Applicazione della Luce cured resina adesiva dentale per montaggio elettrodi o sonde Microdialisi negli esperimenti cronica

Biology

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Summary

In questo rapporto, proponiamo una nuova applicazione di resine dentali fotopolimerizzabili per la base di montaggio degli elettrodi o sonde di microdialisi in esperimenti cronica. Questo materiale permette legame diretto al cranio.

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Okumura, T., Okanoya, K., Tani, J. Application of Light-cured Dental Adhesive Resin for Mounting Electrodes or Microdialysis Probes in Chronic Experiments. J. Vis. Exp. (6), e249, doi:10.3791/249 (2007).

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Abstract

In esperimenti di registrazione cronica, resine dentarie autopolimerizzante acrilici sono stati usati come una base di montaggio di elettrodi o di microdialisi-sonde. Dal momento che questi acrilici non legame con l'osso, le viti sono stati utilizzati come ancore. Tuttavia, in piccoli animali da esperimento, come fringuelli o il mouse, i loro crani sono molto fragili e non possono tenere con successo le ancore. In questo rapporto, proponiamo una nuova applicazione di resine dentali fotopolimerizzabili per la base di montaggio degli elettrodi o sonde di microdialisi in esperimenti cronica. Questo materiale permette legame diretto al cranio. Pertanto, le viti di ancoraggio non sono necessarie e campo chirurgico può essere ridotto notevolmente. Le esperienze passate dimostrano che l'effetto di incollaggio mantiene più di 2 mesi. Finestra di resina convenzionale di tempo in cui i materiali sono flessibili e funzionali è a pochi minuti. Tuttavia, la finestra del tempo di lavoro per questi adesivi dentali è significativamente più ampio e regolabile.

Protocol

Fase 1. Preparazione di impianto sonda

  1. Anestesia (non mostrato nel video)

    Anestetizzare ogni uccello con un'iniezione interperitoneal di ketamina (12,5 mg / kg di peso corporeo) e xilazina (25 mg / kg) miscela per produrre un livello costante di anestesia chirurgica.

  2. Fissare una testa ad un telaio stereotassico

    Usa Xylocaine (TM) gelatina per ridurre i dolori locali bar di pressione all'orecchio '. La testa di uccello è fissato in un apparato stereotassico composto da barre di orecchio e di un supporto becco che tiene la testa con un angolo di 45 °. Durante la chirurgia stereotassica per l'impianto, caldo il corpo di uccello da pad chirurgica con controllo termico (temperatura = 34 ~ 36 ° C).

  3. Disinfettare l'area chirurgica

    Disinfettare il campo chirurgico con isodine (TM) prima della chirurgia.

Fase 2. Posizionamento stereotassico

  1. Punto di riferimento di allineamento

    Allineare sonda fittizio (vetro micropipetta) al Lambda (Y-punto) e il punto Y-point con il colorante pieno di pipette. Rimanenti Destrano-TMR dello studio tracciante ultima è stata utilizzata nel video.

  2. Incisione della pelle

    Togliere la pelle ed esporre la superficie del cranio. Poi, pulire la superficie del cranio con tamponi di cotone.

  3. Posizionamento di cannula fittizio (in direzione orizzontale)

    Spostare la cannula fittizio al sito di destinazione (AP asse laterale e di coordinamento)

  4. Craniotomia piccole e incisione della dura madre.

    Utilizzare una pinza sottile per craniotomia e un sottile ago per iniezione (30 G) per incisioni della dura madre. Poi, pulire la superficie del cranio.

  5. Posizionamento finale (impianto) di cannula dummy

    Individuare la punta della cannula guida allo 0,30 mm al di sopra della microdialisi sonda destinata regione di destinazione. Infine, pulire la superficie del cranio di nuovo, perché una superficie asciutta e pulita è necessaria per l'incollaggio dura.

Fase 3. Pretrattamento della superficie cranica

(La procedura simile per "restauro diretto riempimento" del prodotto dentale deve essere impiegato.)

  1. Primer trattamento
    1. Mix PRIMAR liquido A con B su un piatto.
    2. Applicare il composto sulla superficie del cranio con un pennellino.
    3. Lasciare agire per 30 secondi.
    4. A secco con flusso d'aria mite. (Non lavare.)

  2. Applicazione di legante
    1. Applicare il collante sulla superficie del cranio con un pennellino.
    2. Applicare una leggera corrente d'aria. (Non lavare.)
    3. Fotopolimerizzare per 20 secondi.

Fase 4. Montaggio in resina composita

  1. Resina montare con plugger pianura

    Se un plugger Pianura non è disponibile, un micro-spatola può essere utilizzato.

  2. Fotopolimerizzazione
  3. Incrementale di montaggio

    Incrementale di montaggio si consiglia di assicurare la reazione completa della resina.

    Per il montaggio incrementale, applicare collante prima di ogni montaggio.

  4. Stampo la resina composita e fotopolimerizzabile per la finale di indurimento.
  5. Fine della chirurgia

Pulire l'area chirurgica, si applicano agli antibiotici (gentamicina pomata), e rimuovere l'animale dal fuoco stereotassica. Quindi, tenere l'animale in una camera termo-controllati (temperatura = 33-35 ° C) per il recupero post-anestetico.

Come mostrato nel video, nessun comportamento anomalo è stato osservato in qualsiasi degli animali il giorno successivo dopo l'intervento.

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Discussion

Rispetto per l'applicazione dei tradizionali resine acriliche cura di sé, la tecnica ha introdotto una serie di vantaggi importanti:

1. Legame diretto:
Acrilico curare sé può essere attaccati all'osso per un po 'ma non aderisce alle ossa. Pertanto, le viti di ancoraggio sono tenuti a fissare una base di montaggio (vedi Figura 2A). Al contrario, la resina fotopolimerizzazione possibile legame con l'osso direttamente le viti in modo non sono necessari (Figura 2B). Pertanto, il volume di base di montaggio può essere ridotta considerevolmente. Inoltre, le resine fotopolimerizzazione aderisce anche ad alcuni metalli, se si è utilizzato "primer metallo" con essa. Questa funzione di legame con materiali variabile ci permette una vasta gamma di applicazioni.

La Figura 2 mostra un impianto con tradizionali colori acrilici cura di sé (in 2A) e un impianto con la luce resine adesive stagionatura (in 2B). In 2A, la vite di ancoraggio è usato per fissare la base di montaggio. In 2B, le dimensioni della base di montaggio può essere notevolmente ridotto a causa del fatto che la resina fotopolimerizzazione aderire al cranio e le viti ad esempio non sono necessari.
Figura 2

2. Facile da utilizzare:
Resina convenzionale finestra tempo di elaborazione è relativamente breve, in pochi minuti. Ha una elevata fluidità e non è facile da gestire in un primo momento. Tuttavia, una volta iniziato a reazione chimica, la reazione è accelerata dal calore esotermico e resine diventato più difficile in tempi brevi. Le finestre di tempo di elaborazione per la luce resina curare sono significativamente più ampio e regolabile. Fondamentalmente, le resine mantenere elasticità costante fin dall'inizio al momento in cui è guarito luce.

3. Reazione non genera calore:
Reazione di polimerizzazione autopolimerizzabile è esotermico. Quando la base di montaggio è di spessore, questo calore si accumula e può danneggiare il tessuto. Reazione di polimerizzazione della resina luce non genera calore e il materiale è biocompatibile.

4. Fatti a mano luce LED:
Costo del materiale e delle attrezzature speciali come segnale può essere un problema. In figura 3, si introduce una mano fatta Unità LED luce che non costa molto. Questo fatto a mano fotopolimerizzatore luce possono essere utilizzati come sostituti di costose unità commerciale.

Figura 3A mostra un circuito di segnale. Figura 3B mostra tre LED incollate parallele l'una all'altra, e inserita nel supporto di un marker scheda bianca.


Figura 3 - Schema di circuito (in A) e fotografia (in B) di un hand-made gruppo ottico

Questa tecnica è applicabile a fissaggi cronica degli elettrodi o sonde microdialisi in altri animali da esperimento come il pesce, topo, coniglio, il gatto e la scimmia.

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Disclosures

Gli esperimenti sono stati effettuati in conformità con le linee guida per la sperimentazione animale del cervello Science Institute, RIKEN (RIKEN-BSI) e dell'Istituto animale comitato etico li ha approvati.

Acknowledgements

Ringraziamo i nostri colleghi in RIKEN-BSI per il loro supporto e consigli gentilmente proficuo nel corso di questo lavoro. Vorrei esprimere il mio sincero apprezzamento al Prof. Shigemi Mori, il professor G bor Juh tg, Drs. Kiyoji Matsuyama, Katalin AK kesi e rp d Dobolyi che mi ha consigliato di metodo di studio microdialisi durante il corso di laurea presso l'Università Graduate for Advanced Studies, in Giappone. Infine, ringraziamo il Sig. Chris Sarnecky e il Dr. Akitsugu Takasu per il loro supporto per la registrazione video.

Materials

Name Type Company Catalog Number Comments
Bengalese finches Animal Two adult male , Body weight: 14.2 g and 14.8 g
Microdialysis probe Tool EICOM total weight of probe, guide cannula, cap nut and dental adhesive resin: 0.65 to 0.78 g.
Light-cured dental adhesive resin system Kuraray Medical Inc +Light cured composite resin (CLEARFIL AP-X). +Dual-cure dental adhesive system with the self-etching primer and bonding agent (CLEARFIL Liner Bond IIΣ).
Surgical instruments Stereotaxic frame, surgical microscope, thermal controlled surgical pad and thermal controlled recovery chamber. Plain plugger for handling composite resin. Microspatula or sharp curette to ablate periosteum and muscles.Injection syringe and needle (30G) for inducing anesthesia.Small scissors. Fine forceps for making small craniotomy.
Light-unit Rolence Enterprise Inc Ultra-Lite 500E
Microscope Konan Medical KOM300 with C-mount adaptor
3- CCD camera Tool Hitachi HV-D30

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References

  1. Adell, A., Artigas, F. In vivo Brain microdialysis: Principles and applications. In Vivo Neuromethods: Neuromethods. Boulton, A., Baker, G., Bateson, A. 32, Humana Press Inc. Totowa. 325-357 (1998).
  2. Kendrick, K. Microdialysis in large unrestrained animals: neuroendocrine and behavioral studies of acetylcholine, amino acid, monoamine and neuropeptide release in the sheep. Microdialysis in the Neuroscience. Robinson, T., Justice, J., Bateson, A. 7, Elsevier. Amsterdam. 327-348 (1991).
  3. Oakley, B., Schafer, R. Experimental Neurobiology: A laboratory Manual. University of Michigan Press. Ann Arbor. (1978).
  4. Okumura, T., Yamashita, Y., Okanoya, K., Tani, J. Function of the sensori-motor nucleus NIf in generation of complex syntactical song in the Bengalese Finch I. A Biological study. Soc. Neurosci Abst. 33, (2007).
  5. Boulton, A., Baker, G. The relation of brain electrical activity to behavior. In Vivo Neuromethods: Neuromethods. Robinson, T., Bateson, A. 32, Humana Press Inc. Totowa. 325-357 (1998).
  6. Yamashita, Y., Okumura, T., Okanoya, K., Tani, J. Function of the sensori-motor nucleus NIf in generation of complex syntactical song in the Bengalese finch. Proceeding of the 2nd International Symposium on Mobiligence, 101-104 (2007).

Comments

1 Comment

  1. Very useful and detailed!

    Reply
    Posted by: Anonymous
    October 13, 2009 - 3:13 PM

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