Implantación de la vena cava inferior interposición del injerto en modelo de ratón

1Tissue Engineering Program and Surgical Research, Nationwide Children's Hospital, 2Department of Cardiothoracic Surgery, Nationwide Children's Hospital, 3Pediatric Surgery, Nationwide Children's Hospital
Published 6/04/2014
0 Comments
  CITE THIS  SHARE 
Medicine

Your institution must subscribe to JoVE's Medicine section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

Welcome!

Enter your email below to get your free 10 minute trial to JoVE!





By clicking "Submit", you agree to our policies.

 

Summary

Para mejorar nuestro conocimiento de la formación de neotejido celular y molecular, un modelo murino de la TEVG fue desarrollado recientemente. Los injertos fueron implantados como injertos de interposición de la vena cava infrarrenal en ratones C57BL / 6. Este modelo logra resultados similares a los obtenidos en nuestra investigación clínica, pero durante un transcurso de tiempo mucho más corto.

Cite this Article

Copy Citation

Lee, Y. U., Yi, T., Tara, S., Lee, A. Y., Hibino, N., Shinoka, T., et al. Implantation of Inferior Vena Cava Interposition Graft in Mouse Model. J. Vis. Exp. (88), e51632, doi:10.3791/51632 (2014).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Andamios biodegradables sembrados con células mononucleares de médula ósea (BMC) se utilizan a menudo para la cirugía reconstructiva para tratar las anomalías cardíacas congénitas. Los resultados clínicos a largo plazo mostraron excelentes tasas de permeabilidad, sin embargo, con una incidencia significativa de la estenosis. Para investigar los mecanismos celulares y moleculares de la formación neotejido vascular y prevenir el desarrollo de estenosis en la ingeniería tisular injertos vasculares (TEVGs), hemos desarrollado un modelo de ratón del injerto con aproximadamente 1 mm de diámetro interno. En primer lugar, los TEVGs fueron ensambladas a partir de los andamios tubulares biodegradables fabricadas a partir de un material no tejido de ácido poliglicólico sintieron malla recubierta con copolímero de ε-caprolactona y L-lactida. Los andamios se colocaron entonces en un liofilizador, la aspiradora durante 24 horas, y se almacenaron en un desecador hasta la siembra de células. En segundo lugar, la médula ósea se obtuvieron de ratones donantes y las células mononucleares se aislaron por centrifugación en gradiente de densidad. En tercer lugar, aproximadamente un millón de células fueronsembradas en un andamio y se incubaron O / N. Por último, las células sembradas se implantan a continuación como injertos de interposición de la vena cava infrarrenal en ratones C57BL / 6. Los injertos implantados demostraron excelente permeabilidad (> 90%) sin evidencia de complicaciones tromboembólicas o formación de aneurisma. Este modelo murino nos ayudará en la comprensión y la cuantificación de los mecanismos celulares y moleculares de la formación de neotejido en el TEVG.

Introduction

Las cardiopatías congénitas son enfermedades graves que afectan a casi el 8% de los nacimientos vivos en los Estados Unidos. Aproximadamente el 25% de los recién nacidos con defectos congénitos del corazón o de 2,4 por 1.000 nacidos vivos, requieren tratamiento invasivo en el primer año de su vida 1. El tratamiento más efectivo para la enfermedad cardiaca congénita es la cirugía reconstructiva. Por desgracia, las complicaciones derivadas de la utilización de conductos vasculares actualmente disponibles son la causa más importante de morbilidad y mortalidad postoperatorias.

