Um método simples para glucosinolatos Extracção e análise com cromatografia líquida de alta pressão (HPLC)

Published 3/15/2017
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Grosser, K., van Dam, N. M. A Straightforward Method for Glucosinolate Extraction and Analysis with High-pressure Liquid Chromatography (HPLC). J. Vis. Exp. (121), e55425, doi:10.3791/55425 (2017).

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Abstract

Introduction

Estima-se que as plantas produzem mais de 200.000 diferentes tipos de compostos químicos 1. Apenas uma minoria destes composto parece desempenhar um papel no metabolismo primário das plantas, o qual alimenta o crescimento e reprodução; a maioria são os chamados metabólitos secundários. Apesar do seu nome, metabólitos secundários são frequentemente críticos para a sobrevivência e reprodução das plantas, uma vez que servem para atrair polinizadores ou para defender a planta contra patógenos e herbívoros 1.

Glucosinolatos são uma classe muito diversificado de metabólitos secundários que têm sido estudados há mais de 150 anos 2. Até à data, mais de 130 glucosinolatos estruturalmente diferentes foram identificados 3. Em termos gerais, os glucosinolatos pode ser subdividida em classes diferentes com base no aminoácido a partir do qual eles são sintetizados. glucosinolatos de indolo, por exemplo, são sintetizados a partir do aminoácidotriptofano, fenilalanina Considerando que proporciona o esqueleto de base para a síntese de 4 glucosinolatos aromáticos. Nas classes, há um elevado grau de diversidade estrutural, que é provocada por etapas sequenciais de alongamento da cadeia em vias biossintéticas, tais como na classe de glucosinolatos alifáticos, ou por modificações da cadeia lateral (por exemplo, hidroxilação) 4, 5. Uma das espécies de plantas em glucosinolatos pode conter até 37 glucosinolatos diferentes pertencentes a diferentes classes estruturais 6. Apesar de espécies de plantas têm perfis glucosinolatos típicos, variação intraespecífica para os tipos de glucosinolatos é freqüentemente encontrada entre os indivíduos e populações 6, 7. Glucosinolatos intactos são armazenados nos vacúolos das células vegetais e podem ser encontrados em nenhum dos órgãos acima do solo ou abaixo do solo 7, <sup class = "xref"> 8, 9. Após a ruptura de células (por exemplo, por herbivoria), glucosinolatos são liberados e são misturados com a enzima mirosinase, desencadeando uma bomba de óleo de mostarda 10. Devido à actividade de mirosinase, e, dependendo da estrutura do glucosinolato, as condições de reacção, e a presença de enzimas modificadoras, diferentes compostos pungentes, tóxicas ou nocivas são formados, tais como nitrilos e (iso) tiocianatos 11. Os produtos de reacção têm altas actividades biológicas; por exemplo, eles servem como repelentes de insetos herbívoros generalistas 12. A hereditariedade e biossintéticas vias de glucosinolatos são bem estudadas, principalmente por causa de sua importância para herbívoro e resistência de patógenos, seu valor como componentes de sabor em mostardas e couves, e sua negativa (progoitrin) e efeitos positivos (glucoraphanin) na saúde humana 5, 13, 14.

Por causa do grande interesse em glucosinolatos como compostos, métodos biologicamente activas de extracção e detecção com base em cromatografia líquida de alta pressão de fase inversa (HPLC), equipado com radiação ultravioleta (UV) ou o agrupamento de fotodíodos (PDA) detectores de ter sido utilizada desde a década de 1980 15 . Com base neste método, as Comunidades Europeias emitido um protocolo padrão que foi testado e validado em vários laboratórios para a análise de glucosinolatos em sementes oleaginosas (Brassica napus, colza, canola 16). Outros adicionado a este método (por exemplo, determinando os factores de resposta para glucosinolatos adicionais que não estão presentes nas sementes de colza) 17. Apesar da crescente disponibilidade de espectrometria de cromatografia de massa plataformas líquidos (LC-MS) e protocolos de alto rendimento para a análise de glucosinolatos 18 19, o método HPLC-UV / PDA originais ainda é bastante usada pelos cientistas. As principais razões são que este método é simples e de baixo custo, e relativamente acessível a laboratórios, sem uma extensa infra-estrutura de conhecimento químico-analíticos. Para servir esta comunidade, nós aqui detalhadamente o protocolo para a extração de glucosinolatos partir de materiais vegetais ea análise de suas formas desulfo com HPLC-PDA.

Protocol

1. Preparação de soluções necessárias para o glucosinolatos Extração

  1. Preparar 500 ml de metanol a 70% (MeOH) em água (ultrapura) num frasco de vidro. Para amostras de 100 e 5 padrões, 420 mL de 70% MeOH é necessário.
  2. Preparar 20 mM de acetato de sódio (NaOAc) (pH = 5,5) pela adição de 0,82 g de NaOAc ou 1,36 g de NaOAc x 3 H2O em 500 mL de água; ajustar o pH com ácido clorídrico (HCl). Armazenar o NaOAc na geladeira. Para amostras de 100 e 5 padrões, 370 mL de NaOAc 20 mM (pH = 5,5) em água é necessária.
  3. Para preparar o material da coluna, misturar 10 g de gel de dextrano reticulado (tipo G-25) com 125 ml de água ultrapura. Armazenar a mistura resultante no frigorífico (4 ° C).
  4. Preparação da solução de sulfatase
    1. Dissolve-se 10.000 unidades de sulfatase de arilo (tipo H-1 a partir de Helix pomatia) em 30 ml de água ultrapura e adicionar 30 mL de etanol absoluto (EtOH). Misture bem a solução e transferi-lo para um CEN 250 mltubo trifuge ou vários tubos menores, dependendo da disponibilidade.
    2. Centrifugar a mistura a 2650 xg durante 20 min à temperatura ambiente (RT). Transferir o sobrenadante (s) para uma proveta; adicionar 90 ml de EtOH e misturá-lo. Centrifugar a mistura em um ou mais tubos de centrifugação a 1030 xg durante 15 min à temperatura ambiente.
    3. Descartar o sobrenadante. Dissolve-se e combinar os microgrânulos num total de 25 ml de água ultrapura. Vortex bem, dispensar em 1 ml tubos, e armazenar em um congelador a -20 ° C; eles vão manter por pelo menos um ano.
  5. Preparação da solução de referência sinigrin
    1. Pesa-se cerca de 9 mg de mono-hidrato de sinigrin com 1? G de precisão (por exemplo, 8,769 mg). Transferi-la para um balão volumétrico de 10 ml e dissolve-se o mono-hidrato de sinigrin em 10,0 ml de água ultrapura.
    2. Calcula-se a molaridade da solução de estoque e preparar cinco referências sinigrin entre 50-750 uM por diluição da solução-mãe. Para um exemplo detalhado, consulte Suplementar S1 arquivo .
    3. Dispensar a diferentes referências sinigrin em tubos de reacção de 1,5 mL e congelá-los a 20 ° C. Incluem uma série de cinco referências sinigrin em cada lote de extracção. Sempre use os valores molarity corretos para o usado atualmente sinigrin referências ao calcular as concentrações.

2. Preparação do Setup Extração

  1. Prepara-se uma coluna de cremalheira para as colunas pipeta de Pasteur (para a preparação de colunas, ver passo 3.1). Rotular o rack ou as colunas para manter o controle dos números de amostra (ver Figura 1).
  2. Preparar um bloco que prende o mesmo número de tubos de microcentrífuga rotulados de 2 ml (ver passo 3.3 e a Figura 1)

5 / 55425fig1.jpg "/>
Figura 1: Rack para extração de glucosinolatos. Vista frontal (esquerda) e vista de cima (direita) de um rack coluna self-made e bloqueio para a extração de glucosinolatos. Altura: 100 mm, a distância entre os orifícios deslocados (para segurar as colunas pipeta de Pasteur): 30 mm (eixo X) x 15 mm (eixo dos y). Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

3. Preparação das Colunas e microtubos

  1. Prepare uma coluna por amostra e cinco colunas extras para as cinco amostras de referência sinigrin.
    1. Em cada pipeta de vidro, coloque um pedaço de lã de vidro cerca de 1 cm x 1 cm. Utilizar um pedaço de madeira ou de vidro para empurrar a lã de vidro para baixo para o ponto em que a pipeta se estreita. A lã de vidro deve impedir que o material da coluna de esgotar-se, mas não use demais, uma vez que irá retardar a eluição das colunas. Usar luvas de when trabalhando com a lã de vidro.
  2. Colocar as colunas na cremalheira coluna (ver Figura 1). Coloque o rack coluna em um (a bandeja de resíduos) bandeja de laboratório para pegar os eluentes usados ​​para as lavagens da coluna consecutivos.
  3. Cortar os primeiros 5 mm da ponta de uma ponta de pipeta de plástico de 1 ml e pipeta 0,5 ml de material da coluna preparada (G-25 de gel em água, ver passo 1.3) em cada coluna. Agitar o frasco contendo o material da coluna bem antes de pipetar. Descartar colunas vazamento (materiais G-25 a esgotar-se através da camada de lã de vidro) e substitua por novas.
    1. Após pipetar o material da coluna para as colunas, adicionar 1 ml de água ultrapura para lavar para baixo o material.
  4. Preparar um tubo de reacção de 2 ml por amostra e cinco tubos para as cinco amostras de referência sinigrin; classificá-los. Use uma agulha de dissecação para fazer furos nas tampas para depois de liofilização e colocar os tubos preparados para o bloco de tubos no mesmo padrão exato como ocolunas (passo 2.2, ver Figura 1).

4. Extracção do Glucosinolatos

  1. Pesar liofilizado e material vegetal finamente moído (geralmente 50,0-100,0 mg de peso seco; as concentrações finais de glucosinolato no extracto deve estar na gama da curva de referência) com a aproximação de 0,1 mg em 2 ml, marcado, rodada -bottom tubos de reacção. Adicionar duas pequenas bolas de metal (3 mm de diâmetro) como retardadores de ebulição para cada tubo.
    NOTA: O protocolo também pode ser aplicado aos materiais frescos, congelados rapidamente, que foram triturados em azoto líquido e mantido congelado até à extracção. Aumentar a quantidade de material pesado para a extracção e a percentagem de MeOH em líquido de extracção a 85% para compensar a diluição pela água no material 19.
  2. Pipete 1 mL de 70% de MeOH em cada tubo e agitar com vortex brevemente. Feche os tubos e selá-los com tampas de segurança antes de colocá-los tão rapidamente quanto possível em um hot water banho (90-92 ° C) por alguns minutos (~ 5 min), até o 70% MeOH apenas ferve. Cuidado: Use óculos de segurança durante esta etapa!
  3. Colocar os tubos de ensaio num banho de ultra-sons durante 15 min. Enquanto isso, pegue a sulfatase e as cinco amostras de referência sinigrin fora do congelador para descongelar-los à temperatura ambiente.
  4. Após a ultra-sonicação, centrifugar os tubos de amostra em 2.700 xg numa centrífuga de bancada durante 10 min à temperatura ambiente; um sedimento deve formar em cada tubo. Adicionar o sobrenadante para as colunas rotuladas e pipeta as amostras de referência de cinco em colunas separadas.
    1. Enquanto pipetando os sobrenadantes, manter a ponta bem acima do pellet para evitar materiais vegetais pipetagem. Note-se que quando as amostras secas são utilizadas, o volume de sobrenadante será menor do que 1,0 mL.
  5. Adicionar 1 mL de 70% MeOH para os peletes remanescentes nos tubos de amostra e os tubos vortex antes de os colocar num banho de ultra-sons durante 15 min. Centrifugar os tubos novamente, tal como no passo 4.4, e adicionar a supernates às respectivas colunas; devido às propriedades do material da coluna, o grupo sulfato carregados negativamente dos glucosinolatos será especificamente retidos na coluna.
  6. Lavar as colunas com os extratos em três etapas sequenciais.
    1. Pipeta 2 x 1 mL de 70% de MeOH em cada coluna. Aguarde até que a coluna para secar antes de adicionar os próximos 1 mL; este vai remover mais compostos a partir dos extractos apoiares (por exemplo, clorofila).
    2. Lave o MeOH por adição de 1 ml de água ultrapura para cada coluna.
    3. Pipeta de 2 x 1 mL de 20 mM NaOAc tampão para cada coluna para criar as condições ideais para a reação sulfatase.
  7. Leve o rack com as colunas para fora da bandeja de resíduos e secar os pés do rack com um lenço de papel. Coloque o rack sobre o bloco com frascos e tubos rotulados. Certifique-se de que cada ponta coluna é na correspondente, marcado, tubo de 2 mL (ver Figura 1).
  8. Adicionar 20 ul de soluti sulfataseem que as colunas. Certifique-se de que a sulfatase atinge a superfície do material da coluna. Pipeta de 50 mL de NaOAc tampão em cada coluna para jogar na sulfatase. Cubra as colunas com folha de alumínio e deixe descansar durante a noite.
    NOTA: Devido às actividades da sulfatase, o grupo sulfato vai ser removido, libertando os desulfoglucosinolates a partir da coluna de modo que eles podem eluir com água. Para uma descrição detalhada, consulte Crocoll et al. 19.
  9. No dia seguinte, as eluir desulfoglucosinolates pipetando 2 x 0,75 ml de água ultrapura para cada coluna. Quando todas as colunas secaram, levante o rack de coluna e removê-lo a partir dos tubos de reacção.
    1. Tampe os tubos (certifique-se de que existem furos nas tampas) e congelá-los em nitrogênio líquido ou em -80 ° C congelador por 30 min. Liofilizar as amostras durante 12-24 horas (dependendo do número de amostras e a capacidade do liofilizador) para remover toda a água.
  10. <li> Após liofilização, re-dissolve-se o resíduo num volume exacto (normalmente 1,0 mL) de água ultrapura. Transferir as amostras e as cinco referências sinigrin para frascos de HPLC rotulados. Manter as amostras no frigorífico (4 ° C) durante até duas semanas ou de um congelador (-20 ° C) durante até um ano antes de analisar os com HPLC.
  11. Deixe o vidro secar colunas sob o capô durante a noite e descartá-los quando seca. Recuperar as bolas de metal dos tubos de amostra utilizados no passo 4,5 para reutilização e colocar os tubos no escaninho da eliminação de resíduos.

5. As medições de HPLC de amostras extraídas

  1. Separa-se os glucosinolatos em um de fase inversa C 18 coluna (4,6 x 150 mm, 3 um, 300 A) com um gradiente de acetonitrilo-água (ver Tabela 1) e um fluxo de 0,75 mL / min e uma temperatura de coluna de 40 ° C . Realizar a detecção e quantificação a 229 nm.
  2. Meça as referências sinigrin na mesma coluna, mas com um gradiente adaptadaMétodo para reduzir a utilização de solventes (ver Quadro 2). Começar com cinco injectando as referências sinigrin, começando com o de referência com a concentração mais baixa. Em seguida, injectar as amostras, incluindo uma injecção de metanol (em branco) depois de cada amostra X para limpar a coluna e para evitar o arrastamento de picos.
Tempo [min] Fluxo [mL / min] % Uma água % B ACN
1 0,750 98 2
35 0,750 65 35
40 0,750 98 2
Temperatura da coluna 40 ° C.

Tabela 1: gradiente de acetonitrilo-água para a separação de glucosinolatos e analysis em HPLC de fase inversa.

Tempo [min] Fluxo [mL / min] % Uma água % B ACN
1 0,750 98 2
10 0,750 89,3 10,7
11 0,750 98 2
Temperatura da coluna 40 ° C.

Tabela 2: encurtado gradiente de acetonitrilo-água para a quantificação dos cinco referências sinigrin utilizados para a quantificação de glucosinolatos.

6. glucosinolatos identificação e quantificação

  1. Identificação
    1. Comparar os tempos de espectros de UV e de retenção dos picos nas amostras com sucesso comercialmentecapazes, referências glucosinolatos puros. Veja a Figura 2 para exemplos de espectros de UV das várias classes de glucosinolatos.
    2. Identificar glucosinolatos desconhecidos com padrões de referência ou em LC-MS 18, 19, se possível.
    3. Identificar glucosinolatos desconhecidos com ressonância magnética nuclear (RMN), se possível.
    4. Comparar os tempos de espectros de UV e de retenção dos picos com aqueles na Figura 2 e Tabela referências 3, bancos de dados, ou da literatura.

Figura 2
Figura 2. Os espectros de UV das classes mais comuns de glucosinolato. UV espectro de absorção (200-350 nm) de seis desulfoglucosinolates (GSL), com base em soluções feitas de compostos de referência disponíveis comercialmente extraídos, conforme descrito aqui, representando as classes estruturais mais comuns. O nome comum, snome tructural (entre parênteses), e classe estrutural são dadas. (A) sinigrin (2-propenil GSL), alcenilo; (B) glucoerucin (4-metiltiobutilo GSL), thioalkenyl; (C) glucorafanina (4-methylsulfinlybutyl GSL), sulfinilo; (D) glucobrassicina (indol-3-ilmetil GSL), indole; (E) gluconasturtiin (2-feniletil GSL), aromático; (F) sinalbin (4-hidroxibenzil GSL), aromático. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

  1. quantificação
    1. Integrar a área sob os picos dos cinco referências sinigrin e as amostras.
    2. Calcular uma curva de calibração das cinco referências sinigrin medidos com base na área integrada. Use a equação da linha de regressão (ver Equação 1) para calcular o valor interpolado de glucosinolatos (ver Equação 2).
    3. Para calcular a concentração dos diferentes glucosinolatos, multiplicar o valor interpolado (x) pelo factor de resposta (M) para a detecção a 229 nm a partir de CE (1990) 16, de Buchner (1987) 15, ou Brown et ai. (1993) 17; os factores de resposta de consenso da desulphoglucosinolates mais vulgarmente detectados são dadas na Tabela 3.
      NOTA: Os factores de resposta pode variar entre sistemas de esta pode ser a razão que existem diferentes valores dados por diferentes referências (ver Referências 15-17). No entanto, os valores são na sua maioria muito estreita e em uma escala semelhante com classes estruturais. Seguindo a convenção, definir o factor de resposta de glucosinolatos não identificados como 1, embora para glucosinolatos de indolo desconhecidos com um espectro de UV semelhante ao do glucobrassicina e outros glucosinolatos de indolo (Figura 2), que seria aconselhável a utilização de 0,25, como um factor de resposta para se obteruma estimativa realista da concentração (Tabela 3).
    4. Para calcular o montante final da glucosinolatos (x t) na amostra, tomar o fator de diluição (D) e da massa de amostra (w) utilizados para a análise em conta (ver Equação 3).
      Equação (1)
      Equação (2)
      Equação (3)
      Y = área do pico
      m = declive da curva de regressão de referência de 5 pontos
      c = a intercepção da linha de regressão com o eixo y
      X = quantidade de glucosinolatos no extrato
      x T = concentração de glucosinolatos na amostra planta
      D = factor de diluição
      H = factor de resposta para a detecção a 229 nm a partir de Buchner (1987) ou Brown et ai. (1993)
      w = massa de amostra utilizada para a extração

Representative Results

Este método permite a detecção e a separação de desulfoglucosinolates comumente encontrados em todas as classes estruturais (Figura 3). A prejudicial progoitrin 2-hydroxyglucosinolate vem relativamente cedo no cromatograma e é claramente separada da glucoraphanin glucosinolatos benéfica, a única methylsulfinylglucosinolate nesta amostra. Sinigrin, gluconapin, e glucobrassicanapin formar uma série de glucosinolatos eluotropic alcenilo com comprimentos de cadeia lateral aumentando (C3, C4, C5 e, respectivamente). Uma série lógica semelhante é visível para as duas glucosinolatos methylthioalkenyl, glucoiberverin (C3) e glucoerucin (C4). Os picos dos três glucosinolatos de indolo, glucobrassicina e seus derivados de 4-hidroxi-1 e methoxyglucobrassicin (neoglucobrassicin), são também claramente separados. Deve-se notar que os picos de neoglucobrassicin e glucoerucin, bem como gluconasturtiin, a única gluco aromáticosinolate neste exemplo, são particularmente elevados neste extrato Brassica devido à adição de extratos de raiz à mistura 9.

