Pré-condicionamento hipóxico de células progenitoras derivadas da medula como fonte para a geração de células maduras de Schwann

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Developmental Biology

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Summary

As células do estroma da marrow (MSCs) com potencial neural existem dentro da medula óssea. Nosso protocolo enriquece essa população de células por meio de pré-condicionamento hipóxico e, posteriormente, as direciona para se tornar células maduras de Schwann.

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Tsui, Y. P., Mung, A. K., Chan, Y. S., Shum, D. K., Shea, G. K. Hypoxic Preconditioning of Marrow-derived Progenitor Cells As a Source for the Generation of Mature Schwann Cells. J. Vis. Exp. (124), e55794, doi:10.3791/55794 (2017).

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Abstract

Este manuscrito descreve um meio de enriquecer para os progenitores neurais da população de células do estroma da medula (MSC) e, posteriormente, direcioná-los para o destino das células maduras de Schwann. Nós submetimos MSCs de ratos e humanos a condições hipóxicas transitórias (1% de oxigênio por 16 h), seguido de expansão como neurospheres com substrato de baixa inserção com fator de crescimento epidérmico (EGF) / suplementação básica de fator de crescimento de fibroblastos (bFGF). As neurosferas foram semeadas em plástico de cultura de tecido revestido com poli-D-lisina / laminina e cultivadas em um coque gliogênico contendo β-Heregulin, bFGF e o fator de crescimento derivado de plaquetas (PDGF) para gerar células semelhantes a células de Schwann (SCLCs). Os SCLCs foram direcionados para o compromisso do destino via cocultura durante 2 semanas com neurônios de gânglios radiculares dorsais purificados (DRG) obtidos de ratos Sprague Dawley grávidas E14-15. As células maduras de Schwann demonstram persistência na expressão de S100β / p75 e podem formar segmentos de mielina. As células geradas dessa maneira têm potencialPplicações no transplante de células autólogas após lesão da medula espinhal, bem como na modelagem da doença.

Introduction

O transplante de progenitores neurais e seus derivados demonstra promessa como estratégia de tratamento após lesão do nervo traumático 1 , 2 e neurodegeneração 3 , 4 . Antes da aplicação clínica, é essencial assegurar: i) um método para acessar e expandir uma fonte autóloga de células progenitoras e / ou ii) um meio para direcioná-las para tipos relevantes de células maduras 3 . O nosso interesse na terapia celular por lesão da medula espinhal levou-nos a buscar uma fonte celular robusta e autóloga de progenitores neurais de tecidos adultos.

Uma subpopulação de MSCs origina-se da crista neural e é facilmente acessível a partir da cavidade da medula. Essas células são progenitores neurais que podem gerar neurônios e glia 5 . Modelos animais de isquemia cerebral demonstram que hipoxia promove o prol IFOP e multipotência de progenitores neurais no cérebro 6 . Esta foi a base para a utilização do pré-condicionamento hipóxico como um meio de expansão em relação aos progenitores neurais derivados da medula.

O transplante de células de Schwann para a medula espinhal lesionada promove a regeneração 2 . Os SCLCs podem ser gerados a partir de MSCs por meio de suplementação com fatores gliogênicos ( ie, β-Heregulin, bFGF e PDGF-AA), mas demonstram instabilidade fenotípica. Após a retirada dos fatores de crescimento, eles retornam a um fenótipo tipo fibroblastos 7 . A instabilidade fenotípica é indesejável no transplante de células devido ao risco de diferenciação aberrante e carcinogênese. À medida que os precursores de células de Schwann estão associados a feixes de axônios dentro do nervo periférico embrionário 8 , fomos conduzidos a SCLC de cocção com neurônios DRG embrionários purificados 7 ,Ass = "xref"> 9. As células Schwann maduras resultantes são comprometidas com o destino e demonstram função in vitro 7 , 9 e in vivo 10 .

Nosso protocolo para o enriquecimento de progenitores neurais dos MSCs é simples e eficiente e resulta em um aumento no número de células para ensaios subseqüentes. A derivação das células de Schwann com destino às células através da plataforma coculante permite o estudo da diferenciação glial e para a geração de células Schwann estáveis ​​e funcionais para a aplicação clínica potencial.

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Protocol

Todos os procedimentos envolvendo animais foram realizados em estrita conformidade com o Guia NIH para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório e aprovado pelo Comitê de Uso de Animais Vivos para Ensino e Pesquisa, Faculdade de Medicina Li Ka Shing, da Universidade de Hong Kong. As amostras de medula óssea humana foram obtidas da crista ilíaca de dadores saudáveis ​​após o consentimento informado. Os protocolos foram aprovados pelo Conselho de Revisão Institucional, a Universidade de Hong Kong.

1. Preparação de Culturas de MSC de Rato

  1. Colheita de MSCs do fêmur
    1. Autoclave todas as ferramentas de dissecação ( isto é, tesoura de dissecação fina , tesoura de corte com ponta sem corte e pinça dentada) a 180 ° C durante pelo menos 2 h antes da utilização.
    2. Preparar o meio de crescimento de MSC compreendendo uma modificação de meio-alfa essencial mínima (αMEM) suplementada com 15% de soro de bovino fetal (FBS) e penicilina / estreptomicina (P / S, 1% v / v).
    3. Sacrifique jovens ratos machos Sprague Dawley (200-250 g de peso corporal) por overdose de pentobarbitone (240 mg / kg de peso corporal, intraperitoneal).
      NOTA: As amostras de medula de diferentes ratos devem ser processadas separadamente.
    4. Coloque os animais sacrificados em posição supina. Limpe cuidadosamente o abdômen e os membros inferiores com etanol a 70%.
    5. Remova a pele e o tecido subcutâneo sobre as coxas medianas usando tesouras e fórceps de dissecação fina. Remova os músculos das coxas circunferencialmente até o fêmur ser exposto. Continue assim proximalmente e distalmente até as articulações do joelho e do quadril serem vistas. Disarticule o fêmur através da articulação do quadril e do joelho usando tesoura de corte de ponta sem corte.
      NOTA: Não transecte o fêmur para expor a cavidade da medula nesta fase. Transfira fósforos intactos para um capuz de cultura de tecido laminar para processamento posterior.
    6. Use tesouras de corte de ponta sem corte para transpor as extremidades distal e proximal do fêmur através da metáfise.
    7. Coloque um filtro celular de 70 μm sobre um tubo cônico de 50 mL. Insira uma seringa de 21 G, 10 mL contendo solução salina tamponada com fosfato (PBS, Na2 HPO 4 10 mM, pH 7,4) no canal femoral exposto e elimine o conteúdo da medula no tubo cônico por lavagem repetida.
      NOTA: Aproximadamente 20 mL de PBS são utilizados para libertar cada fêmur. Se a cor do conteúdo lavado permanece manchada de sangue e turva, pode-se usar um volume maior.
    8. Recolher as células por centrifugação a 480 xg durante 5 min. Descarte o sobrenadante. Ressuspender o sedimento celular em 10 mL de meio de crescimento MSC. Coloque as células em um prato de cultura de tecido de 10 cm. Coloque os pratos de cultura de tecidos em uma incubadora de células (37 ° C, 5% de CO 2 ). Registre o dia inicial do chapeamento no dia 0.
      NOTA: Em todas as etapas envolvendo centrifugação, ajuste o freio para desaceleração máxima.
  2. Estabelecimento e expansão de colônias MSC
    NOTA: Este protocolo éElias na aderência plástica de cultura de tecido como um meio para selecionar MSCs dentro da cavidade da medula 11 . O conteúdo de medula óssea é permitido para aderir ao plástico de cultura de tecidos durante 2 dias.
    1. No dia 2, enxágue as placas de cultura três vezes com 10 mL de PBS para remover células não aderentes. Substitua o PBS por 10 mL de meio de crescimento MSC após lavagem. Lavar as células com PBS e reabastecer com MSC meio de crescimento a cada 3 dias.
      NOTA: as colônias MSC devem estar visíveis no dia 6-7 ( Figura 2A ).
    2. Passar as células no dia 10, removendo o meio de crescimento e enxaguando as células com PBS. Adicionar 1,5 mL de reagente de dissociação de células enzimáticas recombinantes e incubar a 37 ° C durante 5 min. Adicione 3 mL de meio de crescimento MSC para neutralizar a reação. Recolher as células isoladas por centrifugação a 250 xg durante 5 min.
    3. Quantifique as células dentro da pastilha usando um hemocitómetro após uma diluição apropriada em PBS.
    4. Células passadas por sementes a uma densidade de 40 000 células / cm2 numa placa de cultura de 10 cm em meio de crescimento MSC.
      NOTA: Os MSC de ratos devem chegar a uma confluência de 80-90% no prazo de 2 dias após a passagem ( Figura 2B ). As células podem ser passadas como descrito no passo 1.2.2 para até 8 passagens. Os MSCs podem ser caracterizados por meio da imunocitoquímica e sua capacidade de diferenciação de trilineagem ( Figura 3 ) 12 . Somente as culturas do MSC entre as passagens 3 e 8 estão sujeitas ao pré-condicionamento hipóxico e ao enriquecimento dos progenitores neurais. Os MSC de maior número de passagem adotam uma morfologia achatada ( Figura 2C ) e não produzem um número suficiente de progenitores neurais. Essas culturas devem ser descartadas.

2. Preparação de Culturas Humanas de BMSC

  1. Diluir 1 mL de aspirado da medula óssea humana com 9 mL de meio de crescimento MSC e prender oCélulas em um prato de cultura de tecido de 10 cm. Manter as culturas em uma incubadora de células (37 ° C, 5% de CO 2 ).
  2. Remova o meio após 2 dias e enxágue suavemente as culturas três vezes com 10 mL de PBS para remover células não aderentes. Após o enxágüe final, remova o PBS e substitua-o por 10 mL de meio de crescimento MSC. Reabasteça o meio de crescimento após cada 3 dias de cultura após o enxaguamento de PBS.
    NOTA: as colônias MSC devem estar visíveis no dia 6-7. O número de colônias pode variar entre os indivíduos.
  3. Passe as células no dia 10, como descrito no passo 1.2.2. Quantifique as células dentro da pastilha usando um hemocitómetro após uma diluição apropriada em PBS. Semear as células passadas a uma densidade de 40.000 células / cm2 em uma placa de cultura de 10 cm em meio de crescimento MSC.
    NOTA: Os MSCs humanos ( Figura 2D ) demonstram uma morfologia semelhante aos MSCs de ratos e também devem atingir uma confluência de 80-90% no prazo de 2 dias após a passagem. Eles deveriam ser charadasCterizados por meio da imunocitoquímica e sua capacidade de diferenciação trilineage 12 . Tal como acontece com os MSC de ratos, os MSC humanos que estão entre a passagem 3 e 8 estão sujeitos ao pré-condicionamento hipóxico e ao enriquecimento dos progenitores neurais.

3. Pré-condicionamento hipóxico

  1. Desmonte os componentes da câmara de hipoxia ( isto é, base, tampa, bandejas) depois de liberar o grampo do anel e limpe as peças individuais com um etanol a 70%. Coloque os componentes da câmara dentro de um capuz de cultura de tecido laminar para esterilização sob luz UV durante 15 min.
  2. Antes do pré-condicionamento hipóxico, remova o meio e enxágue as culturas de ratos e humanos MSC (seções 1 e 2) com 10 mL de PBS. Substituir o PBS por 10 mL de meio de crescimento MSC suplementado com 25 mM de HEPES.
    NOTA: Os MSCs cultivados em pratos de 10 cm devem ter atingido 80-90% de confluência antes de serem sujeitos a pré-condicionamento hipóxico.
  3. Coloque o culPratos dentro da câmara de hipoxia. Volte a montar os componentes da câmara e aperte o grampo do anel. Lavar uma mistura gasosa de 99% de N2 / 1% de O2 na câmara a uma taxa de fluxo de 10 L / min durante 5 min.
  4. Selar as extremidades de conexão da câmara de hipoxia para garantir que não haja vazamento de gás. Coloque a câmara dentro da incubadora celular (37 ° C, 5% de CO 2 ) durante 16 h.
  5. Após a conclusão do pré-condicionamento hipóxico, remova as culturas da câmara em preparação para a subsequente cultura de enriquecimento progenitor neural.

4. Cultura de enriquecimento de progenitores neurais

  1. Preparar o meio progenitor neural composto pelo meio de águia modificado de Dulbecco / mistura de nutrientes de presunto F12 (DMEM / F12) suplementado com B27 (2% v / v), fator básico de crescimento de fibroblastos (bFGF, 20 ng / mL), fator de crescimento epidérmico (EGF, 20 ng / mL) e P / S (1% v / v).
  2. Descarte os MSCs de rato / humanos humanos pré-condicionados hipóxicos, conforme descrito no passo 1.2.2.Recolher as células isoladas por centrifugação a 250 xg durante 5 min. Quantifique as células dentro da pastilha usando um hemocitômetro após diluição apropriada em PBS.
  3. Ressuspender as células no meio progenitor neural e semente em placas de pouca fixação, de 6 poços com uma densidade de 6.000 células / cm 2 . Coloque a cultura em uma incubadora de células (37 ° C, 5% de CO 2 ) durante 12 dias. Reabasteça 75% do meio progenitor neural a cada 3 dias.
    NOTA: Clusters de células não aderentes podem ser observados no dia 6-7. No dia 10-12, podem ser observadas neurosferas com diâmetro ≥ 100 μm ( Figura 4 ). Os MSCs pré-condicionados hipóxicos devem produzir mais neuroesferas em comparação com MSCs cultivados em condições normoxicas 9 .
  4. Colecione neurosferas no dia 12, aspirando-as para uma pipeta de 10 mL e transferindo-as para um tubo cônico de 15 mL. Centrifugar as neurosferas a 250 xg por 5 min.
    NOTA: Neurospheres podem serCaracterizado no dia 12 para marcadores de progenitores neurais, como nestin e GFAP 7 .

5. Geração de células Schwann comprometidas com o destino via Coculture com DRG Neurônios

  1. Preparação de neurónios de DRG de rato purificado
    1. Autoclave todas as ferramentas de dissecação (por exemplo, tesoura de dissecção, fórceps, duas pinças de microdissecção e tesoura de microdissecagem) a 180 ° C durante pelo menos 2 h antes da utilização.
    2. Cubra placas de cultura de tecidos de 6 poços com poli-D-lisina (PDL, 10 μg / mL em PBS) a 4 ° C durante a noite. Remova o PDL e enxague com 1,5 mL de PBS por poço.
    3. Proceda com o revestimento das placas com laminina (10 μg / mL em PBS) a 37 ° C durante 2 h. Enxaguar as placas com 1,5 mL de PBS por poço.
    4. Preparar o meio de manutenção do neurônio DRG, composto de meio neurobasal suplementado com B27 (2% v / v), L-glutamina (1% v / v), fator de crescimento nervoso (NGF, 20 ng / mL) e P / S (1 % V / v).
    5. Preparar o meio de purificação de neurônio DRG, composto de meio neurobasal suplementado com B27 (2% v / v), L-glutamina (1%), NGF (20 ng / mL), P / S (1%), fluorodeoxiuridina (FDU, 10 Μg / mL) e uridina (10 μg / mL).
    6. Sacrifique ratos grávidas no dia gestacional 14-15 por overdose de pentobarbital (240 mg / kg de peso corporal, intraperitoneal).
    7. Coloque os animais sacrificados em posição supina. Limpe bem o abdômen com etanol a 70%.
    8. Corte a parede abdominal inferior do animal longitudinalmente usando tesouras e fórceps de dissecação fina. Identifique e remova o útero usando tesouras de dissecação. Corte a parede uterina para expor e extrair os embriões. Transfira os embriões para um prato de cultura esterilizado de 10 cm preenchido com PBS. Coloque o prato de cultura sobre gelo.
    9. Transfira o embrião destinado à dissecção para um prato de cultura estéril de 10 cm preenchido com PBS (temperatura ambiente) e posicione-o sob um microscópio de dissecação. Tenha o embrião em posição propensa.
      NÃOE: A medula espinal esbranquiçada e os DRG anexados podem ser vistos sobre o aspecto dorsal do embrião, através da sua pele translúcida.
    10. Insira fórceps de microdissecção ao longo de cada lado da medula espinhal e use dissecação sem corte para começar a separar a medula espinhal do tecido mole circundante. Corte a medula espinhal livre do animal usando fórceps de microdissecção ao longo da abertura do pescoço e do topo da cauda. Execute uma dissecção brusca sobre o aspecto ventral do cordão para liberá-lo dos tecidos moles circundantes.
    11. Use fórceps de microdissecção para remover o tecido mole residual sobre o aspecto dorsal da medula espontânea liberada.
      NOTA: Nesta fase, apenas a medula espinhal, raízes nervosas e DRG anexado devem permanecer.
    12. Descarte DRGs individuais de suas raízes nervosas conectando usando fórceps microdissecentes. Use uma caneta de pipeta anexada a uma ponta de 1 mL para transferir os DRGs para um tubo de centrífuga estéril de 1,5 mL contendo PBS.
      NOTA: Para cada tubo de 1,5 mL, um máximo de100 DRGs podem ser acomodados.
    13. Centrifugar os DRGs a 250 xg durante 5 min e ressuspendê-los no reagente recombinante de dissociação das células enzimáticas (200 μL por tubo). Incubar (37 ° C, 5% de CO 2 ) durante 10 min. Centrifugar os DRGs a 250 xg durante 5 min, remover o sobrenadante e ressuspender no meio de manutenção do neurônio DRG. Dissociar o sedimento por trituração suave usando uma ponta de pipeta de 200 μL. Quantifique as células dentro da pastilha usando um hemocitómetro após uma diluição apropriada.
    14. Elimine as células a uma densidade de 5.000 células / cm2 em placas de 6 poços revestidas por PDL / laminina em 1,5 mL de meio de manutenção de neurônio DRG por poço. Após dois dias de cultura, remova o meio de manutenção do neurônio DRG, enxágue com PBS e substitua-o pelo meio de purificação do neurônio DRG.
      NOTA: Para cada ciclo de purificação, trate as culturas DRG com meio de purificação por 2 dias, seguido de 1 dia de incubação em meio de manutenção. Após 3-4 ciclos de purificação, o remOval de toda a glia endógena é esperado 7 . Isso deve demorar cerca de 14 dias. As culturas purificadas testam positivamente o marcador neuronal TUJ1 e estão ausentes para a expressão de S100β ( Figura 5 ).
  2. Geração de células de células de Schwann
    1. Preparar o meio de indução glial composto de αMEM suplementado com β-Heregulin (100 ng / mL), bFGF (10 ng / ml), factor de crescimento derivado de plaquetas (PDGF-AA, 5 ng / mL), FBS (10%) e P / S (1% v / v).
    2. Placa as neurosferas preparadas na seção 4 em placas de 6 poços revestidas por PDL / laminina com uma densidade de 5-10 esferas por cm2 em 1,5 mL de meio de indução glial por poço. Substitua o meio de indução glial a cada 2 dias após o enxágüe das células com PBS.
      NOTA: As células de neurônios semeados são vistas para migrar para fora no dia 2. No dia 7, as células migratórias têm uma aparência afunilada e devem demonstrar imunopositividade para a célula de SchwannReceptor de neurotrofina marcadores p75 (p75) e S100β 7 . Essas células são referidas como SCLCs.
  3. Cocultura de SCLC com neurônios DRG
    1. Prepare o meio de coculhamento composto de meio de manutenção de neurônio DRG (passo 5.1.4) e meio de indução glial (passo 5.2.1) a uma relação volume-volume de 1: 1.
    2. Preparar o meio de manutenção de células de Schwann composto por DMEM / F12 suplementado com FBS (5%), β-Heregulin (10 ng / mL) e P / S (1% v / v).
    3. Remova o meio de cultura do SCP do dia 7, enxágüe-os com PBS e incube-os com 0,5 mL / poço de reagente de dissociação de células enzimáticas recombinantes a 37 ° C durante 5 min. Ressuspender os SCLCs em meio de cultivo de coque.
    4. Quantifique as células usando um hemocitômetro após uma diluição apropriada.
    5. Elimine os SCLCs em culturas de neurônio DRG purificadas a uma densidade de 1.000 células / cm2. Mantenha as coculturas por 14 dias, com substituição média a cada 2 dias.
      NOTA: Durante a cocultura, as SCLCs adquiriram a morfologia semelhante a um fuso que é típica das células maduras de Schwann ( Figura 6 ). Estas células persistem no seu fenótipo após a retirada dos fatores de crescimento e são capazes de mielinizar axônios in vitro e in vivo 7 , 10 . A positividade dos marcadores de células de Schwann ( ie, p75 e S100β) deve ser monitorada por imunofluorescência.
    6. Após a conclusão da cocultura, coloque as células Schwann comprometidas com o destino, como descrito no passo 1.2.2. Use 0,5 mL de reagente de dissociação por poço. Quantifique as células usando um hemocitômetro após uma diluição apropriada.
    7. Ressuspender as células de Schwann comprometidas com o destino no meio de manutenção de células de Schwann a uma densidade de 10 000 células / cm 2 . Células de sementes em placas de 6 poços revestidas de PDL / laminina para imunofluorescência.
      NOTA: Cocultures inevitavelmente contêm MSCs que adotaram um fibroblastosDestino celular 7 . Essas células são passadas junto com as células Schwann comprometidas com o destino após a conclusão da cocultura. As células de Schwann que se encontram sobre este substrato de fibroblasto podem ser facilmente separadas e expandidas após o enxágüe com "jatos frios" de PBS (4 ° C), como já foi descrito em outro lugar 13 . As células Schwann comprometidas com o destino podem ser expandidas em meio de manutenção por 1 mês.

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Representative Results

Uma visão geral das etapas-chave do nosso protocolo está ilustrada na Figura 1 . Em resumo, os MSC de ratos e humanos são selecionados por aderência ao plástico de cultura de tecidos. Os MSC expandidos são pré-condicionados com hipoxia e estão sujeitos a condições de formação de neurosfera. Neurospheres são banhados e permitidos para se diferenciar em SCLCs. Os SCLCs são cultivados com neurônios DRG purificados para gerar células Schwann comprometidas com o destino.

A morfologia de ratos cultivados e MSCs humanos está ilustrada na Figura 2 . Sua morfologia cônica saudável é mostrada em contraste com a aparência quadrangular dos MSCs mantidos para números de alta passagem, que perderam sua multipotência. Colônias de ratos e humanos expandidas devem demonstrar a expressão de marcadores de MSC, ausência de marcadores de células-tronco hematopoiéticas e capacidade de trilineagemFerentiação ( Figura 3 ). MSCs saudáveis ​​de entre as passagens 3 e 8 estão sujeitos a pré-condicionamento hipóxico durante 16 h e, posteriormente, são passados ​​em placas de cultura de baixa adesão com suplementação de EGF / bFGF. O pré-condicionamento hipóxico resulta em maior número de neurosferas, bem como tamanhos médios maiores de neurosfera ( Figura 4 ).

As neurosferas são plaqueadas em placas de cultura revestidas com PDL / laminina e induzidas a se tornar SCLCs por cultura em meio de indução glial contendo β-Heregulin, bFGF e PDGF-AA. As SCLC exibem a característica morfologia cônica das células de Schwann e a expressão do marcador correspondente, mas são fenotípicamente instáveis ​​e revertam para um fenótipo de fibroblastos após a descontinuação dos fatores de crescimento

A cocção com neurônios sensoriais é um pré-requisito para provocar uma célula-intrínsecaComichão ao compromisso do destino. O estabelecimento de redes DRG purificadas é conseguido por meio de tratamento pulsado com FDU e uridina para remover glia endógena e deve ser confirmado pela ausência de imunopositividade S100β ( Figura 5 ). No dia 7, SCLCs são passados ​​e co-cultivados com neurônios DRG purificados por 14 dias ( Figura 6 ). Após a conclusão da cocultura, devem surgir células Schwann maduras e comprometidas.

figura 1
Figura 1: Visão geral do protocolo. A medula óssea é obtida a partir de fêmures de ratos ou aspirados de crista ilíaca humana. MSCs dentro da medula óssea podem se unir e expandir sobre o plástico de cultura de tecidos. A fim de enriquecer para MSC com potencial neural, as células são pré-condicionadas em 1% de O2 durante 16 h e são passadas em cultura de baixa adesãoAtes com suplementação de bFGF / EGF. Isso resulta na formação de neurosferas, que são revestidas em plástico de cultura de tecido revestido com PDL / laminina e cultivadas em meio de indução glial para gerar SCLCs. SCLCs são passados ​​e coccionados com neurônios DRG purificados por 2 semanas para direcioná-los até a maturidade. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 2
Figura 2: Estabelecimento de colônias MSC. As colônias MSC consideráveis ​​devem ser visíveis 6-7 dias após o revestimento das células da medula óssea sobre o plástico de cultura de tecidos. Uma imagem representativa de uma colônia MSC de rato é mostrada ( A ), enquanto as colônias humanas demonstram uma aparência similar. As colônias podem ser passadas no dia 10. Visto em maior ampliação, ambos os ratos (B ) e os MSCs humanos ( D ) exibem uma morfologia característica do tipo fibroblastos após a passagem. Os MSCs que são mantidos para números de alta passagem adquirem uma morfologia quadrangular ( C ) achatada e devem ser descartados. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 3
Figura 3: Caracterização de MSCs. ( A - D ) Imagens representativas de MSCs humanos. Os MSCs podem ser caracterizados pela expressão de marcadores apropriados, como CD90 ( A ), CD73 ( B ) e Stro-1 ( C ), e pela ausência de marcadores de células-tronco hematopoiéticas, como CD45 ( D ). ( E - G ) Rat MOs SC isolados e expandidos, conforme descrito no protocolo, demonstram multipotência na sua capacidade de formar adipócitos ( E , depósitos de gordura corados com Sudão Vermelho), osteoblastos ( F , matriz pericelular corada com Alizarina Vermelha) e condrócitos ( G , proteoglicanos corados com Safranin- O) sob condições de cultura apropriadas. Barras de escala = 100 μm. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 4
Figura 4: Enriquecimento de progenitores neurais dos MSCs. Tanto os MSC de rato ( A ) como humanos ( C ) formam neuroesferas quando cultivados com um plástico de cultura de tecido de baixa adesão em meio suplementado com EGF / bFGF. Os números eo diâmetro médio do rato ( D ) são melhoradas através do pré-condicionamento hipóxico dos MSCs (16 h, 1% O 2 ) antes da indução da esfera. Barras de escala = 200 μm. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 5
Figura 5: Estabelecimento de redes DRG de ratos purificados. As redes DRG purificadas são estabelecidas após tratamento pulsado com os agentes antimióticos FDU e uridina (A). As redes de neurônios que são desprovidas de glia endógena que expressa S100p (B) estão prontas para cococar com SCLCs. Barras de escala = 100 μm. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.


Figura 6: Geração de células Schwann derivadas da medula óssea através de coculações com neurônios DRG. Ao completar 2 semanas de cocção com neurônios DRG purificados e SCLCs humanas, as células de Schwann comprometidas com o fuso ocorrem de ambos os grupos tratados com normoxia e hipoxia ( A e D ). Essas células expressam os marcadores de células Schwann p75 (B e E) e S100β (C e F). A expressão de antígeno de núcleos humanos (HuNeu) demonstra que as células positivas para S100β não contaminavam células gliales originárias de DRGs de ratos. Barras de escala = 100 μm.

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Discussion

É essencial preservar a "cautela" dos MSCs antes do enriquecimento de progenitores neurais através de pré-condicionamento hipóxico e cultura da neurosfera. De nossa experiência, os MSCs multipotentes podem ser identificados de forma confiável por sua morfologia semelhante a fibroblastos alongada. Em contraste, os MSCs que adotaram uma morfologia quadrangular mais achatada, com fibras proeminentes de estresse citoesquelético, não adotam prontamente os destinos das células neurais e devem ser descartados. Em geral, não utilizamos MSC com números de passagem superiores a oito. Para preservar a sua estampa, é fundamental para a passagem rápida de MSCs antes de atingir 100% de confluência. Por outro lado, a manutenção de MSCs em uma confluência muito baixa é indesejável. De nossa experiência, semear MSCs com uma densidade de 40.000 células / cm 2 , ou simplesmente passar células que são 80% confluentes em uma proporção de 1: 2, permite os melhores resultados.

O bom estabelecimento e manutenção da rede DRG é um críticoO determinante do sucesso da cocultura. O tempo necessário para a colheita DRG deve ser reduzido ao mínimo. Os gânglios individuais devem ser manipulados de forma atraumática, particularmente durante o desprendimento da medula espinhal, quando é melhor lidar apenas com as raízes nervosas. Em geral, apontamos para um período de menos de 2 h entre o momento do sacrifício de animais e a digestão enzimática de DRGs colhidas, uma vez que uma colheita prolongada resulta em maceração de tecido e perda de viabilidade celular. O desprendimento de neurônios DRG do substrato durante a cultura é freqüentemente encontrado. Para evitar que isso ocorra, o revestimento deve ser preparado e realizado perto do tempo de colheita de tecidos. Em geral, grandes clusters de DRG não digeridos se destacam com mais freqüência e não produzem sucesso no cultivo. A duração da digestão enzimática e a quantidade de trituração podem ser ajustadas, com o objetivo de alcançar uma rede com aparência parecida com a Figura 5 .

Enquanto nosso cocuA plataforma de lata induz de forma consistente o compromisso do destino, apenas 20 a 30% das culturas realizadas em paralelo produzem células de Schwann com compromisso do destino 7 , 13 . Preparamos, portanto, DRGs e SCLCs suficientes para executar concomitantemente coculações em três a quatro placas de cultura de 6 poços. Nós levantamos a hipótese de que uma combinação de fatores relacionados à rede DRG subjacente, incluindo a idade embrionária, viabilidade celular, densidade e topografia, afetam o sucesso da cocultura. Essas variáveis ​​subjacentes precisam ser mais investigadas e padronizadas. Além das limitações no rendimento de cultivo, deve-se procurar um meio de substituir a exigência de neurônios DRG derivados de ratos e produtos animais. Além disso, a duração do protocolo deve ser reduzida. Como uma modificação abreviada de nosso protocolo, tivemos sucesso em derivar células maduras de Schwann a partir de 10 neurosferas semeadas diretamente em neurônios DRG purificados, sem a geração prévia de SCLCs , 10 .

Neurospheres enriquecidos através do nosso método servem como fonte robusta de células de linhagens neuronais e gliais. Nossa plataforma para direcionar as células precursoras para o compromisso do destino tem a vantagem de evitar a manipulação genética, com seus riscos inerentes, e as células resultantes são relevantes para o transplante celular, a modelagem da doença e o estudo da diferenciação glial.

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Disclosures

Todos os autores deste manuscrito não têm divulgação para declarar.

Acknowledgments

Os autores gostariam de reconhecer o Dr. Nai-Sum Wong para fornecer o aparelho de câmara de hipoxia e a Sra. Alice Lui para o suporte técnico.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
αMEM Sigmaaldrich M4526
DMEM/F12 Thermofisher scientific 12400-024
Neurobasal medium Thermofisher scientific 21103-049
FBS Biosera FB-1280/500
B27 Thermofisher scientific 17504-001
Epidermal growth factor (EGF) Thermofisher scientific PHG0313
Basic fibroblast growth factor (bFGF)  Peprotech 100-18B/100UG
Nerve growth factor (NGF)  Millipore NC011
Platelet-derived growth factor-AA (PDGF-AA) Peprotech 100-13A
Heregulin beta-3, EGF domain (β-Her) Millipore 01-201
Uridine Sigmaaldrich U3003
5-Fluro-2' - deoxyuridine (FDU) Sigmaaldrich F0503
Poly-D-lysine (PDL) Sigmaaldrich P7886-1G
Laminin Thermofisher scientific 23017015
GlutaMAX Thermofisher scientific 35050061
Penicillin / streptomycin (P/S) Thermofisher Scientific 15140-122
TrypLE Express Thermofisher Scientific 12604-013
10 cm plate for adherent culture TPP 93100 Used for selection of MSCs by tissue culture adherence
6-well plate for adherent culture TPP 92006 Used for expansion of MSCs following passaging
UltraLow 6-well plate for non-adherent culture Corning 3471 Used for neural progenitor enrichment
anti-human CD90(Thy-1) BD Biosciences 555593
anti-human CD73 BD Biosciences 550256
anti-human/rat STRO-1 R&D Systems MAB1038
anti-human nestin R&D Systems MAB1259
anti-human CD45 BD Biosciences 555480
anti-rat CD90(Thy-1) BD Biosciences 554895
anti-rat CD73 BD Biosciences 551123
anti-rat nestin BD Biosciences MAB1259
anti-rat CD45 BD Biosciences 554875
Anti-S100β Dako Z031101
Anti-p75 Millipore MAB5386
Anti-GFAP Sigmaaldrich G3893
Anti-Class III-beta tubulin (Tuj-1) Covance MMS-435P
Anti-Human nuclei Millipore MAB1281
Hypoxia chamber Billups-Rothenberg MIC-101
HEPES buffer Sigmaaldrich H4034-100G

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References

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