마우스 모델에서 하대 정맥 끼어 이식의 주입

1Tissue Engineering Program and Surgical Research, Nationwide Children's Hospital, 2Department of Cardiothoracic Surgery, Nationwide Children's Hospital, 3Pediatric Surgery, Nationwide Children's Hospital
Medicine

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Summary

세포 및 분자 neotissue 형성에 대한 우리의 지식을 개선하기 위해, TEVG의 쥐 모델은 최근에 개발되었다. 이식은 C57BL / 6 마​​우스의 신동맥 대정맥 개재 이식으로 이식되었다. 이 모델은 우리의 임상 연구에서 달성 된 것과 유사한 결과를 얻을 수 있지만, 훨씬 단축 된 시간 과정을 통해.

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Lee, Y. U., Yi, T., Tara, S., Lee, A. Y., Hibino, N., Shinoka, T., et al. Implantation of Inferior Vena Cava Interposition Graft in Mouse Model. J. Vis. Exp. (88), e51632, doi:10.3791/51632 (2014).

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Abstract

골수 단핵 세포 (골수 세포)의 시드 생분해 성 지지체는 종종 선천성 심장 기형을 치료하는 재건 수술에 사용됩니다. 장기 임상 결과는 협착의 중요한 발생으로, 그러나, 우수한 개통 률을 보였다. 혈관 neotissue 형성의 세포 및 분자 메커니즘을 조사하고 조직 공학 혈관 이식 (TEVGs)에 협착 개발을 방지하기 위해, 우리는 약 1mm 내경 이식 마우스 모델을 개발했다. 첫째, TEVGs는 폴리 글리콜 산 부직포로 제조 생분해 성 관 비계 조립 하였다는 ε-카프로 락톤 및 L-락 타이드 공중 합체로 코팅 된 메쉬 느꼈다. 지지체는 그 후, 동결 건조기에 넣고 24 시간 동안 진공, 세포 시딩까지 데시 케이 터에 보관 하였다. 둘째, 골수 공여 쥐로부터 수거하고 단핵 세포는 밀도 구배 원심 분리에 의해 분리 하였다. 셋째, 약 백만 세포되었습니다발판에 씨앗을 품고 및 O / N을 배양 마지막으로, 시드 발판은 다음 C57BL / 6 마​​우스의 신동맥 대정맥 개재 이식으로 이식되었다. 이식 이식은 혈전 색 전성 합병증 또는 동맥류 형성의 증거도없이 우수한 개통 (> 90 %)을 보여 주었다. 이 쥐 모델은 이해에서 우리를 돕고 TEVG에 neotissue 형성의 세포 및 분자 메커니즘을 정량화합니다.

Introduction

선천성 심장 결함이 미국에서 출산의 약 8 %에 영향을 미치는 심각한 상황이다. 선천성 심장 결함 또는 2.4 1,000 명당 출생과 그 유아의 약 25 %가 자신의 수명의 첫 해에 침략적인 치료를 필요로합니다. 선천성 심장 질환에 대한 가장 효과적인 치료법은 재건 수술이다. 불행하게도, 현재 혈관 도관의 사용에서 발생하는 합병증은 수술 후 사망률과 사망의 가장 중요한 원인입니다.

이 문제를 해결하기 위해, 우리는 임상 2에 대한 첫 번째 조직 공학 혈관 이식 (TEVGs)를 개발했다. TEVGs은자가 골수 파생 된 단핵 세포 (BM-다국적 기업)의 시드 및 선천성 심장 수술을위한 정맥 도관으로 이식 된 생분해 성 폴리 에스테르 튜브로 구성되었다. 결과는 후속 1-3 세에 우수한 개통 률을 보였으 나 협착의 중요한 발생률 5,6를 생성 하였다. 이 모델에서, TEVGs 성공적으로 생활 용기로 변환 및 형태와 기본 정맥의 기능 모두에서 유사했다. 큰 동물 모델의 사용은 TEVGs의 임상 사용을 주었 중요한 사전 임상 정보를 제공하는 좋은 첫 번째 단계였다. 그러나, 대형 동물 모델을 사용하여 TEVGs 혈관 neotissue 형성의 세포 및 분자 메커니즘의 완전한 이해로 인해 종의 특정 분자 도구의 부족으로 인해 혈관 세포의 표현형의 분자 특성의 한계로 제한됩니다. 이러한 단점을 극복하기 위해, TEVGs의 쥐 모델은 마우스 유전학의 급속한 발전과 자신의 광범위한 molecula의 이유에 의해 개발되었다단축 시간 규모의 추가 장점과 연구의 특성화.

