Implantatie van de vena cava inferior Interpositie Graft in muismodel

1Tissue Engineering Program and Surgical Research, Nationwide Children's Hospital, 2Department of Cardiothoracic Surgery, Nationwide Children's Hospital, 3Pediatric Surgery, Nationwide Children's Hospital
Medicine

Your institution must subscribe to JoVE's Medicine section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

Welcome!

Enter your email below to get your free 10 minute trial to JoVE!





By clicking "Submit", you agree to our policies.

 

Summary

Om onze kennis van cellulaire en moleculaire neotissue vorming te verbeteren, werd een muizenmodel van het TEVG recent ontwikkelde. De transplantaten werden geïmplanteerd infrarenale vena cava tussenvoeging enten in C57BL / 6 muizen. Dit model behaalt dezelfde resultaten als die bereikt bij onze klinische onderzoek, maar over een veel kortere tijd-cursus.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Lee, Y. U., Yi, T., Tara, S., Lee, A. Y., Hibino, N., Shinoka, T., et al. Implantation of Inferior Vena Cava Interposition Graft in Mouse Model. J. Vis. Exp. (88), e51632, doi:10.3791/51632 (2014).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Biologisch afbreekbare scaffolds geënt beenmerg mononucleaire cellen (BMCs) worden vaak gebruikt voor reconstructieve chirurgie aangeboren hartafwijkingen te behandelen. De lange-termijn klinische resultaten toonden uitstekende doorgankelijkheid, echter met significante incidentie van stenose. Naar de cellulaire en moleculaire mechanismen van vasculaire neotissue vorming te onderzoeken en te voorkomen stenose ontwikkeling in weefselmanipulatieproduct vaattransplantaten (TEVGs), ontwikkelden we een muismodel van het transplantaat met ongeveer 1 mm binnendiameter. Eerst werden de TEVGs samengesteld uit biologisch afbreekbare buisvormige steigers vervaardigd van een polyglycolzuur geweven vilt gaas bekleed met ε-caprolacton en L-lactide copolymeer. De steigers werden vervolgens in een vriesdroger, opgezogen voor 24 uur, en opgeslagen in een exsiccator tot zaaien van cellen. Ten tweede, werd beenmerg vanuit donor muizen en mononucleaire cellen werden geïsoleerd door dichtheidsgradiënt centrifugatie. Ten derde, ongeveer een miljoen cellengezaaid op een steiger en geïncubeerd O / N Tenslotte werden de gezaaide steigers geïmplanteerd als infrarenale vena cava tussenvoeging enten in C57BL / 6 muizen. De geïmplanteerde grafts aangetoond uitstekende doorgankelijkheid (> 90%) zonder bewijs van trombo-embolische complicaties of aneurysma vorming. Dit muizenmodel zal ons helpen bij het begrijpen en kwantificeren van de cellulaire en moleculaire mechanismen van neotissue formatie in de TEVG.

Introduction

Aangeboren hartafwijkingen zijn ernstige aandoeningen die bijna 8% van de levendgeborenen in de Verenigde Staten beïnvloeden. Ongeveer 25% van de zuigelingen met aangeboren hartafwijkingen of 2,4 per 1000 levend geboren, vereisen invasieve behandeling in het eerste jaar van hun leven 1. De meest effectieve behandeling voor aangeboren hartafwijkingen is reconstructieve chirurgie. Helaas, complicaties als gevolg van het gebruik van thans beschikbare vasculaire leidingen zijn de belangrijkste oorzaak van postoperatieve morbiditeit en mortaliteit.

Om dit probleem aan te pakken, ontwikkelden we de eerste tissue engineered vaattransplantaten (TEVGs) voor klinisch gebruik 2. TEVGs werden opgebouwd uit biologisch afbreekbare polyester buizen bezaaid met autoloog beenmerg-cellen (BM-MNO's) en geïmplanteerd als veneuze leidingen voor congenitale hartchirurgie. De resultaten toonden een uitstekende doorgankelijkheid bij 1-3 jaar follow-up, maar met significante incidentie van stenose 5,6. In dit model, de TEVGs succes getransformeerd in levende schepen en waren vergelijkbaar in zowel morfologie en functie van natief aderen. Dit gebruik van een groot diermodel was een goede eerste stap deze belangrijke pre-klinische informatie die klinische gebruik van TEVGs geholpen. Echter volledig begrip van de cellulaire en moleculaire mechanismen van vasculaire neotissue formatie TEVGs met grote diermodellen beperkt gevolg van beperkingen in de moleculaire karakterisatie van vasculaire cel fenotypes gebrek aan soortspecifieke moleculaire technieken. Om deze tekortkomingen te overwinnen, een muizenmodel van TEVGs werd ontwikkeld op grond van de snelle vooruitgang in de muis genetica en hun uitgebreide molecular karakterisering met het extra voordeel van een kortere tijdschaal.

De muizen IVC tussenplaatsing model getrouw recapituleerde de werkwijze neovessel formatie die voorkomt in grote dieren en mensen, maar over een veel kortere tijdsverloop 6-9. Hier, een gedetailleerd protocol voor kleinschalige graft fabricage gebruik van biologisch afbreekbare steigers, BM-MNC oogsten en isolatie, BM-MNC zaaien op steiger, en graft implantatie in een muismodel werden beschreven.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

OPMERKING: Alle dierlijke procedures werden goedgekeurd door de Nationwide Children's Hospital Institutional Animal Care en gebruik Comite.

1. Graft Manufacturing

  1. Maak de ε-caprolacton en L-lactide copolymeer P (WB / CL) oplossing door het toevoegen van 100 mg P (WB / CL) in 2 ml dioxaan onder een afzuigkap. Zet de oplossing op een vortex en meng voortdurend voor 1-1,5 uur volledig op te lossen.
  2. In de tussentijd, verwijderen van een blad van polyglycolzuur (PGA) vilt uit de vriezer en snijd verschillende 5 x 8 mm secties. Ook sneed het topje van een 0.1-10 ul pipet net boven het filter.
  3. Plaats een 19 G naald (1,5 lengte) in het distale einde van een pipet tip en wikkel de PGA voelde rond de naald met behulp van micro tang.
  4. Schuif het vilt aan het distale uiteinde van de pipet tip, waarbij het lumen is rechter dan het proximale gedeelte, met een stompe 18 G naald, terwijl de 19 G naald erin wordt geplaatst.
  5. Pipet40 gl P (CL / LA) oplossing in de pipetpunt van boven. Verzadigen de PGA gevoeld met de oplossing. Duw vervolgens luchtbellen met behulp van een pipet dispenser. Herhaal deze procedure indien nodig.
  6. Plaats enten in een 50 ml buis en plaats deze in een -80 ° C vriezer gedurende 20 minuten. Zorg ervoor dat het hoofd van de naalden gezicht naar beneden.
  7. Breng de buis in een vriesdroger en vacuüm gedurende 24 uur. Zorg ervoor dat het deksel van de buis te openen om de luchtstroom te hebben.
  8. Haal de transplantaten en verwijder ze uit de naalden. Snijd beide uiteinden van het transplantaat een mm sectie ~ 5 verlaten en zet ze terug op de naalden om hun vorm te behouden. Houd de enten in een exsiccator.
  9. Plaats de steiger onder UV-licht in een bioveiligheid kap O / N voor cel zaaien.

