Die Implantation von Vena Cava Interposition Graft in Maus-Modell

1Tissue Engineering Program and Surgical Research, Nationwide Children's Hospital, 2Department of Cardiothoracic Surgery, Nationwide Children's Hospital, 3Pediatric Surgery, Nationwide Children's Hospital
Published 6/04/2014
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Medicine

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Summary

Nach unserer Kenntnis der zellulären und molekularen neotissue Bildung zu verbessern, wurde ein Maus-Modell der TEVG vor kurzem entwickelt. Die Transplantate wurden als infrarenalen Vena cava Zwischen Transplantate in C57BL / 6 Mäusen implantiert. Dieses Modell erzielt ähnliche Ergebnisse wie in unserer klinischen Untersuchung erreicht wird, sondern über einen weit verkürzt Zeitverlauf.

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Lee, Y. U., Yi, T., Tara, S., Lee, A. Y., Hibino, N., Shinoka, T., et al. Implantation of Inferior Vena Cava Interposition Graft in Mouse Model. J. Vis. Exp. (88), e51632, doi:10.3791/51632 (2014).

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Abstract

Biologisch abbaubare Gerüste mit Knochenmark-mononuklearen Zellen (BMC) ausgesät werden oft für die rekonstruktive Chirurgie verwendet werden, um angeborene Herzfehler zu behandeln. Die langfristigen klinischen Ergebnisse zeigten ausgezeichnete Offenheitsrate, jedoch mit erheblichen Inzidenz von Stenose. Um die zellulären und molekularen Mechanismen der Gefäß neotissue Bildung zu untersuchen und zu verhindern Stenose Entwicklung in Gewebezüchtungen Gefäßprothesen (TEVGs), ein Mausmodell des Transplantats entwickelten wir mit ca. 1 mm Innendurchmesser. Zunächst wurden die TEVGs aus biologisch abbaubaren Rohrgerüste aus einer Polyglykolsäure Vlies hergestellt gebaut Filz kämmen mit ε-Caprolacton und L-Lactid-Copolymer beschichtet. Die Gerüste wurden dann in einem Gefriertrockner angeordnet ist, für 24 h abgesaugt und im Exsikkator bis zur Zellbesiedelung gespeichert. Zweitens, wurde Knochenmark aus Spendermäusen gesammelt und mononukleäre Zellen wurden durch Dichtegradientenzentrifugation isoliert. Drittens waren etwa eine Million Zellenauf einem Gerüst ausgesät und inkubiert O / N. Schließlich wurden die beimpften Scaffolds dann als infrarenalen Vena cava Zwischen Transplantate in C57BL / 6 Mäusen implantiert. Die implantierten Grafts zeigten hervorragende Durchgängigkeit (> 90%) ohne Nachweis von thromboembolischen Komplikationen oder Aneurysmabildung. Dieses Mausmodell wird uns beim Verständnis und bei der Quantifizierung der zellulären und molekularen Mechanismen der neotissue Bildung in der TEVG.

Introduction

Angeborene Herzfehler sind schwere Erkrankungen, die fast 8% der Lebendgeburten in den Vereinigten Staaten zu beeinflussen. Etwa 25% der Kinder mit angeborenen Herzfehlern oder 2,4 pro 1.000 Lebendgeburten, erfordern invasive Behandlung im ersten Jahr ihres Lebens ein. Die wirksamste Behandlung für angeborene Herzkrankheit ist die rekonstruktive Chirurgie. Leider Komplikationen, die aus der Verwendung von gegenwärtig verfügbaren Gefäßleitungen sind die häufigste Ursache von postoperativen Morbidität und Mortalität.