쥐 IVC의 개재 모델을 충실하게 큰 동물과 인간에서 발생 neovessel 형성 과정을 효과적으로 요약,하지만 훨씬 짧은 시간 코스 6-9 이상. 여기에, 생분해 성 지지체를 사용하여 작은 규모의 이식 제조를위한 상세한 프로토콜, BM-MNC 수확 및 격리, 발판에 BM-MNC 파종 및 쥐 모델 이식 주입을 설​​명했다.

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Protocol

참고 : 모든 동물의 절차는 전국 어린이 병원 기관 동물 관리 및 사용위원회에 의해 승인되었습니다.

1. 이식 제조

  1. 흄 후드 아래에 2 ㎖ 디 옥산에 100 ㎎의 P (LA / CL)을 추가하여 ε-카프로 락톤 및 L-락 타이드 공중 합체 P (LA / CL) 솔루션을합니다. 소용돌이에 솔루션을 배치하고 완전히 용해 1.5 시간 동안 지속적으로 혼합한다.
  2. 한편, (PGA)가 냉장고에서 느껴지는 폴리 글리콜 산의 시트를 제거하고 몇 가지 5 × 8mm 섹션을 잘라. 또한 단지 필터 위의 0.1 μL 피펫의 끝을 잘라.
  3. 피펫 팁의 선단에 19 G 바늘 (1.5 길이)를 삽입하고 PGA 마이크로 집게를 사용하여 바늘 주위 느꼈다 포장.
  4. 19 G 바늘이 그것으로 삽입하면서 조심스럽게, 루멘 무딘 18 G 바늘을 사용하여, 근위부보다는 똑바로입니다 피펫 팁의 선단에 펠트를 밀어 넣습니다.
  5. 피펫40 μL의 P (CL / LA)의 상단에서 피펫 팁에 솔루션을 제공합니다. PGA 솔루션 펠트 포화. 그런 다음 피펫 분배기를 사용하여 공기 방울을 밀어. 필요한 경우이 과정을 반복합니다.
  6. 장소 50 ML 튜브에 이식하고 20 분 동안 -80 ° C 냉동고에 넣습니다. 바늘의 머리가 아래로 얼굴을 확인합니다.
  7. 동결 건조기에 튜브를 전송하고 24 시간 동안 진공 청소기로 청소. 공기 흐름을 가지고 튜브의 뚜껑을 열 수 있는지 확인합니다.
  8. 이식을 가지고 바늘에서 제거합니다. ~ 5mm 섹션을 떠나는 이식의 양쪽 끝을 잘라 자신의 모양을 유지하기 위해 바늘에 다시 넣어. 데시 케이 터에 이식을 유지합니다.
  9. 바이오 안전성 후드 O / N 전에 세포 파종에 UV 빛의 밑에 발판을 놓으십시오.