2. Bone Marrow mononucleaire cellen Oogsten en isolatie

  1. Euthanaseren de muizen met ketamine / xylazine overdosering (ketamine, 200 mg / kg en xylazine, 20 mg / kg).
  2. Verwijder de botten (dijbenen eend dij) van 3 muizen voor 10 graft implantaties en plaats in een petrischaal met 10 cc RPMI. Snijd beide uiteinden van de botten en flush beenmerg met behulp van een spuit met een 25 G naald in een nieuwe petrischaal met 3 cc RPMI. Verzamel beenmerg en RPMI oplossing in een 15 cc buis en was de petrischaal met extra 2 cc RPMI de rest van BM verzamelen.
  3. Neem monster (5-10 ul) en tel cel met behulp van een geautomatiseerde celgetalmeter of hemocytometer. Noteer het resultaat.
  4. Zet 5 cc Ficoll in een 15 cc centrifugebuis en voeg beenmerg en RPMI oplossing. Voeg de oplossing zeer voorzichtig om te voorkomen mengen met Ficoll.
  5. Centrifugeer bij 528 xg gedurende 30 minuten met "NO BRAKE" bij 24 ° C.
  6. Verwijder de bovenste roze laag. Verzamel de middelste heldere laag fig. 1, dat de MNC laag en verdunnen met PBS 1:01.
  7. Centrifugeer de verdunde oplossing MNC 528 xg gedurende 10 min bij 24 ° C.
  8. Verwijder het supernatant en diluit de pellet met 5 ml PBS.
  9. Centrifugeer de pellet oplossing bij 528 xg gedurende 10 min bij 24 ° C.
  10. Verwijder het supernatant. Verdun de pellet met het juiste volume van RPMI (~ 200 pi).
  11. Neem een 5-10 ul monster en te tellen cellen met behulp van een geautomatiseerde celgetalmeter of hemocytometer. Noteer het resultaat. Herhaal de cel nog een keer tellen en bereken het gemiddelde aantal cellen.
  12. Verdun celconcentratie 1.000.000 cellen/10 gl met RPMI.

3. Cel zaaien

  1. Prewet steiger door het toevoegen van 5 pi RPMI luminaal gedurende 5 minuten, verwijder RPMI.
  2. Voeg 10 ul beenmerg afgeleide mono nucleaire cellen in RPMI van Stap 2.12 tot schavot lumen en wacht 10 minuten om de cellen te hechten op het schavot.
  3. Snijd een 19 G naald 1 cm lengte en de naald in het lumen van de steiger aan de vorm van de steiger te houden. Het monster wordt in een 24-well plaat. </ Li>
  4. Voeg 1.000 III RPMI in elk putje en geïncubeerd O / N in een incubator.

4. Graft Implantatie

  1. Autoclaaf alle chirurgische instrumenten voor de operatie: 1x fijne schaar, 3x micro tang, 2x micro vasculaire klemmen, 1x klem toepassen tang, 1x micro naaldhouder, 1x lente schaar, 1x oprolmechanisme.
  2. 6-8 weken oude vrouwelijke C57BL / 6 worden gebruikt als tissue engineered vaattransplantaat ontvangers. Verwijder de muis uit de kooi en wegen, dan verdoven door een intraperitoneale injectie in de rechter kwadrant van de buik met een ketamine / xylazine cocktail (ketamine, 100 mg / kg en xylazine, 10 mg / kg). Ketoprofen (5 mg / kg, IP) wordt gebruikt als een pre-anesthesie analgeticum.
  3. Controleer het niveau van sedatie door verhaal knijpen, en klik vervolgens het abdominale haar. Smeer de ogen met steriele oogzalf, en plaats de muis in een dorsale recumbence positie op een pad. Ontsmet de buik met betadine en alcohol pads. Cover de muis met een steriel laken en alleen de incisie gebied bloot.
  4. Maak een middellijn laparotomie incisie van onder de xyphoid de suprapubische regio, en plaats een zelfborgend oprolmechanisme. Wikkel de darmen in een zoutoplossing bevochtigd gaas. Botweg de infrarenale aorta en vena cava definiëren.
  5. Plaats twee micro vasculaire klemmen op zowel proximale en distale zijden van de aorta en vena cava dan botweg scheiden de aorta van de vena cava Transect de vena cava. Eventueel ligeren de abdominale aorta takken met een 10-0 monofilament hechtingen op conische naalden.
  6. Implanteren van een vena cava inferior interpositie graft met proximale en distale einde aan anastomosen eindigen met een steriele 10-0 hechtdraad. Trim de graft, meestal 1-2 mm, afhankelijk van de anatomie van de muis. Bevestig het transplantaat met een steek aan beide proximale en distale einden en gaan continu hechten met 4-5 steken vanaf de andere zijde van het transplantaat. Na het afronden van de voorkant, draait u de klemmen en entenaan de andere kant en hechten de achterzijde van het transplantaat. Tijdens de implantatie, spoelt het transplantaat met heparine oplossing vaak acute trombose te voorkomen.
  7. Verwijder de proximale klem en de controle van de bloeding door het toepassen van een actueel absorbeerbare steriele hemostaat middel. Wanneer de bloeding stopt helemaal, verwijder de distale klem en de controle van de bloeding op dezelfde manier. Zorg ervoor dat het bloed stroomt door het transplantaat.
  8. Sluit de buikspieren en huid in twee lagen met een 6-0 zwart polyamide monofilament hechtdraad met de bijgeleverde schroefdraad naald.
  9. Injecteer 0,5 ml zoutoplossing subcutaan en plaats de muis in een herstel kooi op een opwarming pad totdat de muis is volledig mobiel. Na herstel, de terugkeer van de muis om een ​​nieuwe kooi met papier beddengoed. Geef pijnstillers (Ibuprofen, 30 mg / kg, drinkwater) voor 48 uur.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Een schema van TEVG implantatie wordt getoond in figuur 1. Beenmerg werd geoogst uit een donor muis en mono-nucleaire cellen werden geïsoleerd met behulp van dichtheidsgradiënt centrifugatie en vervolgens gezaaid op een biologisch afbreekbare scaffold. De geplaatste steigers werden gedurende O / N en geïmplanteerd om een ​​ontvanger muis als een inferieure vena cava interpositie graft.

Figuur 2 illustreert de scanning elektronen microscopie van PGA-P (CL / LA) steiger. De inwendige diameter ongeveer 1 mm en de wanddikte ongeveer 0,17 mm. Totale porositeit was 78,5% en de gemiddelde poriegroottes waren 45,4 ± 17,6 micrometer.

De bruto-beeld van een TEVG geplaatst in de IVC van C57BL / 6 muizen is getoond in Figuur 3. Direct na implantatie (A) en 2 weken na implantatie (B). (C) toont de bruto beeld van een inheemse IVC in vergelijking. Het is duidelijk dattransplantaat werd gevuld met neotissue, maar het bleef nog steeds de vorm van het oorspronkelijke transplantaat. Onze vorige resultaat toonde aan dat de graft afbraak duurt maximaal 12 weken 10.

De echografie B-mode en kleur Doppler beeld van een 2 weken geïmplanteerd TEVG Figuren 4A-B om de doorgankelijkheid van de geïmplanteerde grafts tonen. Een afbeelding inheemse IVC werd toegevoegd ter vergelijking (figuur 4, C). Cel zaaien verbeterde doorgankelijkheid van het transplantaat aanzienlijk, patencies 2 weken unseeded en geënt enten 65% en 91%, respectievelijk (p <0,05, Fisher's exact test).

Figuur 5 toont de celinfiltratie en extracellulaire matrix afzetting in TEVG na 2 weken implantatie. Geëxplanteerde transplantaten gekleurd met H & E kleuring toonde neotissue vorming gehele transplantaat en resten van dragermateriaal (A). Harts en Masson trichroom vlek toonde afzetting van elastine in de intimale laag (B) en collageen in de mediale laag (C). Voering van endotheelcellen werd waargenomen gedurende de intimale laag (D) en confluente gladde spiercellen aanwezig gehele TEVG, vooral onder de EG bekleding (E) zoals getoond door CD31 en αSMA kleuring respectievelijk. In de tweede week na implantatie macrofaaginfiltratie bleek, zoals aangegeven F4/80 kleuring (F).

Figuur 1
Figuur 1. Schematische voorstelling van TEVG implantatie. Beenmerg mono nucleaire cellen werden geoogst van een donor muis, gezaaid op een biologisch afbreekbare scaffold, en vervolgens geïmplanteerd als IVC interpositie graft naar een ontvanger muis.

thin-page = "altijd"> Figuur 2
Figuur 2. Scanning elektronenmicroscopie foto van een steiger. Het gemiddelde buitendiameter 1,45 mm, luminale diameter 1,1 mm, en de lengte is 3 mm.

Figuur 3
Figuur 3. Geïmplanteerde TEVG na 2 weken en inheemse IVC. A) Onmiddellijk na implantatie, B) 2 weken na implantatie, en C) natieve IVC ter vergelijking.

fig4.jpg "/>
Figuur 4. Ultrasound beelden 2 weken en inheemse IVC. A) B-modus en B) kleur Doppler beeld van TEVG na 2 weken. C) Inheemse IVC ter vergelijking.

Figuur 5
Figuur 5. Vertegenwoordiger beelden van de 2 weken na operatieve TEVG. A) H & E (binnenste lumen), B) Harts (roze = elastine), C) Massion trichroomkleuring (blauw = collageen), D) CD31 (bruin = endotheelcellen), E) αSMA (bruin = gladde spiercellen), en F ) F4/80 (bruin = macrofaag).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Het muismodel van TEVG is een waardevol hulpmiddel om cellulaire en moleculaire mechanismen van neotissue vorming en de ontwikkeling van stenose bestuderen. De gezaaide BM-MNC werd getoond in zowel histologische en SEM beelden van de gezaaide cellen op het implantaat 11. Zaaien van cellen efficiëntie werd ook aangetoond met een DNA assay 7. Met dit modelsysteem we aangetoond dat zaaien van cellen verlaagde effect van de ontwikkeling van TEVG stenose, waarbij de primaire wijze van falen in onze menselijke klinische proef 3 was. De gezaaide cellen snel verdwenen uit de TEVG, wat suggereert dat ze hun effect uitoefenen via een paracrien mechanisme 8,12. Er werd ook aangetoond dat neovessel vorming van een immuun-gemedieerde regeneratieve proces, en dat de neovessel voortvloeit uit ingroei van de vasculaire cellen (EC en SMC) vanaf het aangrenzende vaatwand langs het luminale oppervlak van de steiger. Bovendien normale macrofaag infiltratie essentieel voor vasculaire neotissue formatiemaar wanneer dit proces buitensporig leidt tot de ontwikkeling van TEVG stenose 7,8. Deze resultaten tonen het belang van dit muismodel van menselijke ziekten. De microchirurgische technieken kunnen worden aangepast aan andere vasculaire toepassingen zoals arteriële grafts 13 en arterie veneuze fistel.

We werken meer dan 1000 IVC interpositie graft implantaties per jaar en het sterftecijfer is minder dan 1%. Voor een succesvolle transplantatie implantatie er een aantal belangrijke punten te noemen.

Eerst wordt injecteerbare verdoving voorkeur voor deze bewerking omdat het noodzakelijk is om de muis draaien meerdere keren tijdens anastomose. Het effect van verdoving duurt meestal ongeveer een uur en de hele operatie tijd voor een ervaren micro chirurg is ongeveer 30-45 min, wat genoeg tijd om de operatie te voltooien biedt. Als het dier wakker tijdens de operatie, kan 0,05-0,1 ml van een cocktail anesthesie geïnjecteerd intramuscularly.

Ten tweede, de meeste kleine aorta takken moest worden geligeerd om overtollig bloed te voorkomen tijdens het scheiden van de IVC en de aorta uit de buik. Ook rekening houden met de IVC niet verwondt wanneer het wordt gescheiden van de aorta.

Ten derde, wanneer het transplantaat gehecht, de eerste twee hechtingen aan beide zijden zijn de belangrijkste stappen van het gehele proces. Als ze niet nauwkeurig worden geplaatst, is het moeilijk om de voor-en achterkant lagen van de IVC scheiden. Wanneer de lagen niet duidelijk, er een hogere kans om ze per ongeluk aan elkaar hechten. Terwijl hechten het IVC aan het transplantaat, is het belangrijk niet meer dan rekken van de IVC, die scheuren kunnen veroorzaken. Zorg er ook niet af te snijden te veel IVC om dezelfde lengte van het transplantaat te vervangen. Gewoonlijk ongeveer 1 tot 2 mm IVC werd verwijderd om 3 tot 5 mm graft vervangen door de longitudinale spanning van de IVC. Als dezelfde lengte van de IVC wordt verwijderd, het maakt anastoMosis zeer uitdagend.

Ten vierde zijn er geen significante stam variaties stam met betrekking tot TEVG vorming en stenose ontwikkeling. Bijvoorbeeld, unseeded C57BL / 6 muizen (wild type) en vertoont een veel hoger percentage van stenose dan SCID / bg muizen (immunodeficiënte muizen) 8,12. Daarnaast is uit onze ervaring, SCID / BG muizen veel gemakkelijker te bedienen in vergelijking met C57BL / 6 muizen vanwege de stijvere IVC wand 14. Houd dat in gedachten wanneer die op een nieuwe stam van muizen.

De ent productie, BM-MNC oogsten en zaaien van cellen processen zijn ongecompliceerd, zijn er slechts een paar processen bewust van te zijn. De eerste, voor het transplantaat productie, is het zeer belangrijk om niet te 'bos' de gevoelde terwijl duw hem met behulp van de 18 G stompe naald. We hebben verschillende methoden geprobeerd het vilt naar het distale uiteinde van de pipet tips duwen. Verleggen van de graft met een stompe naald bleek het beste resultaat, veruit. De binnenstediameter van de stompe naald is iets groter dan de buitendiameter van de naald die het vilt rond gewikkeld. Daarom kan de kleinere naald stevig schuiven in de grotere stompe naald en het vilt kunnen vervolgens naar beneden duwen met gelijke hoeveelheden van kracht rondom de omtrek van het vilt, waarbij ophoping van het vilt voorkomt. We hebben eerder opgemerkt dat gebundelde enten bleek lager doorgankelijkheid na 2 weken. Ook, is het essentieel om alle luchtbellen te verwijderen omdat belletjes veroorzaakt gaten op het schavot oppervlak bloed lekken door het gat na implantatie. Ten tweede, wanneer de botten zijn gescheiden voor BM-MNC oogsten, zorg ervoor dat het bot schoon zo veel mogelijk, zodat ze niet onder te veel spieren of haar. Indien nodig, is het raadzaam om een ​​tissue zeef gebruiken voordat de dichtheid centrifugeren proces.

Dit model van TEVG werkte goed op veneuze circulatie, dat is een lage druk en hoog debiet systeem. In bloedsomloop, eenhoge druk en hoog debiet systeem, zagen we een hoge mate van breuk met PGA enten als gevolg van de snelle afbraak kenmerk. Wat betekent dat de graft verliest zijn structurele sterkte voor de neotissue krijgt genoeg kracht om de arteriële druk te weerstaan. Wij hebben polymelkzuur (PLA) ent eerder, maar toonde hoge prevalentie van aneurysmavorming. Ook neemt meer dan 2 jaar volledig afgebroken PLA in vivo, wat meer is dan de levensduur van muizen. Voor een toekomstige toepassing van de arteriële circulatie graft fabricagetechnieken, bijvoorbeeld een electrospun graft is momenteel in ontwikkeling.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

De auteurs hebben niets te onthullen.

Acknowledgements

Dit werk werd ondersteund, voor een deel, door een subsidie ​​van de NIH (RO1 HL098228) te CKB.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Polyglycolic acid (PGA) felt Biomedical Structures Custome ordered
Pipet tip, 0.1-10 μl  Fisher Sientific 02-707-456
Lyophilizer  Labconco 7070020
RPMI medium 1604 Gibco 11875-093
Petri dish BD 353003
24-well plate Corning 3526
15 cc tube  BD 352096
Ficoll Sigma 10831-100ml Also called 'Histopaque'
DPBS Gibco 14190-144
Littauer bone cutter 4.5" Straight Roboz RS-8480 For BM harvesting
Forceps 4.5" Roboz RS-8120 For BM harvesting
Scissors 4.5" Roboz RS-5912 For BM harvesting
Microscope Leica M80
C57BL/6J (H-2b), Female Jackson Laboratories 664 8-12 weeks
Ketamine hydrochloride injection Hospira Inc. NDC 0409-2053
Xylazine sterile solution Akorn Inc. NADA# 139-236
Ketoprofen Fort Dodge Animal Health NDC 0856-4396-01
Ibuprofen PrecisionDose NDC 68094-494-59
Heparin sodium Sagent Pharmaceticals NDC 25021-400
Saline solution (sterile 0.9% sodium chloride) Hospira Inc. NDC 0409-0138-22
0.9% Sodium chloride injection Hospira Inc. NDC 0409-4888-10
Petrolatum ophthalmic ointment Dechra Veterinary Products NDC 17033-211-38
Iodine prep pads Triad Disposables, Inc. NDC 50730-3201-1
Alcohol prep pads McKesson Corp. NDC 68599-5805-1
Cotton tipped applicators Fisher Scientific 23-400-118
Fine scissor FST 14028-10
Micro-adson forcep FST 11018-12
Clamp applying forcep FST 00072-14
S&T Vascular clamp FST 00396-01
Spring scissors FST 15008-08
Colibri retractors FST 17000-04
Dumont #5 forcep FST 11251-20
Dumont #7 - fine forceps FST 11274-20
Dumont #5/45 forceps FST 11251-35
Tish needle holder/forceps Micrins MI1540
Black polyamide monofilament suture, 10-0 AROSurgical Instruments Corporation TI638402 For suturing the graft
Black polyamide monofilament suture, 6-0 AROSurgical Instruments SN-1956 For musculature and skin closure
Non-woven sponges McKesson Corp. 94442000
Absorbable hemostat Ethicon 1961
1 ml Syringe BD 309659
3 ml Syringe BD 309657
10 ml Syringe BD 309604
18 G 1.5 in, Needle BD 305190
25 G 1 in, Needle BD 305125
30 G 1 in, Needle BD 305106
Warm water recirculator Gaymar TP-700
Warming pad Gaymar TP-22G
Trimmer Wahl 9854-500

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Heart Association, A. merican Heart Disease and Stroke Statistics—2012 Update. Circulation. 125, (2012).
  2. Shinoka, T., et al. Creation Of Viable Pulmonary Artery Autografts Through Tissue Engineering. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 115, 536-546 (1998).
  3. Hibino, N., et al. Late-term results of tissue-engineered vascular grafts in humans. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 139, 431-436 (2010).
  4. Shin'oka, T., et al. Midterm clinical result of tissue-engineered vascular autografts seeded with autologous bone marrow cells. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 129, 1330-1338 (2005).
  5. Brennan, M. P., et al. Tissue-engineered vascular grafts demonstrate evidence of growth and development when implanted in a juvenile animal model. Ann Surg. 248, 370-377 (2008).
  6. Roh, J. D., et al. Construction of an autologous tissue-engineered venous conduit from bone marrow-derived vascular cells: optimization of cell harvest and seeding techniques. Journal of Pediatric Surgery. 42, 198-202 (2007).
  7. Hibino, N., et al. Tissue-engineered vascular grafts form neovessels that arise from regeneration of the adjacent blood vessel. The FASEB Journal. 25, 2731-2739 (2011).
  8. Hibino, N., et al. A critical role for macrophages in neovessel formation and the development of stenosis in tissue-engineered vascular grafts. The FASEB Journal. 25, 4253-4263 (2011).
  9. Naito, Y., et al. Characterization of the Natural History of Extracellular Matrix Production in Tissue-Engineered Vascular Grafts during Neovessel Formation. Cells Tissues Organs. 195, 60-72 (2012).
  10. Naito, Y., et al. Beyond Burst Pressure: Initial Evaluation of the Natural History of the Biaxial Mechanical Properties of Tissue Engineered Vascular Grafts in the Venous Circulation Using a Murine Model. Tissue Eng. Part A. 20, (2013).
  11. Mirensky, T. L., et al. Tissue-engineered vascular grafts: does cell seeding matter. Journal of Pediatric Surgery. 45, 1299-1305 (2010).
  12. Roh, J. D., et al. Tissue-engineered vascular grafts transform into mature blood vessels via an inflammation-mediated process of vascular remodeling. Proceedings of the National Academy of Sciences. 107, 4669-4674 (2010).
  13. Mirensky, T. L., et al. Tissue-engineered arterial grafts: long-term results after implantation in a small animal model. Journal of Pediatric Surgery. 44, 1127-1133 (2009).
  14. Lee, Y. U., Naito, Y., Kurobe, H., Breuer, C. K., Humphrey, J. D. Biaxial mechanical properties of the inferior vena cava in C57BL/6 and CB-17 SCID/bg mice. Journal of Biomechanics. 46, 2277-2282 (2013).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics