In vivo Verfolgung von Ödementwicklung und mikrovaskulärer Pathologie in einem Modell der experimentellen zerebralen Malaria mit Magnetresonanztomographie

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Hoffmann, A., Helluy, X., Fischer, M., Mueller, A. K., Heiland, S., Pham, M., Bendszus, M., Pfeil, J. In Vivo Tracking of Edema Development and Microvascular Pathology in a Model of Experimental Cerebral Malaria Using Magnetic Resonance Imaging. J. Vis. Exp. (124), e55334, doi:10.3791/55334 (2017).

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Abstract

Introduction

Malaria ist ein bedeutendes globales Gesundheitsproblem. 1 Starke Malaria ist zum Teil durch zerebrale Beteiligung gekennzeichnet und ist oft ein schlechter prognostischer Faktor. Zerebrale Beteiligung ist bei Kindern unter dem Alter von fünf Jahren in Gebieten mit hoher Malariaübertragung üblich und stellt die Hauptursache für den malariabedingten Tod in dieser Altersgruppe dar. 1 Während aggressive Behandlung lebensrettend sein kann, kann der Nachweis von zerebraler Malaria, vor allem in frühen Stadien, schwierig sein. Die pathologischen Prozesse, die an der zerebralen Malaria beteiligt sind, umfassen mikrovaskuläre Störungen und zerebrales Ödem, die zu einer schweren Hirnschwellung führen können. In diesem Artikel stellen wir ein Magnetresonanztomographie-Protokoll (MRT) vor, das eine Ganz-Gehirn- In-vivo -Bildgebung von experimentellen zerebralen Malaria (ECM) ermöglicht. Ganze Hirn-hochauflösende Bildgebungsverfahren wurden bei dieser Erkrankung weitgehend nicht ausgelastet, obwohl wenig darüber bekannt ist, wie ECM in der Zentrale initiiert wirdNervensystem oder welche spezifischen Mechanismen zur Krankheit führen. In-vivo stellt die MRT, die das gesamte Gehirn abdeckt, ein wichtiges Forschungsinstrument dar, um ein besseres Verständnis der ECM-Pathologie zu erhalten. MRT ist in der Lage, globale zerebrale Hirnschwellung zu beurteilen, die vor kurzem als ein wichtiger Prädiktor des Todes nicht nur in ECM, sondern auch in der menschlichen zerebralen Malaria erkannt wurde. 2 , 3 Starke Hirnschwellung tritt bei tödlichen Krankheiten auf und stellt eine von mehreren pathologischen Merkmalen zwischen den ECM-Modellen und menschlichen Erkrankungen dar, einer Krankheit, die sowohl durch entzündliche als auch durch mikrovaskuläre Veränderungen gekennzeichnet ist. 4

ECM kann in CBA- oder C57BL-Mäusen durch Infektion mit tödlichem Plasmodium berghei ANKA induziert werden. 5 Der Beginn des ECM tritt typischerweise zwischen den Tagen 6 und 10 nach der Infektion auf und führt zu einer Anpassung, Ataxie, Atemnot und Koma, die zu Rap führenId Tod 4 Die Rapid Murine Coma und Verhaltenskala (RMCBS) ist eine hilfreiche Bewertung, um klinische Symptome von ECM zu bewerten. Es besteht aus 10 Parametern, die jeweils von 0 bis 2 mit einer maximal möglichen Punktzahl von 20 bewertet wurden. 6 Vor kurzem zeigten wir eine gute Übereinstimmung zwischen der Schwere der RMCBS-Scores bei ECM-Mäusen und pathologischen Veränderungen, die durch MRT gezeigt wurden. 7 In diesem Protokoll beschreiben wir die ECM-Induktion bei Mäusen und in vivo Magnetresonanztomographie von Mäusen mit ECM.

