Systemische en lokale Drug Delivery voor de behandeling van ziekten van het centrale zenuwstelsel in knaagdiermodellen

Neuroscience
 

Summary

Grondige preklinische testen van geneesmiddelen die handelen in het centrale zenuwstelsel gaat vaak gepaard met het beoordelen en vergelijken van drugs biodistributie in associatie met specifieke routes van toediening. Hier zijn drie veel gebruikte methoden van systemische toediening (intraveneus, intraperitoneaal, en mondeling) en een methode voor lokale levering (convectie-enhanced levering) aangetoond in muizen.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Serwer, L., Hashizume, R., Ozawa, T., James, C. D. Systemic and Local Drug Delivery for Treating Diseases of the Central Nervous System in Rodent Models. J. Vis. Exp. (42), e1992, doi:10.3791/1992 (2010).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Grondige preklinische testen van het centrale zenuwstelsel (CZS) geneesmiddelen bevat een beschouwing van de wijze van toediening en agent biodistributie bij de beoordeling van de therapeutische werkzaamheid. Tussen de twee grote indelingen van de administratie, zijn de lokale versus systemische, systemische toediening benaderingen vaak de voorkeur te wijten aan het gemak van toediening. Kan echter systemische toediening resulteren in een suboptimale concentratie van het geneesmiddel wordt gerealiseerd in het CZS, en leiden tot verkeerde conclusies met betrekking tot middel werkzaamheid. Lokale drug delivery methoden zijn meer invasieve, maar kan noodzakelijk zijn om therapeutische CNS drug te bereiken. Hier tonen we de juiste techniek voor drie routes van systemische drug delivery: intraveneuze injectie, intraperitoneale injectie, en orale sondevoeding. Daarnaast tonen wij een methode voor lokale levering aan de hersenen: convectie-enhanced levering (CED). Het gebruik van fluorescent gelabelde stoffen is opgenomen voor in vivo beeldvorming en de controle van de juiste toediening van het geneesmiddel. De methoden worden gepresenteerd met knaagdiermodellen, maar kan gemakkelijk worden aangepast voor gebruik bij ratten.

Protocol

1. Systemische Bezorgingsmethoden

Hoewel de systemische toediening van drugs is niet de meest efficiënte aanpak voor het bereiken van hoge concentraties van het geneesmiddel in het CZS, systemische leveringen zijn handig en goed geaccepteerd door patiënten. Hier zullen we demonstreren juiste procedures voor drie routinematig gebruikt systemische toediening benaderingen: intraveneuze injectie, intraperitoneale injectie, en orale sondevoeding.

A. intraveneuze injectie (staartader Injection)

  1. Voor het begin van de procedure, moet het lichaamsgewicht van elke muis worden opgenomen. Zoals met alle preklinische studies, dient het lichaamsgewicht regelmatig gecontroleerd worden (twee keer per week of meer) tot potentieel geneesmiddel toxiciteit te beoordelen. Niet meer dan 1% van het lichaam van de muis het gewicht van het volume moet worden geïnjecteerd op een enkele keer. Bijvoorbeeld, mag niet meer dan 0,2 ml vloeistof worden geïnjecteerd in een 20g muis. Alle vloeistoffen intraveneus geïnjecteerd moet worden gesteriliseerd door een geschikte methode.
  2. De muis moet worden opgewarmd voor 5-10 minuten met behulp van een verwarmingselement of een warmtelamp aan de staart ader te verwijden. Bij gebruik van een warmtelamp, toezicht op de muis te allen tijde hyperthermie te voorkomen.
  3. De muis is overgebracht naar een houder, waarbij de muis bedwang terwijl de toegang tot de staart ader (zie video). In de muis staart zijn er vier zichtbare schepen: de schepen op de rug en zijkanten zijn aderen, en het schip aan de buikzijde is een slagader. Om toegang te krijgen de staartader, is de staart van de muis gehouden op de meest distale punt en 90 graden gedraaid, zodat de ader is naar boven gericht. De plaats van injectie is schoongemaakt met een alcoholdoekje en een 28g insuline spuit is geplaatst, schuine kant naar boven, in de ader (zie video). Als de naald goed geplaatst in de ader, moet zich vrij bewegen en zonder druk. Injecteer langzaam de drug met nog druk over 5-10 seconden. Als er een blaar verschijnt op de staart, stop het injecteren, omdat dit aangeeft dat de naald niet meer in de ader.
  4. Na injectie, druk zachtjes op de injectieplaats totdat het bloeden stopt. Dit duurt meestal 30-60 seconden. Monitor de muis voor 5-10 minuten na de injectie om te verzekeren dat er geen verdere bloeden.

B. intraperitoneale injectie

  1. Voor het begin van de injectie, moet het geneesmiddel worden geladen in een spuit aan een 28g naald. Zorg ervoor dat er ruimte is in de spuit voor het tekenen van de zuiger voor de injectie (bijv. als het injecteren van 200μL, zorg ervoor dat de spuit capaciteit 300μL of hoger).
  2. Haal de muis van de kooi door zijn staart en plaats deze op een gestructureerd oppervlak, zodat de muis iets te grip heeft. Een kooi deksel is meestal voldoende. Laat de muis om haar lichaam dan rekken en met behulp van uw niet-dominante hand, pakt u de huid op de rug van de muis, en zorg ervoor dat licht knijpen zo veel als mogelijk de huid tussen je duim en wijs-en middelvinger (zie video). Draai met de muis over, zodat de buik van de muis naar boven is gericht. Als de muis vrij kan bewegen zijn hoofd, laat de grip en probeer het opnieuw, om te voorkomen dat gebeten tijdens de injectie.
  3. Met uw dominante hand, pak de injectiespuit en breng de naald in een hoek van 30 graden in de linker kwadrant van de muis (zie video). Houd de muis een beetje omgekeerde zal ertoe bijdragen de organen uit de buurt van de injectieplaats. Om ervoor te zorgen dat de naald in de intraperitoneale ruimte, terug te trekken op de zuigerstang. Als er vocht of bloed in de spuit, dan is de naald niet in de intraperitoneale ruimte en moeten worden verwijderd. Als er geen vloeistof wordt opgezogen in de spuit, dan injecteer de spuit inhoud met een gelijkmatige druk op 1-5 seconden en laat de muisknop los.
  4. Monitor de muis voor 5-10 minuten na de injectie om ervoor te zorgen dat de muis weer een normale activiteit.

C. orale sondevoeding

  1. Voor het begin van de injectie, noteer het gewicht van de muis. Het maximale volume dat kan worden geleverd door orale sondevoeding is 10 ml per kilogram lichaamsgewicht. Zo zou het maximale volume voor een 20g muis 200μL. Poging om grotere volumes te injecteren kan leiden tot reflux, die zal leiden tot onvolledige drug delivery. Als het nodig is te beheren volumes die groter zijn dan hierboven is aangegeven, kan maar liefst drie doses worden toegediend gedurende 24 uur.
  2. Om te voorkomen dat aanprikken van de slokdarm, is het belangrijk om de lengte van de maagsonde naald maat voor elke muis. Bezit zijn van een 18g bal tip gebogen maagsonde naald in de laatste rib van de muis, en markeert u de lengte aan het uiteinde van de kop van de muis met behulp van een permanent marker (zie video). Tijdens de maagsonde, zal dit merk een stopplaats als je de naald in de mond van de muis.
  3. Weerhoudt de muis met dezelfde handgreep als bij een intraperitoneale injectie. Steek de naald maagsonde in de mond, over de tong, en ADVAnce de naald door de keelholte. Geen steek de naald voorbij de stoppen te markeren. De naald moet vlot verlopen, zonder enige druk (zie video). Als u problemen druk, te stoppen en zich terugtrekken van de naald om te voorkomen dat het injecteren van vloeistof in de longen.
  4. Met de naald op zijn plaats op de zuiger meer dan 1-5 seconden en verwijder de naald in dezelfde hoek, dat deze werd ingebracht. Monitor de muis voor 5-10 minuten, met veel aandacht voor tekenen van moeilijke ademhaling wat erop kan wijzen dat vocht heeft de longen ingevoerd.

2. Lokale levering

Acute Convectie-Enhanced Delivery

A. Probe Bouw

Een reflux-resistente CED canule voor knaagdieren is nog niet commercieel beschikbaar. Hier zullen we aantonen dat er een methode voor de canule constructie die was aangepast van een methode voor het eerst beschreven door Krauze et al. (Krauze 2005).

  • De canule bestaat uit drie delen (figuur 1): 100um diameter silica buis waardoor de infusaat stroomt, een stijve metalen naald voor structurele steun, en flexibele teflon slangen voor het laden van het infusaat.
  • Voor het verkrijgen van de starre metalen naald, met een aansteker aan het plastic op een Surflo IV katheter (24G stilet) smelten en met een pincet te verwijderen van de metalen naald. De rest van de katheter kan worden weggegooid. Snijd een lengte van silica buis (OD 0.163mm), iets langer dan de metalen naald, met behulp van een single-edge scheermes. De rol van de silica slang in een kleine druppel op basis van cyanoacrylaat snelwerkende lijm (bijv. Krazy Glue), zorg dat er geen lijm op de uiteinden van de buis te krijgen. Plaats de silica buizen in de metalen naald en laat drogen gedurende 5 minuten.
  • Eenmaal droog is, moet de silica slang stevig worden aangebracht om de naald. De uiteinden van de silica moeten worden ontdaan, zodat 2mm van silica buis steekt uit het puntige uiteinde van de naald en de 3 mm van silica buis uitsteekt vanaf het platte uiteinde (zie video).
  • Snijd een deel van Teflon buis 20 cm in lengte. Rol de metalen naald in een kleine druppel lijm, weer zorg niet te lijmen te krijgen op de uiteinden van de buis silica, omdat dit de canule verstoppen. Steek de naald in de Teflon slang tot een diepte van 1 cm. Laat drogen gedurende 1 minuut. Met behulp van een lijmpistool, breng dan een druppel hete lijm op de verbinding tussen de metalen naald en de Teflon slang (zie video). Zorg ervoor dat de gehele gewricht bedekt aan alle kanten en laten drogen voor minstens 1 uur. Canules kunnen worden gemaakt tot een week van tevoren en bij kamertemperatuur bewaard.

B. Procedure Infusion

  • Ter voorbereiding op de chirurgische gebied, moeten alle oppervlakken worden besproeid met een ontsmettingsmiddel, zoals een 2% chloorhexidine-oplossing. Steriele chirurgische handschoenen worden gedragen tijdens de procedure. De oppervlakken worden vervolgens bedekt met absorberend gordijnen. De volgende benodigdheden moeten worden geplaatst in de chirurgische gebied:
    • Verwarming pad om de muis lichaamstemperatuur te handhaven
    • Twee kleine Petrischalen, een met 3% waterstofperoxide, en een met 2% chloorhexidine
    • Steriel gaas en wattenstaafjes
    • Steriele disposable scalpels (nummer 21)
    • Steriele naalden 22g
    • Muis stereotaxische kader
    • Gecontroleerde snelheid injectiepomp
    • Geautoclaveerd muishuid nietmachine, nietjes en ontnieter
  • Aan set-up van de CED canule, voeg een 1 ml spuit aan de Teflon slang met behulp van een set van plastic spuit adapters. De canule dient te worden aangebracht op de stereotaxisch frame zodat het loodrecht op de chirurgische oppervlak (zie video). Om te ontsmetten de canule, vul de 1 ml spuit met 70% ethanol en druk de zuiger naar de ethanol lopen door de canule. Herhaal dit proces met behulp van steriele zoutoplossing, en controleer op lekkage rond de canule gewrichten. Het ontsmetten van de buitenkant van de canule voorzichtig schoon met een 70% ethanol te vegen.
  • Vul de canule met een steriele zoutoplossing en dan weer zo op te trekken spuit dat een kleine luchtbel wordt getrokken in de canule. Deze luchtbel zal scheiden van de infusaat van de zoutoplossing in de canule. Dan, frictie uw infusaat (zie video). Sluit de spuit om de spuit pomp en prime de pomp door kort het uitvoeren van de canule.
  • Verdoven van de muis met behulp van een verdoving ingespoten en bereiden de huid door zwabberen meerdere malen (5-10 seconden) met een stukje steriel gaasje gedoopt in de 2%-chloorhexidine-oplossing. Oogheelkundige zalf moet worden toegepast op de muis om voldoende vocht vast te houden tijdens de procedure. Met behulp van een steriel scalpel, een sagittale incisie langs het midden van de schedel, ongeveer 1,5 cm lang (zie video). De schedel oppervlak wordt vervolgens gereinigd met behulp van een wattenstaafje gedrenkt in een 3% waterstofperoxide-oplossing. Neem de zorg om te voorkomen waterstofperoxide in de ogen van de muis. De hechtdraad lijnen van de schedel moet duidelijk zijn op dit moment: als ze niet zichtbaar zijn, voorzichtig de schedel wattenstaafje met een fresh wattenstaafje gedrenkt in 3% waterstofperoxide-oplossing.
  • Identificeer de bregma (figuur 2) en meet vervolgens 2 mm naar rechts en 1 mm posterior van deze structuur om de plaats van infusie te vinden. Met behulp van de steriele naald 22g, voorzichtig een gat in de schedel op dit punt door te draaien van de naald tegen de schedel (zie video). Vermijden waardoor de naald naar beneden tegen de schedel.
  • Op dit punt, moet de muis worden geplaatst in de stereotaxische frame en beginnen met het ontvangen van geïnhaleerd anesthesie (zie video). Dien de verdoving op een laag niveau (1%), en zorgvuldig met de muis monitor voor veranderingen in de ademhaling, het aanpassen van de verdoving dienovereenkomstig.
  • Plaats de canule op de schedel gat en vervolgens een lagere 3mm onder de schedel oppervlak. Begin het infuus, met de volgende tarieven en looptijden:
    0,1 pl / min gedurende 5 minuten Totaal Deel 10 ul
    0,2 pl / min gedurende 5 minuten
    0,5 pl / min gedurende 5 minuten
    0,8 pl / min voor 7,5 minuut
    OFF voor 1 minuut
  • Aan het einde van het infuus, langzaam verwijdert u de canule en wattenstaafje de schedel met 3% waterstofperoxide. Breng een steriel bot was om het gat (zie video). Met behulp van een tang, bij elkaar trekken van de huid over de schedel en nieten te sluiten. Buprenorfine worden toegediend voor post-operatieve pijn.
  • Monitor de muis post-operatief tot het terug bij bewustzijn en mobiliteit. Vanwege de duur van de procedure, kan het tot een uur voor de muis naar volledige activiteit te herwinnen. Gedurende deze tijd plaats de muis kooi op een verwarmingselement om onderkoeling te voorkomen, en niet het huis van de herstellende muis met andere actieve muizen.
  • Huid nietjes moeten worden verwijderd een week na de operatie.

C. In vivo beeldvorming

Fluorescent-gelabelde infusaat kan worden afgebeeld na CED administratie, en kan worden gecontroleerd op veranderingen in het signaal intensiteit als signaal locatie. Doorgaans is het het beste om 2-3 uur na het infuus te wachten om de afbeelding, zodat de muis om te herstellen van de infusie.

  • Voor anesthesie tijdens de beeldvorming, gebruik maken van een laag niveau van een geïnhaleerd verdoving. Plaats de muis, dorsale kant naar boven, in een imaging station (bijv. IVIS Lumina, Caliper Life Sciences, Alameda, CA). Met behulp van een geschikt filter instelling voor de fluor die wordt afgebeeld, krijgen een beeld. Voor de CED, moet een succesvolle infuus blijkt dat de meeste van het materiaal in de hersenen in de buurt van de plaats van infusie (figuur 3).

3. Representatieve resultaten

Een gebrek aan negatieve reactie op de toediening van de therapie is een belangrijke indicator voor een succesvolle injectie. Bijvoorbeeld na staartader injectie is er geen verandering in uiterlijk (bijvoorbeeld grootte, kleur) van de staart te zijn. Een bel of blister na staartader injectie zou geven subcutaan, in plaats van intraveneus, levering van de therapie. Voor intraperitoneale injecties, kan een bult op de huid of verkleuring van de buik geven subcutane injectie of schade aan de interne structuren. In orale sondevoeding, een muis met ademhalingsmoeilijkheden of hoesten kan erop wijzen dat de vloeistof werd ingespoten in de longen, in plaats van in de maag.

Voor de CED, neurologische functie is van belang voor de beoordeling van een succesvolle beheer van de therapie. Een muis die is exposerende aanvallen of hemiparese hebben ontvangen een onjuiste infusie. Als een fluorescerende infusaat wordt gebruikt, kan in vivo beeldvorming worden toegepast voor de beoordeling van succesvolle administratie (figuur 3). Als de infusaat is niet gelokaliseerd op de plaats van injectie, het infuus was niet succesvol.

Figuur 1
Figuur 1: CED canule en Chirurgische Set-up. De basiselementen van de convectie-enhanced levering chirurgische set-up worden getoond. Een microinfusion pomp (A) is verbonden aan het infuus canule (B, vergroot weergegeven bovenaan). Een stereotaxisch frame (C) wordt gebruikt om de sonde positie. Dit plaatje bevat geen verwarmings-en anesthesie-apparatuur ook gebruikt tijdens de procedure.

Figuur 2
Figuur 2: Muis Skull Suture Lines. De CED infuus site (rode ster) kan worden gelokaliseerd door het identificeren van de kruising van de sagittale en coronale hechtingen (de bregma) en dan het meten van 2mm laterale en 1 mm posterior van de bregma.

Figuur 3
Figuur 3: representatieve resultaten van succesvolle CED. Liposomes voorzien van een ver-rood fluorescerende kleurstof werden toegediend in de hersenen van muizen door de CED en belicht zowel in vivo en ex vivo. Een succesvolle infusie toont een fluorescent signaal gelokaliseerd op de site van infusie zowel in vivo (A) en ex vivo (B). Het signaal moet worden gelokaliseerd in het toegediende halfrond, zonder lekkage in de contralaterale hemisfeer.

Figuur 4
Figuur 4: representatief beeld van succesvolle CED in het Rat hersenstam. Fluorescent-gelabelde liposomen werden toegediend in de rat hersenstam. Bij ratten kan oplopen tot 20μL worden geïnfundeerd. De toegenomen dikte van de rat schedel en de diepte van de injectie uitgesloten in vivo beeldvorming, maar correcte infusie locatie kon worden geverifieerd door ex vivo beeldvorming van de hersenen ontleed.

Discussion

Preklinische evaluatie van de werkzaamheid van een therapeutisch middel moet rekening worden gehouden met farmacologische eigenschappen van het middel en het doel weefsel van belang. Terwijl systemische methoden van toediening zijn over het algemeen meer gemakkelijke en beter verdragen door de patiënten, de selectiviteit van de bloed-hersen barrière vereist vaak lokale levering van de therapie voor de behandeling van CZS ziekte. Hier hebben we aangetoond een methode van directe levering aan de hersenen: CED. Andere vormen van lokale levering aan de hersenen omvatten directe toediening aan de cerebrospinale vloeistof, intratumorale bolus injectie, en ventriculaire injectie. Voor deze methoden, diffundeerbaarheid van therapeutische is van cruciaal belang, met een slechte diffusie het beperken van de regio van de dekking tot een paar millimeter uit de injectieplaats (Jain 1989, Bobo 1994). In tegenstelling, CED maakt gebruik van positieve druk om het gebied van de distributie van medicijnen (Bobo 1994) te verhogen, maar tegelijkertijd wel therapeutische richten op specifieke neuroanatomische structuren. In ons laboratorium hebben we met succes uitgevoerd CED in de hersenstam en in de caudate putamen bij knaagdieren (figuur 4).

De mogelijkheid om te voeren CED in knaagdiermodellen is steeds belangrijker geworden in samenwerking met de toenemende belangstelling voor het maximaliseren van de therapeutische werkzaamheid bij de behandeling van verschillende soorten van CZS ziekte. CED kan worden gebruikt om een ​​verscheidenheid aan middelen, waaronder gezuiverde eiwitten, kleine moleculen en virussen (Gill 2003, Degen 2003, Szerlip 2007) te leveren. Het bereik van de ziekten die behandeld kunnen worden met de CED ook kanker van het centrale zenuwstelsel (Yamashita 2007) en neurodegeneratieve ziekten zoals de ziekte van Parkinson (Gill 2003). Als CED onderzoek verder uit te breiden, de noodzaak om in-vivo beeldvorming van CED toegediende therapie is eveneens toe. Terwijl de fluorescerende beeldvorming aangetoond zou hier waarschijnlijk niet zichtbaar zijn door de menselijke schedel, zijn andere methoden gebruik co-infusie van MRI contraststoffen (Dickinson 2008) het aantrekken van belang voor het beoordelen van de toepasbaarheid voor monitoring infusates bij patiënten met CZS ziekte.

Disclosures

Alle procedures aangetoond hier werden goedgekeurd door de UCSF Institutional Animal Care en gebruik Comite.

Acknowledgments

NS65819 (CDJ, TO), NS049720 (CDJ), CA097257 (CDJ, TO), CIRM DR1-01426
We willen graag Raquel Santos bedanken voor technische bijstand.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
2% Chlorhexidine Fisher Scientific NC9756995 AKA Nolvasan”
20g Needle BD Biosciences 305175
28g Needle (with syringe) Fisher Scientific 22-004-270 AKA Insulin Syringe
3% Hydrogen Peroxide Fisher Scientific H312P-4 Store away from light
Cotton Swabs Fisher Scientific 23-400-100 Autoclave before use
Cyanoacrylate-based Adhesive Fisher Scientific NC9592632 AKA Krazy Glue”
Disposable Scalpels Feather Safety Razor Co, Ltd. 2975 No. 21
Gauze Fisher Scientific 22028563 Autoclave before use
Heating Pad Dunlap HP950
I.V. Catheter Fisher Scientific 14-841-20
Infusion Pump BASi MD-1000, MD-1001
Living Image Software Caliper Life Sciences Contact for Quote
Ophthalmic Ointment Cardinal Health 1272830 AKA Akwa Tears”
Plastic Syringe Adaptors Upchurch Scientific P-604, P-200NX, P-215X, P-630 Fits on Luer Lock Syringes
Silica Tubing Polymicro Technologies 2000020
Skin Stapler, Staples, Remover Stoelting Co. 59020
Stereotaxic Frame Stoelting Co. 51725
Teflon Tubing Upchurch Scientific 1520
Xenogen Lumina Caliper Life Sciences Contact for Quote

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Bobo, R. H., Laske, D. W., Akbasak, A., Morrison, P. F., Dedrick, R. L., Oldfield, E. H. Convection-enhanced delivery of macromolecules in the brain. Proc. Natl. Acad. Sci. 91, 2076-2080 (1994).
  2. Degen, J. W., Walbridge, S., Vortmeyer, A. O., Oldfield, E. H., Lonser, R. R. Safety and efficacy of convection-enhanced delivery of gemcitabine or carboplatin in a malignant glioma model in rats. J Neurosurg. 99, 893-898 (2003).
  3. Dickinson, P. J., LeCouteur, R. A., Higgins, R. J., Bringas, J. R., Roberts, B., Larson, R. F., Yamashita, Y., Krauze, M. T., Noble, C. O., Drummond, D. C., Kirpotin, D. B., Park, J. W., Berger, M. S., Bankiewicz, K. S. Canine model of convection-enhanced delivery of liposomes containing CPT-11 monitored with real-time magnentic resonance imaging: laboratory investigation. J Neurosurg. 108, 989-998 (2008).
  4. Gill, S. S., Patel, N. K., Hotton, G. R., O'Sullivan, K., McCarter, R., Bunnage, M., Brooks, D. J., Svendsen, C. N., Heywood, P. Direct brain infusion of glial cell line-derived neurotrophic factor in Parkinson disease. Nature Medicine. 9, 589-595 (2003).
  5. Jain, R. K. Delivery of novel therapeutic agents in tumors: physiological barriers and strategies. J Natl Cancer Inst. 81, 570-576 (1989).
  6. Krauze, M. T., Saito, R., Noble, C. O., Tamas, M., Bringas, J., Park, J. W., Berger, M. S., Bankiewicz, K. Reflux-free cannula for convection-enhanced high-speed delivery of therapeutic agents. J Neurosurg. 103, 923-929 (2005).
  7. Krauze, M. T., Vandenberg, S. R., Yamashita, Y., Saito, R., Forsayeth, J., Noble, C. O., Park, J. W., Bankiewicz, K. Safety of real-time convection-enhanced delivery of liposomes to primate brain: a long-term retrospective. Exp Neurol. 210, 638-644 (2008).
  8. Murad, G. J., Walbridge, S., Morrison, P. F., Garmestani, K., Degen, J. W., Brechbiel, M. W., Oldfield, E. H., Lonser, R. R. Real-time, image-guided, convection-enhanced delivery of interleukin 13 bound to pseudomonas exotoxin. Clin Cancer Res. 12, 3145-3151 Forthcoming.
  9. Ozawa, T., James, C. D. Human Brain Tumor Cell and Tumor Tissue Transplantation Models. CNS Cancer: Models, Markers, Prognostic Factors, Targets, and Therapeutic Approaches. Van Meir, E. Humana Press-Springer. New York, NY. 147-162 (2009).
  10. Szerlip, N. J., Walbridge, S., Yang, L., Morrison, P. F., Degen, J. W., Jarrell, S. T., Kouri, J., Kerr, P. B., Kotin, R., Oldfield, E. H., Lonser, R. R. Real-time imaging of convection-enhanced delivery of viruses and virus-sized particles. J Neurosurg. 107, 560-567 (2007).
  11. UCSF Animal Care & Use Program - Standard Procedures & Guidelines [Internet]. University of California, San Francisco. San Francisco, California. Available from: http://www.iacuc.ucsf.edu/Policies/awStandardProcedures.asp Forthcoming.
  12. Yamashita, Y., Krauze, M. T., Kawaguchi, T., Noble, C. O., Drummond, D. C., Park, J. W., Bankiewicz, K. S. Convection-enhanced delivery of a topoisomerase I inhibitor (nanoliposomal topotecan) and a topoisomerase II inhibitor (pegylated liposomal doxorubicin) in intracranial brain tumor xenografts. Neuro Oncol. 9, 20-28 (2007).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics