Summary
Den aktuella studien ger ett modifierat protokoll för att isolera synoviala makrofager och fibroblaster från murin inflammatorisk artritvävnad.
Abstract
Reumatoid artrit är en autoimmun sjukdom som leder till kronisk inflammation i lederna. Synoviala makrofager och synoviala fibroblaster har centrala roller i patogenesen av reumatoid artrit. Det är viktigt att förstå funktionerna hos båda cellpopulationerna för att avslöja mekanismerna bakom patologisk progression och remission vid inflammatorisk artrit. I allmänhet bör in vitro-experimentella förhållanden efterlikna in vivo-miljön så mycket som möjligt. Primära vävnadshärledda celler har använts i experiment som karakteriserar synoviala fibroblaster vid artrit. Däremot har i experiment som undersöker de biologiska funktionerna hos makrofager vid inflammatorisk artrit använts cellinjer, benmärgshärledda makrofager och blodmonocyt-härledda makrofager. Det är emellertid oklart om sådana makrofager faktiskt återspeglar funktionerna hos vävnadsbosatta makrofager. För att erhålla inhemska makrofager modifierades tidigare protokoll för att isolera och expandera både primära makrofager och fibroblaster från synovialvävnad i en inflammatorisk artritmusmodell. Dessa primära synovialceller kan vara användbara för in vitro-analys av inflammatorisk artrit.
Introduction
Reumatoid artrit (RA) är en autoimmun sjukdom som kännetecknas av hyperplasi av synovium, vilket leder till leddestruktion 1,2. Vävnadsbosatta makrofager och fibroblaster finns i friska synovium för att upprätthålla gemensam homeostas. Hos RA-patienter prolifererar synoviala fibroblaster (SF) och immunceller, inklusive monocyter, infiltrerar i synovium och ledvätska, processer associerade med inflammation 1,3,4. Synoviala makrofager (SM), som inkluderar bosatta makrofager och perifera blodmonocyt-härledda makrofager, och SF aktiveras avvikande och har viktiga roller i RA-patogenes. Nya studier har föreslagit att cell-cellinteraktioner mellan SM och SF bidrar till både exacerbation och remission av RA 5,6.
För att förstå RA-patogenes har flera gnagarmodeller av inflammatorisk artrit använts, inklusive K / BxN-serumöverföringsartrit, kollageninducerad artrit och kollagenantikroppsinducerad artrit. Cellbaserade analyser krävs i allmänhet för att klargöra molekylära funktioner vid artrit. Därför har primära celler från djurmodeller av artrit isolerats. Metoden att isolera SF från murin artritvävnad är väl etablerad, och dessa celler har bidragit till klarläggandet av molekylära mekanismer vid artritpatogenes 7,8. Å andra sidan har benmärgshärledda makrofager, blodmonocyt-härledda makrofager och makrofagcellinjer ofta använts som makrofagresurser för artritstudier 9,10. Eftersom makrofager kan förvärva funktioner associerade med deras mikromiljö kan allmänna källor till makrofager sakna svar som är specifika för artritvävnad. Dessutom är det svårt att få tillräckligt med synovialceller genom sortering, eftersom murin synovium är en mycket liten vävnad även i artritmodeller. Bristen på användning av synoviala makrofager för in vitro-studier har varit en begränsning i artritstudier. Upprättandet av ett protokoll för att isolera och expandera synoviala makrofager skulle vara en fördel för att belysa patologiska mekanismer vid RA.
I den tidigare metoden för att isolera SF kasserades SM7. Dessutom rapporterades en metod för att isolera och expandera bosatta makrofager från vissa organ11. Därför ändrades befintliga protokoll i kombination. Modifieringen syftar till att uppnå den primära kulturen för både SM och SF med hög renhet. Det övergripande målet med denna metod är att isolera och expandera både SM och SF från murin artritvävnad.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Försök med djur godkändes av djurförsökskommittén vid Ehime University och utfördes i enlighet med Ehime University Guidelines for Animal Experiments (37A1-1 * 16).
1. Beredning av instrument, reagenser och odlingsmedium
- Förbered odlingsmediet enligt följande: komplettera Dulbeccos modifierade örnmedium (DMEM) med 10% fetalt bovint serum (FBS) och 1% antibiotika-antimykotisk lösning (anti-anti).
- Bered uppslutningsmediet enligt följande: komplettera odlingsmediet med 1 mg/ml kollagenas typ IV. Justera kollagenaskoncentrationen strax före användning.
- Späd typ I-C kollagen till en koncentration av 0,15 mg/ml med 1 mM HCl lösning. Översvämningsodlingsskålar (diameter 40 eller 60 mm) med den utspädda kollagenlösningen. Efter 6-12 h vid rumstemperatur, ta bort kollagenlösningen från diskarna och torka vid rumstemperatur. De kollagenbelagda rätterna kan förvaras i rumstemperatur i minst 1 vecka. Tvätta de förbelagda diskarna med fosfatbuffrad saltlösning (PBS) eller medium före användning.
- Förbered sterila kirurgiska instrument, såsom sax, pincett med tandade spetsar och pincett med fin spets. Blötlägg i 70% etanol före användning.
2. Beredning av synovit vävnad hos möss ( Figur 1A)
- Förbered en mus med inflammatorisk artrit i bakpoten.
OBS: Kvinnliga C57BL / 6-möss (18-20 g), 7-8 veckor postnatal, med kollagenantikroppsinducerad artrit (CAIA) eller K / BxN serumöverföringsartrit (STA) användes för detta protokoll8. Att isolera SM från icke-svullen (dvs. frisk) vävnad kan vara svårt, eftersom antalet celler är otillräckligt. - Bedöva mössen genom en intraperitoneal injektion av 80 mg/kg ketamin och 16 mg/kg xylazin. Rengör mössen med 70% etanol.
- Skär upp bröstregionen med sax för att exponera hjärtat. Skär hjärtats högra öron med sax och stick sedan in en 23 G fjärilsnål i vänster kammare via hjärtats topp, följt av ett återflöde av 15-20 ml steril PBS med en spruta för att manuellt avlägsna perifert blod (cirka 1 ml / 2 s).
- Dekorticera bakpoten genom att klippa huden med sax och dra huden med pincett med tandade spetsar.
OBS: Efter detta steg rekommenderas användning av pincett för hantering av prover. Rör inte dekorativ vävnad med fingrarna för att undvika fastsättning av murint hår. - Flytta de metatarsophalangeala lederna genom att dra, följt av att klippa ledbanden i lederna med sax för att ta bort tårna.
- Klipp senorna i underbensmusklerna nära fotleden med sax. Ta tag i senan med pincett och skala musklerna proximalt i underbenet för att exponera skenbenet. Ta bort vadbenet.
- Förskjutning av knäleden genom att dra, följt av att klippa ledbanden i lederna med sax för att lossa skenbenet med den svullna bakpoten. Förvara proverna i iskallt odlingsmedium (0,3 ml/cm2) tills bearbetningen sker till steg 3.1.
3. Uppslutning av synovit vävnad ( Figur 1B)
- Aspirera odlingsmediet, undvik provet och tillsätt sedan färskt odlingsmedium (0,3 ml/cm2). Upprepa tvättprocessen tre eller fyra gånger.
OBS: Från detta steg ska hanteringen av prover utföras aseptiskt i en ren bänk eller säkerhetsskåp. - Flytta alla leder i proverna genom att dra med finspetspincett i odlingsmediet under ett stereomikroskop (vid 10x-20x förstoring). Finpunktpincett är praktiska i detta steg. Ta bort skenbenet och så många kärl, senor och ligament som möjligt. Var försiktig så att du inte bryter benen när du flyttar.
- Bered två 15 ml rör per prov. Överför de förskjutna benen med mjuka vävnader till det första 15 ml röret med pincett. Tillsätt 4 ml digestionsmedium per prov, erhållet från båda bakpoten, i röret.
- För att samla kvarvarande celler och vävnadsfragment, överför mediet i vilket provet fanns till det andra 15 ml röret. Centrifugera mediet vid 500 x g i 5 min vid rumstemperatur. Efter avlägsnande av supernatanten, suspendera pelleten igen med 1 ml matsmältningsmedium och överför cell- och vävnadsfragmentlösningen till det första 15 ml röret som innehåller nästan all vävnad (totalt 5 ml matsmältningsmedium/baktassar).
- Smält provet i 60–120 min vid 37 °C med skakning i en hybridiseringsugn.
OBS: Den optimala tiden för att smälta proverna bör bestämmas. Tiden är beroende av graden av svullnad i anklarna och kollagenaserna. I de flesta fall räcker det med 60-120 min. Efter 60 minuters inkubation, samla en del av det smälta provet genom pipettering och observera under ett mikroskop. Om matsmältningen är otillräcklig bör inkubationen fortsätta och matsmältningen kontrolleras var 30: e minut. - Pipettera lösningen väl. Filtrera celllösningen genom en cellsil (40 μm porstorlek) till ett 50 ml rör.
- Tillsätt 10 ml odlingsmedium till 50 ml röret genom cellsilen. Centrifugera vid 300 x g i 5 min vid rumstemperatur.
- Efter avlägsnande av supernatanten, suspendera igen med 10 ml odlingsmedium. Upprepa centrifugeringen. Efter avlägsnande av supernatanten, resuspendera med 2 ml odlingsmedium.
Figur 1: Förfarande för provtagning av murin artritvävnad och kollagenassmältning . (A) (i) Murin baktass med inflammatorisk artrit. ii) Avlägsnande av skinnet på baktassen. iii) Förskjutning av de metatarsophalangeala lederna och avlägsnande av tårna. (iv) Skärning av senorna i fotleden. (v) Avlägsnande av musklerna i underbenen. vi) Knäledens förskjutning. b) Vänster. utskurna ben i odlingsmedium. Höger; förskjuten tarsus och metatarsus i odlingsmedium. Klicka här för att se en större version av denna figur.
4. Isolering av synoviala fibroblaster ( Figur 2A)
- Frö alla cellsuspensioner erhållna från båda anklarna på den kollagenbelagda skålen.
OBS: Om du använder anklar med svag eller måttlig svullnad för att få cellerna, appliceras en 40 mm diameter skål. Den kollagenbelagda skålstorleken kan ändras till en skål med en diameter på 60 mm om båda anklarna har svår svullnad. - Tillsätt odlingsmedium (ca 222 μl/cm2). Inkubera i 1 timme vid 37 °C i fuktad atmosfär med 5 %CO2.
- Samla icke-vidhäftande celler med en pipett (använd i steg 5.1). Tvätta den kollagenbelagda skålen med odlingsmedium och samla mediet. Odla de vidhäftande cellerna i färskt medium (figur 2B, i). De flesta celler som snabbt fäster vid den kollagenbelagda skålen uppvisar en fibroblastoid (spindelformad) morfologi.
- Passage subkonfluenta celler genom behandling med 0,05% trypsin i Hanks balanserade saltlösning (HBSS). I denna metod är föroreningen av andra celler begränsad, även om den är i den initiala expansionen. Om mer renade fibroblastliknande celler krävs, utför upprepad passaging för att möjliggöra förbättring av renheten; emellertid observeras också expansionen av cellernas cytoplasma vid vidhäftning (figur 2B, ii). Eftersom överdrivna passager påverkar förlusten av naiva egenskaper i cellerna, använd celler med färre än 5 passager.
5. Isolering av synoviala makrofager ( Figur 2A)
- Frö alla icke-vidhäftande celler från steg 4.4 på skålar (diameter 40 eller 60 mm) som inte har belagts med kollagen.
OBS: Icke-vidhäftande celler inkluderar makrofager, andra lymfocyter och kvarvarande fibroblaster från synovit vävnad. - Odla bulkcellerna i 1 dag vid 37 °C i en fuktad atmosfär med 5% CO2.
- För att avlägsna icke-vidhäftande lymfocyter, aspirera det odlade mediet och tillsätt sedan färskt odlingsmedium. Upprepa denna process två eller tre gånger (figur 2B, iii).
- Odla de vidhäftande bulkcellerna i 1-2 veckor i odlingsmedium, med medieförändringar varannan dag samtidigt som sammanflödet bibehålls (figur 2B, iv).
OBS: Antalet SM ökar långsamt under samkulturförhållanden med SF. Samkulturperioden bör därför justeras efter behov. - Tvätta med PBS eller HBSS två gånger. Behandla med 0,05 % trypsin i HBSS (ca 55 μl/cm2) i 3 min vid 37 °C i en fuktad atmosfär med 5 %CO2. Fibroblaster lossnar lätt från odlingsskålen genom trypsinbehandling, och makrofager uppvisar resistens mot trypsinbehandling. Använd den här egenskapen för val av synovialmakrofager.
- Tillsätt odlingsmedium (ca 222 μl/cm2) försiktigt till 0,05 % trypsin i HBSS. Efter detta steg, häll inte mediet direkt på cellerna.
- För att ta bort fristående celler, aspirera det odlade mediet och tillsätt sedan färskt odlingsmedium försiktigt. Upprepa denna process två eller tre gånger. Håll de återstående cellerna på skålen i färskt odlingsmedium tills de används (figur 2B,v).
OBS: Efter trypsinbehandling uppvisar vidhäftande celler makrofagliknande morfologiska egenskaper.
Figur 2: Separation av makrofagerrika och fibroblastrika fraktioner från inflammatorisk artritvävnad. (A) Schema för proceduren för att separera makrofagrika och fibroblastrika celler från artritvävnad. b) Representativa faskontrastbilder av olika steg i förfarandet, i) till (v) i figur 2A. Skalstapeln representerar 100 μm. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Kvinnliga C57BL / 6-möss vid 7-8 veckors ålder genomgick kollagenantikroppsinducerad artrit. Makrofagliknande celler och fibroblastliknande celler isolerades oberoende från inflammatorisk artritvävnad enligt proceduren som beskrivs ovan (figur 2A, B). Makrofagliknande celler användes omedelbart efter steg 5.7. Fibroblastliknande celler odlades ursprungligen för att vara subkonfluenta efter steg 4.4 och passerade sedan till en ny odlingsrätt följt av användning. För att utvärdera om SM och SF framgångsrikt isolerades utfördes följande experiment.
För att bedöma renheten hos de isolerade cellerna analyserades mRNA-uttryck av olika cellmarkörer med RT-qPCR. Cd68, Emr1, Itgam och Csf1r användes som pan-makrofagmarkörer, och Cdh11, Col6a1, Csf1 och Vcam1 användes som SF-markörer. Rplp0 användes som referensgen 6,8. Alla markörgener normaliserades genom Rplp0-uttryck. Båda celltypmarkörerna analyserades i de makrofagliknande cellerna och fibroblastliknande celler erhölls från artritvävnad. SF-markörer uttrycktes i fibroblastliknande celler och pan-makrofagmarkörer uttrycktes i makrofagliknande celler, vilket tyder på att makrofagerrika och fibroblastrika fraktioner isolerades från synovitvävnad (figur 3A, B).
För att fastställa renheten hos makrofager analyserades ytproteinmarkörer för makrofager och andra celltyper med flödescytometri. F4/80 och CD11b användes för makrofagmarkörer, Ly6G för en neutrofilmarkör och CD3 för en T-cellmarkör6. Portstrategin användes som tidigare visats6. Mer än 90% av cellerna uttryckte CD45, CD11b och F4/80, medan uttrycket av Ly6G och CD3 var lägre än 1% (figur 4).
Figur 3: mRNA-uttryck av celltypspecifika markörer. (A) mRNA-uttryck av pan-makrofagmarkörer (Cd68, Emr1, Itgam, Csf1r) i synovialmakrofager (SM) och synovialfibroblaster (SF) med RT-qPCR (n = 4). (B) Uttrycksnivåer för SF-markörer (Cdh11, Col6a1, Csf1, Vcam1) i SM och SF (n = 4). Data presenteras som medelvärden ± SD. ** indikerar p < 0,01 med ett oparat t-test. Data erhölls från fyra oberoende experiment. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 4: Celltypsspecifikt cellyteproteinuttryck. Representativa histogram erhållna i flödescytometriska analyser av leukocytytmarkörer (CD45, CD11b, F4/80, Ly6g, CD3) i synoviala makrofager (SM). Klicka här för att se en större version av denna figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Denna metod som utvecklats här förbättrar tidigare tekniker för att isolera både SF från murin artrit och bosatta makrofager från ett antal organ 7,11. Den modifierade metoden kan isolera både makrofager och fibroblaster från inflammatoriskt synovium med hög renhet, och det är enkelt och reproducerbart. Eftersom metoden inte kräver komplexa instrument som en cellsorterare kan vem som helst genomföra den. Dessutom undviker den nuvarande tekniken problem i samband med andra metoder, såsom fluorescensaktiverad cellsortering (FACS) och magnetaktiverad cellsortering (MACS) som kan orsaka skador och stress i celler på grund av behandling med antikroppar och de fysiska effekterna i samband med sortering12,13. De resulterande cellerna kan användas för undersökning med relativt få onödiga yttre stimuli. Tidigare har in vitro-analys av vävnadsresidenta makrofager från synoviet varit svår, eftersom antalet isolerade celler är litet, även under artritiska förhållanden hos möss. Denna metod möjliggör expansion av SM under samodling med SF, liksom den tidigare metoden för makrofager från lever, mjälte, lunga och hjärna11. Dessutom tyder qPCR-resultatet på att endast en passage av SF tillåter en tillräckligt hög renhetsnivå (figur 3B), även om en tidigare metod för att isolera SF krävde minst tre passager7. Avsaknaden av en renhetskontroll av SF genom flödescytometriska analyser är en begränsning av denna studie. Metoden ger dock också en fördel genom att SF kan användas med färre passager.
Det kritiska steget för att isolera synovialceller med hög renhet är att undvika kontaminering av bakterier och/eller benmärgshärledda celler. Desinficerade möss ska hanteras med sterila verktyg. I synnerhet bör isolerade fotledsprover innehålla så lite hår som möjligt. Om det finns mycket hår i proverna bör ökad tvättning (steg 3.1) utföras. Även ben som erhålls från artrit är ofta spröda14; Dislokation av de metatarsophalangeala lederna kräver stor försiktighet för att undvika frakturer, och kontaminering av benmärgshärledda celler genom en fraktur skulle avbryta kvaliteten på synovialceller. Om benet är brutet ska det brutna benet avlägsnas omedelbart.
En nyligen genomförd encells-RNA-sekvensanalys avslöjade att flera subpopulationer av SM och SF finns i synovium 5,15. I denna metod kan bulkceller, inklusive heterogena subpopulationer, odlas. I allmänhet förloras cellernas heterogenitet under in vitro-förhållanden 16. En tidigare RNA-sekvensanalys indikerade faktiskt att celler erhållna med denna metod har fler egenskaper, inklusive vissa delpopulationer i form av ett genuttrycksmönster, än en särskild egenskap hos en delpopulation6. Detta tyder på att celler erhållna med denna metod kan ha vissa egenskaper hos mikromiljön i synovialvävnad. Därför räknar denna teknik med att vara användbar som ett nytt tillvägagångssätt för att studera cellpopulationer vid inflammatorisk artrit.
Eftersom utvecklingen av svullnad efter experimentell artritinduktion i allmänhet övervakas i anklar 8,10,15, tillhandahölls metoden för synovialcellisolering från endast fotledvävnader här. Cellerna erhållna med de metoder som utvecklats här kan användas med andra leder som knä och / eller andra artritmodeller. Renheten, cellantalet och proliferativ kapacitet kan dock vara olika. Denna metod kan också användas för isolering av makrofager från humant synovium; Verifiering krävs dock.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna förklarar att de inte har några konkurrerande intressen.
Acknowledgments
Författarna tackar personalen vid avdelningen för medicinskt forskningsstöd, Advanced Research Support Center (ADRES) och medlemmarna i avdelningen för integrativ patofysiologi, Proteo-Science Center (PROS), Ehime University, för deras tekniska hjälp och hjälpsamma stöd. Denna studie stöddes delvis av Japan Society for the Promotion of Science (JSPS) KAKENHI-bidrag JP17K17929, JP19K16015, JP21K05974 (till NS) och JP23689066, JP15H04961, JP15K15552, JP17K19728, JP19H03786 (till YI); bidrag från Osaka Medical Research Foundation for Intractable Diseases, The Nakatomi Foundation, The Japanese Society for Bone and Mineral Research (JSBMR) Rising Stars Grant, The Sumitomo Foundation, SENSHIN Medical Research Foundation, The Mochida Memorial Foundation (till NS); och ett Takeda Science Foundation Medical Research-bidrag, UCB Japan (UCBJ) projektbidrag och JSBMR Frontier Scientist-bidraget 2019 (till YI).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 5.0 g/L Trypsin/5.3 mmol/L EDTA solution | nacalai tesque | 35556-44 | Diluted with HBSS |
| Antibiotic–antimycotic (anti/anti) | Gibco | 15240-062 | |
| Butterfly needle | TERUMO | SV-23DLK | 23G |
| Cell strainer | Falcon | 352340 | 40 µm pore, Nylon |
| Cellmatrix Type I-C | Nitta gelatin | 637-00773 | Type I-C collagen |
| Centriguge tube 15 | TPP | 91014 | 15 mL tube |
| Centriguge tube 50 | TPP | 91050 | 50 mL tube |
| Collagenase from C. Histolyticum | Sigma | C5138 | Type IV collagenase |
| Dulbecco’s Modified Eagle Medium GlutaMax (DMEM) | Gibco | 10569-010 | |
| Fetal bovine serum (FBS) | SIGAM | 173012 | Heat inactivation was performed |
| Hanks' balanced salt solution (HBSS) | Wako | 085-09355 | |
| Scissors | Bio Research Center | PRI28-1525A | |
| Tissue culture dish 40 | TPP | 93040 | For cell culture |
| Tissue culture dish 60 | TPP | 92006 | For cell culture |
| Tweezers | KFI | 1-9749-31 | Fine-point |
| Tweezers | Bio Research Center | PRI28-1522 | Serrated tip |
| ZEISS Stemi 305 | ZEISS | STEMI305-EDU | Stereomicroscope |
References
- Smolen, J. S., Aletaha, D., McInnes, I. B.
- McInnes, I. B., Schett, G.
- Kurowska-Stolarska, M., Alivernini, S. Synovial tissue macrophages: friend or foe. RMD Open. 3 (2), (2017).
- Hannemann, N., Apparailly, F., Courties, G. Synovial macrophages: from ordinary eaters to extraordinary multitaskers. Trends in Immunology. 42 (5), 368-371 (2021).
- Alivernini, S., et al. Distinct synovial tissue macrophage subsets regulate inflammation and remission in rheumatoid arthritis. Nature Medicine. 26 (8), 1295-1306 (2020).
- Saeki, N., Imai, Y. Reprogramming of synovial macrophage metabolism by synovial fibroblasts under inflammatory conditions. Cell Communication and Signaling. 18 (1), 188 (2020).
- Armaka, M., Gkretsi, V., Kontoyiannis, D., Kollias, G. A standardized protocol for the isolation and culture of normal and arthritogenic murine synovial fibroblasts. Protocol Exchange. , (2009).
- Saeki, N., et al. Epigenetic regulator UHRF1 orchestrates proinflammatory gene expression in rheumatoid arthritis in a suppressive manner. The Journal of Clinical Investigation. 132 (11), (2022).
- Midwood, K., et al. Tenascin-C is an endogenous activator of Toll-like receptor 4 that is essential for maintaining inflammation in arthritic joint disease. Nature Medicine. 15 (7), 774-780 (2009).
- You, D. G., et al. Metabolically engineered stem cell-derived exosomes to regulate macrophage heterogeneity in rheumatoid arthritis. Science Advances. 7 (23), 0083 (2021).
- Ogawa, K., Tsurutani, M., Hashimoto, A., Soeda, M. Simple propagation method for resident macrophages by co-culture and subculture, and their isolation from various organs. BMC Immunology. 20 (1), 34 (2019).
- Andrä, I., et al. An evaluation of T-cell functionality after flow cytometry sorting revealed p38 MAPK activation. Cytometry Part A. 97 (2), 171-183 (2020).
- Ryan, K., Rose, R. E., Jones, D. R., Lopez, P. A. Sheath fluid impacts the depletion of cellular metabolites in cells afflicted by sorting induced cellular stress (SICS). Cytometry Part A. 99 (9), 921-929 (2021).
- Llorente, I., García-Castañeda, N., Valero, C., González-Álvaro, I., Castañeda, S. Osteoporosis in rheumatoid arthritis: dangerous liaisons. Frontiers in Medicine. 7, 601618 (2020).
- Croft, A. P., et al. Distinct fibroblast subsets drive inflammation and damage in arthritis. Nature. 570 (7760), 246-251 (2019).
- Wei, K., et al. Notch signalling drives synovial fibroblast identity and arthritis pathology. Nature. 582 (7811), 259-264 (2020).