Figura 3
Figura 3: Cromatograma de um extracto de glucosinolatos. Detalhe (1-32 min) de um cromatograma HPLC resultante da análise de amostras combinadas da raiz e caule de Brassica nigra, B. rapa e B. oleracea. Os rótulos de pico indicam o tempo de retenção e as abreviaturas para desulfoglucosinolates identificados (GSL). Pro = progoitrin (2-OH-3-butenil GSL); RAPH = glucoraphanin (4-methylsulfinlybutyl GSL); SIN = sinigrin (2-propenil GSL), GNA = gluconapin (3-butenil GSL); 4Oh = 4-hydroxyglucobrassicin; IBV = glucoiberverin (3-metiltiopropil GSL); GBN = glucobrassicanapin (4-pentenilo GSL); ERU = glucoerucin (4-metiltiobutilo GSL); GBC = glucobrassicina (indol-3-ilmetil GSL); NAS = gluconasturtiin (2-feniletil GSL); NEO = neoglucobrassicin (1-MeOH-glucobrassicin). Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Mais glucosinolatos metilsulfinilo cadeia, que são comumente encontrados na planta modelo Arabidopsis, também mostram uma série eluotropic, como visto em um extrato de raiz de Rorippa austriaca. Glucohesperalin (C6), glucosiberin (C7), glucohirsutin (C8) e glucoarabin (C9) aparecem em intervalos regulares sobre o cromatograma (Figura 4). Juntamente com o espectro de UV dos picos, tal série lógica eluotropic podem ser usadas para classificar e identificar provisoriamente, glucosinolatos desconhecidos.

Figura 4
Figura 4: Cromatograma (quadro 9-30 min) Dos desulfoglucosinolates em um extrato austriaca raiz Rorippa. Os rótulos de pico indicam o tempo de retenção e as abreviaturas para desulfoglucosinolates identificados (GSL). HES = glucohesperin (6-methylsulfinylhexyl GSL); SBE = glucosiberin (7-methylsulfinylheptyl GSL); GBC = glucobrassicina (indol-3-ilmetil GSL); HIR = glucohirsutin (8-methylsulfinlyoctyl GSL); ARA = glucoarabin (9-methylsulfinylnonylglucosinolate); NEO = neoglucobrassicin (1-MeOH-glucobrassicin). Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Nome comum Estrutura de cadeia lateral Tr (min) * 229 nm referência#
aliphatic glucosinolatos
Glucocapparin metilo 3,5 1 Castanho
sinigrin 2-propenilo 5.5 1 Brown, CE
Gluconapin 3-butenilo 9.5 1.11 CE
Glucobrassicanapin 4-pentenilo 13,5 1.15 CE
Glucoiberverin 3-metiltiopropilo 10,9 0,8 Castanho
Glucoerucin 4-metiltiobutilo 14,0 0,9 Castanho
Glucoiberin 3-methylsulfinylpropyl 3.7 1.2 Castanho
glucoraphanin 4-methylsulfinylbutyl 4.9 0,9 Castanho
Glucoalyssin 5-methylsulfinylpentyl 7.6 0,9 Castanho
Glucohesperin 6-methylsulfinylhexyl 10.5 1 Castanho
Glucosiberin 7-methylsulfinylheptyl 13,5 1 Castanho
Glucohirsutin 8-methylsulfinyloctyl 16.8 1.1 Castanho
Glucoarabin 9-methylsulfinylnonyl 20,5 1
Glucocheirolin 3-methylsulfonylpropyl 4.2 0,9 Castanho
Progoitrin 2 (R) -OH-3-butenil 4,5 1,09 Buchner, CE
Gluconapoleiferin 2-OH-5-pentenilo 8.3 1 CE
glucosinolatos de indole
4-hydroxyglucobrassicin 4-hidroxi-indol-3-ilmetil 11.2 0,28 Buchner, CE
glucobrassicin indol-3-ilmetil 15,3 0,29 Buchner, CE
4-Methoxyglucobrassicin 4-metoxi-indol-3-ilmetil 18,2 0,25 Buchner, CE
Neoglucobrassicin 1-metoxi-indol-3-ilmetil 22,5 0,2 Buchner, CE
glucosinolatos aromáticos
Sinalbin 4-hidroxibenzil 8.1 0,5 Buchner
Glucosibarin 2 (R) -OH-2-feniletil 12.1 veja a próxima
Glucobarbarin 2 (S) -OH-2-feniletil 12,7 0,95 Buchner
Glucotropaeolin benzilo 13,8 0,95 Buchner, CE
Gluconasturtiin 2-feniletil 18,0 0,95 Buchner, CE
desconhecido - alifático / aromático como espectro UV 1 CE
desconhecido - indole como espectro 0,25 CE
* O tempo de retenção aproximado (Rt) arredondadas para o mais próximo de 0,1 min (± 0,3 minutos dependendo da coluna, a qualidade do eluente). Os tempos de retenção são determinadas em plataformas ThermoFisher / Dionex final de HPLC equipado com uma coluna C 18 (150 x 4,6 mm, 3 micrómetros de tamanho de partícula) mais C 18 Tabela 1.
# Referências para factores de resposta: Buchner, R. em glucosinolatos em sementes de colza (ed JP Wathelet) 50-58 (Martinus Nijhoff Publishers, 1987); Brown, PD, Tokuhisa, JG, Reichelt, M. & Gershenzon, J. Variação da acumulação de glucosinolatos entre diferentes órgãos e estágios de desenvolvimento de Arabidopsis thaliana. Fitoquímica. 62 (3), 471-481, DOI: 10.1016 / S0031-9422 (02) 00549-6 (2003); CE. oleaginosas - deliberação de glucosinolatos Líquida de Alta Eficiência cromatografia. Jornal Oficial das Comunidades Europeias. L 170/28. Anexo VIII 03.07.27-34 (1990).