Para solucionar este problema, hemos desarrollado los primeros ingeniería tisular injertos vasculares (TEVGs) para uso clínico 2. TEVGs se construyeron a partir de tubos de poliéster biodegradables sembradas con médula ósea autóloga células mononucleares derivadas (CMN-MO) y implantados como conductos venosos para la cirugía cardíaca congénita. Los resultados mostraron excelentes tasas de permeabilidad a 1-3 años de seguimiento, pero con incidencia significativa de la estenosis 5,6. En este modelo, los TEVGs transformaron con éxito en los vasos que viven y fueron similares tanto en la morfología y la función de las venas nativas. Este uso de un modelo animal de gran tamaño era un buen primer paso para proporcionar información importante sobre la pre-clínico que ayudó el uso clínico de TEVGs. Sin embargo, la plena comprensión de los mecanismos celulares y moleculares de la formación neotejido vascular en TEVGs utilizando modelos animales grandes es limitada, debido a las limitaciones en la caracterización molecular de fenotipos de células vasculares debido a la falta de especies de herramientas moleculares específicas. Para superar estas deficiencias, un modelo murino de TEVGs fue desarrollado por razón del rápido avance de la genética del ratón y su extensa moleculacaracterización r con la ventaja añadida de una escala de tiempo más corta.

El modelo murino interposición IVC recapitula fielmente el proceso de formación de neovasos que se produce en grandes animales y los seres humanos, pero durante un transcurso de tiempo mucho más corto 6-9. Aquí, un protocolo detallado para la fabricación del injerto a pequeña escala usando andamios biodegradables, se describe BM MNC-recolección y el aislamiento, la BM MNC-siembra en andamio, y la implantación del injerto en un modelo murino.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

NOTA: Todos los animales procedimientos fueron aprobados por el Comité del Hospital Institucional Cuidado de Animales y Uso de los Niños de Nationwide.

1. Injerto de fabricación

  1. Hacer la solución ε-caprolactona y L-lactida copolímero P (LA / CL) mediante la adición de 100 mg de P (LA / CL) en 2 ml de dioxano bajo una campana de humos. Coloque la solución en un vórtice y se mezcla continuamente durante 1 a 1,5 horas para disolver completamente.
  2. Mientras tanto, quitar una hoja de ácido poliglicólico (PGA) se sintió desde el congelador y cortar varias secciones 5 x 8 mm. También cortar la punta de un 0,1-10 l pipeta justo por encima del filtro.
  3. Inserte una aguja de 19 (1,5 longitud) en el extremo distal de una punta de pipeta y envolver la PGA se sintió alrededor de la aguja utilizando micro forceps.
  4. Empuje con cuidado el fieltro en el extremo distal de la punta de la pipeta, donde el lumen es más recto que la parte proximal, utilizando una aguja roma 18 g, mientras que el G aguja 19 se inserta en él.
  5. Pipeta40 l P (CL / LA) solución en la punta de la pipeta de la parte superior. Saturar el PGA sentía con la solución. Luego empuje las burbujas de aire utilizando un dispensador de la pipeta. Repita este proceso si es necesario.
  6. Coloque los injertos en un tubo de 50 ml y la colocan en un congelador de -80 ° C durante 20 min. Asegúrese de que el jefe de las agujas de bruces.
  7. Transferir el tubo en un liofilizador y aspirar durante 24 horas. Asegúrese de abrir la tapa del tubo para que el flujo de aire.
  8. Saque los injertos y sacarlos de las agujas. Corte ambos extremos del injerto dejando una sección de ~ 5 mm y volver a ponerlos sobre las agujas para mantener su forma. Mantener los injertos en un desecador.
  9. Coloque el andamio a la luz ultravioleta en una siembra de células bioseguridad capó O / N antes.

2. Mononucleares de médula ósea La recolección de la célula y aislamiento

  1. La eutanasia a los ratones con sobredosis de ketamina / xilazina (ketamina, 200 mg / kg y xilazina, 20 mg / kg).
  2. Quite los huesos (fémur und tibias) de 3 ratones durante 10 implantaciones de injerto y colocar en una placa de Petri con 10 cc RPMI. Corte ambos extremos de los huesos y médula ósea ras utilizando una jeringa con una aguja de calibre 25 en una nueva placa de Petri con medio RPMI 3 cc. Recoger la médula ósea y la solución de RPMI en un tubo de 15 cc y se lava la placa de Petri con medio RPMI adicional 2 cc para recoger el resto de BM.
  3. Toma de muestras (5-10 l) y el recuento de células utilizando un contador de células automatizado o hemocitómetro. Registre el resultado.
  4. Ponga 5 cc de Ficoll en un tubo de centrífuga de 15 cc y añadir la médula ósea y la solución de RPMI. Añadir la solución muy suavemente para evitar que se mezcla con Ficoll.
  5. Centrifugar a 528 xg durante 30 minutos con "NO FRENO" a 24 ° C.
  6. Retire la capa rosada superior. Recoger la capa intermedia clara la Figura 1, que es la capa de MNC, y diluirla con PBS 1:01.
  7. Centrifugar la solución MNC diluido a 528 xg durante 10 min a 24 ° C.
  8. Eliminar el sobrenadante y dilaúd el sedimento con 5 ml de PBS.
  9. Centrifugar la solución de pellets a 528 xg durante 10 min a 24 ° C.
  10. Eliminar el sobrenadante. Diluir el sedimento con el volumen apropiado de medio RPMI (~ 200 l).
  11. Tomar una muestra de l 5-10 y contar las células utilizando un contador de células automatizado o hemocitómetro. Registre el resultado. Repita la célula contando una vez más y calcular el número medio de celda.
  12. Diluir concentración de células a 1.000.000 células/10 l usando medio RPMI.

3. Siembra de células

  1. Andamio prehumedecido añadiendo 5 l RPMI luminally durante 5 minutos, luego retire RPMI.
  2. Añadir 10 l de médula ósea procedentes de células mononucleares en RPMI del Paso 2,12 a luz andamios y esperar 10 minutos para permitir que las células se unan al andamio.
  3. Cortar una aguja de 19 G hasta 1 cm de longitud y poner la aguja en el lumen del andamio para mantener la forma del andamio. Colocar la muestra en una placa de 24 pocillos. </ Li>
  4. Añadir 1000 l de RPMI a cada pocillo e incubar O / N en una incubadora.

4. Injerto de implantación

  1. Autoclave todas las herramientas quirúrgicas antes de la cirugía: 1x tijeras finas, 3x fórceps micro, pinzas vasculares micro de 2x, abrazadera 1x fórceps soliciten, sostenedor 1x micro aguja, tijeras de primavera 1x, 1x retractor.
  2. 6-8 semanas de edad hembra C57BL / 6 se utilizan como ingeniería tisular receptores de injertos vasculares. Eliminar el ratón de su jaula y se pesa, entonces anestesiar a través de una inyección intraperitoneal en el cuadrante inferior derecho del abdomen con un cóctel de ketamina / xilazina (ketamina, 100 mg / kg y xilazina, 10 mg / kg). Ketoprofeno (5 mg / kg, ip) se usa como un analgésico de pre-anestesia.
  3. Compruebe el nivel de sedación por pellizcos cuento, a continuación, cortar el pelo abdominal. Lubricar los ojos con un ungüento oftálmico estéril y colocar el ratón en una posición de decúbito dorsal sobre una almohadilla. Desinfectar el abdomen con almohadillas de betadine y alcohol. CoVer el ratón con un paño estéril y exponer sólo el área de la incisión.
  4. Hacer una laparotomía de la línea media de la incisión por debajo de la xifoides a la región suprapúbica, e insertar un retractor de auto-retención. Envuelva los intestinos en solución salina gasa humedecida. Francamente definir la aorta infrarrenal y la vena cava.
  5. Coloque dos pinzas vasculares micro tanto en lados proximal y distal de la aorta y la vena cava a continuación, separar sin rodeos la aorta desde la vena cava Transecta la vena cava. Si es necesario, ligar las ramas de la aorta abdominal con suturas monofilamento 10-0 sobre agujas afiladas.
  6. Implantar una vena cava inferior con injerto de interposición extremo proximal y distal para terminar con anastomosis utilizando un 10-0 sutura estéril. Recorte el injerto, generalmente de 1-2 mm, dependiendo de la anatomía del ratón. Asegurar el injerto con una puntada en ambos extremos proximal y distal y empezar a suturar continuamente con 4-5 puntos de sutura desde el otro lado del injerto. Después de terminar la parte frontal, voltear las abrazaderas y los injertoshasta el otro lado y suturar la parte de atrás del injerto. Durante la implantación, lave el injerto con solución de heparina con frecuencia para prevenir la trombosis aguda.
  7. Retire la abrazadera proximal y controlar la hemorragia mediante la aplicación de un agente de hemostato absorbible estéril tópica. Cuando la hemorragia se detiene por completo, retire la pinza distal y controlar la hemorragia de la misma manera. Hacer flujos sanguíneos seguros a través del injerto.
  8. Cierre la musculatura abdominal y la piel de dos capas usando una sutura monofilamento 6-0 poliamida negro con aguja enhebrada incluido.
  9. Inyectar 0,5 ml de solución salina por vía subcutánea y colocar el ratón en una jaula de recuperación en una almohadilla térmica hasta que el ratón es completamente móvil. Después de la recuperación, devuelva el ratón a una nueva jaula con ropa de cama de papel. Déle medicina para el dolor (ibuprofeno, 30 mg / kg, el agua potable) durante 48 horas.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Un diagrama esquemático de la implantación TEVG se muestra en la Figura 1. La médula ósea fue cosechada de un ratón donante y mono células nucleares se aislaron mediante centrifugación de densidad y luego sembró en un andamio biodegradable. Las células sembradas se incubaron O / N y se implantaron a un ratón receptor como una vena cava interposición de injerto inferior.

La Figura 2 ilustra la microscopía electrónica de barrido del andamio PGA-P (CL / LA). El diámetro interno era de aproximadamente 1 mm y el espesor de pared fue de aproximadamente 0,17 mm. La porosidad total fue de 78,5% y la media de tamaños de poros fueron 45,4 ± 17,6 micras.

La imagen bruto de un TEVG interpuesta en la VCI de ratones C57BL / 6 ratones se muestra en la Figura 3. Inmediatamente después de la implantación (A) y 2 semanas después de la implantación (B). (C) muestra la imagen bruta de un VCI nativo en comparación. Es evidente queinjerto se llenó con neotejido, sin embargo, todavía mantiene la forma de la original del injerto. Nuestro resultado anterior mostró que la degradación total del injerto toma hasta 12 semanas 10.

La imagen de Doppler de modo B de ultrasonido y el color de un 2 semanas implantados TEVG Figuras 4A-B para mostrar la permeabilidad de los injertos implantados. Una imagen IVC nativa se añadió para la comparación (Figura 4, C). La siembra de células mejoró la permeabilidad del injerto significativamente, permeabilidades a las 2 semanas para injertos de cabezas de serie y sembradas son 65% y 91%, respectivamente (p <0,05, prueba exacta de Fisher).

La Figura 5 muestra la infiltración celular y la deposición de matriz extracelular en TEVG después de 2 semanas de la implantación. Injertos explantados teñidas con tinción H & E mostraron formación neotejido largo del injerto y restos de material de soporte (A). Harts y tricrómico de Masson mostró deposición de elastina en la enTimal capa (B) y el colágeno en la capa media (C). Revestimiento de células endoteliales se observó en toda la capa de la íntima (D) y las células musculares lisas confluentes estaban presentes en todo el TEVG, especialmente por debajo de la CE revestimiento (E) como se muestra por CD31 y tinción αSMA, respectivamente. Por la segunda semana después de la implantación, la infiltración de macrófagos era evidente, como se indica con la tinción de F4/80 (F).

Figura 1
Figura 1. Esquema de la implantación. TEVG células mononucleares de médula ósea fueron cosechadas de un ratón donante, sembradas en un andamio biodegradable, y luego implantados como un injerto de interposición IVC a un ratón receptor.

páginas delgado = "always"> Figura 2
Imágenes de microscopía electrónica de la Figura 2. De barrido de un andamio. El diámetro exterior promedio fue de 1,45 mm, diámetro luminal era 1,1 mm, y la longitud fue de 3 mm.

Figura 3
Figura 3. Implantado TEVG después de 2 semanas y IVC nativo. A) inmediatamente después de la implantación, B) 2 semanas después de la implantación, y C) IVC nativo para la comparación.

fig4.jpg "/>
Figura 4. Las imágenes de ultrasonido 2 semanas y IVC nativo. A) Imagen Doppler modo B y B) Color de TEVG después de 2 semanas. C) Nativo IVC para la comparación.

La figura 5
Figura 5. Imágenes representativas de las 2 semanas después TEVG operativa. A) H & E (luz interior), B) Harts (rosa = elastina), tricrómico C) de Massion (azul = colágeno), D) CD31 (marrón = células endoteliales), E) αSMA (marrón = células del músculo liso), y F ) F4/80 (marrón = macrófagos).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

El modelo de ratón de TEVG es una herramienta valiosa para estudiar los mecanismos celulares y moleculares de la formación neotejido y el desarrollo de la estenosis. La cabeza de serie BM-MNC se muestra en ambas imágenes histológicas y de SEM de las células sembradas sobre el injerto 11. La eficiencia de la siembra de células también se demostró usando un ensayo de ADN 7. El uso de este sistema modelo se demostró que la siembra de células reduce la incidencia del desarrollo de la estenosis TEVG, que era el principal modo de fallo en nuestro ensayo clínico humano 3. Las células sembradas desaparecieron rápidamente de la TEVG, lo que sugiere que ejercen su efecto a través de un mecanismo de 8,12 paracrina. Se ha demostrado también que la formación de neovasos es un proceso regenerativo-inmune mediada, y que la de neovasos surge de crecimiento hacia el interior de las células vasculares (CE y SMC) de la pared del vaso vecina a lo largo de la superficie luminal del andamio. Por otra parte, la infiltración de macrófagos normales es esencial para la formación de neotejido vascular,pero cuando este proceso es excesiva que conduce al desarrollo de la estenosis TEVG 7,8. Estos resultados muestran la importancia de este modelo de ratón para la enfermedad humana. Las técnicas de microcirugía se pueden adaptar a otras aplicaciones vasculares, incluyendo injertos arteriales 13 y la arteria a la fístula venosa.

Operamos más de 1.000 implantaciones IVC interposición de injerto de cada año y la tasa de mortalidad es inferior al 1%. Para una exitosa implantación del injerto, hay varios puntos importantes a mencionar.

En primer lugar, se prefiere la anestesia inyectable para esta operación debido a que es necesario girar el ratón alrededor varias veces durante la anastomosis. El efecto de la anestesia general dura alrededor de una hora y todo el tiempo de la cirugía para un cirujano experto micro es de aproximadamente 30-45 min, lo que proporciona suficiente tiempo para completar la cirugía. Si el animal se despierta durante la cirugía, 0,05-0,1 ml de un cóctel de anestesia pueden ser inyectados intramuscularcular.

En segundo lugar, la mayor parte de las pequeñas ramas aórticas necesita para ser ligado a prevenir el exceso de pérdida de sangre, mientras que la separación de la vena cava inferior y la aorta de la zona abdominal. También hay que tener en cuenta de no lesionar la vena cava inferior, cuando se separa de la aorta.

En tercer lugar, cuando se suturó el injerto, los primeros dos suturas en ambos lados son los pasos más importantes de todo el proceso. Cuando no se colocan con cuidado, es difícil separar las capas anterior y posterior de la VCI. Si las capas no están claramente identificados, hay una mayor probabilidad de suturar accidentalmente juntos. Aunque la sutura de la VCI para el injerto, es importante no estirar la VCI, que puede causar el desgarro. También asegúrese de no cortar demasiado IVC para reemplazar la misma longitud del injerto. Por lo general aproximadamente 1 a 2 mm de IVC se eliminó para reemplazar un 3 a 5 mm del injerto debido a la tensión longitudinal de la VCI. Si se retira la misma longitud de la VCI, se hace anastomosismosis extremadamente difícil.

En cuarto lugar, hay una gran tensión a la tensión variaciones con respecto a la formación y el desarrollo TEVG estenosis. Por ejemplo, no cabeza de serie C57BL / 6 ratones (tipo salvaje) mostró una tasa mucho más alta de la estenosis de SCID / bg ratones (ratones inmunodeficientes) 8,12. Además, a partir de nuestra experiencia, los ratones SCID / bg son mucho más fáciles de operar en comparación con ratones C57BL / 6 debido a su más rígida de la pared IVC 14. Tenga esto en cuenta cuando se trabaja en una nueva cepa de ratones.

La fabricación del injerto, BM-MNC cosecha y procesos de siembra de células son sencillo, sólo hay un par de procesos para ser consciente de. En primer lugar, para la fabricación de injerto, es muy importante que no se 'montón' el fieltro mientras que empujarla con la aguja roma 18 G. Hemos intentado diferentes métodos para empujar el fieltro hasta el extremo distal de las puntas de pipeta. Empujar el injerto con una aguja roma mostró el mejor resultado, con diferencia. El interiordiámetro de la aguja de punta roma es ligeramente más grande que el diámetro exterior de la aguja que el fieltro se envuelve alrededor. Por lo tanto, la aguja más pequeña puede deslizarse ajustadamente en la aguja de punta roma más grande y el fieltro posteriormente puede ser empujado hacia abajo con cantidades iguales de fuerza alrededor de la circunferencia del fieltro, que evitará el amontonamiento del fieltro. Hemos observado anteriormente que los injertos agrupados mostraron baja permeabilidad a las 2 semanas. Además, es crítico para eliminar todas las burbujas porque las burbujas se causar agujeros en la superficie y la sangre andamio se fuga a través del agujero después de la implantación. En segundo lugar, cuando los huesos están separados por BM-MNC cosecha, asegúrese de limpiar el hueso tanto como sea posible para que no se incluyen demasiado músculo o pelo. Si es necesario, se recomienda usar un filtro de tejido antes de que el proceso de centrifugación de densidad.

Este modelo de TEVG funcionó bien en la circulación venosa, que es un sistema de baja presión y alto flujo. Sin embargo, en la circulación arterial, unaalta presión y el sistema de flujo alta, que observaron altas tasas de ruptura con injertos de PGA debido a su característica de la degradación rápida. Lo que significa que el injerto pierde su resistencia estructural ante la neotejido gana suficiente fuerza para resistir la presión arterial. Hemos utilizado el ácido poliláctico (PLA) injertos previamente, pero mostró una alta prevalencia de formación de aneurismas. También se tarda más de 2 años en degradarse completamente PLA in vivo, que es más de la vida de los ratones. Para una futura aplicación en las técnicas de fabricación de injerto circulación arterial, por ejemplo, un injerto electrospun está actualmente en desarrollo.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Los autores no tienen nada que revelar.

Acknowledgements

Este trabajo fue apoyado en parte por una subvención del NIH (HL098228 SR1) de CKB.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Polyglycolic acid (PGA) felt Biomedical Structures Custome ordered
Pipet tip, 0.1-10 μl  Fisher Sientific 02-707-456
Lyophilizer  Labconco 7070020
RPMI medium 1604 Gibco 11875-093
Petri dish BD 353003
24-well plate Corning 3526
15 cc tube  BD 352096
Ficoll Sigma 10831-100ml Also called 'Histopaque'
DPBS Gibco 14190-144
Littauer bone cutter 4.5" Straight Roboz RS-8480 For BM harvesting
Forceps 4.5" Roboz RS-8120 For BM harvesting
Scissors 4.5" Roboz RS-5912 For BM harvesting
Microscope Leica M80
C57BL/6J (H-2b), Female Jackson Laboratories 664 8-12 weeks
Ketamine hydrochloride injection Hospira Inc. NDC 0409-2053
Xylazine sterile solution Akorn Inc. NADA# 139-236
Ketoprofen Fort Dodge Animal Health NDC 0856-4396-01
Ibuprofen PrecisionDose NDC 68094-494-59
Heparin sodium Sagent Pharmaceticals NDC 25021-400
Saline solution (sterile 0.9% sodium chloride) Hospira Inc. NDC 0409-0138-22
0.9% Sodium chloride injection Hospira Inc. NDC 0409-4888-10
Petrolatum ophthalmic ointment Dechra Veterinary Products NDC 17033-211-38
Iodine prep pads Triad Disposables, Inc. NDC 50730-3201-1
Alcohol prep pads McKesson Corp. NDC 68599-5805-1
Cotton tipped applicators Fisher Scientific 23-400-118
Fine scissor FST 14028-10
Micro-adson forcep FST 11018-12
Clamp applying forcep FST 00072-14
S&T Vascular clamp FST 00396-01
Spring scissors FST 15008-08
Colibri retractors FST 17000-04
Dumont #5 forcep FST 11251-20
Dumont #7 - fine forceps FST 11274-20
Dumont #5/45 forceps FST 11251-35
Tish needle holder/forceps Micrins MI1540
Black polyamide monofilament suture, 10-0 AROSurgical Instruments Corporation TI638402 For suturing the graft
Black polyamide monofilament suture, 6-0 AROSurgical Instruments SN-1956 For musculature and skin closure
Non-woven sponges McKesson Corp. 94442000
Absorbable hemostat Ethicon 1961
1 ml Syringe BD 309659
3 ml Syringe BD 309657
10 ml Syringe BD 309604
18 G 1.5 in, Needle BD 305190
25 G 1 in, Needle BD 305125
30 G 1 in, Needle BD 305106
Warm water recirculator Gaymar TP-700
Warming pad Gaymar TP-22G
Trimmer Wahl 9854-500

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Heart Association, A. merican Heart Disease and Stroke Statistics—2012 Update. Circulation. 125, (2012).
  2. Shinoka, T., et al. Creation Of Viable Pulmonary Artery Autografts Through Tissue Engineering. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 115, 536-546 (1998).
  3. Hibino, N., et al. Late-term results of tissue-engineered vascular grafts in humans. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 139, 431-436 (2010).
  4. Shin'oka, T., et al. Midterm clinical result of tissue-engineered vascular autografts seeded with autologous bone marrow cells. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 129, 1330-1338 (2005).
  5. Brennan, M. P., et al. Tissue-engineered vascular grafts demonstrate evidence of growth and development when implanted in a juvenile animal model. Ann Surg. 248, 370-377 (2008).
  6. Roh, J. D., et al. Construction of an autologous tissue-engineered venous conduit from bone marrow-derived vascular cells: optimization of cell harvest and seeding techniques. Journal of Pediatric Surgery. 42, 198-202 (2007).
  7. Hibino, N., et al. Tissue-engineered vascular grafts form neovessels that arise from regeneration of the adjacent blood vessel. The FASEB Journal. 25, 2731-2739 (2011).
  8. Hibino, N., et al. A critical role for macrophages in neovessel formation and the development of stenosis in tissue-engineered vascular grafts. The FASEB Journal. 25, 4253-4263 (2011).
  9. Naito, Y., et al. Characterization of the Natural History of Extracellular Matrix Production in Tissue-Engineered Vascular Grafts during Neovessel Formation. Cells Tissues Organs. 195, 60-72 (2012).
  10. Naito, Y., et al. Beyond Burst Pressure: Initial Evaluation of the Natural History of the Biaxial Mechanical Properties of Tissue Engineered Vascular Grafts in the Venous Circulation Using a Murine Model. Tissue Eng. Part A. 20, (2013).
  11. Mirensky, T. L., et al. Tissue-engineered vascular grafts: does cell seeding matter. Journal of Pediatric Surgery. 45, 1299-1305 (2010).
  12. Roh, J. D., et al. Tissue-engineered vascular grafts transform into mature blood vessels via an inflammation-mediated process of vascular remodeling. Proceedings of the National Academy of Sciences. 107, 4669-4674 (2010).
  13. Mirensky, T. L., et al. Tissue-engineered arterial grafts: long-term results after implantation in a small animal model. Journal of Pediatric Surgery. 44, 1127-1133 (2009).
  14. Lee, Y. U., Naito, Y., Kurobe, H., Breuer, C. K., Humphrey, J. D. Biaxial mechanical properties of the inferior vena cava in C57BL/6 and CB-17 SCID/bg mice. Journal of Biomechanics. 46, 2277-2282 (2013).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Video Stats