В Vivo Изучение человеческого взаимодействия Эндотелиальная-перицитов Использование гелевой матрицы штепсельной вилки пробирного мыши

JoVE Journal
Biology

Your institution must subscribe to JoVE's Biology section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Мы представляем протокол для изучения взаимодействия эндотелиальной-перицитов человека в мыши с помощью изменения гелевой матрицы плагин ангиогенеза анализа.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Yuan, K., Orcholski, M. E., Huang, N. F., de Jesus Perez, V. A. In Vivo Study of Human Endothelial-Pericyte Interaction Using the Matrix Gel Plug Assay in Mouse. J. Vis. Exp. (118), e54617, doi:10.3791/54617 (2016).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Introduction

Ангиогенез представляет собой процесс , посредством которого образуются новые кровеносные сосуды из предварительно существующей сосудистой сети 1 и является предметом текущих исследований во многих областях , начиная от нормального развития болезни. Этот динамический процесс включает пролиферацию и миграцию эндотелиальных клеток (ЭКС) и набор перицитов построить сосудистую трубку, которая направлена в сторону участка , который нуждается в кислороде и доставку питательных веществ 2. Для изучения этого процесса требует столь же динамический анализ, самое главное тот, который может резюмировать трехмерную природу формирования трубки. В пробирке 3D матричные анализы были разработаны для удовлетворения этой потребности и работали хорошо , чтобы позволить исследователям определить дискретные шаги в пространстве и времени , в котором ангиогенез имеет место 3, 4, 5, 6. Тем не менее, эти модели в пробирке 3D матрицы ограничиваются изучением не-перфузию сосудов наd поэтому не имеют критических компонентов , имеющих отношение к процессу ангиогенеза (например, циркулирующей роста и ингибирующие факторы, неестественное напряжение / силы через сосудистого русла) и не в состоянии смоделировать сложную среду , присутствующей в живой ткани. Для устранения этого ограничения, несколько в естественных условиях анализов ангиогенеза были разработаны 7, включая пробки анализа матрицы геля , которая будет находиться в центре нашего доклада 8, 9.

Анализ гелевая матрица штепсель хорошо налаженные естественных условиях ангиогенез анализа в который обращается к исследователям , поскольку она обеспечивает надежную платформу для тестирования роли различных клеток и веществ в ангиогенеза. Матрица гель представляет собой коммерчески доступный раствор базальная мембрана, которая секретируется Engelbreth-Holm-Swarm (EHS) линии клеток мыши саркомы, которая затвердевает в виде материала гелеобразную при 37 ° С. Гель матрица может быть смешана с клетками и / или веществ, таких как факторы роста, а также ИнджеИДКТК подкожно в мышь. Хозяин КЭ вторгнутся пробку в течение 14 дней, образуют сосудистую сеть, и стать перфузии кровью хозяина. На сегодняшний день, подключаемые анализы матрицы геля были сосредоточены исключительно на изучении поведения эндотелиальных клеток во время ангиогенеза, однако, насколько нам известно, никаких усилий не было сделано, чтобы определить, является ли этот анализ может быть использован для совместного культивирования эндотелиальных клеток и перицитов изучить, каким образом эти два типа клеток взаимодействуют во время ангиогенеза. В частности, понимание взаимосвязи между КЭ и перицитов является ценным для изучения заболеваний , где потеря кровеносных сосудов патологическое, в том числе микрососудистой ишемии и болезни периферических сосудов 10, 11, 12.

Здесь мы опишем протокол, который вводит человека полученный перицитов к смеси гелевой матрице наряду с человеческим КЧС и фактор роста фибробластов (bFGF). Затем эту смесь можно вводить подкожно яп спинке мышей SCID, чтобы обеспечить образование полностью функциональным, перицитов покрытием, гибридные сосуды. Наш протокол описывает, как подготовить матрицу геля пробки, содержащие человеческие ECs с или без человеческих перицитов, помещение в SCID мышей и как анализировать гистологических срезов для критических ангиогенеза конечных точек.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Этика Заявление: Процедуры с участием субъектов животных были одобрены Институциональные уходу и использованию животных комитета в Стэнфордском университете в Школе медицины.

ПРИМЕЧАНИЕ: Животные находятся под обезболиванием с 3% изофлуран испарителя и поставки газа O 2 3%. Использование ветеринарную мазь на глаз может помочь предотвратить сухость под наркозом.

1. Подготовка сотового

  1. Grow эндотелиальные и перицитов культур клеток человека в 100-мм чашках с 10 мл соответствующего средства массовой информации. Заменить 10 мл свежей среды каждые 2 - 3 дня до клетки достигают 80% слияния.
    1. Культура эндотелиальные клетки (ПАУ) в полной среде эндотелиальных клеток (ECM), дополненной компанией поставляется 5% фетальной бычьей сыворотки (FBS), 10% пенициллина / стрептомицина и 10% дополнительно роста эндотелиальных клеток.
    2. Культура перицитов в полной перицитов средах (ПМ), дополненной компания поставила 2% FBS, 10% пенициллин / стрептомицин и 10% роста добавки перицитов.
    3. Готовят смеси клеток
      1. Рассчитать необходимое количество ячеек для экспериментальной и контрольной групп.
        Примечание: Каждый модуль в экспериментальной группе содержит один миллион (1 х 10 6) человека ЭКС и двести тысяч (2 х 10 5) перицитов. В контрольной группе, каждый плагин содержит только 1,2 миллиона человеческих ECs. Группа отрицательного контроля имеет только гелевую матрицу. Каждая группа должна включать, по меньшей мере, четыре заглушки, которые требовали бы двух мышей, как штекеры могут быть введены в каждую сторону от нижней на мыши обратно. Три пробки будет служить в качестве трех повторностях для эксперимента, а четвертый может быть использован в случае, если один терпит неудачу. Приготовьте 25% дополнительные ячейки, чтобы соответствовать дополнительный объем геля.
      2. Сбор и подсчет клеток из культуры пластин.
        1. Для того, чтобы отделить клетки, удалить носитель и мыть один раз с комнатной температуры 1x фосфатном буферном солевом растворе (PBS). Удалить PBS, добавляют 1 мл 0,25% трипсина / 2,21 мМ ЭДТА, и инкубируют в течение 1 мин. Вымойте клетки от пластины путем добавления 2мл среды и собирают в 15 мл пробирку.
        2. Подсчета клеток с помощью гемоцитометра в соответствии с инструкциями изготовителя.
        3. Центрифуга соответствующее количество клеток в гранулы при 400 х г в течение 5 мин. Для экспериментальной группы, центрифугу и ЭКС и перицитов вниз вместе в одну гранулу.

    2. Матрица геля Приготовление

    1. Оттаять гелевую матрицу полностью при температуре 4 ° С в течение 4 часов или в течение ночи, чтобы получить гомогенный раствор. Смешивание не требуется.
    2. гелевую матрицу аликвоты в 1,5 мл пробирки и хранят при температуре 4 ° С.
    3. Предварительно охлажденные стерильные 1,5 мл пробирки и 28 G 1 куб.см инсулиновые шприцы при температуре 4 ° С. Внимание: Хранить матрицу геля на льду во все времена.
    4. Смешайте гелевую матрицу холодной с bFGF в объемном соотношении 1: 100 (конечная концентрация bFGF = 0,5 мкг / мл; bFGF маточного раствора = 50 мкг / мл) после смешивания раствора гелевую матрицу пипетированием вверх и вниз несколько раз, инкубировать на льду в течение 30 - 60 мин бEfore смешивания с клетками на этапе 3.1.
      Примечание: Разморозить запаса bFGF перед смешиванием. Подсчитайте число заглушек, необходимых для инъекций. Например, каждый плагин требует 200 мкл матричного геля. Таким образом, подготовить 25% дополнительного геля.

    3. Перемешать Матрица Гель с клетками

    1. Для каждой группы, ресуспендируют осадок клеток (содержащий соответствующее количество клеток) с расчетного объема матричного геля, содержащего bFGF. Осторожно перемешать, чтобы избежать пенообразования и оставить в 15 мл пробирку на льду, пока мыши не подготовлены для инъекций.

    4. Подготовка мыши

    1. Обезболить 1 SCID мышей в течение 5 мин в 3% Isoflurane плюс 3% O 2 в индукционной камере. Фокус на одной экспериментальной группе, или 2-х мышей, в то время.
    2. Отключив мышь от индукции камеры, место на грелку вентральной стороной вниз и быстро прикрепить морду насадку к лицу мыши через систему без возвратного дыхания для подачи анестезии по всей ИнджеПроцедура фикция. Переключение газового потока из индукционной камеры к системе без возвратного дыхания и понижают давление газа до 1,5% изофлуран и 1,5% O 2.
    3. Удалить волосы с обеих боковых областей задних (около диаметром 1 см) с кремом для удаления волос или бритвы.
    4. Протрите участок кожи с спиртовым тампоном на 70%.
    5. Возвращение мышь к индукции камеры и повторите шаги 4.2 - 4.4 со второй мыши.

    5. Матрица Гель для инъекций

    1. Подготовьте одну мышь для инъекций путем присоединения к системе без возвратного дыхания и размещения на грелку вентральной стороной вниз.
    2. Нагрузка матричного геля в предварительно охлажденный 28 G 1 куб.см инсулиновый шприц одной мыши в то время.
      1. Загрузить полный объем 500 мкл матричного геля для двух вилок (200 мкл на штекер плюс 25% за дополнительную плату) в шприц.
      2. Убедитесь, чтобы придать гелевой матрицы в мышей в течение 3 мин после загрузки клеток в шприц, чтобы предотвратить CELLS оседать на боковой стороне шприца и чтобы предотвратить гелевую матрицу затвердевание внутри шприца.
    3. Поднимите заднюю кожу, чтобы определить местонахождение подкожное пространство, а затем вводят 200 мкл геля матрицы медленно и равномерно в подкожное пространство задней задней части грудной клетки.
    4. Удалить инъекционную иглу медленно, соблюдая осторожность, чтобы не допустить гелевую матрицу от утечки из места инъекции. Буферный сформирует в месте инъекции. Протрите место инъекции с спиртовым тампоном.
    5. Повторите инъекции шаги 5.2 - 5.5 на другой стороне задней части мыши, а затем оставить мышь на спине в течение 1 мин, чтобы позволить гелеобразование геля матрицы на тепловой площадку.
    6. Outline обе ударах с использованием постоянного маркера для идентификации шишка через 14 дней. После того, как некоторые волосы вырастают снова, это будет легче найти шишку.

    6. Матрица геля штепсельной вилки Изоляция: через 14 дней после инъекции

    1. Эвтаназии мышей гуманно, подвергая животноес до> 5 мин ингаляции диоксида углерода с последующим смещением шейных позвонков, чтобы гарантировать смерть.
    2. Удалите матрицу геля вилку из спины мыши.
      1. Аккуратно удалите отросших волос вокруг места инъекции, где пробка расположена, повторив шаг 4.3. Маркер линия указывает размер оригинального бугорок под кожей.
      2. Акцизный пробку вместе с окружающими слоями кожи и мышц, прикрепленных на верхней и нижней сторонах вилки, соответственно.
        1. Использование тонких хирургические ножницы, надрезать на отмеченной границе вилки, которая перпендикулярна к коже и прорезать к мышце под пробкой. Затем осторожно обвести периферии пробки вдоль отмеченной границы.
        2. Удалите пробку, удерживая ее зажатой между кожей и мышечных слоев. Немедленно промыть в небольшом стакане с 1x PBS, чтобы смыть лишнюю кровь. Вилка теперь готова быть фиксированной (следующий шаг, 6.3).
    3. Закрепить PLUг в 4% параформальдегид.
      1. Поместите всю пробку, включая кожу и мышечные слои, в 50 мл пробирку с 25 мл 4% параформальдегида в течение 24 ч при комнатной температуре без раскачивания. На следующий день, перевести вилку в 25 мл 70% этанола в течение еще 24 ч до парафин.
        Примечание: Ручка параформальдегида с осторожностью. Носить перчатки.

    7. Парафин Процесс гелевой матрицы штепсельной вилки

    1. Подготовить пробку для парафин.
      1. Сориентируйте заглушку , как показано на рисунке 1а; поместите пробку в кассету ткани таким образом, чтобы сторона вилки была обращена вверх, и как кожи, так и мышечные слои видны по всей поверхности блока тканей, которые будут сокращены в первую очередь во время секционирования.
    2. Парафин вставлять вилку в соответствии со стандартными протоколами парафиновых встраивания 13.
    3. Вырезать 8 - 10 мкм толщиной секций от блока ткани и смонтировать на предметные стекла микроскопа Accorдинь со стандартными парафиновых секционирования протоколов 13.
    4. Храните слайды в прохладном и сухом месте при комнатной температуре до готовности к окрашиванию.

    8. Пятно Секции гематоксилином и эозином Stain (H & E) 13

    1. Де-paraffinize срезах тканей путем пропускания через слайды 100% ксилола в два раза, 100% этанол, 95% этанола, 70% этанола и, наконец, 1X PBS, каждый в течение 5 мин при комнатной температуре. Оставьте слайдов в 1X PBS до следующего шага.
    2. Пипетка 100 мкл раствора H & E на участке и не инкубировать в течение 1 - 5 мин, или пока имеется четкий контраст между голубыми ядрами и розовой цитоплазмы в клетке, если смотреть под вертикальным световым микроскопом при 10-кратным увеличением. Будьте осторожны, чтобы не допустить, чтобы любое решение H & E прикоснуться к цели.
    3. Мытье H & E решение от слайда по Данкинг слайд в большом стакане водопроводной воды, а затем поместить слайд в стойку в стакане и промойте проточной водой в течение 2 мин.
    4. Moве к шагу 9.8 для установки слайдов.

    9. Пятно Другие Слайды для человека капилляры и Перициты

    1. Де-paraffinize срезах тканей путем пропускания через слайды 100% ксилола в два раза, 100% этанол, 95% этанола, 70% этанола и, наконец, 1X PBS, каждый в течение 5 мин при комнатной температуре. Оставьте слайдов в 1X PBS до следующего шага.
    2. Отварить секции в поисковых раствор антигена.
      1. В 2 л лабораторный стакан, готовят кипячением антиген извлечения раствора с использованием 1х цитратном буфере (рН 7,0) при 95 ° C на нагревательном блоке.
      2. После кипения, поместите слайды в металлическую стойку и погрузить в раствор антигена поисковой кипения в течение 20 мин.
      3. Осторожно вынуть стакан из нагревательного блока с горками еще погруженных и дайте раствору медленно нагреться до комнатной температуры в течение примерно 30 мин.
      4. Поместите слайды в 1x PBS до следующего шага.
    3. Блок-секции в блокирующем буфере (PBS 1x, 5% козьей сыворотки, 00,3% Тритон Х-100).
      1. Нарисуйте гидрофобный круг вокруг краев каждой секции с PAP ручкой.
      2. Поместите слайды в лоток влажности с использованием дистиллированной воды в нижней части лотка.
      3. Пипетка 100 мкл Блокирующий буфер на секциях то, чтобы все ткани покрыта жидкостью (может потребоваться более 100 мкл).
      4. Инкубировать срезы с блокирующим буфером в течение 1 часа.
    4. Инкубировать срезы с первичным антителом.
      1. Приготовьте одно решение с двумя первичными антителами, чтобы исследовать каждую секцию для CD31 (ПАУ) и актин гладких мышц (перицитов), разведенного в буфере для разведения (1х PBS, 1% BSA, 0,3% Тритон Х-100).
        Примечание: Здесь, анти-CD31 концентрации 1:50 и анти-гладкая концентрация актин составляет 1: 300.
      2. Инкубируйте разделы в течение ночи при 4 ° С со 100 мкл первичных антител в ванночку влажности, содержащего дистиллированную воду.
    5. Вымойте слайды три раза в 1x PBST (1x PBS + 0,1% TWEEN20) в течение 5 мин каждый промывной.
    6. Инкубировать срезы с вторичным антителом.
      1. Готовят раствор с флуорофором, конъюгированного козьего анти-кроличьего вторичным антителом признать кролика антитела против CD31, разбавленного в буфере для разведения.
        1. ПРИМЕЧАНИЕ: актин гладких мышц первичного антитела уже конъюгированы с Су3 флуорофора, так что не требуется вторичное окрашивание антител. Коза-анти вторичного концентрация антитела кролика составляет 1: 250.
      2. Инкубируйте разделы в течение 1 ч со 100 мкл вторичного антитела в лотке влажности, содержащего дистиллированную воду.
    7. Вымойте слайды три раза в 1x PBST в течение 5 мин каждый стирки.
    8. Установите слайды.
      1. Пипетировать 2 - 3 капли (~ 40 - 60 мкл) antifade монтажного раствора с DAPI ядерного окрашивания на каждом участке.
      2. Аккуратно откуда нет. 1.5 Крышка скользит по секциям и монтажного раствора, что позволяет жидкости разложить по секциям и к краямкрышка скольжения. Осторожно использовать палец, чтобы выдавить пузырьки воздуха, которые могут быть расположены по сечению.
      3. Пусть слайды высохнуть в течение по меньшей мере 1 ч перед обработкой.

