Имплантация нижней полой вены вмешательство трансплантат в мышиной модели

1Tissue Engineering Program and Surgical Research, Nationwide Children's Hospital, 2Department of Cardiothoracic Surgery, Nationwide Children's Hospital, 3Pediatric Surgery, Nationwide Children's Hospital
Medicine

Your institution must subscribe to JoVE's Medicine section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

Welcome!

Enter your email below to get your free 10 minute trial to JoVE!





We use/store this info to ensure you have proper access and that your account is secure. We may use this info to send you notifications about your account, your institutional access, and/or other related products. To learn more about our GDPR policies click here.

If you want more info regarding data storage, please contact gdpr@jove.com.

 

Summary

Для улучшения наших знаний о клеточной и молекулярной neotissue образования, мышиным модель TEVG Недавно был разработан. В трансплантаты были имплантированы как инфраренальной полой вены вмешательство трансплантатов в C57BL / 6 мышей. Эта модель достигает подобных результатов тем, которые достигаются в нашем клиническом исследовании, но за гораздо меньшее время цикла.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Lee, Y. U., Yi, T., Tara, S., Lee, A. Y., Hibino, N., Shinoka, T., et al. Implantation of Inferior Vena Cava Interposition Graft in Mouse Model. J. Vis. Exp. (88), e51632, doi:10.3791/51632 (2014).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Биологически леса, посеянные с одноядерных клеток костного мозга (контроллеров BMC) часто используются для реконструктивной хирургии для лечения врожденных сердечных аномалий. Долгосрочные клинические результаты показали отличные цены проходимости, однако, со значительным заболеваемости стеноза. Для исследования клеточных и молекулярных механизмов neotissue формирования сосудистой и предотвратить развитие стеноза в тканевых инженерии сосудистых трансплантатов (TEVGs), мы разработали модель мыши трансплантата с примерно 1 мм с внутренним диаметром. Во-первых, TEVGs были собраны из биоразлагаемых трубчатых лесов, изготовленных из нетканого материала полигликолевая кислоты чувствовал сетка с покрытием с ε-капролактона и L-лактида сополимера. Каркасах помещали в лиофилизатор, пылесосом в течение 24 ч и хранили в эксикаторе до посева клеток. Во-вторых, костный мозг брали из мышей-доноров и мононуклеарные клетки выделяли центрифугированием в градиенте плотности. В-третьих, приблизительно один миллион клеткивысевают на эшафоте и инкубировали O / N. И, наконец, отобранные леса были затем имплантируют в качестве инфраренального полой вены трансплантатов вмешательство в C57BL / 6 мышей. Имплантированные трансплантаты продемонстрировал отличную проходимость (> 90%) без признаков тромбоэмболических осложнений или образование аневризмы. Это мышиной модели поможет нам в понимании и количественной клеточные и молекулярные механизмы neotissue образования в TEVG.

Introduction

Врожденные пороки сердца серьезные условия, которые влияют почти 8% живорожденных в США. Примерно 25% из тех детей с врожденными пороками сердца или 2,4 на 1000 живорожденных, требуют инвазивных методов лечения в первый год их жизни 1. Наиболее эффективным средством для лечения врожденных пороков сердца является реконструктивная хирургия. К сожалению, осложнения, связанные с использованием имеющихся в настоящее время сосудистых трубопроводов являются наиболее существенной причиной послеоперационной заболеваемости и смертности.