Tabela 3: Os factores de resposta dos mais comumente encontrados desulfo-glucosinolatos em extratos vegetais e seus tempos de retenção aproximados no C 18 colunas. Eluentes, gradient, temperatura da coluna, e a taxa de fluxo, como na Tabela 1.

Discussion

As maiores vantagens deste método estabelecido e amplamente utilizado é que ela é robusta, bastante simples e relativamente de baixo custo por amostra. A maior parte do equipamento necessário para a extracção e análise devem estar disponíveis em um padrão de laboratório ou podem ser auto-construído, com a excepção de o HPLC-PDA. Outra vantagem é que desulfoglucosinolates dissolvidos em água são quimicamente muito estável quando mantido frio e em (HPLC) frascos hermeticamente fechados, de modo que os extractos poderia ser facilmente enviado para análise por HPLC em outro lugar. Em contraste com plataformas LC-MS, que exigem formação e vasta experiência prática para a gestão do software e análise de dados especializados, HPLC-UV / PDAs pode ser facilmente executado depois de um curto período de treinamento. Isto não só reduz os custos do processo, mas também torna este método mais acessível para uma ampla gama de cientistas, incluindo estudantes.

Geralmente, quando os procedimentos descritos acima são seguidos carefully, alguns problemas devem ocorrer. Em geral, os picos de glucosinolato são muito bem separados no cromatograma. Se este não for o caso, o programa de gradiente pode ser adaptado por diminuir a taxa de aumento de acetonitrilo no eluente. Em alternativa, a construção de uma nova pré-coluna (200-500 injeções) ou coluna (1.500 -2.000 injeções) podem resolver o problema. Ocasionalmente, cromatogramas de amostras únicas em um lote pode mostrar muito pequeno ou nenhum pico. Isto é geralmente devido a erros de pipetagem ao adicionar o sulfatases (por exemplo, uma coluna foi ignorado ou a sulfatase não foi devidamente lavado para dentro da coluna). Alternativamente, a concentração de glucosinolatos nos materiais experimentais pode ter sido menor do que o esperado e muito pouco material foi utilizado para a extracção. Se este for o caso, o volume de injecção pode ser aumentada para 100? L, ou uma alíquota exacta (por exemplo, 800 ul) de o extracto pode ser concentrado. Esta última poderia ser conseguida por congelamento-secoing o extracto, dissolução do resíduo num volume mais pequeno (por exemplo, 100 mL) de água, e reinjecção usando a mesma curva de referência. Nos cálculos para a concentração original do extrato, os números devem ser multiplicados pelo factor de diluição. Se isto não resolve o problema, os materiais devem ser extraídas novamente utilizando mais material de partida. Se este é mais do que 100 mg, o volume dos solventes de extracção e o tamanho dos tubos deve ser ajustado proporcionalmente para manter a eficiência da extracção.

Uma vantagem adicional é que este método tem sido bem validada. Isso é porque ele tem sido descrito como um método padrão para a quantificação dos glucosinolatos em colza, para os quais os procedimentos e precisão foram confirmadas em vários laboratórios 16. Além disso, o fundo genético, a biossíntese, e as funções biológicas de glucosinolatos estão sujeitos a esforços intensos de investigação, no model espécies de plantas de Arabidopsis thaliana, entre outros 4, 6, 12. Por isso, muitos factores de resposta para a quantificação exacta de desulfoglucosinolates em relação ao sinigrin são bem definidas e divulgadas publicamente 15,17. Apesar de protocolos baseados no LS-MS são mais de alto rendimento, mais sensível, e são capazes de (tentativamente) identificar glucosinolatos para os quais não há padrões estão disponíveis 18, 19, 20, a falta de factores de resposta universais para LC-MS limita o quantificação exacta das concentrações de glucosinolatos 18. Além disso, estes métodos geralmente não inclui um passo de liofilização, e a quantidade de água no material de planta fresco é desaparecidos nos cálculos, tornando difícil a quantificação exacta. Por último, porque o nosso método de extração envolve uma base colunapurificação e o passo de concentração, que também pode ser aplicado a amostras "sujas" com baixas concentrações de glucosinolatos, tais como solos 21.

Em comparação com os métodos baseados em LC-MS, que normalmente extrair recém materiais congelados, utilizam placas de 96 poços, durante a extracção, e não incluem um passo de sulfatase 18, 19, o nosso método é relativamente moroso e de trabalho intenso. Com as prateleiras de coluna descritas neste documento, uma única pessoa pode extrair cerca de 100-150 amostras em um dia. Eluição (dia seguinte), congelar secagem (overnight), e re-dissolução pode ocorrer nos dois dias seguintes. Com um injector automático HPLC, uma corrida e equilíbrio de tempo de 40-45 minutos por injeção, e sem imprevistos, levaria 3-4 dias para obter os dados para este conjunto de amostras. Quando o software de HPLC permite a quantificação automático com base na curva sinigrin, uma verificação manual dos cromatogramas e PEatribuições ak para 100 amostras só pode tomar outro 1 ou 2 h antes de os dados podem ser usados ​​para análises estatísticas.

Apesar da crescente disponibilidade de padrões de glucosinolatos, apenas uma pequena fração dos mais de 130 candidatos atualmente pode ser comercialmente comprado. No entanto, com algumas referências para cada uma das classes biossintéticas; acesso a bases de dados de literatura que especifiquem os compostos anteriormente encontrados nas espécies de plantas (por exemplo, Fahey et al 22.); conhecimento básico dos princípios cromatograf icos, tais como a lógica de série eluotropic (por exemplo, para um número crescente de Cs na cadeia lateral nos compostos alifáticos, as Figuras 3 e 4); e a validação de amostras simples de LC-MS 19 ou glucosinolatos isolados no RMN 23, pode-se facilmente ultrapassar esta limitação. A maioria dos protocolos de glucosinolatos analisa usar curvas de referência internos(Isto é, uma certa concentração para a extracção de sinigrin ou sinalbin para a extracção por solvente 16, 17, 19). Principalmente, as curvas de referência internos são mais apropriadas para corrigir erros de processamento de amostras individuais e, assim, teoricamente, produzir uma maior precisão. Apesar desta vantagem, é preferível utilizar uma curva de referência externo de cinco pontos, como frequentemente analisar diferentes espécies selvagens, alguns dos quais contêm níveis elevados de sinigrin (por exemplo, Brassica nigra 24) ou sinalbin (por exemplo, Sinapis alba 25), o duas referências glucosinolatos para o qual factores de resposta estão disponíveis. Além disso, a adição de padrões internos a cada amostra, aumenta o custo das análises, como padrões de referência de alto grau de glucosinolatos são geralmente muito caros.

Em conclusão, apesar das etapas demoradas, este protocoloproporciona um método simples e acessíveis para extrair glucosinolatos e quantificar em amostras de plantas. No entanto, é importante considerar que os níveis de glucosinolato em si são apenas uma indicação do potencial de actividade biológica, visto que a necessidade de reagir com mirosinase, e a variação nos produtos de reacção pode surgir a partir de uma única glucosinolatos 11. Os ensaios de validação devem ser realizados para confirmar a relevância biológica.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Methanol HiPerSolv CHROMANORM® gradient grade for HPLC grade VWR 20864.320
Sodium acetate (NaOAc) Sigma-Aldrich W302406-1KG-K
HCl VWR 1.09057.1000
Sephadex Sigma-Aldrich A25120-10G
(−)-Sinigrin hydrate
from horseradish 
Sigma-Aldrich S1647-500MG
Aryl Sulfatase Sigma-Aldrich S9626-10KU
Ethanol VWR 20816.298
Pasteur Pipette Carl Roth 4518.1
Glass Wool Carl Roth 7377.1
Glass/wooden stick VWR HERE1080766
2 mL reaction tubes VWR 211-2120
Dissecting needle Carl Roth KX93.1
Rotilabo-lab dishes Carl Roth 0772.1 Waste tray
Rotilabo-sealing clips Carl Roth N217.1
Freeze Dryer Freezone 12 L Labconco 7960030
Acetonitril super gradient grade VWR 83639.320
Water bath VWR 462-5112
Ultrasonic bath Fisher Scientific FB 15061
PH Electrode Thermo Fisher Scientific STARA2115
Centrifuge Heraeus Multifuge X1 Thermo Fisher Scientific 75004210
Pre-Column Thermo Fisher Scientific 69697 C18 column (4.6 x 10 mm, 5 µm, 300 Å) 
Column Acclaim 300 Thermo Fisher Scientific 60266 C18 column (4.6 x 150 mm, 3 µm, 300 Å) 
HPLC Ultimate 3000 Thermo Fisher Scientific with column oven and UV or PDA detector
Flask 1,000 mL VWR 215-1595
Glucosinolate reference compounds Phytoplan various http://www.phytoplan.de/

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References

  1. Hartmann, T. From waste products to ecochemicals: Fifty years research of plant secondary metabolism. Phytochemistry. 68, (22-24), 2831-2846 (2007).
  2. Will, H., Laubenheimer, A. Ueber das Glucosid des weissen Senfsamens. Justus Liebigs Annalen der Chemie. 199, (1), 150-164 (1879).
  3. Agerbirk, N., Olsen, C. E. Glucosinolate structures in evolution. Phytochemistry. 77, 16-45 (2012).
  4. Halkier, B. A., Gershenzon, J. Biology and biochemistry of glucosinolates. Ann Rev Plant Biol. 57, 303-333 (2006).
  5. Sønderby, I. E., Geu-Flores, F., Halkier, B. A. Biosynthesis of glucosinolates - gene discovery and beyond. TIPS. 15, (5), 283-290 (2010).
  6. Kliebenstein, D. J., et al. Genetic control of natural variation in Arabidopsis glucosinolate accumulation. Plant Physiol. 126, (2), 811-825 (2001).
  7. van Leur, H., Raaijmakers, C. E., van Dam, N. M. A heritable glucosinolate polymorphism within natural populations of Barbarea vulgaris. Phytochemistry. 67, (12), 1214-1223 (2006).
  8. Kelly, P. J., Bones, A., Rossiter, J. T. Sub-cellular immunolocalization of the glucosinolate sinigrin in seedlings of Brassica juncea. Planta. 206, (3), 370-377 (1998).
  9. van Dam, N. M., Tytgat, T. O. G., Kirkegaard, J. A. Root and shoot glucosinolates: a comparison of their diversity, function and interactions in natural and managed ecosystems. Phytochem Rev. 8, (1), 171-186 (2009).
  10. Ratzka, A., Vogel, H., Kliebenstein, D. J., Mitchell-Olds, T., Kroymann, J. Disarming the mustard oil bomb. Proc Natl Acad Sci U S A. 99, (17), 11223-11228 (2002).
  11. Wittstock, U., Kliebenstein, D. J., Lambrix, V., Reichelt, M., Gershenson, J. Integrative Phytochemistry: From ethnobotany to molecular ecology: Recent Advances in Phytochemistry. Romeo, J. T. 37, Ch. 5 Pergamon (2003).
  12. Hopkins, R. J., van Dam, N. M., van Loon, J. J. A. Role of glucosinolates in insect-plant relationships and multitrophic interactions. Ann Rev Entomol. 54, (1), 57 (2009).
  13. Kliebenstein, D. J., Gershenzon, J., Mitchell-Olds, T. Comparative quantitative trait loci mapping of aliphatic, indolic and benzylic glucosinolate production in Arabidopsis thaliana leaves and seeds. Genetics. 159, (1), 359-370 (2001).
  14. Mithen, R., Bennett, R., Marquez, J. Glucosinolate biochemical diversity and innovation in the Brassicales. Phytochemistry. 71, (17-18), 2074-2086 (2010).
  15. Buchner, R. Glucosinolates in rapeseed. Wathelet, J. P. Martinus Nijhoff Publishers. 50-58 (1987).
  16. Oil seeds - determination of glucosinolates High Perfomance Liquid Chromatography. Official Journal of the European Communities. L 170/28. Annex VIII 03.07 27-34 (1990).
  17. Brown, P. D., Tokuhisa, J. G., Reichelt, M., Gershenzon, J. Variation of glucosinolate accumulation among different organs and developmental stages of Arabidopsis thaliana. Phytochemistry. 62, (3), 471-481 (2003).
  18. Glauser, G., Schweizer, F., Turlings, T. C. J., Reymond, P. Rapid Profiling of Intact Glucosinolates in Arabidopsis Leaves by UHPLC-QTOFMS Using a Charged Surface Hybrid Column. Phytochem Analysis. 23, (5), 520-528 (2012).
  19. Crocoll, C., Halkier, B. A., Burow, M. Current Protocols in Plant Biology. John Wiley & Sons, Inc. (2016).
  20. Griffiths, D. W., Bain, H., Deighton, N., Botting, N. P., Robertson, A. A. B. Evaluation of liquid chromatography-atmospheric pressure chemical ionisation-mass spectrometry for the identification and quantification of desulphoglucosinolates. Phytochem Analysis. 11, (4), 216-225 (2000).
  21. Gimsing, A. L., Kirkegaard, J. A. Glucosinolates and biofumigation: fate of glucosinolates and their hydrolysis products in soil. Phytochem Rev. 8, (1), 299-310 (2009).
  22. Fahey, J. W., Zalcmann, A. T., Talalay, P. The chemical diversity and distribution of glucosinolates and isothiocyanates among plants. Phytochemistry. 56, 5-51 (2001).
  23. de Graaf, R. M., et al. Isolation and identification of 4-α-rhamnosyloxy benzyl glucosinolate in Noccaea caerulescens showing intraspecific variation. Phytochemistry. 110, (0), 166-171 (2015).
  24. van Dam, N. M., Raaijmakers, C. E. Local and systemic induced responses to cabbage root fly larvae (Delia radicum) in Brassica nigra and B. oleracea. Chemoecology. 16, (1), 17-24 (2006).
  25. Gols, R., et al. Temporal changes affect plant chemistry and tritrophic interactions. Bas Appl Ecol. 8, (5), 421-433 (2007).

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