Application de résine photopolymérisable adhésif dentaire pour les électrodes de montage ou des sondes de microdialyse dans les expériences chroniques

Biology

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Summary

Dans ce rapport, nous proposons une nouvelle application de résines photopolymérisables dentaire pour la base de montage des électrodes ou des sondes de microdialyse dans des expériences chroniques. Ce matériel permet un collage direct sur le crâne.

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Okumura, T., Okanoya, K., Tani, J. Application of Light-cured Dental Adhesive Resin for Mounting Electrodes or Microdialysis Probes in Chronic Experiments. J. Vis. Exp. (6), e249, doi:10.3791/249 (2007).

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Abstract

Dans les expériences de l'enregistrement chronique, auto-guérison dentaires résines acryliques ont été utilisés comme une base de montage d'électrodes ou de microdialyse-sondes. Puisque ces acryliques ne liaison à l'os, les vis ont été utilisés comme points d'ancrage. Cependant, dans de petits animaux de laboratoire, comme des pinsons ou de la souris, leurs crânes sont très fragiles et ne parvient pas à maintenir les ancres. Dans ce rapport, nous proposons une nouvelle application de résines photopolymérisables dentaire pour la base de montage des électrodes ou des sondes de microdialyse dans des expériences chroniques. Ce matériel permet un collage direct sur le crâne. Par conséquent, les vis d'ancrage ne sont pas nécessaires et le champ chirurgical peut être considérablement réduit. Les expériences passées montrent que l'effet de collage maintient plus de 2 mois. Fenêtre de résine classique de temps où les matériaux sont souples et réalisable est de quelques minutes. Toutefois, la fenêtre du temps de travail pour ces adhésifs dentaires est nettement plus large et réglable.

Protocol

Etape 1. Préparation de l'implantation de sonde

  1. Anesthésie (non montré dans la vidéo)

    Anesthetize chaque oiseau avec une injection intraperitoneale d'une kétamine (12,5 mg / kg) et de xylazine (25 mg / kg) de mélange pour produire un niveau stable de l'anesthésie chirurgicale.

  2. Correction d'un tête à un cadre stéréotaxique

    Utilisez Xylocaine (TM) de gelée pour réduire les douleurs locales des bars de pression oreille ». Le chef de l'oiseau est fixée dans un appareil stéréotaxique composée de barres d'oreilles et un porte-bec qui tient la tête à un angle de 45 °. Pendant la chirurgie stéréotaxique pour l'implantation, réchauffer le corps de l'oiseau par le pad chirurgicale avec contrôle thermique (température = 34 ~ 36 ° C).

  3. Désinfecter zone chirurgicale

    Désinfecter le domaine chirurgical avec isodine (TM) avant la chirurgie.

Etape 2. Positionnement stéréotaxique

  1. L'alignement du point de référence

    Aligner la sonde fictive (verre micropipette) de la Lambda (Y-point) et la marque Y-point avec la pipette remplies de teinture. Restant Dextran-TMR de l'étude de suivi dernières a été utilisé dans la vidéo.

  2. Incision de la peau

    Enlever la peau et exposer la surface du crâne. Ensuite, nettoyer la surface du crâne avec des cotons-tiges.

  3. Positionnement de la canule factice (dans le sens horizontal)

    Déplacer la canule factice pour le site cible (AP axe et la coordination latérale)

  4. Craniotomie petites et incision de la dure-mère.

    Utilisez une pince fine pour une craniotomie et une aiguille d'injection fines (30 G) pour les incisions de la dure-mère. Ensuite, nettoyer la surface du crâne.

  5. Positionnement final (implantation) de la canule factices

    Localisez la pointe de la canule guide à 0,30 mm au-dessus de la sonde de microdialyse destiné région cible. Enfin, nettoyer la surface du crâne à nouveau, car une surface propre et sec est nécessaire pour le collage difficile.

Étape 3. Prétraitement de la surface crânienne

(La procédure similaire pour la «restauration remplissage direct» du produit dentaire ne doit être employée.)

  1. Traitement de Primer
    1. Mélanger PRIMAR liquide A à B sur un plat.
    2. Appliquez le mélange sur la surface du crâne avec une petite brosse.
    3. Laisser reposer pendant 30 secondes.
    4. Sécher avec flux d'air doux. (Ne pas laver.)

  2. Application de liant
    1. Appliquer l'agent de liaison à la surface du crâne avec une petite brosse.
    2. Appliquer un courant d'air doux. (Ne pas laver.)
    3. Photopolymériser pendant 20 secondes.

Étape 4. Montage en résine composite

  1. Monter avec une résine plugger plaine

    Si un fouloir ordinaire n'est pas disponible, une spatule micro-peut être utilisé à la place.

  2. Photopolymérisation
  3. Incrémental de montage

    Incrémental de montage est recommandé pour assurer une réaction complète de la résine.

    Pour le montage différentiel, appliquer l'agent de collage avant chaque montage.

  4. Mouler la résine composite et photopolymérisable pour la finale de durcissement.
  5. Fin de la chirurgie

Nettoyez la zone chirurgicale, appliquer aux antibiotiques (pommade gentamicine), et enlever l'animal de la flamme stéréotaxique. Ensuite, garder l'animal dans une chambre de thermo-contrôlée (température = 33-35 ° C) pour la récupération post-anesthésiques.

Comme le montre la vidéo, qu'aucun comportement anormal n'a été observée dans aucun des animaux le jour suivant après la chirurgie.

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Discussion

Comparé à l'application de résines acryliques auto conventionnelle durcissement, la technique a présenté plusieurs avantages importants:

1. Collage direct:
Acryliques guérir soi peut être attaché à l'os pendant un moment mais elle n'adhère pas à l'os. Par conséquent, les vis d'ancrage sont nécessaires pour fixer une base de montage (voir figure 2a). En revanche, la résine photopolymérisable peut se lier à l'os directement sorte que les vis ne sont pas nécessaires (figure 2B). Par conséquent, la taille de la base de montage peut être considérablement réduit. En outre, les résines photopolymérisation adhère également à certains métaux, si vous avez utilisé "amorce de métal" avec elle. Cette caractéristique de se lier à des matériaux variables nous permet une large gamme d'application.

La figure 2 montre une implantation à l'aide conventionnelle acryliques guérir soi-même (2A) et une implantation en utilisant la lumière de polymérisation des résines adhésives (2B). En 2A, la vis d'ancrage est utilisé pour fixer l'embase. En 2B, la taille de la base de montage peut être considérablement réduite en raison du fait que la résine photopolymérisable adhèrent au crâne et les vis ne sont pas nécessaires.
Figure 2

2. Facile à manipuler:
Fenêtre de résine classique de traitement de temps est relativement court, en quelques minutes. Il a une grande fluidité et il n'est pas facile à manier au premier abord. Cependant, une fois la réaction chimique a commencé, la réaction est accélérée par la chaleur exothermique et résines devenu plus difficile en peu de temps. Les fenêtres du temps de traitement pour la résine de polymérisation par la lumière sont nettement plus large et réglable. Fondamentalement, les résines garder élasticité constante du début à l'instant où il est guéri de lumière.

3. Réaction ne génèrent pas de chaleur:
La réaction de durcissement de la résine autopolymérisable est exothermique. Lorsque la base de montage est épaisse, cette chaleur s'accumule et peut endommager les tissus. Réaction de polymérisation de la résine de lumière ne génèrent pas de chaleur et le matériau est biocompatible.

4. Main lumière LED:
Coût du matériel et des équipements spéciaux comme unité de lumière peut être un problème. Dans la figure 3, nous introduisons une main faite LED unité de lumière qui ne coûte pas beaucoup. Ce fait-main unité de polymérisation par la lumière peut être utilisée comme substitut pour l'unité commerciale coûteuse.

La figure 3A montre un schéma de circuit de l'unité de la lumière. La figure 3B montre trois diodes collées parallèlement les uns aux autres, et insérées dans le support d'un marqueur tableau blanc.


Figure 3 - Schéma (en A) et photo (en B) d'une unité de fait à la main la lumière

Cette technique est applicable à des implantations d'électrodes chroniques ou une sonde de microdialyse dans les autres animaux de laboratoire comme le poisson, souris, lapin, chat et le singe.

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Disclosures

Des expériences ont été menées en conformité avec les directives pour l'expérimentation animale de l'Institut des sciences du cerveau, RIKEN (RIKEN-BSI) et l'institut des animaux comité d'éthique de leur approbation.

Acknowledgements

Nous remercions nos collègues de RIKEN de BSI pour leurs soutiens et conseils gentiment fructueux au cours de ce travail. Je tiens à exprimer mes sincères remerciements au Professeur Shigemi Mori, professeur G Bor Juh SZ, les Drs. Kiyoji Matsuyama, Katalin AK kesi et rp d Dobolyi qui m'a conseillé d'étudier la méthode de microdialyse au cours de troisième cycle à l'University Graduate for Advanced Studies, au Japon. Enfin, nous remercions M. Chris Sarnecky et le Dr Akitsugu Takasu pour leur soutient dans l'enregistrement vidéo.

Materials

Name Type Company Catalog Number Comments
Bengalese finches Animal Two adult male , Body weight: 14.2 g and 14.8 g
Microdialysis probe Tool EICOM total weight of probe, guide cannula, cap nut and dental adhesive resin: 0.65 to 0.78 g.
Light-cured dental adhesive resin system Kuraray Medical Inc +Light cured composite resin (CLEARFIL AP-X). +Dual-cure dental adhesive system with the self-etching primer and bonding agent (CLEARFIL Liner Bond IIΣ).
Surgical instruments Stereotaxic frame, surgical microscope, thermal controlled surgical pad and thermal controlled recovery chamber. Plain plugger for handling composite resin. Microspatula or sharp curette to ablate periosteum and muscles.Injection syringe and needle (30G) for inducing anesthesia.Small scissors. Fine forceps for making small craniotomy.
Light-unit Rolence Enterprise Inc Ultra-Lite 500E
Microscope Konan Medical KOM300 with C-mount adaptor
3- CCD camera Tool Hitachi HV-D30

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References

  1. Adell, A., Artigas, F. In vivo Brain microdialysis: Principles and applications. In Vivo Neuromethods: Neuromethods. Boulton, A., Baker, G., Bateson, A. 32, Humana Press Inc. Totowa. 325-357 (1998).
  2. Kendrick, K. Microdialysis in large unrestrained animals: neuroendocrine and behavioral studies of acetylcholine, amino acid, monoamine and neuropeptide release in the sheep. Microdialysis in the Neuroscience. Robinson, T., Justice, J., Bateson, A. 7, Elsevier. Amsterdam. 327-348 (1991).
  3. Oakley, B., Schafer, R. Experimental Neurobiology: A laboratory Manual. University of Michigan Press. Ann Arbor. (1978).
  4. Okumura, T., Yamashita, Y., Okanoya, K., Tani, J. Function of the sensori-motor nucleus NIf in generation of complex syntactical song in the Bengalese Finch I. A Biological study. Soc. Neurosci Abst. 33, (2007).
  5. Boulton, A., Baker, G. The relation of brain electrical activity to behavior. In Vivo Neuromethods: Neuromethods. Robinson, T., Bateson, A. 32, Humana Press Inc. Totowa. 325-357 (1998).
  6. Yamashita, Y., Okumura, T., Okanoya, K., Tani, J. Function of the sensori-motor nucleus NIf in generation of complex syntactical song in the Bengalese finch. Proceeding of the 2nd International Symposium on Mobiligence, 101-104 (2007).

Comments

1 Comment

  1. Very useful and detailed!

    Reply
    Posted by: Anonymous
    October 13, 2009 - 3:13 PM

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