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Protocol

Alle Tierversuche, die in diesem Artikel berichtet wurden, wurden nach der Föderation für Laboratoriums-Tierwissenschaftliche Verbände (FELASA) Kategorie B und den GV-SOLAS-Standardrichtlinien der Gesellschaft durchgeführt und wurden von den örtlichen deutschen Behörden in Karlsruhe (Regierungspräsidium Karlsruhe) genehmigt , Deutschland). Bitte beachten Sie, dass biosavety Level 2 für Moskito und Plasmodium berghei ANKA Sporozoiten Arbeit gilt.

1. Infektion

  1. Infos Anopheles stephensi Mücken mit Plasmodium berghei ANKA durch Fütterung für 15 min auf einer gametozythen Maus. Halten Sie die infizierten Mücken bei 80% Luftfeuchtigkeit und 21 ° C.
  2. Sammeln Sie weibliche Moskitos aus ihrem Käfig 17 bis 22 Tage nach dem Blut Mahlzeit. Lege sie auf Eis, um sie zu betäuben.
  3. Mit Pinzette, legen Sie drei bis vier Mücken auf eine Glasrutsche mit einem Tropfen kaltes RPMI-Medium bedeckt. Legen Sie die Folie unter ein Mikroskop.
  4. <Li> Mit Pinzette, sorgfältig strecken die Moskito zwischen Kopf und Körper. Die Speicheldrüse mit einer Spritze und Nadel isolieren. Wiederholen Sie diesen Vorgang mit den verbleibenden Mücken.
  5. Sammeln Sie die Speicheldrüsen aus der Glasrutsche, indem Sie sie mit einer Glaspipette aufsaugen und in einem 1,5 mL Zentrifugenröhrchen sammeln.
    ANMERKUNG: Abhängig von den Infektionsraten können in der Regel 8.000 bis 15.000 infektiöse Sporozoiten pro Speicheldrüse erhalten werden.
  6. Für ca. 3 min zerschlagen die isolierten Speicheldrüsen im Zentrifugenröhrchen mit einem kleinen Plastikstab, um die Sporozoiten aus dem Speicheldrüsengewebe zu isolieren.
  7. 3 min bei 1000 xg und 4 ° C zentrifugieren, um die Sporozoiten aus dem verbleibenden Gewebe zu reinigen.
  8. Den Überstand, der die Sporozoiten (SPZ) enthält, zu einem neuen Zentrifugenröhrchen pipettieren und die gereinigten Sporozoiten in einem Neubauer-Hämocytometer zählen.
  9. Die Konzentration der gereinigten Sporozoiten auf 10.000 / ml durch Zugabe von PhOhhat-gepufferte Kochsalzlösung.
  10. Injizieren Sie insgesamt 1.000 Sporozoiten (0,1 ml) in die Schwanzvenen von Inzucht-C57BL / 6-Mäusen, um eine Infektion einzuleiten. Um die Injektionen zu erleichtern, legen Sie die C57BL / 6-Mäuse in einen Restrainer und setzen die Schwänze in warmes (ca. 37 ° C) Wasser, um die Visualisierung der Schwanzvenen zu unterstützen.
    HINWEIS: Die Injektion selbst ist eine kurze Vorgehensweise, die innerhalb von wenigen Sekunden durchgeführt werden kann.
  11. Einmal täglich, überprüfen Sie die Blutstadium-Parasitämie auf Blutabstriche ab dem 3. Tag nach der SPZ-Infektion.
    HINWEIS: Die Überwachung der Parasitämie wurde zuvor in einem JoVE-Artikel von Mueller et al. 8
  12. Bewerte die Mäuse einmal täglich mit der Rapid Murine Coma und Verhaltenskala (RMCBS) Score, beginnend ab Tag 5 nach der Sporozoiten-Injektion.
    HINWEIS: Eine detaillierte Beschreibung dieses Verfahrens, einschließlich einer Videodemonstration, wurde von Caroll et al. 6
  13. BeurteilenDie Mäuse mit MRT-Bildgebung nach dem RMCBS-Score und die zu behandelnde Forschungsfrage. 6

2. Magnetresonanzbildgebung

  1. Führen Sie MRT auf einem 9.4T kleinen Tier-Scanner mit einem Volumen-Resonator für Radiofrequenz-Übertragung und eine 4-Kanal-Phased-Array-Oberfläche Empfangsspule. Schalten Sie das temperaturgesteuerte Wasserbad auf 42 ° C ein, um die Körpertemperatur der Maus aufrechtzuerhalten.
  2. Anästhesie in einer Kammer mit 2% Isofluran und Druckluft einführen, bis die Maus nicht mehr auf eine Zehensperre reagiert. Pflegen Sie die Anästhesie bei 1-1,5%.
  3. Lege einen Schwanzvenenkatheter in die Schwanzvene der Maus. Positionieren Sie die Maus für MRT, indem Sie sie anfällig und mit einem knusprigen Rücken auf einem Tierbett mit einem Vorhängeschloss und Zahnstange ausgestattet, um Kopfbewegung zu minimieren. Achten Sie darauf, die Halswirbelsäule der Maus nicht zu begradigen.
  4. Verbinden Sie ein Kontrastmittel-Injektionssystem mit dem Schwanzvenenkatheter. Verwenden Sie ein maßgeschneidertes Injektionssystem, das mit einer Gd-DTPA (0,3 mmol / kg) Spritze gefüllt ist, oder verwenden Sie PE-Schlauch, der mit einer Gd-DTPA (0,3 mmol / kg) Spritze verbunden ist.
  5. Tragen Sie Dexpanthenol Augensalbe auf beide Augen. Legen Sie die 4-Kanal-Phased-Array-Oberflächenempfänger-Kopfspule auf den Kopf der Maus. Legen Sie ein Atemschutz auf die Rückseite der Maus und verbinden Sie es mit einem Atmungsüberwachungsgerät.

3. Imaging-Protokoll

HINWEIS: Wählen Sie nach den zu behandelnden Forschungsfragen Bildgebungssequenzen aus dem unten aufgeführten Protokoll aus. Alle aufgeführten Parameter gelten für die MRI-Software, müssen aber eventuell angepasst werden, wenn andere Softwareprogramme verwendet werden.

  1. Beginnen Sie mit einem Lokalisierungs-Scan, um sicherzustellen, dass das Maus-Gehirn im Isozentrum des Magneten ist.
  2. Um das vasogene Ödem qualitativ zu beurteilen, verwenden Sie die 3D T2-gewichtete Bildgebung, indem Sie eine Multi-Slice-RARE-Sequenz auswählen.
    1. Geben Sie die folgenden paRameters in die MRI-Software: Wiederholzeit = 2.000 ms, Echozeit = 22 ms, isotrope Auflösung = 0,1mm, Gesichtsfeld = 20 x 10 x 12 mm 3 ; Matrix = 200 x 100 x 120, Flipwinkel = 90-180 °; (Spin-Echo) und seltener Faktor = 8. Starten Sie die Sequenz und warten Sie 10 min 48 s, um die Rohbilder zu erwerben.
  3. Um das vasogene Ödem quantitativ zu beurteilen, führen Sie die T2-Relaxometrie durch, indem Sie eine mehrfache, mehrfache Spin-Echo-Sequenz auswählen.
    1. Verwenden Sie die folgenden Parameter: Wiederholzeit = 3.100 ms, Echozeit = 8-136 ms in Schritten von 8 ms, Anzahl der Scheiben = 17, Scheibendicke = 0,7 mm, in der Ebenenauflösung = 0,116 mm x 0,166 mm, Gesichtsfeld 20 X 20 mm 2 , Matrix = 172 x 172, Flipwinkel = 90-180 Grad; (Spin-Echo). Starten Sie die Sequenz und warten Sie 8 min 53 s, um die Rohbilder zu erwerben.
  4. Zur quantitativen Beurteilung sowohl des vasogenen Ödems als auch des zytotoxischen Ödems führen Sie diffusionsgewichtete Bildgebung / scheinbare Diffusionskohle durch(ADC) -Kartierung durch Auswahl einer Spin-Echo-EPI-Diffusionssequenz.
    1. Verwenden Sie die folgenden Parameter: Wiederholzeit = 3.400 ms, Echozeit = 20 ms, Scheibenstärke = 0,7 mm, Anzahl der Scheiben = 17, Anzahl der diffusionsempfindlichen Richtungen = 30, b-Wert = 1.500 s / mm 2 , δ = 3 ms , Δ = 9 ms, partieller Fourier-Codierungsbeschleunigungsfaktor = 1,51, Gesichtsfeld = 12 x 15 mm 2 , Matrix = 96 x 128, in der Ebene Auflösung = 0,125 mm x 0,177 mm, Flipwinkel = 90-180 Grad und Anzahl der Sättigungsscheiben (sagittal) = 1. Starten Sie die Sequenz und warten Sie 7 min 56 s, bis die Rohbilder erfasst werden.
  5. Um Mikrohäuten zu beurteilen, verwenden Sie 3D T2 * -gewichtete Bildgebung. Wählen Sie eine flusskompensierte FLASH-Sequenz aus.
    1. Geben Sie die folgenden Parameter in die MRI-Software ein: Wiederholzeit = 2.000 ms, Echozeit = 22 ms, isotrope Auflösung 0,08 mm, Gesichtsfeld = 32 x 15 x 8 mm 3 , Matrixgröße = 400 x 188 x 100 und fLippenwinkel = 12 Grad. Starten Sie die Sequenz und warten Sie 15 min 40 s, um die Rohbilder zu erwerben.
  6. Um die arterielle Durchgängigkeit zu beurteilen, verwenden Sie die Zeit der Flugangiographie, indem Sie eine 3D-FLASH-Sequenz auswählen.
    1. Verwenden Sie die folgenden Parameter in der MRI-Software: Wiederholzeit = 16 ms, Echozeit = 3,5 ms, Scheibendicke = 0,07 mm, in der Ebene Auflösung = 0,104 x 0,104 mm, Gesichtsfeld = 20 x 20 x 10 mm 3 , Matrix = 192 x 192 x 142 und Flipwinkel = 15 Grad. Starten Sie die Sequenz und warten Sie 7 min 16 s, bis die Bilder aufgenommen sind.
  7. Um die Blut-Hirn-Barriere-Störung zu beurteilen, verwenden Sie die 3D T1-gewichtete Bildgebung vor und nach einer Kontrastmittelinjektion von 0,3 mmol / kg. Wählen Sie eine hochfrequenzverdünnte FLASH-Sequenz mit einer globalen Hochfrequenzanregung.
    1. Verwenden Sie die folgenden Sequenzparameter in der MRI-Software: Wiederholzeit = 5 ms, Echozeit = 1,9 ms, isotrope Auflösung = 0,156 mm, Sichtfeld 20 x 18,7X 18,7 mm 3 , Matrix 128 x 120 x 120 und Flipwinkel = 8,5 ° ;. Starten Sie die Sequenz und warten Sie 1 min 14s, bis die Bilder aufgenommen sind.

4. Bildverarbeitung und -analyse

  1. Um die Blut-Hirn-Schranken-Störung zu analysieren, subtrahieren Sie 3D-nicht-verbesserte T1-gewichtete Bilder aus verbesserten T1-gewichteten Bildern mit dem Arithmetik- oder Bildrechner-Tool in ImageJ. Auswertung der Subtraktionsbilder für eine Signalerhöhung, die der Blut-Hirn-Barriere-Störung entspricht. 9
  2. Um das Gehirnvolumen zu analysieren, verwenden Sie native 3D T1- oder 3D T2-gewichtete Datensätze. Abgrenzung des Gehirns von der olfaktorischen Glühbirne zum Kleinhirn mit dem Segmentierungseditor. 10
  3. Vasogenes Ödem
    1. Verarbeiten Sie die T2-Relaxometriedaten mit MRI-Software oder verwenden Sie ein nichtlineares Verfahren der kleinsten Quadrate. 11 Diffusionsgewichtete Daten verarbeiten, um ADC-Karten mit MRI-Sof zu erhaltenTware oder FDT Toolbox (siehe Material Tabelle ).
    2. Orte von Interesse manuell in die verschiedenen anatomischen Regionen stellen.
      HINWEIS: Die automatische Platzierung von interessierenden Regionen kann aufgrund einer signifikanten Hirnschwellung falsch registriert werden. Die T2-mal und die ADC-Werte der gewählten anatomischen Regionen werden auf diese Weise erhalten.
  4. Um das Mikrohämiralvolumen zu analysieren, beschreiben Sie Mikrohäuten, die als eiförmige, dunkle Foci auf T2 * -gewichteten Datensätzen erscheinen, mit dem Segmentierungseditor.