    10. Количественная капиллярного Плотность и структура 14

    1. Подсчитайте количество капилляров в H & E окрашенных срезов, выраженное в виде # / мм 2.
      1. Приобретать фотографии четырех различных полей на вертикальном световым микроскопом при 40-кратном увеличении.
        ПРИМЕЧАНИЕ: Капилляры выявляются в виде трубок, заполненных эритроцитами.
      2. В качестве альтернативы, вместо того , чтобы вручную подсчета капилляров, используют программное обеспечение для анализа изображений (например, Wimasis путем анализа изображения) для количественного определения различных параметров ангиогенеза , такие как номер судна, средней длины судна и диаметра, а также точки ветвления.
    2. Анализ структуры капилляров в иммунофлуоресцентных окрашенных участках.
      1. Приобретать фотографии четырех различных полей на перевернутой флуоресцентного микроскопас FITC и TxRed фильтра куб.
        1. Используйте куб FITC для изображения КЭ при возбуждении при 488 нм и использовать куб TxRed для перицитами изображения путем возбуждения при 594 нм.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Представитель H & E и иммунофлуоресцентного окрашивание срезов матрицы геля зажигания показаны на рисунке 2. Разделы от ЕК только штекеры отображения некоторых судов, которые в большинстве случаев не озарен крови (рис 2 в левом верхнем углу черные стрелки) , тогда как вилок , содержащих как КЭ и перицитов отображения нескольких орошаемый сосуды с увеличенным диаметром и полного охвата перицитов, о чем свидетельствует положительной SMA окрашивания, непосредственно примыкающей к CD31-положительных. КЭ Эти результаты свидетельствуют о том, что перицитов играют существенную роль в формировании зарождающегося кровеносных сосудов и что этот динамический процесс может быть и легко воспроизводятся проанализированы модели в естественных условиях.

Рисунок 1
Рисунок 1. Tissue Ориентация при встраивании в ткани кассет. После того, как матрица гель вилка (желтый) изолирован, томежду мышце мыши (фиолетовый) и кожи (зеленый) слоев. Пробку помещают в кассету ткани, как показано, так что все три слоя можно увидеть по всей поверхности, которая будет обрезана сначала во время секционирования. A) Вид с верхней части кассеты, B) Вид со стороны кассеты. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.

фигура 2
Рисунок 2. Представитель H & E (верхний ряд) и иммунофлуоресценции (нижний ряд) матричного геля. Изображения показывают появление КЧС в покое (слева) и изображения плюс здоровые ECs перицитов (ПК) (справа изображений). Человеческого и мышиного КЭ помечены зеленым цветом (нижних изображениях) и перицитов (α актин гладких (αSMA)) помечены красным цветом (справа внизу), и ядраокрашен в голубой цвет с DAPI пятно. Шкала составляет 25 мкм. Эта цифра была изменена с предыдущей публикации 8. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Анализ гель плагин матрица оказалась удобной и мощный метод для оценки регуляции генов в ангиогенезе, ангиогенеза и антиангиогенных соединений в естественных условиях, и дополнить тесты в лабораторных условиях . Здесь мы опишем подробно новый матричный гель плагин анализа человеческого ангиогенеза, исследующая взаимодействие между эндотелиальных клеток и перицитов при формировании сосуда.

Есть несколько новые и важные шаги в этом протоколе. Клетки низкого прохода (проход 1 - 4) являются предпочтительными, поскольку молодые клетки будут более жизнеспособными в течение 14-дневного экспериментальной установке. Число эндотелиальных клеток, используемых минимально один миллион, а отношение ЕС к перицитов составляет 5: 1; Тем не менее, увеличение числа клеток перицитов увеличит свой охват на капилляры. Для экспериментальной группе только эндотелиальных клеток, общее количество клеток, инъецированных должно быть суммой эндотелиальных клеток и перицитов, которая составляет 1,2 миллиона, из-за этогое, общее число клеток на штекер соответствует. Важно, чтобы рассчитать соответствующие количества числа клеток и объема матрицы геля. Основная формула составляет 1,2 миллиона клеток в 200 мкл матричного геля. Кроме того, перед инъекцией, держать пипетку советы, шприцы, матричный гель, и клеточные гранулы на льду во все времена. Поскольку матрица гель является вязким, и для того, чтобы избежать воздушных пузырей, образующаяся при клеточной суспензии, сократить около 1 см от кончика 1 мл кончиков пипеткой для обеспечения лучшего потока. Не следует смешивать матричный гель с клетками мышей, пока не будут готовы быть введены. Каждая инъекция вилка должна взять меньше чем за одну минуту. Одна мышь может нести две пробки, по одной на каждой стороне его задней части. При извлечении пробки убедитесь, что держать вилку зажатой между мышцами и слои кожи, то матрица гель плагин будет хорошо собраны после выделения.

Недостатки анализа матрицы геля пробки то, что это отнимает много времени, дорого, и включает в себя утомительные и деликатные шаги, такие как INJECции и изоляция штекер. Если эти шаги должны были потерпеть неудачу, результаты будут разрушены, и процесс придется повторять снова с новыми материалами и мышей.

Тем не менее, данные воспроизводимы и обеспечивает гибкость в плане эксперимента. Например, факторы роста или ингибиторы могут быть введены в вилке на различных стадиях развития сосудов, которые могут быть использованы для проверки наркотиков. Кроме того, включение других типов клеток, таких как рост-клеток, захваченных, трансфицированных клеточных линий или опухолевых клеточных линий, в матрицу геля вилкой другая возможность для манипулирования фенотипа эндотелиальных клеток во время ангиогенеза. Наш протокол использует эту гибкость и вводит перицитов человека , полученных вместе с КЧС , чтобы позволить образование полностью функциональных, перицитов покрыты, гибридные сосуды в естественных условиях. Наш протокол также описывает, как анализировать гистологические срезы из этих вилок для критических ангиогенеза конечных точек, включая трубкиколичество и длина трубки, с этими двумя типами клеток, присутствующих.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
PBS (Phosphate buffered saline) Corning 21-031-CV
0.25% Trypsin/0.53 mM EDTA Corning 25-053-CI
Endothelial Cell Media (ECM) kit Sciencell 1001 includes media, EC growth supplement, and penicillin/streptomycin, each supplied at the appropriate volume for easy mixing
Pericyte Media (PM) kit Sciencell 1201 includes media, Pericyte growth supplement, and penicillin/streptomycin, each supplied at the appropriate volume for easy mixing
primary human pulmonary microvascular endothelial cells Pulmonary Hypertension Breakthrough Initiative this cell type is also available commercially. Cells used at passage 1-4
primary human pulmonary pericytes Pulmonary Hypertension Breakthrough Initiative this cell type is not available commercially, but brain paricytes are.  Cells used at passage 1-4
bFGF (basic Fibroblast Growth Factor) Peprotech 100-18B stock solution is 50 μg/ml in 0.1% BSA in PBS, aliquots at 50 μl and stored at -20 degrees
Matrigel Basement Membrane Matrix BD 356237
28 G 1 cc Insluin Syringe BD 329410
SCID (Severe Combined Immune Deficiency) mice The Jackson Laboratory 5557 NOD.SCID IL2R gamma knockout strain is the best strain; 4-6 weeks of age
1.5 ml microcentrifuge tubes, sterile Thermo Fisher Scientific 05-408-129
15 ml screw top tubes, sterile BD Biosciences 352096
PAP pen Life Technologies 8899
hemocytometer ThermoFisher Scientific 02-671-6
Nair hair removal cream Walmart
anti-human CD31 primary antibody LifeSpan Biosciences LS-B4737 working solution is 1:50
anti-human Smooth Muscle actin CY3 primary fluorescent antibody Sigma C6198 working solution is 1:300
goat anti-rabbit secondary antibody; 488/green ThermoFisher Scientific A-11008 working solution is 1:250
Prolong Gold DAPI solution Cell Signaling 8961S
microscope slides VWR 48300-047
no. 1.5 cover slips Thermo Fisher Scientific 12-544-D
citrate buffer 10x Millipore 21545
extra fine surgical scissors Fine Science Tools 14084-08
Formalin (paraformaldehyde) Thermo Fisher Scientific 245-685
Tissue cassettes Simport M492-12
goat serum Dako X0907

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Risau, W. Mechanisms of angiogenesis. Nature. 386, (6626), 671-674 (1997).
  2. Ribatti, D., Nico, B., Crivellato, E. The role of pericytes in angiogenesis. Int J Dev Biol. 55, (3), 261-268 (2011).
  3. Koh, W., Stratman, A. N., Sacharidou, A., Davis, G. E. In vitro three dimensional collagen matrix models of endothelial lumen formation during vasculogenesis and angiogenesis. Methods Enzymol. 443, 83-101 (2008).
  4. Liu, Y., Senger, D. R. Matrix-specific activation of Src and Rho initiates capillary morphogenesis of endothelial cells. FASEB J. 18, (3), 457-468 (2004).
  5. Grant, D. S., et al. Interaction of endothelial cells with a laminin A chain peptide (SIKVAV) in vitro and induction of angiogenic behavior in vivo. J Cell Physiol. 153, (3), 614-625 (1992).
  6. Madri, J. A., Pratt, B. M., Tucker, A. M. Phenotypic modulation of endothelial cells by transforming growth factor-beta depends upon the composition and organization of the extracellular matrix. J Cell Biol. 106, (4), 1375-1384 (1988).
  7. Brooks, P. C., Montgomery, A. M., Cheresh, D. A. Use of the 10-day-old chick embryo model for studying angiogenesis. Methods Mol Biol. 129, 257-269 (1999).
  8. Yuan, K., et al. Activation of the Wnt/planar cell polarity pathway is required for pericyte recruitment during pulmonary angiogenesis. Am J Pathol. 185, (1), 69-84 (2015).
  9. Johns, A., Freay, A. D., Fraser, W., Korach, K. S., Rubanyi, G. M. Disruption of estrogen receptor gene prevents 17 beta estradiol-induced angiogenesis in transgenic mice. Endocrinology. 137, (10), 4511-4513 (1996).
  10. Chen, C. W., et al. Human pericytes for ischemic heart repair. Stem Cells. 31, (2), 305-316 (2013).
  11. Richards, O. C., Raines, S. M., Attie, A. D. The role of blood vessels, endothelial cells, and vascular pericytes in insulin secretion and peripheral insulin action. Endocr Rev. 31, (3), 343-363 (2010).
  12. Ricard, N., et al. Increased pericyte coverage mediated by endothelial-derived fibroblast growth factor-2 and interleukin-6 is a source of smooth muscle-like cells in pulmonary hypertension. Circulation. 129, (15), 1586-1597 (2014).
  13. Buchwalow, I. B., Bocker, W. Immunohistochemistry: Basics and Methods. 1-153 (2010).
  14. Tata, D. A., Anderson, B. J. A new method for the investigation of capillary structure. J Neurosci Methods. 113, (2), 199-206 (2002).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please sign in or create an account.

    Usage Statistics