Summary
Qui, descriviamo il metodo per stabilire un modello di coltura cellulare tripla della barriera emato-encefalica basato su cellule endoteliali microvascolari primarie del cervello umano, astrociti e periciti. Questo modello multicellulare è adatto per studi di disfunzione delle unità neurovascolari durante l'ictus ischemico in vitro o per lo screening di farmaci candidati.
Abstract
L'ictus ischemico è una delle principali cause di morte e disabilità in tutto il mondo con opzioni terapeutiche limitate. La neuropatologia dell'ictus ischemico è caratterizzata da un'interruzione dell'afflusso di sangue al cervello che porta alla morte cellulare e alla disfunzione cognitiva. Durante e dopo l'ictus ischemico, la disfunzione della barriera emato-encefalica (BBB) facilita la progressione della lesione e contribuisce a uno scarso recupero del paziente. Gli attuali modelli di BBB includono principalmente monocolture endoteliali e doppie co-colture con astrociti o periciti.
Tali modelli non hanno la capacità di imitare completamente un microambiente cerebrale dinamico, che è essenziale per la comunicazione cellula-cellula. Inoltre, i modelli BBB comunemente usati contengono spesso cellule endoteliali umane immortalizzate o colture cellulari di derivazione animale (roditori, suini o bovini) che pongono limitazioni traslazionali. Questo articolo descrive un nuovo modello di BBB basato su inserti contenenti solo cellule umane primarie (cellule endoteliali microvascolari cerebrali, astrociti e periciti vascolari cerebrali) che consente lo studio del danno cerebrale ischemico in vitro.
Gli effetti della deprivazione di ossigeno-glucosio (OGD) sull'integrità della barriera sono stati valutati mediante misurazioni di permeabilità passiva, resistenza elettrica transendoteliale (TEER) e visualizzazione diretta delle cellule ipossiche. Il protocollo presentato offre un netto vantaggio nell'imitare l'ambiente intercellulare della BBB in vivo, fungendo da modello di BBB in vitro più realistico per lo sviluppo di nuove strategie terapeutiche nel contesto della lesione cerebrale ischemica.
Introduction
L'ictus è una delle principali cause di morte e disabilità a lungo termine in tutto il mondo1. L'incidenza dell'ictus aumenta rapidamente con l'età, raddoppiando ogni 10 anni dopo i 55 anni2. L'ictus ischemico si verifica a seguito di un'interruzione del flusso sanguigno cerebrale dovuta a eventi trombotici ed embolici, che comprende oltre l'80% di tutti i casi di ictus3. Anche ora, ci sono relativamente poche opzioni di trattamento disponibili per ridurre al minimo la morte dei tessuti dopo l'ictus ischemico. I trattamenti esistenti sono sensibili al tempo e di conseguenza non sempre portano a buoni risultati clinici. Pertanto, è urgentemente necessaria la ricerca sui complessi meccanismi cellulari dell'ictus ischemico che influenzano il recupero post-ictus.
La BBB è un'interfaccia dinamica per lo scambio di molecole tra il sangue e il parenchima cerebrale. Strutturalmente, la BBB è composta da cellule endoteliali microvascolari cerebrali interconnesse da complessi giunzionali circondati da una membrana basale, periciti e estremità astrocitiche4. Periti e astrociti svolgono un ruolo essenziale nel mantenimento dell'integrità della BEE attraverso la secrezione di vari fattori necessari per la formazione di giunzioni forti e strette 5,6. La rottura della BBB è uno dei tratti distintivi dell'ictus ischemico. La risposta infiammatoria acuta e lo stress ossidativo associati all'ischemia cerebrale provocano la rottura dei complessi proteici a giunzione stretta e la diafonia disregolata tra astrociti, periciti e cellule endoteliali, che porta ad un aumento della permeabilità del soluto paracellulare attraverso la BBB7. La disfunzione della BEE promuove ulteriormente la formazione di edema cerebrale e aumenta il rischio di trasformazione emorragica8. Considerando tutto quanto sopra, c'è un grande interesse nella comprensione dei cambiamenti molecolari e cellulari che si verificano a livello di BBB durante e dopo l'ictus ischemico.
Sebbene molti modelli di BBB in vitro siano stati sviluppati negli ultimi decenni e utilizzati in una varietà di studi, nessuno di essi può replicare completamente le condizioni in vivo 9. Mentre alcuni modelli sono basati su monostrati di cellule endoteliali coltivati su supporti permeabili ben inseriti da soli o in combinazione con periciti o astrociti, solo studi più recenti hanno introdotto progetti di modelli di coltura cellulare tripla. Quasi tutti i modelli esistenti di tripla coltura BBB incorporano cellule endoteliali cerebrali primarie insieme ad astrociti e periciti isolati da specie animali o cellule derivate da cellule staminali pluripotenti umane10,11,12,13.
Riconoscendo la necessità di ricapitolare meglio la BBB umana in vitro, abbiamo stabilito un modello di BBB in vitro con tripla coltura cellulare composto da cellule endoteliali microvascolari del cervello umano (HBMEC), astrociti umani primari (HA) e periciti vascolari primari del cervello umano (HBVP). Questo modello BBB a tripla coltura è impostato su inserti in membrana di poliestere a 6 pozzetti con dimensioni dei pori di 0,4 μm. Questi inserti forniscono un ambiente ottimale per l'attacco cellulare e consentono un facile accesso ai compartimenti apicali (sangue) e basolaterale (cervello) per il campionamento medio o l'applicazione di composti. Le caratteristiche di questo modello di BBB di coltura a tripla cellula proposto sono valutate misurando TEER e flusso paracellulare post OGD che imita l'ictus ischemico in vitro, con una carenza di ossigeno (<1% O2) e nutrienti (utilizzando terreno privo di glucosio) ottenuta utilizzando una camera umidificata e sigillata. Inoltre, le condizioni ischemiche-simili indotte in questo modello sono accuratamente verificate mediante visualizzazione diretta delle cellule ipossiche.
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Protocol
NOTA: vedere la tabella dei materiali per i dettagli relativi a tutte le celle, i materiali, le apparecchiature e le soluzioni utilizzate in questo protocollo.
1. Impostazione del modello BBB a tripla coltura cellulare
- Semina dei periciti
- Coltivare HBVP in palloni di coltura T75 con una superficie attivata per l'adesione cellulare all'interno di un incubatore al 5% di CO2 a 37 °C fino alla conflusività. Una volta raggiunta la confluenza, aspirare il vecchio mezzo pericitario e lavare le cellule con 5 ml di soluzione salina tamponata fosfato caldo di Dulbecco (DPBS). Aspirare il DPBS e staccare le cellule dal matraccio utilizzando una combinazione di 4 mL di soluzione calda di tripsina-EDTA e 1 mL di DPBS.
NOTA: evitare di utilizzare passaggi successivi a P7. - Incubare il matraccio per 5 minuti a 37 °C in un incubatore a CO2 . Visualizza al microscopio per confermare se le cellule sono staccate dal pallone. Aggiungere 5 mL di terreno caldo per periciti (contenente il 2% di siero fetale bovino [FBS]) al matraccio e trasferire le cellule staccate in una provetta da centrifuga da 50 ml.
- Centrifugare la sospensione cellulare per 3 minuti a 200 × g, consentendo alle cellule di formare un pellet sul fondo del tubo. Aspirare il mezzo dal tubo, assicurandosi che il pellet cellulare rimanga intatto.
- Risospendere il pellet cellulare nel mezzo pericitario; Calcola la quantità di mezzo in base alla confluenza delle celle e al numero di inserti necessari. Prendi 10 μL delle cellule risospese, mettile in un vetrino per il conteggio delle cellule e conta il numero di cellule.
- Determinare la densità cellulare e seminare 300.000 cellule/inserire 1 mL di terreno pericitario sul lato abluminale degli inserti del pozzetto (formato 6 pozzetti).
NOTA: Quando si semina HBVP sul lato inferiore degli inserti, è molto importante capovolgere prima le piastre del pozzo capovolte. Mentre la piastra è appoggiata su una superficie, rimuovere la sezione inferiore per esporre il lato abluminale degli inserti del pozzo. Dopo aver aggiunto la sospensione delle cellule pericitarie sul lato abluminale, coprire gli inserti del pozzetto con la piastra capovolta per evitare l'evaporazione. Tenere tutte le piastre capovolte in un incubatore al 5% di CO2 a 37 °C durante la notte.