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Representative Results

Bei C57BL / 6-Mäusen können die ersten klinischen Symptome von ECM zwischen den Tagen 6 und 10 nach der Infektion mit P. berghei ANKA Sporozoiten beobachtet werden. ECM entwickelt sich in 60 - 80% der infizierten Mäuse und entwickelt sich innerhalb von 24 bis 48 Stunden schnell zu Koma und Tod. Im Gegensatz dazu Mäuse, die nicht entwickeln ECM sterben nach der zweiten Woche nach der Infektion von schweren Anämie aufgrund von Hyperparasitämie. 12

Bei der MRT-Bildgebung sind die frühesten Anzeichen von ECM in der olfaktorischen Glühbirne sichtbar, die zum olfaktorischen System der Maus gehört und sich im rostralen Teil des Gehirns befindet. 7 , 13 Eine Erhöhung der Blut-Hirn-Schranken-Störung (gesehen bei kontrastverstärkten T1-gewichteten Bildern) und einer Fluidzunahme (Erhöhung des T2-Signals auf T2-gewichteten Bildern, T2-Relaxometrie und diffusionsgewichteter Bildgebung) zeigen frühes vasogenes Ödem anIn der olfaktorischen Glühbirne, die bereits in leichter Erkrankung vorhanden ist (RMCBS Score 20-16) und beginnt zu verbreiten, wie die Schwere der Krankheit zunimmt. Relative T1-Signalbilder helfen, subtile Blut-Hirn-Schranken-Störungen zu erkennen (Abbildung 1 ). Blut-Hirn-Barriere Störung und vasogenen Ödem Fortschritte in einer bestimmten Weise. Diese pathologischen Veränderungen verbreiteten sich entlang des rostralen Migrationsstroms, einer Wanderroute für Neuroblasten, zum Hirnstamm, der bei sehr schwerer Erkrankung erreicht wird (RMCBS sore 9-0). Bei T2-Karten kann die Schwere des vasogenen Ödems durch das Zeichnen von Regionen von Interesse in spezifische anatomische Regionen quantifiziert werden, wie in Abbildung 2 gezeigt ist . Für jede Region kann eine T2-Relaxationszeit erhalten werden, die mit zunehmendem Ödem zunimmt. Zusammen mit vasogenem Ödem und Blut-Hirn-Schranke Störung, Hirnschwellung beginnt, wie die ECM Schwere erhöht. Das Gehirnvolumen, das auf Ödeme hindeutet, beginnt bei mäßig kranken Mäusen,Auf Grundlinie und weiter steigt bei schwer kranken Mäusen (Abbildung 3 ).

Die mikrovaskuläre Pathologie, wie durch Mikrohämorrhagien und eine Erhöhung des Gefäßanfälligkeitskontrastes (entsprechend dem langsamen Fluß) belegt, tritt nach den ersten Anzeichen einer Blut-Hirn-Schranken-Störung und eines vasogenen Ödems auf und kann mit einer T2 * -gewichteten Bildgebung sichtbar gemacht werden. Mikrohämorrhagien treten überwiegend in der olfaktorischen Glühbirne auf (Abbildung 4 ). Die Zahl der Mikroblütungen steigt mit fortschreitender Erkrankung. Bei fortschreitenden Erkrankungen sind Mikrohämorrhagien auch bei Kortex, Basalganglien, Kleinhirn, Weißstoff und Hirnstamm sichtbar.

Eine verminderte arterielle Durchgängigkeit wird durch die Zeit-von-Flug-Angiographie als ein Zeichen der makrovaskulären Beeinträchtigung parallel zu mikrovaskulären Veränderungen gesehen. Der zerebrale Infarkt ist kein zentrales Ergebnis in ECM. Bei sehr schwerer Erkrankung sind jedoch Schwerpunkte vonADC-Abnahme kann identifiziert werden, was auf zerebrale Infarkte hindeutet.

Abbildung 1
Abbildung 1: Blut-Hirn-Barriere-Störung. ( A ) Ein repräsentatives koronales 3D T1-gewichtetes Bild. Eine Zunahme des T1-Signals ist im zentralen Bereich der olfaktorischen Glühlampe sichtbar. ( B ) Auf dem entsprechenden T1-Relativ-Signalbild (T1-Vor-Kontrast-Bild, das vom T1-Nach-Kontrast-Bild subtrahiert wird) ist die Kontrastmittel-Extravasation leichter abgrenzbar. Kontrastmittel Extravasation ist sichtbar in den frontalen kortikalen Regionen (weiße Pfeile). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

Figur 2
Abbildung 2: T2 RelaxOmetrie Beispiel-T2-Karten in verschiedenen Höhen von einer stark kranken Maus mit einem RMCBS-Score von 5 ( A ) und vom Basisscan ( B ) werden in der Farbskala, in Graustufen und in Graustufen mit ROIs als farbige Overlays dargestellt. Dunkelblau = RMS, grün = Kortex, türkis = äußere Kapsel, gelb = Basalganglien, hellblau = DMS, orange = thalamus und rot = Hirnstamm Bitte klicken Sie hier um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

Abbildung 3
Abbildung 3: Hirnvolumenmessungen. Das Gehirnvolumen nimmt bei mäßig kranken Mäusen deutlich zu (RMCBS 15-10). Repräsentative Werte von 10 Mäusen werden gezeigt. Die Daten werden als mittlere Standardabweichung dargestellt. Ein paired Student's t-Test wurde verwendet, um die Unterschiede in BH zu analysierenIn Schwellungen zwischen Gruppen. Bei mäßig / schwer kranken Mäusen war das Gehirnvolumen gegenüber der Baseline signifikant erhöht (p = 0,021 / 0,001). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

Abbildung 4
Abbildung 4: Mikrohäuten Repräsentative T2 * -gewichtete Bilder einer Maus vor dem Beginn der Blutstadium-Infektion ( A ) und am Tag 8 nach Infektion mit einem RMCBS-Score von 14 ( B und C ) werden gezeigt. Im ersten Bild sind keine Mikrohäuten vorhanden ( A ), während im zweiten und dritten Bild mehrere Mikrohämorrhagien sichtbar sind, mit einer Vorherrschaft in der olfaktorischen Glühbirne (B: ebenes koronales Bild, C: 3D-Projektion mit segmentierten Mikrohäuten).

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Discussion

In diesem Artikel beschreiben wir ein Ganz-Gehirn-MRT-Protokoll, um Veränderungen in der experimentellen zerebralen Malaria abzugrenzen. Wir glauben, dass die MRT bisher in der Malariaforschung unter- gebraucht wurde und hofft, dass unsere Protokolle anderen Forschern helfen werden. Wir möchten einige zusätzliche Punkte beschreiben, die hilfreich sein können.

Wenn schwer kranke Mäuse abgebildet sind, ist die Positionierung entscheidend. Wegen des erhöhten intrakraniellen Drucks sind Mäuse anfällig für den Tod, und so sollte die Halswirbelsäule nicht gestreckt werden. Anästhesie sollte auch auf ein Minimum gehalten werden. Wenn Mäuse mit leichter Erkrankung abgebildet werden, ist der beste Zeitpunkt für die MRT 12-24 Stunden vor dem erwarteten Beginn der ersten klinischen Symptome. Ein mildes vasogenes Ödem in der olfaktorischen Glühbirne ist bei Mäusen sichtbar, die keine klinischen Anzeichen von ECM (RMCBS Score von 20) aufweisen.

Die Länge des MRI-Protokolls selbst kann entsprechend der spezifischen Forschungsfrage angepasst werden. Der minimale protoCol sollte eine T2-gewichtete Sequenz oder T2-Relaxometrie und eine T2 * -gewichtete Sequenz enthalten, um das Vorhandensein von vasogenem Ödem und Mikrohämie-Belastung / mikrovaskuläre Beeinträchtigung zu beurteilen. Um gute Bilder zu erhalten, sollten Motion-Artefakte auf ein Minimum reduziert werden. Die Bewegung wird durch die richtige Positionierung der Maus reduziert und die Atemfrequenz bei etwa 60-80 Atemzügen pro Minute beibehalten.

Andere in vivo -Bildgebungsverfahren, wie die intravitale Mikroskopie, zeigen Versprechen bei der Visualisierung pathologischer Veränderungen in ECM auf zellulärer Ebene. 14 , 15 , 16 , 17 Im Vergleich zur MRT kann die intravitale Mikroskopie eine hohe räumliche Auflösung auf Kosten von nur einem begrenzten kortikalen Bereich bieten. Im Gegensatz dazu ist die MRT in der Lage, das gesamte Gehirn mit einer Auflösung von bis zu 80 μm zu decken. MRT kann daher weitere zelluläre Untersuchungen durch Identifizierung führenDie Vorzuchtstätten - der Beginn der Erkrankung - sowie das Stadium der Erkrankung, die dann mit weiteren Methoden beurteilt werden kann. MRT-Befunde in ECM können mit pathologischen Veränderungen verglichen werden, die mit MRT bei der menschlichen Zerebralmalaria nachgewiesen wurden. Sowohl menschliche als auch experimentelle zerebrale Malaria zeigen vasogenes Ödem in Bereichen der Neurogenese, sowie mikrovaskuläre Pathologie, wie z. B. sekundäre zerebrale Infarkte in Wasserscheiden. 7 , 18 Weiße und graue Materie sind in ähnlicher Weise betroffen, und die Hirnschwellung sowohl bei der menschlichen als auch bei der experimentellen zerebralen Malaria beinhaltet den Hirnstamm bei schwerer Erkrankung und erklärt den komischen Zustand. 2 , 7

Wir hoffen, dass die In-vivo -Bildgebung dazu beitragen wird, den zugrundeliegenden pathologischen Mechanismus der zerebralen Malaria, der derzeit schwer fassbar ist, zu entschlüsseln. Als Ödem und Hirnschwellung sind kaum sichtbar ex vivo, ichThods, um diese Pathologie in vivo zu visualisieren, sind Schlüssel und werden dazu beitragen, die Bewertung von neuartigen Therapien und Impfungen zu verbessern.

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Acknowledgements

Die kompetente technische Unterstützung von Miriam Reinig ist dankbar anerkannt. AH erhielt Finanzierung von einem Postdoc-Stipendium der Medizinischen Fakultät der Universität Heidelberg. MP wird von einem Gedenkstipendium der Else-Kröner-Fresenius-Stiftung unterstützt. AKM ist von der DZIF-Akademie des Deutschen Zentrums für Infektionsforschung (DZIF) ein Mutterschaftsurlaubsstipendium. JP ist der Empfänger eines Heidelberger Forschungszentrums für Molekulare Medizin (HRCMM) Career Development Fellowship. Darüber hinaus bestätigen wir Julia M. Sattler und Friedrich Frischknecht für einen vorbildlichen Film der Sporozoitenbewegung.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Isoflurane Baxter 1001747 for anesthesia
Dotarem Guebert 1086923 Gd-DTPA contrast agent; 0.5 mmol/mL
Amira (Image Processing Program) FEI Group Version Amira 5.3.2
MATLAB  The MathWorks, Inc., Release 2012b
FDT toolbox  FMRIB's Software Library http://www.fmrib.ox.ac.uk/fsl/fdt/index.html

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

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