Для решения этой проблемы мы разработали первые ткани инженерии сосудистых трансплантатов (TEVGs) для клинического применения 2. TEVGs были построены из биоразлагаемых полиэфирных труб посеянных с аутологичных костного мозга производного мононуклеаров (BM-МНК) и имплантированных как венозных каналов для врожденной сердечной хирургии. Результаты показали отличные показатели проходимости на 1-3 лет последующей деятельности, но со значительным заболеваемости стеноза 5,6. В этой модели, TEVGs успешно преобразован в живых судов и были подобны в обеих морфологии и функции родных вен. Это использование большого животной модели было хорошим первым шагом в предоставлении важную доклинических информацию, которые помогли клиническую использование TEVGs. Тем не менее, полное понимание клеточных и молекулярных механизмов сосудистой neotissue образования в TEVGs, использующих большие животные модели ограничен из-за ограничений в области молекулярной характеристики клеточных фенотипов сосудистых из-за отсутствия видов конкретных молекулярных инструментов. Чтобы преодолеть эти недостатки, на мышиной модели TEVGs была разработана по причине быстрого развития в области генетики мыши и их обширной молекулег характеристика с дополнительным преимуществом укороченной масштабе времени.

Мышиный IVC вмешательство модель добросовестно перечислил процесс neovessel образования, что происходит в больших животных и человека, но за гораздо более короткое время, конечно 6-9. Здесь подробный протокол для малого трансплантата производства с использованием биологически леса, сбор урожая БМ-MNC и изоляция, БМ-MNC посев на эшафот, и трансплантат имплантации в мышиной модели были описаны.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

ПРИМЕЧАНИЕ: Все животные процедуры были одобрены комитетом больницы Уходу за животными и использовать Национальная детская мимо.

1. Прививка Производство

  1. Сделать ε-капролактон и L-лактид сополимер P (LA / CL) решение, добавив 100 мг P (LA / CL) в 2 мл диоксана под вытяжкой. Поместите решение на вихрь и смешать непрерывно в течение 1-1,5 ч до полного растворения.
  2. В то же время, удалить лист полигликолевой кислоты (PGA) чувствовал из морозильника и вырезать несколько 5 х 8 мм разделов. Также отрезать кончик 0,1-10 мкл пипетки чуть выше фильтра.
  3. Вставка 19 G иглу (1,5 длина) в дистальный конец наконечника пипетки и обернуть PGA чувствовал вокруг иглы с помощью микро щипцы.
  4. Осторожно вставить войлок к дистальному концу наконечника пипетки, где просвет ровнее, чем проксимальной части, с помощью тупой иглы 18 G, в то время как 19 G игла вставлена ​​в него.
  5. Пипетка40 мкл P (CL / LA) раствор в наконечник пипетки сверху. Насытить PGA чувствовал с решением. Затем нажмите пузырьки воздуха с помощью пипетки дозатор. Повторите этот процесс, если это необходимо.
  6. Место прививки в 50 мл трубки и поместить его в -80 ° C морозильник на 20 мин. Убедитесь, что глава игл лицом вниз.
  7. Передача трубку в лиофилизатор и вакууме в течение 24 часов. Убедитесь в том, чтобы открыть крышку трубки иметь воздушный поток.
  8. Выньте трансплантатов и удалить их из хвои. Отрежьте оба конца трансплантата, оставляя мм раздел ~ 5 и положил их обратно на иглы, чтобы сохранить свою форму. Держите трансплантатов в эксикаторе.
  9. Поместите на эшафот под УФ-светом в области биобезопасности капот O / N до посева клеток.

2. Костного мозга мононуклеарных клеток Заготовка и Изоляция

  1. Усыпить мышей с кетамин / ксилазина передозировки (кетамин, 200 мг / кг и ксилазина, 20 мг / кг).
  2. Удалить кости (бедраг Большеберцовые кости) от 3 мышей в течение 10 привитых имплантаций и поместить в чашку Петри с 10 см RPMI. Отрежьте оба конца костей и флеш костного мозга с помощью шприца с 25 G иглой в новую чашку Петри с 3 см RPMI. Сбор костный мозг и решение RPMI в 15 см трубки и мыть чашку Петри с дополнительным 2 см RPMI собрать оставшуюся часть BM.
  3. Возьмите образец (5-10 мкл) и количество клеток с использованием автоматического счетчика клеток или гемоцитометра. Запись результат.
  4. Положите 5 см Ficoll в 15 см трубки центрифуги и добавить костный мозг и решение RPMI. Добавить решение очень осторожно, чтобы не допустить его смешения с фиколла.
  5. Центрифуга в 528 мкг в течение 30 мин с "НИ Тормоз" при 24 ° С
  6. Снимите верхнюю розовый слой. Сбор средний прозрачный слой рисунок 1, который является слой MNC, и разбавить его с PBS 1:1.
  7. Центрифуга разбавленный MNC решение на 528 мкг в течение 10 мин при 24 ° С
  8. Удалить супернатант и дилютневая осадок с 5 мл PBS.
  9. Центрифуга гранул решение на 528 мкг в течение 10 мин при 24 ° С
  10. Удалить супернатант. Развести гранул с соответствующим объемом RPMI (~ 200 мкл).
  11. Возьмите 5-10 мкл пробы и подсчета клеток с использованием автоматического счетчика клеток или гемоцитометра. Запись результат. Повторите ячейку считая еще раз и рассчитать среднее количество клеток.
  12. Развести концентрации клеток до 1000000 cells/10 мкл с использованием RPMI.

3. Сотовый Посев

  1. Предварительно смочите эшафот добавлением 5 мкл RPMI люминально в течение 5 мин, затем снимите RPMI.
  2. Добавить 10 мкл костного мозга, полученных моно ядерных клеток в RPMI с шага 2.12 до лесов просвета и ждать 10 минут, чтобы позволить клеткам прикрепляться на эшафот.
  3. Вырежьте иглу 19 G 1 см длиной и положил иглу в просвет эшафот, чтобы держать форму на эшафот. Поместите образец в 24-луночный планшет. </ Li>
  4. Добавить 1000 мкл RPMI в каждую лунку и инкубировать O / N в инкубаторе.

4. Прививка Имплантация

  1. Автоклав все хирургические инструменты перед операцией: 1x тонких ножниц, 3x микро щипцы, 2x микро сосудистые зажимы, 1x зажим, применяющие щипцы, 1x микро держатель иглы, 1x весенние ножницы, 1x втягивающим.
  2. 6-8 недель женский C57BL / 6 используются в качестве ткани инженерии сосудистых получателей привитых. Удалить мыши из клетки и взвешивают его, а затем анестезию путем внутрибрюшинной инъекции в правом нижнем квадранте живота с кетамин / ксилазина коктейль (кетамин, 100 мг / кг и ксилазина, 10 мг / кг). Кетопрофен (5 мг / кг, внутрибрюшинно) используется в качестве предварительной анестезии анальгетик.
  3. Проверьте уровень седации по сказке щипать, то клип брюшной волосы. Смажьте глаза стерильной глазной мази, и поместите курсор в спинной позиции отдохновение на площадку. Лечить живот бетадином и алкогольной колодки. КолорадоVer мышь с стерильной драпировки и разоблачить область разреза только.
  4. Сделайте срединный лапаротомии разрез от ниже xyphoid к надлобковой области, и вставить самоудерживающиеся втягивающим. Оберните кишечник в солевом смоченной марлей. Грубо определить инфраренальной аорту и полую вену.
  5. Поместите два микро сосудистые зажимы на обоих проксимальных и дистальных сторон аорты и полой вены, то тупо отделить аорты от полой вены Разрез полой вены. При необходимости перевязывать брюшной аорты ветви с 10-0 мононити швов на конических игл.
  6. Имплантировать нижней полой вены вмешательство трансплантата с проксимального и дистального конца до конца анастомозов с помощью стерильного 10-0 шов. Обрежьте трансплантата, как правило, 1-2 мм, в зависимости от анатомии мыши. Закрепите трансплантата с одной строчкой на обоих ближним и дальним концами и начать сшивать непрерывно с 4-5 Stiches с другой стороны трансплантата. После окончания переднюю сторону, перевернуть зажимы и трансплантатовна другую сторону и шов заднюю сторону трансплантата. Во время имплантации, промойте трансплантат раствором гепарина часто, чтобы предотвратить острый тромбоз.
  7. Снимите ближний зажим и контролировать кровотечение, применяя актуальные рассасывающиеся стерильную кровоостанавливающего средства. Когда кровотечение останавливается полностью, удалить дистальный зажим и контролировать кровотечение так же. Убедитесь, что потоки крови через трансплантат.
  8. Закройте брюшной мускулатуры и кожи в два слоя с использованием 6-0 черный полиамид мононити шов с включенным резьбовым иглы.
  9. Введите 0,5 мл физиологического раствора подкожно и поместите курсор в восстановление клетке на потепление площадку, пока мышь не является полностью мобильным. После восстановления, возвращения мышь на новую клетку с бумажной постельные принадлежности. Дайте обезболивающее (ибупрофен, 30 мг / кг, питьевой воды) в течение 48 часов.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Схема TEVG имплантации показано на рисунке 1. Костный мозг был собран из мыши-донора и моно ядерные клетки выделяли с помощью центрифугирования плотности, а затем высевали на биоразлагаемого строительных лесов. В очищенных от семян леса инкубировали O / N и имплантировали в мыши-реципиента в качестве нижней полой вены разъединительных трансплантата.

На рисунке 2 показан сканирующей электронной микроскопии в PGA-Р (CL / LA) эшафот. Внутренний диаметр был приблизительно 1 мм, а толщина стенки была приблизительно 0,17 мм. Общая пористость составила 78,5% и средний размер пор были 45,4 ± 17,6 мкм.

Валовая образ TEVG вставленной в НПВ от C57BL / 6 мышей показано на рисунке 3. Сразу после имплантации (А) и 2 недели после имплантации (B). (С) показывает валовую образ родной IVC в сравнении. Очевидно, чтотрансплантат был заполнен neotissue, однако, он все еще продолжал форму исходного трансплантата. Наш предыдущий результат показал, что общая деградация трансплантата занимает до 12 недель 10.

Ультразвуковая допплерография в В-режиме и цветное изображение 2 недели имплантированных TEVG 4А-B, чтобы показать проходимость имплантированных графтов. Уроженец IVC изображения был добавлен для сравнения (рис. 4, C). Сотовый посева улучшена проходимость трансплантата значительно, patencies на 2 недели для Unseeded и сеяных трансплантатов являются 65% и 91%, соответственно (р <0,05, точный критерий Фишера).

На рисунке 5 показана клеток инфильтрации и внеклеточного матрикса отложение в TEVG после 2 недель после имплантации. Эксплантированных трансплантаты, окрашенные H & E окрашивания показал neotissue образование на протяжении трансплантата и остатки каркасного материала (А). Оленей и трехцветный пятно Массона показал отложение эластина в инtimal слой (B) и коллагена в медиальном слое (С). Эндотелиальных клеток подкладка наблюдалось в течение всего интимы слоя (D) и сливные гладкомышечные клетки присутствовали в районе TEVG, особенно ниже ЕК накладки (E), как показано на CD31 и окрашивания αSMA, соответственно. Ко второй неделе после имплантации, инфильтрацию макрофагов было видно, как указано с F4/80 окрашивания (F).

Рисунок 1
Рисунок 1. Схема TEVG имплантации. Ядерные клетки костного мозга моно собирали из мыши-донора, высевали на биоразлагаемой эшафот, а затем имплантировали в качестве разъединительных трансплантата IVC к мыши-реципиента.

тонкий страницах = "всегда"> Рисунок 2
Рисунок 2. Сканирующей электронной микроскопии образы эшафот. Средняя наружный диаметр был 1.45 мм, диаметра просвета составила 1,1 мм, а длина 3 мм.

Рисунок 3
Рисунок 3. Имплантированного TEVG через 2 недели и родной IVC. А) Сразу после имплантации, B) через 2 недели после имплантации и С) родной IVC для сравнения.

fig4.jpg "/>
Рисунок 4. Ультразвуковые изображения 2 недели и родной IVC. А) В-режим и В) Цвет Доплера образ TEVG через 2 недели. C) Родной IVC для сравнения.

Рисунок 5
Рисунок 5. Представитель изображения 2 недель после оперативного TEVG. А) Н & E (внутренний просвет), В) Harts (розовый = эластин), трехцветный С) Massion в (синий = коллаген), D) CD31 (коричневый = эндотелиальных клеток), Е) αSMA (коричневый = клетки гладкой мышцы), и F ) F4/80 (коричневый = макрофагов).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Модель мыши TEVG является ценным инструментом для изучения клеточных и молекулярных механизмов neotissue формирования и развития стеноза. Отобранный БМ-MNC было показано в обоих гистологических и SEM образов сеяных клеток на трансплантата 11. Эффективность посева клеток было также показано, с использованием анализа ДНК 7. Используя эту модель системы мы показали, что клетки посев снижает заболеваемость развития TEVG стеноза, который был основным путем отказа в нашем человеческом клиническом испытании 3. В отобранные клетки быстро исчез из TEVG, предполагая, что они проявляют свое действие через паракринного механизма 8,12. Было также показано, что образование neovessel является опосредованную иммунной системой регенеративный процесс, и что neovessel возникает из врастание сосудистых клеток (EC и SMC) из соседней стенке сосуда вдоль просвета поверхности строительных лесов. Более того, нормальная инфильтрацию макрофагов имеет важное значение для neotissue формирования сосудистой,но когда этот процесс является чрезмерным это приводит к развитию TEVG стеноза 7,8. Эти результаты показывают, актуальность этой модели мыши к болезни человека. В микрохирургические методы могут быть адаптированы к другим сосудистых применений, включая артериальных трансплантатов 13 и артерии в венозной фистулы.

Мы работаем более 1000 IVC вмешательство привитых имплантаций ежегодно, а уровень смертности составляет менее 1%. Для успешного трансплантата имплантации, есть несколько важных моментов, чтобы упомянуть.

Во-первых, для инъекций анестезия является предпочтительным для этой операции, поскольку необходимо, чтобы превратить мышь вокруг несколько раз в течение анастомоза. Эффект анестезии обычно длится около часа и все это время хирургии для квалифицированного микро хирурга составляет примерно 30-45 мин, что обеспечивает достаточно времени, чтобы завершить операцию. Если животное просыпается во время операции, 0,05-0,1 мл анестезии коктейль может быть введен внутримышечноциркулярно.

Во-вторых, большинство небольших ветвей аорты необходимо лигировали, чтобы предотвратить избыточную потерю крови при отделении НПВ и аорту из области живота. Также имейте в виду, чтобы не повредить IVC, когда она отделена от аорты.

В-третьих, когда трансплантат зашивали, первые два швы с обеих сторон являются наиболее важными шаги всего процесса. Когда они не помещены тщательно, трудно отделить передней и задней слои НПВ. Если слои четко не определены, есть больше шансов, чтобы случайно шов их вместе. В то время как ушивание IVC для трансплантата, важно, чтобы не более растянуть IVC, что может привести к разрыву. Также убедитесь, что не отрезать слишком много IVC заменить ту же длину трансплантата. Обычно примерно от 1 до 2 мм IVC была удалена, чтобы заменить 3 до 5 мм трансплантат из-за продольного натяжения нижней полой вены. Если же длина нижней полой вены удаляют, это делает anastoMOSIS чрезвычайно сложной.

В-четвертых, существуют значительные деформации напрягать вариации относительно образования TEVG и развития стеноза. Например, Unseeded мышей C57BL / 6 (дикого типа) показали гораздо более высокий уровень стеноза, чем SCID / BG мышей (иммунодефицитных мышей) 8,12. Кроме того, наш опыт, SCID мышей / BG намного проще в эксплуатации по сравнению с C57BL / 6 мышей в связи с его жесткой стенки 14 IVC. Имейте это в виду при работе над новым штаммом мышей.

Производство трансплантата, БМ-MNC сбор урожая, и посева клеток процессы прямо вперед, есть только несколько процессов, чтобы быть осведомлены о. Во-первых, для производства трансплантата, это очень важно, чтобы не "кучка" войлок в то время как подтолкнуть его, используя тупую иглу 18 G. Мы попытались различные методы, чтобы толкать вниз войлок к дистальному концу кончиков пипетки. Нажатие трансплантата с тупой иглой показал лучший результат, на сегодняшний день. ВнутреннийДиаметр тупой иглы немного больше, чем наружный диаметр иглы, что войлок, обернутой вокруг. Таким образом, чем меньше иглы может плотно вставляться в большей тупой иглы и войлок может впоследствии быть выдвинут вниз с равным количеством силы по всему периметру войлока, который предотвращает группировку войлока. Мы ранее отметил, что пучки трансплантаты показал низкую проходимость через 2 недели. Кроме того, очень важно, чтобы удалить все пузырьки, потому что пузырьки вызовет отверстия на поверхности лесов и крови будет течь через отверстие после имплантации. Во-вторых, когда кости отделены для БМ-MNC уборки, убедитесь, чтобы очистить кости как можно больше, чтобы они не включают в себя слишком много мышц или волосы. При необходимости, рекомендуется использовать сетчатый фильтр ткани перед процессом центрифугирования плотности.

Эта модель TEVG работал хорошо на венозного кровообращения, который является низкое давление и высокую система потока. Тем не менее, в артериального кровообращения,высокого давления и высокой Проточная система, мы наблюдали высокий уровень разрыва с PGA трансплантатов из-за его быстрого разложения характеристики. А это значит, трансплантат теряет прочность конструкции до neotissue получает достаточно сил, чтобы противостоять артериальное давление. Мы использовали полимолочной кислотой (НОАК) трансплантаты ранее, но показал высокую распространенность аневризмы. Также это занимает больше, чем 2 года, чтобы полностью деградировать PLA в естественных условиях, что более чем продолжительность жизни мышей. Для будущего применения в артериальных методов циркуляция производственных трансплантата, например, electrospun трансплантат находится в стадии разработки.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Авторы не имеют ничего раскрывать.

Acknowledgements

Эта работа была поддержана, в частности, за счет гранта от НИЗ (РВЫХ1 HL098228) в ЦКБ.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Polyglycolic acid (PGA) felt Biomedical Structures Custome ordered
Pipet tip, 0.1-10 μl  Fisher Sientific 02-707-456
Lyophilizer  Labconco 7070020
RPMI medium 1604 Gibco 11875-093
Petri dish BD 353003
24-well plate Corning 3526
15 cc tube  BD 352096
Ficoll Sigma 10831-100ml Also called 'Histopaque'
DPBS Gibco 14190-144
Littauer bone cutter 4.5" Straight Roboz RS-8480 For BM harvesting
Forceps 4.5" Roboz RS-8120 For BM harvesting
Scissors 4.5" Roboz RS-5912 For BM harvesting
Microscope Leica M80
C57BL/6J (H-2b), Female Jackson Laboratories 664 8-12 weeks
Ketamine hydrochloride injection Hospira Inc. NDC 0409-2053
Xylazine sterile solution Akorn Inc. NADA# 139-236
Ketoprofen Fort Dodge Animal Health NDC 0856-4396-01
Ibuprofen PrecisionDose NDC 68094-494-59
Heparin sodium Sagent Pharmaceticals NDC 25021-400
Saline solution (sterile 0.9% sodium chloride) Hospira Inc. NDC 0409-0138-22
0.9% Sodium chloride injection Hospira Inc. NDC 0409-4888-10
Petrolatum ophthalmic ointment Dechra Veterinary Products NDC 17033-211-38
Iodine prep pads Triad Disposables, Inc. NDC 50730-3201-1
Alcohol prep pads McKesson Corp. NDC 68599-5805-1
Cotton tipped applicators Fisher Scientific 23-400-118
Fine scissor FST 14028-10
Micro-adson forcep FST 11018-12
Clamp applying forcep FST 00072-14
S&T Vascular clamp FST 00396-01
Spring scissors FST 15008-08
Colibri retractors FST 17000-04
Dumont #5 forcep FST 11251-20
Dumont #7 - fine forceps FST 11274-20
Dumont #5/45 forceps FST 11251-35
Tish needle holder/forceps Micrins MI1540
Black polyamide monofilament suture, 10-0 AROSurgical Instruments Corporation TI638402 For suturing the graft
Black polyamide monofilament suture, 6-0 AROSurgical Instruments SN-1956 For musculature and skin closure
Non-woven sponges McKesson Corp. 94442000
Absorbable hemostat Ethicon 1961
1 ml Syringe BD 309659
3 ml Syringe BD 309657
10 ml Syringe BD 309604
18 G 1.5 in, Needle BD 305190
25 G 1 in, Needle BD 305125
30 G 1 in, Needle BD 305106
Warm water recirculator Gaymar TP-700
Warming pad Gaymar TP-22G
Trimmer Wahl 9854-500

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Heart Association, A. merican Heart Disease and Stroke Statistics—2012 Update. Circulation. 125, (2012).
  2. Shinoka, T., et al. Creation Of Viable Pulmonary Artery Autografts Through Tissue Engineering. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 115, 536-546 (1998).
  3. Hibino, N., et al. Late-term results of tissue-engineered vascular grafts in humans. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 139, 431-436 (2010).
  4. Shin'oka, T., et al. Midterm clinical result of tissue-engineered vascular autografts seeded with autologous bone marrow cells. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 129, 1330-1338 (2005).
  5. Brennan, M. P., et al. Tissue-engineered vascular grafts demonstrate evidence of growth and development when implanted in a juvenile animal model. Ann Surg. 248, 370-377 (2008).
  6. Roh, J. D., et al. Construction of an autologous tissue-engineered venous conduit from bone marrow-derived vascular cells: optimization of cell harvest and seeding techniques. Journal of Pediatric Surgery. 42, 198-202 (2007).
  7. Hibino, N., et al. Tissue-engineered vascular grafts form neovessels that arise from regeneration of the adjacent blood vessel. The FASEB Journal. 25, 2731-2739 (2011).
  8. Hibino, N., et al. A critical role for macrophages in neovessel formation and the development of stenosis in tissue-engineered vascular grafts. The FASEB Journal. 25, 4253-4263 (2011).
  9. Naito, Y., et al. Characterization of the Natural History of Extracellular Matrix Production in Tissue-Engineered Vascular Grafts during Neovessel Formation. Cells Tissues Organs. 195, 60-72 (2012).
  10. Naito, Y., et al. Beyond Burst Pressure: Initial Evaluation of the Natural History of the Biaxial Mechanical Properties of Tissue Engineered Vascular Grafts in the Venous Circulation Using a Murine Model. Tissue Eng. Part A. 20, (2013).
  11. Mirensky, T. L., et al. Tissue-engineered vascular grafts: does cell seeding matter. Journal of Pediatric Surgery. 45, 1299-1305 (2010).
  12. Roh, J. D., et al. Tissue-engineered vascular grafts transform into mature blood vessels via an inflammation-mediated process of vascular remodeling. Proceedings of the National Academy of Sciences. 107, 4669-4674 (2010).
  13. Mirensky, T. L., et al. Tissue-engineered arterial grafts: long-term results after implantation in a small animal model. Journal of Pediatric Surgery. 44, 1127-1133 (2009).
  14. Lee, Y. U., Naito, Y., Kurobe, H., Breuer, C. K., Humphrey, J. D. Biaxial mechanical properties of the inferior vena cava in C57BL/6 and CB-17 SCID/bg mice. Journal of Biomechanics. 46, 2277-2282 (2013).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics