider som första behandlingslinje hos patienter med hypotensiv blödningstrauma25. Andra har visat att vätskeåterupplivning med kristalloider inte återställde syresättningen av njurvävnad, medan blodtransfusion gjorde26. Det optimala slutpunkten för transfusion är dock oklart, och resurserna kan vara begränsade i vissa traumamiljöer (landsbygdsmiljöer, avlägsna miljöer eller väpnade konfliktmiljöer). Baserat på data från denna studie kan den icke-invasiva PuO2-monitorn fungera som ett nytt effektmått för att bestämma en lämplig transfusionströskel hos patienter med trauma. Efter validering av den icke-invasiva PuO2-monitorn i denna studie kan framtida iterationer av denna modell utforska användningen av andra återupplivningsvätskor, såsom hypertoniska lösningar och användningen av syntetiska kolloider.

På samma sätt som att jämföra olika återupplivningsprodukter kan data från denna modell användas för att jämföra globala perfusionsmätningar med regional syresättning och förhållandet mellan systemisk och regional syresättning och resultat. De nuvarande riktlinjerna för traumavård rekommenderar att man behåller en MAP på 60-65 mmHg25. Studier har inte funnit ett avgörande optimalt mål MAP under hemorragisk chock för att bevara njurfunktionen27. Resultaten från det tidigare experimentet tyder på att MAP bara kan vara en faktor som påverkar PuO2. Medan MAP var konstant under intensivvårdsfasen var PuO 2 varierad, vilket innebär att det sannolikt finns andra faktorer som påverkar PuO2. Således kan en metod för att övervaka njursyresättning, såsom icke-invasiv PuO2-övervakning, vara användbar för att styra interventioner jämfört med mått på global perfusion såsom MAP. Icke-invasiv PuO2-övervakning har potential att bevara njurfunktionen genom att minska vävnadshypoxi och minimera organdysfunktion.

En av de viktigaste begränsningarna för den icke-invasiva monitorn som används i denna modell är att ingen urin produceras under blödnings- eller aortaocklusionsfaserna. Detta begränsar jämförelser mellan icke-invasiv PuO2, urinblåsan PuO2 och medullär syresättning till återupplivningsfasen, där data som samlats in från liknande experiment visar att urinflödet är tillräckligt under denna period. En andra begränsning av denna modell är att REBOA används i båda behandlingsgrupperna. Baserat på nuvarande klinisk praxis används REBOA vanligtvis endast i icke-komprimerbara bålblödningsscenarier28. Således bör framtida studier undersöka användningen av icke-invasiv PuO2-övervakning med konventionella blödningskontroll- och återupplivningsmetoder.

Denna modell hjälper till att validera icke-invasiv PuO2-övervakning som ett verktyg för tidig upptäckt av AKI och bedömning av svaret på återupplivningsmetoder. Detta är viktigt eftersom denna nya bildskärm potentiellt kan minska tidig och fördröjd sjuklighet och dödlighet relaterad till trauma. Detta metoddokument ger en steg-för-steg-beskrivning av hur du implementerar modellen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

N. Silverton, K. Kuck och L. Lofgren är uppfinnare av ett patent och patentansökan kring den icke-invasiva monitorn som användes i denna studie. Denna prototyp är under utveckling för kommersiellt övervägande av N. Silverton och K. Kuck, men ännu har ingen kommersiell verksamhet inträffat. De övriga författarna har inte redovisat några konkurrerande intressen. Tolkningen och rapporteringen av dessa data är författarnas ansvar.

Acknowledgments

Arbetet i detta bidrag finansieras av University of Utah Clinical and Translational Science Institute genom Translational and Clinical Studies Pilot Program och Department of Defense Office of the Congressionally Directed Medical Research Programs (PR192745).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1/8" PVC tubing Qosina SKU: T4307 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/16" PVC tubing Qosina SKU: T4310 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/8" TPE tubing  Qosina SKU: T2204 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/32" (1), 1/8" (1), 5/32" (1) drill bit Dewalt N/A For building noninvasive PuO2 monitor
Biocompatible Glue Masterbond EP30MED Part of noninvasive PuO2 monitor
Bladder PuO2 sensor Presens DP-PSt3 Oxygen dipping probe
Bladder oxygen measurement device Presens Fibox 4 Stand-alone fiber optic oxygen meter
Chlorhexidine 4% scrub Vetone N/A For scrubbing insertion or puncture sites
Conical connector with female luer lock Qosina SKU: 51500 Part of noninvasive PuO2 monitor
Cuffed endotracheal tube Vetone 600508 For sedating the subject and providing respiratory support
Euthanasia solution (pentobarbital sodium|pheyntoin sodium) Vetone 11168 For euthanasia after completion of experiment
General purpose temperature probe, 400 series thermistor Novamed 10-1610-040 Part of noninvasive PuO2 monitor
HotDog veterinary warming system HotDog V106 For controlling subject temperature during experiment
Invasive tissue oxygen measurement device Optronix N/A OxyLite™ oxygen monitors
Invasive tissue oxygen sensor Optronix NX-BF/OT/E Oxygen/Temperature bare-fibre sensor
Isoflurane Vetone 501017 To maintain sedation throughout the experiment
Isotonic crystalloid solution HenrySchein 1537930 or 1534612 Used during resuscitation in the critical care period
Liquid flow sensor Sensirion LD20-2600B Part of noninvasive PuO2 monitor
Male luer lock to barb connector Qosina SKU: 11549 Part of noninvasive PuO2 monitor
Male to male luer connector Qosina SKU: 20024 Part of noninvasive PuO2 monitor
Norepinephrine HenrySchein AIN00610 Infusion during resuscitation
Noninvasive oxygen measurement device Presens EOM-O2-mini Electro optical module transmitter for contactless oxygen measurements
Non-vented male luer lock cap  Qosina SKU: 65418 Part of noninvasive PuO2 monitor
O2 sensor stick Presens SST-PSt3-YOP Part of noninvasive PuO2 monitor
PowerLab data acquisition platform AD Instruments N/A For data collection
REBOA catheter Certus Critical Care N/A Used in experimental protocol
Super Sheath arterial catheters (5 Fr, 7 Fr, 9 Fr) Boston Scientific C1894 for intravascular access
Suture Ethicon C013D For securing catheter to skin and closing incisions
T connector, all female luer locks Qosina SKU: 88214 Part of noninvasive PuO2 monitor

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Gomes, E., Antunes, R., Dias, C., Araújo, R., Costa-Pereira, A. Acute kidney injury in severe trauma assessed by RIFLE criteria: a common feature without implications on mortality. Scandinavian Journal of Trauma, Resuscitation and Emergency Medicine. 18, 1 (2010).
  2. Bihorac, A., et al. Incidence, clinical predictors, genomics, and outcome of acute kidney injury among trauma patients. Annals of Surgery. 252 (1), 158-165 (2010).
  3. Perkins, Z. B., et al. Trauma induced acute kidney injury. Plos One. 14 (1), 0211001 (2019).
  4. Lai, W. H., et al. Post-traumatic acute kidney injury: a cross-sectional study of trauma patients. Scandinavian Journal of Trauma, Resuscitation and Emergency Medicine. 24 (1), 136 (2016).
  5. Khwaja, A. KDIGO clinical practice guidelines for acute kidney injury. Nephron Clinical Practice. 120 (4), 179-184 (2012).
  6. Saour, M., et al. Assessment of modification of diet in renal disease equation to predict reference serum creatinine value in severe trauma patients: Lessons from an observational study of 775 cases. Annals of Surgery. 263 (4), 814-820 (2016).
  7. Ostermann, M., Joannidis, M. Acute kidney injury 2016: diagnosis and diagnostic workup. Critical Care. 20 (1), 299 (2016).
  8. Koeze, J., et al. Incidence, timing and outcome of AKI in critically ill patients varies with the definition used and the addition of urine output criteria. BMC Nephrology. 18 (1), 70 (2017).
  9. Ralib, A., Pickering, J. W., Shaw, G. M., Endre, Z. H. The urine output definition of acute kidney injury is too liberal. Critical Care. 17 (3), 112 (2013).
  10. Ostermann, M. Diagnosis of acute kidney injury: Kidney disease improving global outcomes criteria and beyond. Current Opinion Critical Care. 20 (6), 581-587 (2014).
  11. Harrois, A., Libert, N., Duranteau, J. Acute kidney injury in trauma patients. Current Opinion Critical Care. 23 (6), 447-456 (2017).
  12. Ow, C. P. C., Ngo, J. P., Ullah, M. M., Hilliard, L. M., Evans, R. G. Renal hypoxia in kidney disease: Cause or consequence. Acta Physiologica. 222 (4), 12999 (2018).
  13. Leonhardt, K. O., Landes, R. R., McCauley, R. T. Anatomy and physiology of intrarenal oxygen tension: Preliminary study of the effets of anesthetics. Anesthesiology. 26 (5), 648-658 (1965).
  14. Stafford-Smith, M., Grocott, H. P. Renal medullary hypoxia during experimental cardiopulmonary bypass: a pilot study. Perfusion. 20 (1), 53-58 (2005).
  15. Kitashiro, S., et al. Monitoring urine oxygen tension during acute change in cardiac output in dogs. Journal of Applied Physiology. 79 (1), 202-204 (1995).
  16. Sgouralis, I., et al. Bladder urine oxygen tension for assessing renal medullary oxygenation in rabbits: experimental and modeling studies. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative, and Comparative Physiology. 311 (3), 532-544 (2016).
  17. Kainuma, M., Kimura, N., Shimada, Y. Effect of acute changes in renal arterial blood flow on urine oxygen tension in dogs. Critical Care Medicine. 18 (3), 309-312 (1990).
  18. Zhu, M. Z. L., et al. Urinary hypoxia: an intraoperative marker of risk of cardiac surgery-associated acute kidney injury. Nephrology Dialysis Transplantation. 33 (12), 2191-2201 (2018).
  19. Silverton, N. A., et al. Noninvasive urine oxygen monitoring and the risk of acute kidney injury in cardiac surgery. Anesthesiology. 135 (3), 406-418 (2021).
  20. Lankadeva, Y. R., et al. Intrarenal and urinary oxygenation during norepinephrine resuscitation in ovine septic acute kidney injury. Kidney International. 90 (1), 100-108 (2016).
  21. Evans, R. G., et al. Renal hemodynamics and oxygenation during experimental cardiopulmonary bypass in sheep under total intravenous anesthesia. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative, and Comparative Physiology. 318 (2), 206-213 (2020).
  22. Sgouralis, I., Evans, R. G., Layton, A. T. Renal medullary and urinary oxygen tension during cardiopulmonary bypass in the rat. Mathematical Medicine and Biology. 34 (3), 313-333 (2017).
  23. Lankadeva, Y. R., Kosaka, J., Evans, R. G., Bellomo, R., May, C. N. Urinary oxygenation as a surrogate measure of medullary oxygenation during angiotensin II therapy in septic acute kidney injury. Critical Care Medicine. 46 (1), 41-48 (2018).
  24. Ngo, J. P., et al. Factors that confound the prediction of renal medullary oxygenation and risk of acute kidney injury from measurement of bladder urine oxygen tension. Acta Physiologica. 227 (1), 13294 (2019).
  25. Spahn, D. R., et al. The European guideline on management of major bleeding and coagulopathy following trauma: fifth edition. Critical Care. 23 (1), 98 (2019).
  26. Legrand, M., et al. Fluid resuscitation does not improve renal oxygenation during hemorrhagic shock in rats. Anesthesiology. 112 (1), 119-127 (2010).
  27. Badin, J., et al. Relation between mean arterial pressure and renal function in the early phase of shock: a prospective, explorative cohort study. Critical Care. 15 (3), 135 (2011).
  28. Ribeiro Junio, M. A. F., et al. The complications associated with resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta (REBOA). World Journal of Emergency Surgery. 13, 20 (2018).

Tags

Bioteknik utgåva 188

Erratum

Formal Correction: Erratum: Noninvasive and Invasive Renal Hypoxia Monitoring in a Porcine Model of Hemorrhagic Shock
Posted by JoVE Editors on 05/09/2023. Citeable Link.

An erratum was issued for: Noninvasive and Invasive Renal Hypoxia Monitoring in a Porcine Model of Hemorrhagic Shock. The Protocol section was updated.

Step 2.3.1 - 2.3.1.2 of the Protocol was updated from:

  1. Measure PuO2 in the bladder.
    1. Remove all air from the bladder by slowly squeezing the bladder while ensuring urine does not leak out.
    2. Place the tip of the luminescence quenching-based PuO2 sensor in the bladder via a cystotomy, similar to the catheter.
    3. Connect the fiber optic cable from the bladder sensor to the data collection device.

to:

  1.  Measure PuO2 at the outlet of the bladder
    1. Identify the balloon on the catheter. Just below the balloon make an incision along the long axis of the catheter, ensuring that you do not cut the lumen that connects to the balloon. 
    2. After making the incision, insert a t-connector that contains the sensing material into the incision. 
    3. Use tissue glue to secure the t-connector in place. 
    4. Connect the fiber optic cable from the bladder data collection device to the connector that contains the sensing material. 

Step 2.3.2.2 - 2.3.2.7 of the Protocol was updated from:

  1. Make a flank incision large enough to expose the kidney (approx. 2-3 in) on the side of the pig at approximately the same location where the kidney was identified.
  2. With the tips of a retractor together, introduce the retractor into the incision and then spread the tips of the retractor to expose the kidney.
  3. Use a micro-manipulator or similar tool to hold the oxygen probe steady. If possible, attach this tool to the end of an articulating arm.
  4. Attach the other end of the articulating arm to the surgical table so that the other end that will hold the oxygen probe is near the opened incision. If the tool that is used to hold the oxygen probe is not connected to an articulating arm, position the tool so the oxygen sensor is near the opened incision and is stable.
  5. Unlock all articulating joints of the arm. Using ultrasound, place the tip of the oxygen probe in the medulla region of the kidney. Lock all articulating joints on the arm.
  6. After confirming placement of the tip of the sensor in the medulla with ultrasound, use the micromanipulator to retract the needle housing the luminescence-based oxygen sensor. Connect the other end of the sensor to the data collection device connected to the computer running the data collection software. Start recording.

to:

  1. Move the bowel so that you have a clear line of site and access to the entire kidney. 
  2. Insert the sensor into 2" 18 gauge catheter. Adjust the luer lock connector on the sensor so that the tip of the sensor is exposed. Remove the catheter and place it over an 18 gauge needle.
  3. Place the 18 gauge needle and 2 in catheter into the renal medulla under ultrasound guidance.
  4. Remove the needle, keeping the catheter in place. Thread the tissue sensor through the catheter and use the luer lock to connect the sensor to the catheter. 
  5. Use tissue glue to secure the catheter in place. 
  6. Connect the tissue sensor to the data collection box.

The Table of Materials was updated from:

Name Company Catalog Number Comments
1/8" PVC tubing Qosina SKU: T4307 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/16" PVC tubing Qosina SKU: T4310 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/32" (1), 1/8" (1), 5/32" (1) drill bit Dewalt N/A For building noninvasive PuO2 monitor
3/8" TPE tubing  Qosina SKU: T2204 Part of noninvasive PuO2 monitor
Biocompatible Glue Masterbond EP30MED Part of noninvasive PuO2 monitor
Bladder oxygen measurement device Presens Fibox 4 Stand-alone fiber optic oxygen meter
Bladder PuO2 sensor Presens DP-PSt3 Oxygen dipping probe
Chlorhexidine 4% scrub Vetone N/A For scrubbing insertion or puncture sites
Conical connector with female luer lock Qosina SKU: 51500 Part of noninvasive PuO2 monitor
Cuffed endotracheal tube Vetone 600508 For sedating the subject and providing respiratory support
Euthanasia solution (pentobarbital sodium|pheyntoin sodium) Vetone 11168 For euthanasia after completion of experiment
General purpose temperature probe, 400 series thermistor Novamed 10-1610-040 Part of noninvasive PuO2 monitor
Hemmtop Magic Arm 11 inch Amazon B08JTZRKYN Holding invasive oxygen sensor in place
HotDog veterinary warming system HotDog V106 For controlling subject temperature during experiment
Invasive tissue oxygen measurement device Presens Oxy-1 ST  Compact oxygen transmitter
Invasive tissue oxygen sensor Presens PM-PSt7 Profiling oxygen microsensor
Isoflurane Vetone 501017 To maintain sedation throughout the experiment
Isotonic crystalloid solution HenrySchein 1537930 or 1534612 Used during resuscitation in the critical care period
Liquid flow sensor Sensirion LD20-2600B Part of noninvasive PuO2 monitor
Male luer lock to barb connector Qosina SKU: 11549 Part of noninvasive PuO2 monitor
Male to male luer connector Qosina SKU: 20024 Part of noninvasive PuO2 monitor
Noninvasive oxygen measurement device Presens EOM-O2-mini Electro optical module transmitter for contactless oxygen measurements
Non-vented male luer lock cap Qosina SKU: 65418 Part of noninvasive PuO2 monitor
Norepinephrine HenrySchein AIN00610 Infusion during resuscitation
O2 sensor stick Presens SST-PSt3-YOP Part of noninvasive PuO2 monitor
PowerLab data acquisition platform AD Instruments N/A For data collection
REBOA catheter Certus Critical Care N/A Used in experimental protocol
Super Sheath arterial catheters (5 Fr, 7 Fr, 9 Fr) Boston Scientific C1894 For intravascular access
Suture Ethicon C013D For securing catheter to skin and closing incisions
T connector, all female luer locks Qosina SKU: 88214 Part of noninvasive PuO2 monitor

to:

Name Company Catalog Number Comments
1/8" PVC tubing Qosina SKU: T4307 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/16" PVC tubing Qosina SKU: T4310 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/8" TPE tubing  Qosina SKU: T2204 Part of noninvasive PuO2 monitor
3/32" (1), 1/8" (1), 5/32" (1) drill bit Dewalt N/A For building noninvasive PuO2 monitor
Biocompatible Glue Masterbond EP30MED Part of noninvasive PuO2 monitor
Bladder PuO2 sensor Presens DP-PSt3 Oxygen dipping probe
Bladder oxygen measurement device Presens Fibox 4 Stand-alone fiber optic oxygen meter
Chlorhexidine 4% scrub Vetone N/A For scrubbing insertion or puncture sites
Conical connector with female luer lock Qosina SKU: 51500 Part of noninvasive PuO2 monitor
Cuffed endotracheal tube Vetone 600508 For sedating the subject and providing respiratory support
Euthanasia solution (pentobarbital sodium|pheyntoin sodium) Vetone 11168 For euthanasia after completion of experiment
General purpose temperature probe, 400 series thermistor Novamed 10-1610-040 Part of noninvasive PuO2 monitor
HotDog veterinary warming system HotDog V106 For controlling subject temperature during experiment
Invasive tissue oxygen measurement device Optronix N/A OxyLite™ oxygen monitors
Invasive tissue oxygen sensor Optronix NX-BF/OT/E Oxygen/Temperature bare-fibre sensor
Isoflurane Vetone 501017 To maintain sedation throughout the experiment
Isotonic crystalloid solution HenrySchein 1537930 or 1534612 Used during resuscitation in the critical care period
Liquid flow sensor Sensirion LD20-2600B Part of noninvasive PuO2 monitor
Male luer lock to barb connector Qosina SKU: 11549 Part of noninvasive PuO2 monitor
Male to male luer connector Qosina SKU: 20024 Part of noninvasive PuO2 monitor
Norepinephrine HenrySchein AIN00610 Infusion during resuscitation
Noninvasive oxygen measurement device Presens EOM-O2-mini Electro optical module transmitter for contactless oxygen measurements
Non-vented male luer lock cap  Qosina SKU: 65418 Part of noninvasive PuO2 monitor
O2 sensor stick Presens SST-PSt3-YOP Part of noninvasive PuO2 monitor
PowerLab data acquisition platform AD Instruments N/A For data collection
REBOA catheter Certus Critical Care N/A Used in experimental protocol
Super Sheath arterial catheters (5 Fr, 7 Fr, 9 Fr) Boston Scientific C1894 for intravascular access
Suture Ethicon C013D For securing catheter to skin and closing incisions
T connector, all female luer locks Qosina SKU: 88214 Part of noninvasive PuO2 monitor
Icke-invasiv och invasiv renal hypoxiövervakning i en svinmodell av hemorragisk chock
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Lofgren, L. R., Hoareau, G. L.,… More

Lofgren, L. R., Hoareau, G. L., Kuck, K., Silverton, N. A. Noninvasive and Invasive Renal Hypoxia Monitoring in a Porcine Model of Hemorrhagic Shock. J. Vis. Exp. (188), e64461, doi:10.3791/64461 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter