Aplicación de curado con luz Resina Adhesivo Dental para los electrodos de montaje o sondas de microdiálisis en experimentos crónica

Biology

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Summary

En este informe, proponemos una nueva aplicación de la luz de curado de resinas dentales base de montaje de los electrodos o sondas de microdiálisis en experimentos crónicos. Este material permite contacto directo con el cráneo.

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Okumura, T., Okanoya, K., Tani, J. Application of Light-cured Dental Adhesive Resin for Mounting Electrodes or Microdialysis Probes in Chronic Experiments. J. Vis. Exp. (6), e249, doi:10.3791/249 (2007).

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Abstract

En los experimentos de grabación crónica, auto-curado de resinas de acrílico dental se han utilizado como una base de montaje de los electrodos o sondas de microdiálisis. Dado que estos acrílicos no se unen a los huesos, tornillos han sido utilizados como anclajes. Sin embargo, en los pequeños animales de experimentación, como los pinzones o el ratón, sus cráneos son muy frágiles y no se puede sostener con éxito los anclajes. En este informe, proponemos una nueva aplicación de la luz de curado de resinas dentales base de montaje de los electrodos o sondas de microdiálisis en experimentos crónicos. Este material permite contacto directo con el cráneo. Por lo tanto, los tornillos de anclaje no son necesarias y campo quirúrgico se reduce considerablemente. Las experiencias pasadas muestran que el efecto de la vinculación mantiene más de 2 meses. Ventana de resina convencional de tiempo en que los materiales son flexibles y viables, a pocos minutos. Sin embargo, la ventana de tiempo de trabajo de estos adhesivos dentales es mucho más amplio y ajustable.

Protocol

Paso 1. Preparación de la implantación de la sonda

  1. Anestesia (no se muestra en el video)

    Anestesiar a cada ave con una inyección intraperitoneal de ketamina (12,5 mg / kg de peso corporal) y xilazina (25 mg / kg) de la mezcla para producir un nivel constante de anestesia quirúrgica.

  2. Fijar la cabeza a un marco estereotáxico

    El uso de xilocaína (TM) jalea para reducir los dolores locales de bares de presión del oído ". La cabeza de pájaro se fija en un aparato estereotáxico que consiste en bares y oído el titular de pico que tiene la cabeza en un ángulo de 45 °. Durante la cirugía estereotáxica para la implantación, calentar el cuerpo del ave por plataforma quirúrgica con control térmico (temperatura = 34 ~ 36 ° C).

  3. Desinfectar el área quirúrgica

    Desinfectar el campo quirúrgico con Isodine (TM) antes de la cirugía.

Paso 2. Posicionamiento estereotáxico

  1. Referencia punto de alineación

    Alinear la sonda ficticia (vidrio micropipeta) a la Lambda (Y punto) y la marca Y-punto con la pipeta llena de tinte. Restantes Dextran-TMR del estudio de seguimiento última se utilizó en el video.

  2. Incisión de la piel

    Quite la piel y exponer la superficie del cráneo. Luego, limpie la superficie del cráneo con hisopos de algodón.

  3. Colocación de la cánula dummy (en sentido horizontal)

    Mover la cánula maniquí al sitio de destino (AP eje y la coordinación lateral)

  4. Craneotomía pequeña y la incisión de la duramadre.

    Use unas pinzas finas para craneotomía y una fina aguja de inyección (30 G) para las incisiones de la duramadre. Luego, limpie la superficie del cráneo.

  5. Posicionamiento final (implantación) de la cánula maniquí

    Localizar la punta de la cánula guía en el 0,30 mm por encima de la sonda de microdiálisis intencionados región de destino. Por último, limpiar la superficie del cráneo, de nuevo, porque una superficie limpia y seca se requiere para la unión dura.

Paso 3. El tratamiento previo de la superficie craneal

(El procedimiento similar para la "restauración de obturación directa" del producto dental se emplea).

  1. Primer tratamiento
    1. Mix PRIMAR A con B líquido en un plato.
    2. Aplique la mezcla en la superficie del cráneo con un pequeño cepillo.
    3. Dejar durante 30 segundos.
    4. Seca con corriente de aire templado. (No se lave.)

  2. Aplicación de agente de unión
    1. Aplicar el adhesivo sobre la superficie del cráneo con un pequeño cepillo.
    2. Aplicar una corriente suave de aire. (No se lave.)
    3. Fotocurado durante 20 segundos.

Paso 4. Montaje de resina compuesta

  1. Montaje de resina con condensador plano

    Si un condensador normal no está disponible, una espátula de micro-se puede utilizar en su lugar.

  2. Fotopolimerización
  3. Incremental de montaje

    Incremental de montaje se recomienda para asegurar la reacción completa de la resina.

    Para el montaje incremental, aplique adhesivo antes de cada montaje.

  4. Molde de la resina compuesta y la luz de curado de endurecimiento final.
  5. Final de la cirugía

Limpie el área quirúrgica, se aplican los antibióticos (pomada de gentamicina), y retire el animal de la llama estereotáxica. Entonces, mantener al animal en una cámara de termo-control (temperatura = 33-35 ° C) para la recuperación postanestésica.

Como se muestra en el video, no se observó un comportamiento anormal en cualquiera de los animales al día siguiente después de la cirugía.

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Discussion

En comparación con la aplicación de resinas acrílicas convencionales auto curación, la técnica introducida tiene varias ventajas importantes:

1. Contacto directo:
Acrílico autocurado se inserta en el hueso por un tiempo pero no se adhiere a los huesos. Por lo tanto, los tornillos de anclaje están obligados a fijar una base de montaje (ver Figura 2a). Por el contrario, la resina de fotopolimerización pueden unirse al hueso directamente, de forma que los tornillos no son necesarios (Figura 2B). Por lo tanto, el tamaño de la base de montaje se puede reducir considerablemente. Además, las resinas de fotocurado también se adhiere a algunos metales, si se ha utilizado "para metales" con él. Esta característica de la unión de materiales variable nos permite una amplia gama de aplicaciones.

La figura 2 muestra una implantación utilizando acrílicos convencionales autocurado (2A) y una implantación utilizando la luz curado de resinas adhesivas (2B). En 2A, el tornillo de anclaje se utiliza para fijar la base de montaje. En 2B, el tamaño de la base de montaje se puede reducir considerablemente debido al hecho de que la resina de fotopolimerización se adhieren al cráneo y los tornillos no son necesarios.
Figura 2

2. Fácil de manejar:
Ventana de resina convencionales de procesamiento de tiempo es relativamente corto, en pocos minutos. Tiene una gran fluidez y no es fácil de manejar al principio. Sin embargo, una vez que comenzó la reacción química, la reacción es acelerada por el calor exotérmico y resinas se vuelven más difíciles en poco tiempo. Las ventanas de tiempo de procesamiento de la resina de fotocurado son significativamente más amplio y ajustable. Básicamente, las resinas de mantener la elasticidad constante desde el inicio hasta el momento en que se cura la luz.

3. La reacción no genera calor:
Curar la reacción de auto-curado de la resina es exotérmica. Cuando la base de montaje es grueso, el calor se acumula y puede dañar el tejido. Reacción de la resina de curado por luz no genera calor y el material es biocompatible.

4. Hecho a mano la luz LED:
El costo de los bienes y equipos especiales, como unidad de la luz puede ser un problema. En la figura 3, se introduce una mano hecha la unidad de luz LED, que no cuesta mucho. Esta hecha a mano lámpara de polimerización de luz pueden ser utilizados como sustitutos de la unidad comercial caro.

La figura 3A muestra un diagrama del circuito de la unidad de la luz. Figura 3B muestra tres LEDs pegados paralelos entre sí, y se inserta en el soporte de un marcador de pizarra.


Figura 3 - Diagrama de circuitos (en A) y fotografía (en B) de una unidad de la luz hecha a mano

Esta técnica es aplicable a los implantes de electrodos crónicos o sonda de microdiálisis en otros animales de experimentación, como el pescado, el conejo, el gato y el mono.

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Disclosures

Los experimentos se llevaron a cabo de acuerdo con las directrices para la experimentación con animales del cerebro instituto de ciencias, RIKEN (RIKEN-BSI) y de los animales del instituto del comité de ética aprobado.

Acknowledgements

Agradecemos a nuestros colegas en RIKEN-BSI por su amable apoyo y consejos durante este fructífero trabajo. Me gustaría expresar mi sincero agradecimiento al profesor Shigemi Mori, profesor G frontera Juh Qué, los Dres. Kiyoji Matsuyama, Katalin AK Kesi y rp d Dobolyi que me aconsejó que método de estudio de microdiálisis en el curso de postgrado en la Universidad de Postgrado para Estudios Avanzados, Japón. Finalmente, agradecemos al Sr. Chris Sarnecky y el Dr. Akitsugu Takasu por su apoyo en la grabación de vídeo.

Materials

Name Type Company Catalog Number Comments
Bengalese finches Animal Two adult male , Body weight: 14.2 g and 14.8 g
Microdialysis probe Tool EICOM total weight of probe, guide cannula, cap nut and dental adhesive resin: 0.65 to 0.78 g.
Light-cured dental adhesive resin system Kuraray Medical Inc +Light cured composite resin (CLEARFIL AP-X). +Dual-cure dental adhesive system with the self-etching primer and bonding agent (CLEARFIL Liner Bond IIΣ).
Surgical instruments Stereotaxic frame, surgical microscope, thermal controlled surgical pad and thermal controlled recovery chamber. Plain plugger for handling composite resin. Microspatula or sharp curette to ablate periosteum and muscles.Injection syringe and needle (30G) for inducing anesthesia.Small scissors. Fine forceps for making small craniotomy.
Light-unit Rolence Enterprise Inc Ultra-Lite 500E
Microscope Konan Medical KOM300 with C-mount adaptor
3- CCD camera Tool Hitachi HV-D30

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References

  1. Adell, A., Artigas, F. In vivo Brain microdialysis: Principles and applications. In Vivo Neuromethods: Neuromethods. Boulton, A., Baker, G., Bateson, A. 32, Humana Press Inc. Totowa. 325-357 (1998).
  2. Kendrick, K. Microdialysis in large unrestrained animals: neuroendocrine and behavioral studies of acetylcholine, amino acid, monoamine and neuropeptide release in the sheep. Microdialysis in the Neuroscience. Robinson, T., Justice, J., Bateson, A. 7, Elsevier. Amsterdam. 327-348 (1991).
  3. Oakley, B., Schafer, R. Experimental Neurobiology: A laboratory Manual. University of Michigan Press. Ann Arbor. (1978).
  4. Okumura, T., Yamashita, Y., Okanoya, K., Tani, J. Function of the sensori-motor nucleus NIf in generation of complex syntactical song in the Bengalese Finch I. A Biological study. Soc. Neurosci Abst. 33, (2007).
  5. Boulton, A., Baker, G. The relation of brain electrical activity to behavior. In Vivo Neuromethods: Neuromethods. Robinson, T., Bateson, A. 32, Humana Press Inc. Totowa. 325-357 (1998).
  6. Yamashita, Y., Okumura, T., Okanoya, K., Tani, J. Function of the sensori-motor nucleus NIf in generation of complex syntactical song in the Bengalese finch. Proceeding of the 2nd International Symposium on Mobiligence, 101-104 (2007).

Comments

1 Comment

  1. Very useful and detailed!

    Reply
    Posted by: Anonymous
    October 13, 2009 - 3:13 PM

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