- Coltivare HBVP in palloni di coltura T75 con una superficie attivata per l'adesione cellulare all'interno di un incubatore al 5% di CO2 a 37 °C fino alla conflusività. Una volta raggiunta la confluenza, aspirare il vecchio mezzo pericitario e lavare le cellule con 5 ml di soluzione salina tamponata fosfato caldo di Dulbecco (DPBS). Aspirare il DPBS e staccare le cellule dal matraccio utilizzando una combinazione di 4 mL di soluzione calda di tripsina-EDTA e 1 mL di DPBS.
- Seminare astrociti
- Coltivare l'HA in matraccio T75 all'interno di un incubatore al 5% di CO2 a 37 °C fino al raggiungimento della confluenza. Seguire i passaggi precedenti 1.1.1-1.1.4 utilizzando il mezzo astrocitario (contenente anche il 2% di FBS) invece del mezzo pericitario.
NOTA: evitare di utilizzare passaggi successivi a P9. - Determinare la densità cellulare e seminare 300.000 cellule / pozzetto sul fondo delle piastre a 6 pozzetti della coltura tissutale. Coprire la piastra per evitare l'evaporazione e conservare tutte le piastre in un incubatore al 5% di CO2 a 37 °C durante la notte.
- Coltivare l'HA in matraccio T75 all'interno di un incubatore al 5% di CO2 a 37 °C fino al raggiungimento della confluenza. Seguire i passaggi precedenti 1.1.1-1.1.4 utilizzando il mezzo astrocitario (contenente anche il 2% di FBS) invece del mezzo pericitario.
- Semina di cellule endoteliali
- Coltivare HBMEC in piatti di coltura tissutale all'interno di un incubatore al 5% di CO2 a 37 °C fino alla confluenza. Seguire i passaggi precedenti 1.1.1-1.1.4 utilizzando il mezzo classico completo (contenente il 10% di FBS) invece del mezzo pericitario.
NOTA: evitare di utilizzare passaggi successivi a P12. - Estrarre le piastre di coltura tissutale a 6 pozzetti contenenti astrociti e gli inserti a pozzetto (formato 6 pozzetti) contenenti periciti dall'incubatore al 5% di CO2 a 37 °C. Aspirare il mezzo astrocitario dalle piastre di coltura tissutale a 6 pozzetti. Aggiungere 1 mL di terreno pericitario e 1 mL di terreno astrocitario a ciascun pozzetto.
- Aspirare il mezzo pericitario dagli inserti del pozzetto e inserirli nelle piastre a 6 pozzetti di coltura tissutale contenenti gli astrociti seminati. Seminare HBMEC ad una densità di 300.000 cellule/pozzetto in 2 ml di terreno classico completo sul lato apicale degli stessi inserti del pozzetto.
NOTA: Le cellule endoteliali devono essere seminate sul lato apicale degli inserti del pozzetto il giorno successivo dopo aver seminato periciti sul lato abluminale degli inserti del pozzo e astrociti su piastre di coltura tissutale a 6 pozzetti. Le cellule devono essere mantenute in tripla coltura per 6 giorni per indurre proprietà simili alla BBB. Il terreno di coltura cellulare deve essere cambiato in entrambi i compartimenti ben inseriti 24 ore prima degli esperimenti.
- Coltivare HBMEC in piatti di coltura tissutale all'interno di un incubatore al 5% di CO2 a 37 °C fino alla confluenza. Seguire i passaggi precedenti 1.1.1-1.1.4 utilizzando il mezzo classico completo (contenente il 10% di FBS) invece del mezzo pericitario.
2. Induzione della privazione di ossigeno-glucosio
- Lavare le celle 3 volte con DPBS. Per le colture cellulari triple sottoposte a OGD, aggiungere terreno privo di glucosio (senza L-glutammina e rosso fenolo) sia al compartimento apicale che basolaterale. Sostituire il terreno di coltura con terreno fresco nelle colture cellulari di controllo normossiche. Posizionare le colture triple di controllo nell'incubatore al 5% di CO2 a 37 °C.
NOTA: Cambiamenti del mezzo prima dell'induzione di OGD o immediatamente dopo OGD potrebbero creare stress meccanico che avrebbe un ulteriore impatto sui monostrati delle cellule endoteliali. Pertanto, i passaggi con sostituzione media sono inclusi per colture cellulari di controllo normossiche. - Posizionare una capsula di Petri contenente 20 ml di acqua sterile nella camera dell'incubatore per ipossia per fornire un'adeguata umidificazione delle colture. Aprire la camera rilasciando il morsetto ad anello. Disporre le colture cellulari sugli scaffali. Sigillare la camera fissando il morsetto ad anello.
- Aprire sia le porte di ingresso che quelle di uscita della camera. Collegare il tubo proveniente dalla parte superiore del flussometro alla camera. Fissare il tubo proveniente dal fondo del flussometro al serbatoio del gas contenente la miscela di gas di 95% N 2/5% CO2tramite un filtro dell'aria.
- Aprire la valvola di controllo del flusso del serbatoio ruotandola in senso antiorario per consentire il flusso minimo di gas. Aprire lentamente la valvola del regolatore di pressione ruotando in senso orario.
- Lavare la camera con la miscela di gas ad una portata di 20 L/min per 5 min. Scollegare la camera dalla fonte di gas e chiudere saldamente entrambi i morsetti di plastica bianca.
- Spegnere la valvola di controllo del flusso del serbatoio ruotando in senso orario. Chiudere la valvola del regolatore di pressione ruotando in senso antiorario.
- Posizionare la camera di ipossia in un'incubatrice convenzionale a 37 °C per 4 ore.
NOTA: Per aggiungere un successivo periodo di riossigenazione, lavare le cellule 3 volte con DPBS, aggiungere terreno fresco in tutte le colture triple e conservare per altre 24 ore nell'incubatore al 5% di CO2 a 37°C. Secondo le istruzioni del produttore, la concentrazione di ossigeno rimanente nella camera è dello 0% dopo non meno di 4 minuti di spurgo con miscela di gas anaerobico a 20 L / min.
3. Misurazioni TEER
- Inserire lo strumento TEER sterilizzato nell'armadio di biosicurezza e collegare gli elettrodi al voltohmmetro epiteliale. Sterilizzare gli elettrodi in 30 ml di soluzione di alcool isopropilico al 70% per un minimo di 30 minuti.
- Accendere lo strumento TEER e impostare la funzione su ohm.
- Rimuovere gli elettrodi dalla soluzione di alcool isopropilico al 70% e metterli in 20 ml di DPBS per un minimo di 30 minuti fino a quando la lettura digitale sul dispositivo TEER non legge 0 ohm.
- Inserire la punta lunga dell'elettrodo attraverso una delle tre aperture nel gancio del pozzo del controllo dell'inserimento del pozzo vuoto, abbassandolo fino a toccare il fondo del pozzetto. Assicurarsi che la punta corta sia appoggiata sopra la coltura apicale sul fondo dell'inserto del pozzo.
NOTA: Il controllo dell'inserto del pozzetto bianco è composto da 2 ml di terreno classico completo nel compartimento apicale e una combinazione di 1 mL di mezzo pericitario e 1 mL di terreno astrocitario nel compartimento basolaterale. Assicurarsi che gli elettrodi siano mantenuti a 90° rispetto all'inserto del pozzetto durante la misurazione TEER. Utilizzare la media di due o tre letture ottenute nello stesso pozzetto (per apertura) può aiutare a diminuire la variabilità. - Attendere che i valori di lettura digitale sullo strumento TEER si stabilizzino prima di registrare il valore. Posizionare nuovamente gli elettrodi in DPBS per lavarli tra una misurazione e l'altra. Continuare a raccogliere tutte le misurazioni TEER per altri due controlli di inserimento del pozzo vuoti.
- Raccogliere le misure TEER delle piastre campione utilizzando i passaggi 3.4-3.5 presi per le misurazioni di controllo. Una volta effettuate tutte le misurazioni, riposizionare l'elettrodo nella soluzione di alcol isopropilico al 70% per 30 minuti. Scollegare gli elettrodi dallo strumento TEER e lasciarli asciugare all'aria.
- Calcolare i valori TEER. Utilizzare l'equazione (1) per sottrarre il valore ohm medio del controllo dell'inserto del pozzo bianco dal valore ohm del campione, quindi moltiplicare questo valore di resistenza per l'area dell'inserto della membrana (cm 2) per ottenere il valore TEER riportato in Ω∙cm2.
(1)
(1)4. Valutazione della permeabilità paracellulare della BEE
NOTA: Eseguire tutti i passaggi che coinvolgono FITC-destrano in un armadio di biosicurezza per colture cellulari con le luci spente. Coprire le soluzioni FITC-destrano con un foglio di alluminio per ridurre al minimo il fotosbiancamento.
- Preparare soluzioni contenenti FITC-destrani di 20 e 70 kDa (0,1 mg/ml) utilizzando un mezzo di crescita delle cellule endoteliali privo di rosso fenolo e lasciare agitare su uno shaker a piattaforma oscillante per 1 ora. Filtrare le soluzioni utilizzando un filtro a siringa da 0,22 μm.
- Aspirare il mezzo dal compartimento basolaterale e sostituirlo con 2 ml di terreno di crescita delle cellule endoteliali prive di rosso fenolo nel modello BBB a tripla coltura cellulare. Lavare le cellule nel compartimento apicale due volte con la soluzione salina bilanciata di Hanks (HBSS).
- Aggiungere 1 mL della soluzione di destrano FITC nello scomparto apicale e coprire la piastra con un foglio di alluminio. Posizionare la piastra in un incubatore al 5% di CO2 a 37 °C per 1 ora.
- Prendi 100 μL di terreno dai compartimenti basolaterali e trasferiscilo in una piastra nera da 96 pozzetti. Misurare la fluorescenza utilizzando un lettore di micropiastre con le lunghezze d'onda di eccitazione ed emissione impostate rispettivamente a 480 nm e 530 nm.
5. Rilevamento di ipossia in cellule vive
- Seme 200 μL di HBMEC, HA e HBVP al centro di piatti con fondo di vetro rivestiti di poli-d-lisina, con fondo di 35 mm ad una densità di 150.000 cellule/piatto. Prima di seminare HBMEC, rivestire il fondo dei piatti con il fattore di attacco. Lasciare che le celle si attacchino alla superficie del vetro lasciandole per una notte a 37 °C in un incubatore a CO2 .
NOTA: È importante posizionare i piatti con cellule primarie umane allo stesso tempo con un modello di BBB a triplo pozzo in una camera di ipossia per OGD. - Una volta raggiunta la confluenza, eliminare il terreno di coltura e aggiungere 2 ml di terreno privo di glucosio preriscaldato (per OGD) o terreno normale (per controlli) contenente 2 μL di 1 mM Hoechst 33342 (concentrazione finale 0,2 μM) e 0,5 μL di soluzione madre 5 mM del reagente di ipossia verde Image-iT di riferimento (concentrazione finale 1 μM). Dopo il trattamento con OGD, sostituire il mezzo con un mezzo ottimizzato per l'imaging in tutti i piatti.
- Eseguire l'imaging a fluorescenza con cellule vive con il filtro GFP e l'incubatore al microscopio confocale top-stage come descritto in precedenza14,15.
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Representative Results
Per esaminare gli effetti di astrociti e periciti sulla funzione barriera di HBMEC, abbiamo costruito il modello BBB di coltura cellulare tripla su inserti di coltura cellulare (Figura 1A) insieme alla monocoltura HBMEC e due modelli di doppia co-coltura come controlli (Figura 1B). I doppi controlli di co-coltura includevano una co-coltura senza contatto di HBMEC con HA e una co-coltura di contatto di HBMEC con HBVP. Dopo 6 giorni di co-coltura, tutti i setup sperimentali sono stati sottoposti a OGD per 4 ore. L'integrità della barriera del monostrato endoteliale nelle configurazioni BBB indicate è stata valutata determinando TEER prima e dopo OGD, nonché dopo 24 ore di riossigenazione (Figura 1C). Per 4 ore, l'OGD ha causato una significativa diminuzione dei valori di TEER solo nella monocoltura HBMEC e nel modello di co-coltura con HBMEC e HBVP. Questi livelli diminuiti hanno raggiunto i livelli basali dopo 24 ore di riossigenazione. Nessun effetto dell'OGD sul modello di co-coltura con HBMEC e HA ha indicato il ruolo protettivo degli astrociti contro le condizioni ischemiche in vitro.
Sebbene non vi fosse alcuna differenza nel TEER basale tra i modelli tripla e HBMEC/HBVP doppia co-coltura, i valori TEER nel modello tripla co-coltura erano significativamente più alti di quelli nei controlli di doppia co-coltura o nel controllo della monocoltura immediatamente dopo OGD, suggerendo che l'integrazione di HA e HBVP nel modello tripla BBB svolge un ruolo critico nel mantenere l'integrità funzionale della BBB in condizioni patologiche (Figura 1C ). Abbiamo anche studiato la permeabilità di piccoli (20 kDa) e grandi (70 kDa) massa molecolare FITC-dextrans attraverso il monostrato endoteliale nel modello di coltura tripla sviluppato. La permeabilità paracellulare dei monostrati endoteliali a 20 kDa di massa molecolare FITC-dextran è risultata drasticamente aumentata nella monocoltura HBMEC e in misura minore nel modello di co-coltura con HBMEC e HBVP rispetto ai controlli normossici (Figura 1D). Inoltre, i livelli di permeabilità FITC-destrano di 20 kDa erano i più bassi nel modello triplo BBB tra tutti i modelli in condizioni normossiche e OGD. Non sono stati osservati cambiamenti nel flusso FITC-destrano a 70 kDa attraverso i monostrati endoteliali in nessuno dei modelli (Figura 1E). Questi dati suggeriscono che il danno ischemico-ipossico non era così grave da causare cambiamenti nella permeabilità paracellulare a grandi molecole come le proteine plasmatiche.
Figura 1: Effetti della privazione di ossigeno-glucosio sulla resistenza elettrica transendoteliale e sulla permeabilità endoteliale in modelli di BBB primari umani mono-, co- e tripli di coltura. (A) Timeline schematica per l'impostazione del modello BBB di tripla coltura cellulare primaria. (B) Rappresentazioni schematiche delle configurazioni per modelli di BBB statici basati su cellule primarie umane in vitro . Un modello di monocoltura contiene HBMEC seminato sul lato apicale della membrana porosa ben inserita. Una co-coltura senza contatto contiene HBMEC seminato sulla superficie superiore del supporto dell'inserto del pozzo e seminato HA sul fondo del pozzetto di coltura. Un modello di co-coltura a contatto include HBVP seminato sulla superficie inferiore del supporto dell'inserto del pozzo con HBMEC sulla superficie superiore. Per il modello di coltura tripla, gli HBMEC sono seminati sulla superficie superiore del supporto con HBVP seminato sulla superficie inferiore e HA seminato sul fondo dei pozzetti di coltura. (C) Variazioni del TEER monitorate immediatamente prima dell'OGD, dopo 4 ore di OGD e dopo 24 ore di riossigenazione. Dati rappresentati come media ± SEM (n = 5-6). P < 0,0001 rispetto ai modelli mono- e co-coltura (ANOVA bidirezionale). (D) La permeabilità paracellulare a 20 kDa FITC-destrano attraverso i monostrati endoteliali è stata misurata dopo 4 ore di OGD. (E) La permeabilità paracellulare a 70 kDa FITC-destrano attraverso i monostrati endoteliali è stata misurata dopo 4 ore di OGD. Dati rappresentati come media ± DS (n = 5-6). *P < 0,05. P < 0,0001 (ANOVA bidirezionale). Abbreviazioni: OGD = deprivazione ossigeno-glucosio; TEER = resistenza elettrica transendoteliale; HBMEC = cellule endoteliali microvascolari del cervello umano; HA = astrociti umani; HBVP = periciti vascolari del cervello umano; FITC-destrano = destrano coniugato all'isotiocianato di fluoresceina; Arb. unità = unità arbitrarie. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
Per verificare il danno ipossico indotto da OGD, HBMEC, HA e HBVP sono stati coltivati nei pozzetti di piatti con fondo di vetro da 35 mm e caricati con il reagente di ipossia, il cui segnale fluorescente aumentava con livelli di ossigeno ridotti. Tutti i tipi umani primari esposti a OGD hanno mostrato una forte fluorescenza verde, dimostrando che le cellule vive riprodotte erano ipossiche (Figura 2). Dopo aver stimato gli effetti di avere diversi tipi di cellule perivascolari (astrociti e periciti), o la loro combinazione nel modello BBB sulle proprietà barriera seguendo un protocollo OGD, abbiamo concluso che il modello triplo era superiore agli altri modelli BBB testati.
Figura 2: Colorazione viva di cellule endoteliali microvascolari ipossiche primarie del cervello umano, astrociti umani e periciti vascolari del cervello umano dopo 4 ore di privazione di ossigeno-glucosio. Le esposizioni a OGD sono state effettuate su tutte le cellule primarie (HBMEC, HA e HBVP) utilizzando un reagente per ipossia e un mezzo privo di glucosio per 4 ore. Vengono mostrati i risultati di quattro esperimenti indipendenti. Le colture sono state riprodotte con un ingrandimento di 20x. Barre della scala = 100 μm. Abbreviazioni: OGD = deprivazione ossigeno-glucosio; HBMEC = cellule endoteliali microvascolari del cervello umano; HA = astrociti umani; HBVP = periciti vascolari del cervello umano; DAPI = 4',6-diamidino-2-fenilindolo. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
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Discussion
In questo protocollo, descriviamo un metodo per impostare un modello affidabile di coltura di cellule tripli endoteliali-periciti-astrociti per lo studio della disfunzione della BEE nel contesto dell'ictus ischemico in vitro. Considerando che i periciti sono i vicini più prossimi delle cellule endoteliali in vivo, gli HBVP sono placcati sul lato inferiore degli inserti del pozzo in questo modello16. Sebbene questa configurazione manchi della comunicazione diretta cellula-cellula tra astrociti e cellule endoteliali, questa disposizione consente la comunicazione indiretta cellula-cellula tra i tipi di cellule attraverso fattori solubili secreti. La presenza di astrociti e periciti in questo sistema migliora notevolmente l'integrità dell'HBMEC, limitando la permeabilità paracellulare del monostrato ai traccianti di piccole dimensioni. Inoltre, astrociti e periciti hanno un effetto protettivo su HBMEC in condizioni di OGD.
Nel protocollo sviluppato, abbiamo ottimizzato il rapporto cellulare (1: 1: 1) e la miscela di terreno di coltura per il compartimento basolaterale. Il modello triplo BBB ha mostrato valori TEER quasi 2,5 volte superiori (239 ± 9 Ω·cm 2) rispetto alla monocoltura HBMEC di controllo (112 ± 11 Ω·cm2) dopo 6 giorni di co-coltura, il tempo necessario per la corretta formazione monostrato HBMEC17,18. I valori TEER raggiunti in questo modello triplo sono paragonabili a quelli dell'altro modello triplo precedentemente descritto, in cui HA erano in contatto con HBMEC e HBVP sono stati seminati sul fondo dei pozzetti della piastra19. Nell'altro modello di tripla coltura di cellule primarie umane con la stessa configurazione cellulare e tempo di esposizione OGD, i valori basali di TEER erano sostanzialmente inferiori a quelli di questo lavoro e non hanno raggiunto i livelli standard (100 Ω·cm2)20. L'uso di piastre a 6 pozzetti con compartimenti più grandi ci ha permesso di diminuire la frequenza di cambio medio per evitare l'interruzione dello scambio di sostanze tra le popolazioni cellulari.
Gli esperimenti OGD sono stati eseguiti utilizzando una camera di incubazione sigillata per ipossia contenente una miscela di gas anaerobico (95% di azoto e 5% di anidride carbonica). Uno dei principali vantaggi di questo protocollo è che la gravità del danno ischemico può essere facilmente adattata alle esigenze specifiche variando la durata del periodo OGD. Dopo aver valutato la permeabilità al TEER e al destrano, 4 ore di OGD non hanno compromesso l'integrità della BBB nel modello triplo costruito. Pertanto, per studiare l'ictus ischemico in vitro, è necessario applicare un'esposizione più lunga all'OGD per indurre la rottura della BBB. L'imaging delle cellule vive, fornito nel protocollo, consente il monitoraggio in tempo reale di diversi tipi di cellule e la verifica della lesione OGD, che rappresenta un vantaggio in molti studi.
In questo protocollo, sono stati scelti inserti in poliestere da 0,4 μm come base per questo modello a tripla BBB. Una membrana in poliestere è considerata il miglior tipo di inserto per la visualizzazione cellulare nelle applicazioni di imaging a fluorescenza, che offre un'eccellente opportunità per visualizzare le modifiche delle proteine a giunzione stretta e dei trasportatori, se necessario. Mentre il piccolo diametro dei pori selezionato crea una bassa permeabilità a piccole molecole idrofile attraverso monostrati endoteliali, limita anche la potenziale applicazione dell'attuale modello triplo BBB per saggi di migrazione transendoteliale, in cui sono richieste dimensioni dei pori di 3 μm o 8 μm.
Infine, un'altra limitazione di questo modello può essere correlata alla mancanza di sforzo di taglio, che ha dimostrato di promuovere la formazione di giunzioni strette in sistemi dinamici tripli di BBB in vitro 21. In conclusione, il modello di tripla coltura BEE, robusto e fisiologicamente rilevante, composto da cellule umane primarie, rappresenta uno strumento prezioso per lo screening farmacologico e lo studio della disfunzione della BEE associata all'ictus ischemico.
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Disclosures
Tutti gli autori hanno rivelato che non ci sono conflitti di interesse.
Acknowledgments
Questo lavoro è stato supportato dalle sovvenzioni MH128022, MH122235, MH072567, MH122235, HL126559, DA044579, DA040537, DA039576, DA040537, DA050528 e DA047157.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 24 mm Transwell with 0.4 µm Pore Polyester Membrane Insert | Corning | 3450 | |
| 35 mm Glass Bottom Dishes | MatTek Life Sciences (FISHERSCI) | P35GC-1.5-14-C | |
| Astrocyte Medium | Science Cell | 1801 | |
| Attachment Factor | Cell Systems (Fisher Scientific) | 4Z0-201 | |
| BD 60 mL Syringe | BD | 309653 | |
| BrainPhys Imaging Optimized Medium | STEMCELL Technologies | 5791 | |
| Complete Classic Medium With Serum and CultureBoost | 4Z0-500 | Cell Systems | |
| Corning 50 mL PP Centrifuge Tubes (Conical Bottom with CentriStar Cap | VWR | 430829 | |
| Corning 75cm² U-Shaped Canted Neck Not Treated Cell Culture Flask | Corning | 431464U | |
| Corning CellBIND 96-well Flat Clear Bottom Black Polystyrene Microplates | Corning | 3340 | |
| Countes Cell Counting Chamber Slides | Thermo Fisher Scientific | C10228 | |
| Countess II FL Automated Cell Counter | Thermo Fisher Scientific | ZGEXSCCOUNTESS2FL | |
| Decon CiDehol 70 Isopropyl Alcohol Solution | Fisher Scientific | 04-355-71 | |
| Disposable Petri Dishes | VWR | 25384-088 | |
| DMEM Medium (No glucose, No glutamine, No phenol red) | ThermoFisher | A14430-01 | Glucose-free medium |
| DPBS (No Calcium, No Magnesium) | ThermoFisher | 14190250 | |
| EBM Endothelial Cell Growth Basal Medium, Phenol Red Free, 500 mL | Lonza | CC-3129 | |
| EVOM2 Epithelial Volt/Ohm (TEER) Meter with STX2 electrodes | World Precison Instruments | NC9792051 | Epithelial voltohmmeter |
| Fluorescein isothiocyanate–dextran (wt 20,000) | Millipore Sigma | FD20-250MG | |
| Fluorescein isothiocyanate–dextran (wt 70,000) | Millipore Sigma | FD70S-250MG | |
| Fluorview FV3000 Confocal Microscope | Olympus | FV3000 | |
| Gas Tank (95% N2, 5% CO2) | Airgas | X02NI95C2003071 | |
| HBSS (No calcium, No magnesium, no phenol red) | Thermofisher | 14025092 | |
| Hoechst 33342, Trihydrochloride, Trihydrate - 10 mg/mL Solution in Water | ThermoFisher | H3570 | |
| Human Astrocytes | Science Cell | 1800 | |
| Human Brain Vascular Pericytes | Science Cell | 1200 | |
| Hypoxia Incubator Chamber | STEMCELL Technologies | 27310 | |
| Image-iT Green Hypoxia Reagent | ThermoFisher | I14834 | |
| Pericyte Medium | Science Cell | 1201 | |
| Primary Human Brain Microvascular Endothelial Cells | ACBRI 376 | Cell Systems | |
| Rocking Platform Shaker, Double | VWR | 10860-658 | |
| Single Flow Meter | STEMCELL Technologies | 27311 | |
| SpectraMax iD3 Microplate Reader | Molecular Devices | 75886-128 | |
| Syringe Filter, 25 mm, 0.22 μm, PVDF, Sterile | NEST Scientific | 380121 | |
| TPP Mutli-well Plates (6 wells) | MidSci | TP92406 | |
| TPP Tissue Culture Flasks T-75 Flasks | MidSci | TP90075 | Flasks with activated surface for cell adhesion |
| Trypsin-EDTA (0.25%), phenol red | ThermoFisher | 25200056 | |
| UltraPure Distilled Water | Invitrogen (Life Technologies) | 10977-015 | |
| Uno Stage Top Incubator- | Oko Lab | UNO-T-H-CO2-TTL |
References
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