Um dieses Problem anzugehen, für den klinischen Einsatz entwickelt 2 haben wir die ersten Gewebezüchtungen Gefäßprothesen (TEVGs). TEVGs wurden aus biologisch abbaubaren Polyesterrohre mit autologen Knochenmark-mononuklearen Zellen (BM-MNU) ausgesät und wie venösen Leitungen für angeborene Herzchirurgie implantiert errichtet. Die Ergebnisse zeigten eine ausgezeichnete Offenheitsrate bei 1-3 Jahren Follow-up, aber mit bedeutenden Vorkommen von Stenosen 5,6 erstellt. In diesem Modell werden die TEVGs erfolgreich in die Wohnschiffe umgewandelt und waren in beiden Morphologie und Funktion des nativen Adern. Diese Verwendung von Großtiermodell war ein guter erster Schritt, um wichtige präklinische Informationen, die klinische Nutzung von TEVGs unterstützt. Jedoch volles Verständnis der zellulären und molekularen Mechanismen der Gefäßbildung in neotissue TEVGs mit Großtiermodell aufgrund von Einschränkungen in die molekulare Charakterisierung der Gefäßzell Phänotypen aufgrund des Fehlens von speziesspezifischen molekularen Werkzeugen begrenzt. Um diese Nachteile zu überwinden, wurde ein Mausmodell der TEVGs wegen des rasanten Fortschritt in der Mausgenetik und ihre umfangreiche molecula entwickeltr Charakterisierung mit dem zusätzlichen Vorteil eines verkürzten Zeitskala.

Die murine IVC Zwischenmodell treu rekapituliert den Prozess der Bildung neovessel, die in großen Tieren und Menschen auftritt, sondern über einen viel kürzeren Zeitverlauf 9.6. Hier wird ein detailliertes Protokoll für kleine Fertigungs Transplantat mit biologisch abbaubaren Gerüste, BM-MNC Ernte und Isolation, BM-MNC Aussaat auf Gerüst und Graft-Implantation in einem Mausmodell beschrieben wurden.

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Protocol

HINWEIS: Alle Tierversuche wurden von der Nationwide Kinderkrankenhaus Institutional Animal Care und Verwenden Committee genehmigt.

1. Graft Fertigungs

  1. Machen Sie das ε-Caprolacton und L-Lactid-Copolymer P (LA / CL) Lösung durch Zugabe von 100 mg P (LA / CL) in 2 ml Dioxan unter einer Abzugshaube. Legen Sie die Lösung auf einem Vortex mischen und kontinuierlich für 1-1,5 Stunden vollständig auflösen.
  2. In der Zwischenzeit, entfernen Sie ein Blatt Polyglykolsäure (PGA) fühlte sich aus dem Gefrierschrank und schneiden Sie mehrere 5 x 8 mm Abschnitte. Auch die Spitze eines 0,1-10 ul Pipette knapp über dem Filter abgeschnitten.
  3. Legen Sie eine 19 G-Nadel (1,5 Länge) in das distale Ende einer Pipettenspitze und wickeln die PGA mit Mikro Pinzette gefühlt rund um die Nadel.
  4. Drücken Sie vorsichtig den Filz zum distalen Ende der Pipettenspitze, wo das Lumen gerader als im proximalen Teil, mit einer stumpfen Nadel 18 G, 19 G, während die Nadel in sie eingefügt.
  5. Pipette40 ul P (CL / LA)-Lösung in die Pipettenspitze von der Spitze. Tränken Sie den PGA fühlte mit der Lösung. Dann drücken Sie Luftblasen aus mit einer Pipette Dispenser. Wiederholen Sie diesen Vorgang, wenn nötig.
  6. Platz Transplantate in einem 50-ml-Tube und legen Sie sie in einem -80 ° C Gefrierschrank für 20 min. Stellen Sie sicher, dass der Kopf der Nadeln nach unten weisen.
  7. Übertragen Sie das Rohr in einen Gefriertrockner und Vakuum für 24 Stunden. Achten Sie darauf, den Deckel der Röhre zu öffnen, um Luftzirkulation zu haben.
  8. Nehmen Sie die Transplantate und entfernen Sie sie von den Nadeln. Schneiden Sie die beiden Enden des Transplantats Verlassen eines ~ 5 mm Abschnitt und setzte sie wieder auf die Nadeln, um ihre Form zu halten. Halten Sie die Transplantate in einem Exsikkator.
  9. Legen Sie das Gerüst unter UV-Licht in einem biologischen Sicherheitshaube O / N vor der Zellaussaat.

2. Knochenmark mononukleären Zellernte und Isolation

  1. Euthanize die Mäuse mit Ketamin / Xylazin Dosierung (Ketamin 200 mg / kg und Xylazin, 20 mg / kg).
  2. Entfernen Knochen (Oberschenkelknochen eind Schienbeinknochen) von 3 Mäusen für 10 Graft-Implantationen und in eine Petrischale mit 10 ccm RPMI. Schneiden beide Enden der Knochen und Knochenmark bündig mit einer Spritze mit einer 25 G-Nadel in eine neue Petrischale mit 3 ml RPMI. Sammeln Knochenmark und RPMI-Lösung in einem 15 ccm Rohr und waschen Sie die Petrischale mit zusätzlichen 2 ccm RPMI um den Rest der BM zu sammeln.
  3. Nehmen Probe (5-10 ul) und zählen Zelle mit Hilfe eines automatisierten Zellzähler oder Hämozytometers. Notieren Sie das Ergebnis.
  4. Setzen Sie 5 ccm Ficoll in einem 15 ccm-Zentrifugenröhrchen und fügen Knochenmark und RPMI Lösung. Fügen Sie die Lösung ganz sanft, um es von dem Mischen mit Ficoll verhindern.
  5. Zentrifugieren bei 528 g für 30 min mit "NO BRAKE" bei 24 ° C
  6. Entfernen Sie die obere Schicht rosa. Sammeln Sie die Mitte klare Schicht 1, die die MNC-Schicht und verdünnen Sie es mit PBS 01.01.
  7. Zentrifugieren der verdünnten Lösung bei MNC 528 × g für 10 min bei 24 ° C.
  8. Entfernen Sie den Überstand und diLaute das Pellet mit 5 ml PBS.
  9. Zentrifugieren Sie das Pellet-Lösung bei 528 × g für 10 min bei 24 ° C.
  10. Entfernen Sie den Überstand. Verdünnen Sie die Pellets mit dem entsprechenden Volumen RPMI (~ 200 ul).
  11. Werfen Sie einen 5-10 ul Probe und zählen Zellen mit Hilfe eines automatisierten Zellzähler oder Hämozytometers. Notieren Sie das Ergebnis. Wiederholen Sie den Zellzählung ein weiteres Mal und berechnen die durchschnittliche Zellzahl.
  12. Verdünnen Zellkonzentration zu 1.000.000 Zellen/10 ul RPMI mit.

3. Zellaussaat

  1. Prewet Gerüst durch Zugabe von 5 ul RPMI luminal für 5 Minuten, dann entfernen RPMI.
  2. In 10 ul Knochenmark stammMonoNuklearZellen in RPMI aus Schritt 2.12 bis Gerüst Lumen und 10 Minuten warten, damit Zellen auf dem Gerüst zu befestigen.
  3. Schneiden Sie ein 19 G-Nadel zu 1 cm Länge und legte die Nadel in das Lumen des Gerüst, um die Form des Gerüsts zu halten. Legen Sie die Probe in einer 24-Well-Platte. </ Li>
  4. In 1000 ul RPMI in jede Vertiefung und Inkubation O / N in einem Inkubator.

4. Graft-Implantation

  1. Autoklav alle chirurgischen Werkzeugen vor der Operation: 1x feinen Schere, 3x Mikropinzette, 2x Mikrogefäßklemmen, 1x Klemmanlegezange, 1x Mikro-Nadelhalter, 1x Feder Schere, 1x Aufroller.
  2. 6-8 Wochen alte weibliche C57BL / 6 als Gewebezüchtungen Gefäßtransplantat-Empfänger verwendet. Entfernen Sie die Maus aus dem Käfig und gewogen, dann durch eine intraperitoneale Injektion betäuben in der rechten unteren Quadranten des Bauches mit einer Ketamin / Xylazin-Cocktail (Ketamin 100 mg / kg Xylazin und 10 mg / kg). Ketoprofen (5 mg / kg, IP) als Pre-Anästhesie Analgetikum.
  3. Überprüfen Sie die Höhe der Sedierung durch Einklemmen Geschichte, klemmen Sie dann das Bauch Haar. Schmieren Sie die Augen mit einer sterilen Augensalbe, und legen Sie die Maus in einem dorsalen recumbence Position auf einer Unterlage. Desinfizieren Sie den Bauch mit Betadine und Alkohol-Pads. Cover die Maus mit einem sterilen Tuch und setzen nur die Schnittbereich.
  4. Machen Sie eine Mittellinie Laparotomieschnitts von unterhalb des Schwertfortsatz an der suprapubischen Region, und legen Sie eine Wundspreizer. Wickeln Sie den Darm in Kochsalzlösung befeuchtet Gaze. Unverblümt definieren die infrarenale Aorta und Vena Cava.
  5. Legen Sie zwei Mikrogefäßklemmen auf beiden proximalen und distalen Seiten der Aorta und Vena Cava dann unverblümt trennen die Aorta von der Vena Cava Transect der Vena Cava. Wenn nötig, ligieren die Bauch-Aorten-Filialen mit einem 10-0 Monofilamentnahtmaterialien auf verjüngten Nadeln.
  6. Implantieren eine untere Hohlvene Zwischen Transplantat mit proximalen und distalen Ende Anastomosen mit einem sterilen Naht 10-0 beenden. Schneiden Sie das Transplantat, in der Regel 1-2 mm, abhängig von der Anatomie der Maus. Sichern Sie das Transplantat mit einer Masche auf beiden proximalen und distalen Ende und beginnen, kontinuierlich mit 4-5 Stichen von der anderen Seite des Transplantats zu nähen. Nach Abschluss der Frontseite, drehen Sie die Klemmen und Transplantateauf die andere Seite und die Naht der Rückseite des Transplantats. Während der Implantation, spülen Sie das Transplantat mit Heparin-Lösung häufig zu akuten Thrombose zu verhindern.
  7. Entfernen Sie die proximale Klemme und die Blutung steuern, indem eine topische sterile resorbierbare Gefäßklemme Mittel. Wenn die Blutung vollständig stoppt, entfernen Sie den distalen Klemme und die Kontrolle der Blutung die gleiche Weise. Stellen Sie sicher, Blut fließt durch die Prothese.
  8. Schließen Sie die Bauchmuskulatur und die Haut in zwei Schichten mit einem 6-0 schwarzem Polyamid Monofilamentnahtmaterial mit einbezogen Gewinde Nadel.
  9. Spritzen Sie 0,5 ml Kochsalzlösung subkutan und legen Sie die Maus in einem Käfig auf einer Recovery-Erwärmung bis die Maus-Pad ist voll mobil. Nach Wiederaufnahme, kehren Sie die Maus auf einen neuen Käfig mit Papier Betten. Geben Sie Schmerzmittel (Ibuprofen, 30 mg / kg, Trinkwasser) für 48 Stunden.

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Representative Results

Eine schematische Darstellung TEVG Implantation ist in Fig. 1 gezeigt. Knochenmark wurde von einem Spender Maus geerntet und Mononuklearzellen wurden mittels Dichtezentrifugation isoliert und ausgesät auf einem biologisch abbaubaren Gerüst dann. Die Gerüste wurden entkernt inkubiert O / N und an eine Empfängermaus als untere Hohlvene Zwischen Graft implantiert.

Figur 2 zeigt die Rasterelektronenmikroskopie des PGA-P (CL / LA) Gerüst. Der Innendurchmesser betrug etwa 1 mm und die Wanddicke betrug ungefähr 0,17 mm. Insgesamt 78,5% Porosität und mittlere Porengrößen waren 45,4 ± 17,6 um.

Die Brutto Bild eines TEVG in die IVC von C57BL / 6 Mäusen eingefügt ist in 3. Gleich nach der Implantation (A) und 2 Wochen nach der Implantation (B) gezeigt. (C) zeigt das Brutto Bild eines nativen IVC im Vergleich. Es ist offensichtlich, dassTransplantat wurde mit neotissue gefüllt, aber es immer noch die Form des ursprünglichen Transplantat gehalten. Unsere bisherigen Ergebnisse zeigten, dass die Gesamt Transplantat Abbau dauert bis zu 12 Wochen 10.

Der B-Modus-Ultraschall und Farb-Doppler-Bild von einem 2 Wochen implantiert TEVG 4A-B, um die Durchgängigkeit der implantierten Grafts zu zeigen. Eine native Bild IVC wurde zum Vergleich (Abbildung 4, C) aufgenommen. Zellaussaat verbesserte Durchgängigkeit des Transplantats deutlich, patencies 2 Wochen für ungesetzte und entkernt Transplantate sind 65% und 91% (p <0,05, Fisher-Test).

Fig. 5 zeigt die Zellinfiltration und Ablagerung extrazellulärer Matrix in TEVG nach 2 Wochen der Implantation. Explantierte Transplantate mit H & E-Färbung gefärbt zeigte neotissue Bildung in der gesamten Transplantat und Reste von Gerüstmaterial (A). Harts und Masson Trichrom zeigte Ablagerung von Elastin in der inTimal Schicht (B) und Kollagen in der Mittellage (C). Endothelzellauskleidung wurde während der Intima-Schicht (D) beobachtet, und konfluente Glattmuskelzellen wurden in der gesamten vorliegenden TEVG, insbesondere unter dem EC-Futter (E), wie CD31 und αSMA Färbung gezeigt. In der zweiten Woche nach der Implantation, die eine Makrophageninfiltration war offensichtlich, da mit F4/80 Färbung (F) angegeben.

Figur 1
Abbildung 1. Schematische Darstellung der TEVG Implantation. Knochenmark Mononuklearzellen wurden von einer Spendermaus geerntet, auf einem biologisch abbaubaren Gerüst ausgesät, und dann als Zwischen IVC Transplantat auf eine Empfängermaus implantiert.

Dünn page = "always"> Figur 2
2. Rasterelektronenmikroskopische Aufnahmen eines Gerüsts. Der durchschnittliche Außendurchmesser betrug 1,45 mm, Lumendurchmesser betrug 1,1 mm, und die Länge betrug 3 mm.

Fig. 3
Abbildung 3. Implantierte TEVG nach 2 Wochen und native IVC. A) unmittelbar nach der Implantation, B) 2 Wochen nach der Implantation, und C) nativen IVC zum Vergleich.

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Abbildung 4. Ultraschallbilder 2 Wochen und nativen IVC. A) B-Mode und B) Farb-Doppler-Bild TEVG nach 2 Wochen. C) Natives IVC zum Vergleich.

Figur 5
Abbildung 5. Repräsentative Bilder von den 2 Wochen postoperativen TEVG. A) H & E (Innenlumen), B) Harts (pink = Elastin), C) Massion Trichrom (blau = Kollagen), D) CD31 (braun = Endothelzellen), E) αSMA (braun = glatte Muskelzelle) und F ) F4/80 (braun = Makrophagen).

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Discussion

Das Mausmodell der TEVG ist ein wertvolles Werkzeug, um zelluläre und molekulare Mechanismen der neotissue Bildung und der Entwicklung der Stenose zu studieren. Die beimpften BM-MNC wurde in beiden histologischen und SEM-Bilder der beimpften Zellen auf dem Transplantat 11 gezeigt. Zellansiedlungseffizienz wurde auch unter Verwendung eines DNA-Assay 7 gezeigt. Mit diesem Modellsystem haben wir gezeigt, dass Zellaussaat verringert die Häufigkeit der Entwicklung der TEVG Stenose, die die primäre Form der Fehler in unserer menschlichen klinischen Studie 3 war. Die angesiedelten Zellen schnell verschwand von der TEVG, was darauf hindeutet, dass sie ihre Wirkung über einen parakrinen Mechanismus 8,12 auszuüben. Es wurde auch gezeigt, dass die Bildung neovessel eine immunvermittelte regenerativen Prozess, und dass die neovessel entsteht durch Einwachsen der vaskulären Zellen (EC und SMC) von der benachbarten Behälterwand entlang der luminalen Oberfläche des Gerüsts. Darüber hinaus ist normal Makrophageninfiltration wesentlich für Gefäß neotissue Bildung,aber wenn dieser Prozess übermäßige führt zur Entwicklung TEVG Stenose 7,8. Diese Ergebnisse zeigen die Bedeutung dieses Mausmodell für die menschliche Krankheit. Die mikrochirurgische Techniken können auf anderen vaskulären Anwendungen, einschließlich arterieller Grafts 13 und Arterie venöse Fistel angepasst werden.

Wir betreiben über 1.000 IVC Zwischen Graft-Implantationen pro Jahr und die Sterberate beträgt weniger als 1%. Für eine erfolgreiche Graft, gibt es einige wichtige Punkte zu erwähnen.

Zuerst wird injizierbare Anästhesie für diesen Vorgang bevorzugt, weil es notwendig ist, die Maus um mehrere Male während Anastomose drehen. Die Wirkung der Narkose dauert in der Regel etwa eine Stunde und die gesamte Operationszeit für einen Fachmikrochirurg ist ungefähr 30-45 min, das ist genug Zeit, um die Operation abzuschließen bietet. Wenn das Tier wacht während der Operation kann 0,05-0,1 ml einer Anästhesie Cocktail injiziert werden intraders.

Zweitens musste die meisten der kleinen Aortenäste ligiert, um überschüssige Blutverlust zu verhindern, während die Trennung von IVC und der Aorta aus dem Bauchbereich werden. Beachten Sie außerdem die IVC nicht zu verletzen, wenn sie aus der Aorta getrennt.

Drittens, wenn das Implantat angenäht wurde, die ersten beiden Nähte auf beiden Seiten sind die wichtigsten Schritte des gesamten Prozesses. Wenn sie nicht sorgfältig platziert, ist es schwierig, die vordere und hintere Lagen der IVC trennen. Wenn die Schichten nicht eindeutig identifiziert, gibt es eine höhere Wahrscheinlichkeit, versehentlich zusammennähen ihnen. Während Vernähen der IVC auf das Transplantat, ist es wichtig, nicht über strecken die IVC, das Reißen führen kann. Stellen Sie auch sicher nicht zu viel abgeschnitten IVC, um die gleiche Länge des Transplantats zu ersetzen. Gewöhnlich etwa 1 bis 2 mm von IVC wurde entfernt, um einen 3 bis 5 mm Transplantat aufgrund der Längsspannung des IVC ersetzen. Wenn die gleiche Länge des IVC entfernt wird, macht es Anastomosemosis extrem herausfordernd.

Viertens gibt es erhebliche Belastung auf Schwankungen in Bezug auf Bildung und TEVG Stenose Entwicklung belasten. Zum Beispiel ungesetzte C57BL / 6 Mäusen (Wildtyp) zeigte eine viel höhere Rate von Stenosen als SCID / bg-Mäusen (Mäusen mit Immunschwäche) 8,12. Darüber hinaus von unserer Erfahrung sind SCID / bg-Mäusen viel einfacher, im Vergleich zu C57BL / 6 Mäusen durch seine steifer IVC Wand 14 zu betreiben. Denken Sie daran, wenn Sie auf einer neuen Stamm von Mäusen.

Das Transplantat Fertigung, BM-MNC Ernte und Zellaussaat Prozesse sind gerade nach vorn, es gibt nur ein paar Prozesse bewusst zu sein. Erstens, für das Transplantat Herstellung, ist es sehr wichtig, nicht zu 'Bündel' den Filz während schieben Sie es mit der 18 G stumpfen Nadel. Wir haben verschiedene Verfahren ausprobiert, um den Filz auf dem distalen Ende der Pipettenspitzen zu drücken. Durch Drücken des Transplantats mit einer stumpfen Nadel zeigte das beste Ergebnis, bei weitem. Die InnenDurchmesser des stumpfen Nadel ist etwas größer als der Außendurchmesser der Nadel, die der Filz gewickelt. Daher kann die kleinere Nadel eng gleiten in den größeren stumpfen Nadel und der Filz kann anschließend nach unten mit gleichen Mengen Kraft um den gesamten Umfang des Filzes, die Bündelung des Filzes verhindert, geschoben werden. Wir haben bereits festgestellt, dass gebündelte Transplantate zeigten niedrigere Durchgängigkeit in 2 Wochen. Auch ist es wichtig, alle Luftblasen zu entfernen, da Blasen verursachen Löcher auf der Gerüstoberfläche, und Blut wird durch die Öffnung nach der Implantation austreten. Zweitens, wenn die Knochen für BM-MNC Ernte getrennt, stellen Sie sicher, um den Knochen zu reinigen, so viel wie möglich, damit sie nicht zu viel sind Muskel-oder Haar. Falls erforderlich, wird empfohlen, eine Gewebefilter vor der Zentrifugation Prozessdichte zu verwenden.

Dieses Modell der TEVG hat gut auf venösen Blutkreislauf, die ein Niederdruck-und Hochstrom-System ist. Doch im arteriellen Kreislauf einHochdruck-und Hochfluss-System beobachteten wir hohe Bruch mit PGA Transplantate aufgrund seiner schnellen Abbau Kennlinie. Was bedeutet, das Transplantat verliert seine strukturelle Stärke gewinnt, bevor die neotissue genug Kraft, um den arteriellen Druck zu widerstehen. Wir haben Polymilchsäure (PLA) Transplantate bisher verwendeten, zeigten aber hohe Prävalenz der Aneurysmabildung. Auch dauert es mehr als 2 Jahre PLA in vivo, der mehr als die Lebensdauer von Mäusen vollständig abzubauen. Für eine zukünftige Anwendung in arteriellen Kreislauf Transplantat Fertigungstechniken, zum Beispiel, ist ein elektro Transplantat derzeit in der Entwicklung.

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Disclosures

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Acknowledgements

Diese Arbeit wurde unterstützt, zum Teil durch einen Zuschuss aus dem NIH (RO1 HL098228), um CKB.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Polyglycolic acid (PGA) felt Biomedical Structures Custome ordered
Pipet tip, 0.1-10 μl  Fisher Sientific 02-707-456
Lyophilizer  Labconco 7070020
RPMI medium 1604 Gibco 11875-093
Petri dish BD 353003
24-well plate Corning 3526
15 cc tube  BD 352096
Ficoll Sigma 10831-100ml Also called 'Histopaque'
DPBS Gibco 14190-144
Littauer bone cutter 4.5" Straight Roboz RS-8480 For BM harvesting
Forceps 4.5" Roboz RS-8120 For BM harvesting
Scissors 4.5" Roboz RS-5912 For BM harvesting
Microscope Leica M80
C57BL/6J (H-2b), Female Jackson Laboratories 664 8-12 weeks
Ketamine hydrochloride injection Hospira Inc. NDC 0409-2053
Xylazine sterile solution Akorn Inc. NADA# 139-236
Ketoprofen Fort Dodge Animal Health NDC 0856-4396-01
Ibuprofen PrecisionDose NDC 68094-494-59
Heparin sodium Sagent Pharmaceticals NDC 25021-400
Saline solution (sterile 0.9% sodium chloride) Hospira Inc. NDC 0409-0138-22
0.9% Sodium chloride injection Hospira Inc. NDC 0409-4888-10
Petrolatum ophthalmic ointment Dechra Veterinary Products NDC 17033-211-38
Iodine prep pads Triad Disposables, Inc. NDC 50730-3201-1
Alcohol prep pads McKesson Corp. NDC 68599-5805-1
Cotton tipped applicators Fisher Scientific 23-400-118
Fine scissor FST 14028-10
Micro-adson forcep FST 11018-12
Clamp applying forcep FST 00072-14
S&T Vascular clamp FST 00396-01
Spring scissors FST 15008-08
Colibri retractors FST 17000-04
Dumont #5 forcep FST 11251-20
Dumont #7 - fine forceps FST 11274-20
Dumont #5/45 forceps FST 11251-35
Tish needle holder/forceps Micrins MI1540
Black polyamide monofilament suture, 10-0 AROSurgical Instruments Corporation TI638402 For suturing the graft
Black polyamide monofilament suture, 6-0 AROSurgical Instruments SN-1956 For musculature and skin closure
Non-woven sponges McKesson Corp. 94442000
Absorbable hemostat Ethicon 1961
1 ml Syringe BD 309659
3 ml Syringe BD 309657
10 ml Syringe BD 309604
18 G 1.5 in, Needle BD 305190
25 G 1 in, Needle BD 305125
30 G 1 in, Needle BD 305106
Warm water recirculator Gaymar TP-700
Warming pad Gaymar TP-22G
Trimmer Wahl 9854-500

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

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