2. 골수 단핵 세포 수확 및 절연

  1. 케타민 / 자일 라진 과다 복용 (케타민, 200 ㎎ / ㎏과 자일 라진, 20 ㎎ / ㎏)와 쥐를 안락사.
  2. 제거 뼈 (대퇴골의10 CC의 RPMI와 페트리 접시에 10 이식 착상과 장소에 3 마우스의 개발 경골). 3 CC의 RPMI로 새로운 배양 접시에 25 G 바늘과 주사기를 사용하여 뼈와 플러시 골수의 양쪽 끝을 잘라. 15 CC 튜브에 골수 및 RPMI 솔루션을 수집하고 BM의 나머지를 수집하기 위해 추가로 2 CC의 RPMI와 페트리 접시를 씻으십시오.
  3. 샘플 (5 ~ 10 μL)를 가지고 자동 셀 카운터 또는 혈구를 사용하여 셀을 계산합니다. 그 결과를 기록한다.
  4. 15 CC 원심 분리기 튜브에 5 CC의 피콜을 넣고 골수 RPMI 솔루션을 추가합니다. 피콜 믹싱 않도록 매우 조심스럽게 용액을 추가.
  5. 24 ° C에서 "NO 브레이크"30 분 동안 528 XG에 원심 분리기
  6. 상위 핑크 레이어를 제거합니다. MNC 층 인 중간 클리어 층의 그림 1, 수집하고, PBS 1:1와 희석.
  7. 24 ℃에서 10 분 동안 528 XG에서 희석 MNC 솔루션을 원심 분리기
  8. 뜨는 디를 제거류트 5 ㎖의 PBS와 펠렛.
  9. 24 ℃에서 10 분 동안 528 XG에서 펠렛 솔루션을 원심 분리기
  10. 뜨는을 제거합니다. RPMI (~ 200 μL)의 적절한 볼륨으로 펠렛을 희석.
  11. 5 ~ 10 ㎕의 샘플을 가지고 자동 셀 카운터 또는 혈구를 사용하여 셀을 계산합니다. 그 결과를 기록한다. 한 번 더 세고 셀을 반복하고 평균 기포 수를 계산한다.
  12. RPMI를 사용 μL 1,000,000 cells/10에 세포 농도를 희석.

3. 셀 시드

  1. 5 분 luminally 5 μL RPMI를 추가하여 Prewet 발판은 다음 RPMI를 제거합니다.
  2. 비계 루멘 단계 2.12에서 RPMI에 10 ㎕의 골수 유래 모노 핵 세포를 추가하고 10 분은 세포가 발판에 첨부 할 수 있도록 기다립니다.
  3. 1cm 길이로 19 G 바늘을 잘라 발판의 모양을 유지하기 위해 발판의 루멘에 바늘을 넣어. 24 웰 플레이트에 샘플을 놓습니다. </ 리>
  4. 물론 각 1,000 μL RPMI를 추가하고 인큐베이터에서 O / N을 품어.

4. 이식 주입

  1. 수술 전에 수술 도구를 압력솥 : 미세 가위, 배 마이크로 집게, 배 미세 혈관 클램프, 1X 클램프 적용 집게, 1X 마이크로 니들 홀더, 1X 봄 가위, 1X 트랙터를 1x는.
  2. 여성 6~8주 된 C57BL / 6은 조직 공학 혈관 이식받는 사람으로 사용됩니다. 케이지에서 마우스를 제거하고 무게를 달고, 다음 케타민 / 자일 라진 칵테일 (케타민, 100 ㎎ / ㎏과 자일 라진, 10 ㎎ / ㎏)와 복부의 오른쪽 아래 사분면에 복강 내 주사를 통해 마취. 케토 프로 펜 (5 ㎎ / kg, IP)은 미리 마취 진통제로서 사용된다.
  3. 이야기 핀치에 의해 진정 작용의 수준을 확인한 후 복부 머리를 클립. 멸균 안과 연고와 함께 눈에 기름칠을하고, 패드에 지느러미 드러 누움 위치에 마우스를 놓습니다. 베타 딘, 알코올 패드로 복부를 소독. 공동멸균 드레이프와 마우스를 버전 만 절개 영역을 노출합니다.
  4. 치골 지역에 xyphoid 아래에서 중간 선 개복술의 절개를하고, 자체 유지 견인기를 삽입합니다. 식염수를 적신 거즈에 내장을 감싸십시오. 퉁명스럽게 신동맥 대동맥과 대정맥을 정의합니다.
  5. 근위 및 대동맥과 대정맥의 말단 양쪽에 두 개의 미세 혈관 클램프를 놓고 다음 퉁명스럽게 대정맥 선조 사법 대정맥에서 대동맥을 구분합니다. 필요한 경우, 테이퍼 바늘에 10-0 모노 필라멘트 봉합사로 복부 대동맥 가지를 결찰.
  6. 멸균 10-0 봉합사를 이용하여 문합을 종료하는 근위 및 원위 끝 하대 정맥 삽입술 이식을 이식. 마우스의 해부학에 따라 이식, 보통 1~2밀리미터을 낸다. 근위 및 원위 끝 모두에서 하나의 스티치 이식을 안전하고 이식의 다른 측면에서 4 ~ 5 stiches와 함께 지속적으로 봉합하기 시작합니다. 앞면을 마친 후, 클램프 및 이식을 플립다른 측면 및 그래프트의이면을 봉합. 주입하는 동안, 급성 혈전증을 방지 자주 헤파린 용액으로 그래프트 플러시.
  7. 근위 클램프를 제거하고 국소 흡수 멸균 지혈 에이전트를 적용하여 출혈을 제어 할 수 있습니다. 출혈이 완전히 정지 할 때, 말초 클램프를 제거하고 출혈 같은 방법으로 제어 할 수 있습니다. 이식을 통해 확인 혈액 흐름을합니다.
  8. 포함 된 스레드 바늘로 6-0 블랙 폴리 아미드 모노 필라멘트 봉합사를 사용하여 두 층으로 복부 근육과 피부를 닫습니다.
  9. 0.5 ㎖의 생리 식염수를 피하 주사와 마우스가 완전히 이동할 때까지 온난화 패드 복구 새장에 마우스를 놓습니다. 복구시, 종이 침구 새 케이지에 마우스를 반환합니다. 48 시간 동안 진통제 (이부프로펜, 30 ㎎ / ㎏, 식수를) 제공합니다.

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Representative Results

TEVG 주입의 개략도가도 1에 도시된다. 골수 공여 마우스로부터 수확하고, 모노 핵 세포 밀도 원심 분리를 이용하여 분리 한 후 생분해 성 지지체 상에 시드. 시드 발판은 O / N을 배양하고 하대 정맥 삽입술 이식으로받는 마우스에 이식했다.

도 2는 P-PGA (CL / LA) 지지체의 주사 전자 현미경을 도시한다. 내부 직경은 약 1mm이고 벽 두께는 약 0.17 mm이었다. 공률은 78.5 % 였고, 기공 크기는 45.4 ± 17.6 μm의되었습니다 의미합니다.

C57BL / 6 마우스의 IVC에 개재 TEVG의 총 이미지가 주입 (A) 및 주입 (B) 후에 2 주 후에 그림 3. 오른쪽에 표시됩니다. (C)는 비교 네이티브 IVC의 총 이미지를 보여줍니다. 이는 분명하다이식이 neotissue로 가득했습니다, 그러나, 그것은 여전히​​ 원래 이식의 형태를 유지했다. 우리의 이전 결과 총 이식 저하 12 주 (10)이 소요됩니다 것을 보여 주었다.

TEVG 이식 2 주 초음파 B-모드와 컬러 도플러 이미지는 이식 이식의 개방성을 보여 4A-B 피규어. 네이티브 IVC의 이미지는 비교 (그림 4, C)에 추가되었습니다. 세포 파종이 크게 이식의 개통을 개선, 시드되고와 시드 이식 2 주에 patencies은 각각 65 % 및 91 % (P <0.05, 피셔의 정확한 테스트)입니다.

그림 5는 이식 2 주 후 세포 침투 및 TEVG에서 세포 외 기질 침착을 보여줍니다. H & E 염색으로 염색 이식편은 골격 물질 (A)의 이식하고 나머지를 통해 neotissue 형성을 보여 주었다. 수사슴과 메이슨의 트리 크롬 얼룩에있는 엘라스틴의 침착을 보였다timal 층 (B) 및 중간 층 (C)에서 콜라겐. 내피 세포의 안감 내막 층 (D)을 통해 관찰하고 각각 CD31 및 αSMA 염색에 의해 도시로 합류 평활근 세포, 특히 안감 EC (E) 이하, TEVG에 걸쳐 존재했다. F4/80 염색 (F)에 나타낸 바와 같이 주입 후 두 번째 주까지, 대식 세포의 침윤은 분명했다.

그림 1
그림 1. TEVG 주입의 개략도. 골수 모노 핵 세포는 기증자의 마우스에서 수확 한 생분해 성 지지체에 접종 한 후받는 사람 마우스에 IVC의 개재 이식으로 이식되었다.

얇은 페이지 = "항상"> 그림 2
발판의 그림 2. 주사 전자 현미경 이미지. 평균 외경은 내강 직경이 1.1 ㎜, 1.45 ㎜이고, 길이 3 mm였다.

그림 3
그림 3. 이식 TEVG 이주 및 기본 IVC 후. A) 즉시 주입 후, 비교를 위해 B) 이주 주입 후, 및 C) 기본 IVC.

fig4.jpg "/>
그림 4. 초음파 이미지 이주 및 기본 IVC. 비교를 위해 이주. C) 기본 IVC 후 TEVG의 A) B-모드 및 B) 색 도플러 이미지.

그림 5
2 주 그림 5. 대표 이미지는 수술 TEVG을 게시 할 수 있습니다. A) H & E (내부 루멘), B) 수사슴 (핑크 = 엘라스틴), C) Massion의 트리 크롬 (파란색 = 콜라겐), D) CD31 (갈색 = 내피 세포), E) αSMA (갈색 = 평활근 세포), 그리고 F ) F4/80 (갈색 = 대식 세포).

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Discussion

TEVG의 마우스 모델은 neotissue 형성 및 협착의 개발의 세포 및 분자 메커니즘을 연구 할 수있는 유용한 도구입니다. 시드 BM-MNC는 이식 11 씨앗을 품고 세포의 두 조직 학적 및 SEM 이미지에 나타내었다. 세포 파종 효율은 DNA 분석 7을 사용하여 표시 하였다. 이 모델 시스템을 사용하여, 우리는 세포 시딩은 우리의 인간 임상 시험 3에 고장 차 모드였다 TEVG 협착의 개발의 발생률을 감소 시킨다는 것을 보여 주었다. 시드 세포는 빠르게 그들이 주변 분비 메커니즘 8,12를 통해 그 효과를 발휘 것을 제안, TEVG에서 사라졌다. 또한 neovessel 형성이 면역 매개 재생 과정이며, neovessel은 비계의 내강 표면을 따라 이웃 혈관 벽의 혈관 세포 (EC 및 SMC)의 증식에서 발생한다는 것으로 나타났다. 또한, 정상 대 식세포 침윤, 혈관 neotissue 형성에 필수적이다이 과정이 과도한 경우이지만 TEVG 협착 7,8의 개발에 이르게한다. 이러한 결과는 인간의 질병이 마우스 모델의 관련성을 보여줍니다. 미세 수술 기술은 동맥 도관 (13)과 정맥 루에 동맥 등 다른 혈관 응용 프로그램에 적용 할 수 있습니다.

우리는 매년 1,000 IVC의 개재 이식 착상에서 동작하고, 사망률은 1 % 미만이다. 성공적인 이식 주입의 경우, 물론 몇 가지 중요한 포인트가 있습니다.

이 문합 중에 여러번 주위 마우스를 회전 할 필요가 있기 때문에 우선, 주사 마취는이 작업에 바람직하다. 마취의 효과는 일반적으로 약 1 시간 동안 지속하고 숙련 마이크로 외과 수술의 전체 시간은 수술을 완료하기에 충분한 시간을 제공 약 30-45 분이다. 동물이 수술 중 깨어있는 경우, 마취 칵테일의 0.05 ~ 0.1 ㎖를 intramus을 주입 할 수있다cularly.

둘째, 작은 대동맥 분기 대부분 IVC 및 복부 대동맥으로부터 분리하면서 과도한 혈액 손실을 방지하기 위해 결찰 할 필요가 있었다. 또한이 대동맥에서 분리 될 때 IVC을 손상하지 명심하십시오.

그래프트는 봉합 때 셋째, 양면이 봉합 제는 전체 공정의 가장 중요한 단계이다. 그들은 깊게 배치되지 않은 경우, 그것은 IVC의 표리 층을 분리하는 것이 곤란하다. 층이 명확하게 식별하지 않는 경우, 실수로 그들을 함께 봉합 할 수있는 높은 가능성이 있습니다. 이식에 IVC를 봉합 있지만, 그것은 이상 찢어 발생할 수 있습니다 IVC를 스트레칭하지 않는 것이 중요합니다. 또한 이식의 동일한 길이를 대체하기 위해 너무 많은 IVC을 차단하지 않도록하십시오. 보통 IVC 약 1~2mm 인해 IVC의 길이 긴장 3~5밀리미터 이식을 대체하기 위해 제거되었습니다. IVC의 동일한 길이가 제거되면, 그것은 anasto하게MOSIS 매우 도전.

넷째, TEVG 형성 및 협착 개발에 대한 변화를 변형하기 위해 상당한 긴장이있다. 예를 들어, 시드되고 C57BL / 6 마우스 (야생형)는 SCID / BG 생쥐보다 협착 훨씬 높은 비율 (면역 결핍 생쥐) 8,12 나타났다. 또한, 우리의 경험에서, SCID / BG 마우스는 그것의 엄격한 IVC 벽 (14)에 C57BL / 6 마우스에 비해 작동하기가 훨씬 쉽다. 마우스의 새로운 변종에 작동 할 때 염두에 보관하십시오.

이식 제조, BM-MNC 수확, 세포 시딩 프로세스의 인식해야 할 프로세스의 단지 몇이, 똑 바른 앞으로이다. 우선, 그래프트 제조에, 안 18 G 무딘 바늘을 사용하여 그것을 누르는 동안 펠트 '무리'아주 중요하다. 우리는 아래로 피펫 팁의 선단에 펠트를 밀어하기 위해 다른 방법을 시도했다. 무딘 바늘로 이식을 누르면 지금까지, 가장 좋은 결과를 보여 주었다. 내부무딘 바늘의 직경은 펠트가 주위에 싸여 바늘의 외경보다 약간 크다. 따라서, 작은 바늘은 아늑 큰 무딘 바늘에 밀어 수 펠트 이후 모든 펠트의 뭉침을 방​​지 펠트의 둘레에 힘을 같은 양으로 푸시 다운 할 수 있습니다. 우리는 이전에 모여서 이식 2 주에 낮은 개통을 보여 주었다 것을 관찰했다. 거품이 지지체 표면과 혈액에 구멍을 주입 한 후 구멍을 통해 흘러 나올 원인 때문에 또한, 모든 거품을 제거하는 것이 중요합니다. 뼈는 BM-MNC 수확을 위해 분리하는 경우 둘째, 그들은 너무 많은 근육이나 머리를 포함하지 않도록 뼈에게 가능한 한 많이 청소해야합니다. 필요한 경우, 그것은 밀도 원심 분리 공정 전에 티슈 여과기를 사용하는 것이 추천된다.

TEVG의이 모델은 낮은 압력과 높은 흐름 시스템 정맥 순환이 잘했다. 그러나, 동맥 순환,높은 압력과 고 유량 시스템, 우리는 그것의 빠른 분해 특성으로 인해 PGA 이식과 파열의 높은 속도를 관찰했다. 어느 neotissue은 동맥 압력에 저항 할 수있는 충분한 강도를 얻는 전에 그래프트가 구조적 강도를 잃는 것을 의미한다. 우리는 폴리 유산 (PLA) 이전에 접목을 사용하지만, 동맥류 형성의 높은 유병률을 보였다있다. 또 완전히 생쥐의 수명보다 더 생체에 PLA를 저하 2 년 이상 걸린다. 동맥 순환 그래프트 제조 기술의 미래 애플리케이션, 예를 들면, 전기 방사 그래프트가 현재 개발 중에있다.

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Disclosures

저자가 공개하는 게 없다.

Acknowledgements

이 작품은 CKB에 NIH (RO1 HL098228)에서 교부금에 의해 부분적으로 지원되었다.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Polyglycolic acid (PGA) felt Biomedical Structures Custome ordered
Pipet tip, 0.1-10 μl  Fisher Sientific 02-707-456
Lyophilizer  Labconco 7070020
RPMI medium 1604 Gibco 11875-093
Petri dish BD 353003
24-well plate Corning 3526
15 cc tube  BD 352096
Ficoll Sigma 10831-100ml Also called 'Histopaque'
DPBS Gibco 14190-144
Littauer bone cutter 4.5" Straight Roboz RS-8480 For BM harvesting
Forceps 4.5" Roboz RS-8120 For BM harvesting
Scissors 4.5" Roboz RS-5912 For BM harvesting
Microscope Leica M80
C57BL/6J (H-2b), Female Jackson Laboratories 664 8-12 weeks
Ketamine hydrochloride injection Hospira Inc. NDC 0409-2053
Xylazine sterile solution Akorn Inc. NADA# 139-236
Ketoprofen Fort Dodge Animal Health NDC 0856-4396-01
Ibuprofen PrecisionDose NDC 68094-494-59
Heparin sodium Sagent Pharmaceticals NDC 25021-400
Saline solution (sterile 0.9% sodium chloride) Hospira Inc. NDC 0409-0138-22
0.9% Sodium chloride injection Hospira Inc. NDC 0409-4888-10
Petrolatum ophthalmic ointment Dechra Veterinary Products NDC 17033-211-38
Iodine prep pads Triad Disposables, Inc. NDC 50730-3201-1
Alcohol prep pads McKesson Corp. NDC 68599-5805-1
Cotton tipped applicators Fisher Scientific 23-400-118
Fine scissor FST 14028-10
Micro-adson forcep FST 11018-12
Clamp applying forcep FST 00072-14
S&T Vascular clamp FST 00396-01
Spring scissors FST 15008-08
Colibri retractors FST 17000-04
Dumont #5 forcep FST 11251-20
Dumont #7 - fine forceps FST 11274-20
Dumont #5/45 forceps FST 11251-35
Tish needle holder/forceps Micrins MI1540
Black polyamide monofilament suture, 10-0 AROSurgical Instruments Corporation TI638402 For suturing the graft
Black polyamide monofilament suture, 6-0 AROSurgical Instruments SN-1956 For musculature and skin closure
Non-woven sponges McKesson Corp. 94442000
Absorbable hemostat Ethicon 1961
1 ml Syringe BD 309659
3 ml Syringe BD 309657
10 ml Syringe BD 309604
18 G 1.5 in, Needle BD 305190
25 G 1 in, Needle BD 305125
30 G 1 in, Needle BD 305106
Warm water recirculator Gaymar TP-700
Warming pad Gaymar TP-22G
Trimmer Wahl 9854-500

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Heart Association, A. merican Heart Disease and Stroke Statistics—2012 Update. Circulation. 125, (2012).
  2. Shinoka, T., et al. Creation Of Viable Pulmonary Artery Autografts Through Tissue Engineering. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 115, 536-546 (1998).
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  4. Shin'oka, T., et al. Midterm clinical result of tissue-engineered vascular autografts seeded with autologous bone marrow cells. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 129, 1330-1338 (2005).
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