Grabación espacial restringido a oscilaciones en el hipocampo de ratones de comportarse

Neuroscience

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Summary

Este protocolo describe la grabación de potenciales de campo local con caña múltiples sondas de silicona lineal. La conversión de las señales mediante análisis de densidad de fuente actual permite la reconstrucción de la actividad eléctrica local en el hipocampo del ratón. Con esta técnica, se pueden estudiar las oscilaciones del cerebro espacialmente restringida libremente mover ratones.

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Sauer, J. F., Strüber, M., Bartos, M. Recording Spatially Restricted Oscillations in the Hippocampus of Behaving Mice. J. Vis. Exp. (137), e57714, doi:10.3791/57714 (2018).

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Abstract

El potencial de campo local (LFP) surge de los movimientos de iones a través de las membranas neuronales. Puesto que el voltaje registrado por los electrodos de la LFP refleja el campo eléctrico sumado de un gran volumen de tejido cerebral, extraer información sobre la actividad local es un reto. Estudio de Microcircuitos neuronales, sin embargo, requiere una distinción fiable entre eventos verdaderamente locales y llevadas a cabo por volumen señales procedentes de áreas distantes del cerebro. Análisis de densidad (CSD) de fuente actual ofrece una solución para este problema, proporcionando información sobre actuales sumideros y fuentes en las cercanías de los electrodos. En áreas del cerebro con cytoarchitecture laminar como el hipocampo, CSD unidimensional puede obtenerse mediante la estimación de la segunda derivada espacial de la LFP. Aquí, describimos un método para grabar multilaminares LFPs utilizando sondas de silicona lineal en el hipocampo dorsal. Rastros CSD se calculan a lo largo de los vástagos de la sonda. Así, este protocolo describe un procedimiento para resolver las oscilaciones espacialmente restringida red neuronal en el hipocampo de libremente mover ratones.

Introduction

Oscilaciones en la LFP están implicadas críticamente en circuitos neuronales de procesamiento de información. Cubren un amplio espectro de frecuencias, que van desde las ondas lentas (~ 1 Hz) ondulación rápida oscilaciones (~ 200 Hz)1. Bandas de frecuencia distintas se asocian con las funciones cognitivas como la memoria, el procesamiento emocional y navegación2,3,4,5,6,7. Flujo de corriente a través de membranas neuronales constituye la mayor parte de la LFP señal8. Cationes en la célula (e.g. vía activación de sinapsis excitatoria glutamatérgica) representan un fregadero actual activo (mientras carga sale el medio extracelular). En contraste, el flujo neto de carga positiva en el medio extracelular, por ejemplo por la activación de las sinapsis inhibitorias GABAérgicas, representa una fuente activa de corriente en ese lugar. En dipolos neuronales, fregaderos actuales están emparejados con fuentes pasivas y viceversa debido a la compensación de las corrientes que afectan a la carga de la membrana en sitios distantes.

El campo eléctrico producido por procesos de los nervios alejados puede también dar lugar a desviaciones considerables de voltaje en un electrodo de la grabación y así puede considerarse falsamente como un evento local. Esta conducción volumen plantea un serio desafío a la interpretación de las señales de la LFP. CSD el análisis proporciona información sobre fregaderos actuales locales y fuentes subyacentes LFP señales y por lo tanto comprende un medio para reducir el impacto de la conducción de volumen8. En laminado estructuras como el hipocampo, las señales unidimensionales de CSD pueden obtenerse por la segunda derivada espacial de la LFP grabada de perpendiculares equidistantes electrodos dispuestos en los planos laminares9. La llegada de sondas de silicona lineal disponible en el mercado ha permitido a los investigadores utilizar el método CSD para el estudio de la actividad local de la oscilación en el hipocampo. Por ejemplo, se ha demostrado que las oscilaciones gamma distintas emergen en forma de capa-específicas en el área CA1 del10. Además, análisis CSD ha identificado focos independientes de la actividad de la gamma en la capa de la célula principal de la convolución del cerebro dentada11. Importantemente, estos resultados sólo fueron evidentes en CSD local pero no en las señales de la LFP. Análisis CSD proporciona así una herramienta poderosa para ganar la penetración en las operaciones de microcircuito del hipocampo.

En este protocolo, le ofrecemos una guía completa para obtener las señales unidimensionales de CSD con sondas de silicio. Estos métodos le permiten a los usuarios investigar eventos de oscilación localizada en el hipocampo de ratones comportarse.

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Protocol

Todos los métodos que implican animales vivos han sido aprobados por el Freiburg competente con arreglo a la ley de Bienestar Animal.

1. preparaciones

  1. Diseñar y construir una herramienta de inserción apropiado llevar transitoriamente la punta de prueba de silicio y el conector del electrodo durante el proceso de implantación. Vea la figura 1 para una ejemplo personalizado construido herramienta.
  2. Suelte con cuidado el conector de electrodo y sonda de silicona de su embalaje con unas pinzas con punta de cerámica.
  3. Levante la placa de conector y fije con una pinza de cocodrilo atada a un soporte.
  4. Uso de un estereoscopio, alinee la punta de prueba con la herramienta de inserción con pinzas con punta de cerámica. Aplicar una capa de ~ 2 mm de cera de parafina derretida con un cauterizador para pegar la sonda a la herramienta de inserción. Tenga cuidado de no para tocar los vástagos de sondeo durante este procedimiento.
  5. Fije el conector de electrodo en el eje de la herramienta de inserción con cinta adhesiva estándar. Tenga en cuenta que dependiendo del fabricante, los cables de tierra puede ser que necesite ser soldadas a la placa de conector electrodo antes de la implantación. Retire el aislamiento de dos piezas cortas barniz aislante del alambre de cobre con estaño-soldadura con un soldador (400 ° C). La soldadura de los cables de tierra a las ranuras correspondientes en la Junta del conector de electrodo.
  6. Retire el aislamiento de dos piezas adicionales de cable de cobre. Envuelva cada alambre desnudo de cobre tres veces alrededor de un tornillo de acero inoxidable (1 mm de diámetro, 2 mm de longitud). Aplique fundente adecuado para soldar acero y soldar el alambre de cobre en la parte inferior de la tapa de rosca. Asegúrese de que la parte inferior de la mitad de los restos de la rosca de tornillo libre de estaño-soldadura.
  7. Utilice un multímetro estándar para comprobar el contacto eléctrico entre el cable y tornillo.
  8. Desinfectar los vástagos de la sonda de silicona y los tornillos de tierra mediante inmersión en etanol al 70% (10 s).
  9. Preparar una cubierta protectora para el implante de sonda cortando la cabeza de una pipeta Pasteur de plástico por la mitad.

2. implantación cirugía

  1. Esterilizar los instrumentos quirúrgicos (pinzas de punta fina, tijeras, pinzas quirúrgicas) con un esterilizador de grano caliente. Limpie todas las superficies con etanol al 70%.
  2. Inducir la anestesia con isoflurano de 3% en oxígeno suministrado en ~ 1 L/min.
    1. Para el mantenimiento, uso de 1-1.5% isoflurano. Tenga en cuenta que la concentración de isoflurano necesaria para lograr la tolerancia quirúrgica puede variar desde animal a animal.
    2. Tolerancia quirúrgica estable se logra cuando el animal no responde a pellizcos del dedo del pie. El ritmo de respiración del ratón y ajustar la concentración de isoflurano si es necesario.
    3. Aplique ungüento para los ojos del animal para evitar que se sequen.
  3. Montar el ratón en un marco estereotáxicas insertando barras oído suavemente en el canal auditivo. Una vez que se estabiliza la cabeza del ratón por las barras de la oreja, coloque un pedazo de boca sobre el hocico para la entrega continua del isoflurano. Coloque el ratón en toalla o cojín sobre una almohadilla de calefacción e inyecte la buprenorfina por vía subcutánea (0.05 - 0.1 mg/kg de peso corporal) para la analgesia postoperatoria.
  4. Afeitarse la cabeza con una afeitadora estándar y desinfectar la piel con etanol al 70%. Usando tijeras quirúrgicas, hacer una incisión en la piel a lo largo de la línea media del cráneo y abrir la piel con pinzas quirúrgicas.
  5. Alinear la cabeza del animal con la ayuda de una herramienta de alineación estereotáctica a nivel bregma y lambda. Debe haber menos de 50 μm de compensación de altura entre bregma y lambda. Además, la cabeza en el eje mediolateral mediante la medición de la profundidad del vértice del cráneo de la superficie en el nivel definido distancias izquierdas y derechas (por ejemplo, 1 mm a la izquierda y derecha de bregma). Ajustar la inclinación de la cabeza si es necesario.
  6. Limpie el cabezal con peróxido de hidrógeno 3% y secar con toallitas de algodón estéril.
  7. Determinar la ubicación de la craneotomía en relación a bregma usando un apropiado estereotáxicas atlas12.
  8. Usando una cabeza de broca de 0,9 mm, perfore dos agujeros en el hueso sobre el cerebelo para colocar tornillos referencia y tierra. Además, 1-3 agujeros para tornillos de anclajes son deseables para estabilizar el implante. La ubicación de los tornillos de anclaje dependerá de la ubicación de la craneotomía. Para su implantación en el hipocampo, coloque tornillos de anclaje sobre la corteza frontal parietal y ipsilateral contralateral. Inserte los tornillos en el hueso con un destornillador adecuado. Tenga cuidado de no para penetrar en el cerebro.
  9. Realizar la craneotomía enrareciendo poco a poco el cráneo con el taladro en un área rectangular alrededor del lado de la implantación. Humedecer con frecuencia el hueso con tampón de fosfato esterilizada (PB). El cráneo diluido restante puede perforado suavemente y retirar con la ayuda de una fina aguja de inyección (27G) y un par de pinzas.
  10. Cuidadosamente perforar la duramadre con una aguja fina (27G). Forma un pequeño gancho doblando la punta de la aguja con un par de pinzas y tire la dura para el retiro. Aplicar PB para impedir que se seque la superficie del cerebro.
  11. Montar la herramienta de inserción del electrodo en un portamuestras estereotáxicas, cero la sonda en bregma y mueva la sonda a las coordenadas estereotáxicas sobre la craneotomía. Penetrar lentamente en la superficie del cerebro. Asegúrese de que no doblan los ejes de la sonda. Evitar implantar a través de los vasos sanguíneos.
  12. Baje lentamente la sonda hasta ~ 200 μm superior la profundidad deseada. La craneotomía y la caña de la sonda de silicona con vaselina esterilizada para la protección de la cubierta. Aplique el cemento dental para corregir la base de la sonda al tornillo de anclaje en el cráneo.
  13. A la derecha después de la aplicación de cemento, mueva lentamente la sonda hasta la profundidad del objetivo. Avanza la última ~ 200 μm después de aplicación del cemento reduce el movimiento lateral de la sonda y asegura daño mínimo del tejido en el área de destino. Tenga en cuenta que el tiempo de curado del cemento utilizado puede influir en este paso del protocolo. Con cemento de curado rápido, omite este paso y directamente implantes la sonda a la profundidad del objetivo para evitar daños en la sonda de silicona.
  14. Después de que el cemento haya curado, soltar la sonda de la herramienta de inserción por la fusión de la cera con un cauterizador.
  15. Libere la Junta del conector del dispositivo de inserción y colocarlo en un lugar adecuado en el cráneo con una pinza de cocodrilo atada a la manija de inserción. En caso de implantación de la sonda en el hipocampo, coloque la Junta del conector en el hueso parietal contralateral. Fije la tarjeta del conector al cráneo con cemento dental.
  16. Suelde los cables Tierra y referencia de la Junta del conector en los cables a los tornillos sobre el cerebelo.
  17. Cortar la tapa a la altura correcta y colóquelo sobre la sonda de silicona. Fijar la cubierta a la placa de conector y cráneo con cemento dental, evitando la piel que rodea el cráneo expuesto. Suturar la piel alrededor del sitio de implantación generalmente no es necesario.

3. recuperación después de la cirugía

  1. Aplicar un tratamiento analgésico adecuado durante al menos 2 días (por ejemplo, las inyecciones subcutáneas de buprenorfina cada 6 h durante el día y en el agua potable durante la noche combinado con carprofeno (4-5 mg/kg de peso corporal) por vía subcutánea cada 24 h). Vivienda solo se recomienda para evitar daños en el implante.
  2. Permite al menos una semana para la recuperación. Consultar con guías locales de bienestar animal.

4. adquisición de datos

  1. Registro LFPs mueva libremente ratones utilizando un sistema de adquisición de datos adecuados conectado a través de un conmutador. Para adquirir LFPs, utilizar una frecuencia de muestreo de 1-5 kHz. Tasas de muestreo más altas (20-30 kHz) están necesarias si descargas unitarias son a grabar junto con la LFP.
  2. Almacenar archivos de grabación raw de los canales individuales para análisis fuera de línea.

5. histología

  1. Después de la terminación de la grabación, profundamente anestesiar el animal (por ejemplo, 2 g/kg cuerpo peso uretano inyectada por vía intraperitoneal). Confirmar el estado anestésico por la falta de respuesta a pellizcos.
  2. Inundar el transcardially ratón con helada salina con tampón fosfato (~ 1 min) seguida de paraformaldehído al 4% (~ 10 min) uso de métodos de perfusión intracardial estándar13. Antes de la perfusión, lesiones electrolíticas de los sitios de grabación puede ser realizada (por ejemplo, mediante la aplicación de 10-20 V de voltaje constante para hasta 1 s). Alternativamente, tintes fluorescentes aplican a las puntas de caña antes de implantación se puede utilizar para seguimiento de identificación. Se recomienda la prueba de los distintos métodos para la identificación de posiciones de los electrodos para obtener resultados óptimos con diferentes tipos de sondas de silicio.
  3. Cortar secciones de la cerebral (~ 100 μm) y mancha las rebanadas con 4'-6-diamidino-2-phenylindole (DAPI, 1 μg/mL) seguido de tres pasos de lavado en PB (cada 10 min a temperatura ambiente).
  4. Coloque las secciones en un portaobjetos de microscopio, aplique una gota de medio de inclusión y cubrir la sección con un cubreobjetos. Dejar que la incrustación medio seque durante la noche a temperatura ambiente.
  5. Con un epifluorescencia o microscopio de escaneo láser confocal, identificar la ubicación de los sitios de grabación.
  6. Para intentar la recuperación de la sonda de silicona para su uso posterior, sostenga la sonda con una pinza de cocodrilo y lanzar la sonda desde el scull derritiendo con cuidado el cemento dental con un soldador (400 ° C). ¡Tenga cuidado de no para tocar los vástagos de sondeo durante este procedimiento!
  7. Lavar la sonda con agua destilada caliente (~ 80 ° C, 15 min) seguida de solución enzimática (1% Tergazyme en agua destilada, 30 min a temperatura ambiente) y otro lavado en agua destilada (15 min). Tenga en cuenta que la tasa de éxito de la recuperación de la sonda es baja.

6. CSD análisis

  1. Un ambiente de análisis adecuado (por ejemplo, Python), convierte datos de la LFP de una caña individual al CSD por aproximación de la segunda derivada espacial a lo largo de la caña como
    Equation
    donde LFPn, t es la señal de la LFP en el electrodo deth nen el tiempo t y Δz es la distancia entre electroda. Tenga en cuenta que debido a las operaciones de n+ 1 y n-1, el CSD de los electrodos y de la caña no puede ser estimado, que tiene que ser tomado en consideración durante la colocación de la sonda. Aplicar la fórmula de aproximación usando un corto segmento de código que calcula la señal CSD para cada electrodo mientras iterando con el tiempo (ver archivo de código suplementario).
  2. Utilice la señal obtenida del CSD para su posterior análisis (por ejemplo, estudiando las bandas de frecuencia específicas de oscilaciones del cerebro aplicando filtros band-pass).

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Representative Results

La figura 1 ilustra la herramienta utilizada para la implantación de sondas de silicio. Grabaciones del silicio crónicamente implantado sondas dirigidas a la zona CA1 y la capa de la célula del gránulo de la convolución del cerebro dentate se muestran en la figura 2. Grabamos LFPs de la caña de punta de prueba en movimiento libre en el homecage. Para minimizar el efecto de la conducción de volumen, las señales obtenidas fueron convertidas a CSD a lo largo de cada vástago de la sonda (figura 2BD). En el primer ejemplo se muestra en la figura 2B, una sola onda de sharp ondulación acontecimiento conduce a un fregadero actual prominente en radiatum del estrato de CA1. En el segundo ejemplo muestra en la figura 2-E, se registraron en dos sitios distintos en la capa de la célula del gránulo del giro dentado (distancia lateral 400 μm). La banda de alta gamma fue aislada mediante la aplicación de un filtro paso de banda de 60-80 Hz a la señal CSD, revelando explosiones gamma local en uno de los dos sitios de grabación situados en la capa de la célula del gránulo (Figura 2D; sitio de grabación rojo). Tenga en cuenta que la actividad de oscilación gamma local sólo puede detectarse después de la conversión de las señales grabadas en CDs (Figura 2D, derecha). Figura 2E muestra períodos separados de la misma grabación, durante el cual las oscilaciones gamma en ambos sitios de grabación difieren en su fase (Figura 2E, izquierda) o en amplitud (Figura 2E, medio). El ejemplo de la derecha muestra una época de actividad gamma sincronizados en ambos lugares de grabación. Estos ejemplos ilustran que el CSD análisis es capaz de aislar la actividad local no sólo en la dimensión de análisis, sino también en direcciones perpendiculares. Para ilustrar aún más este concepto central, modelamos un experimento con una sonda de silicona que consta de dos caña (I y II) con cinco sitios de la grabación, cada uno en analogía a los resultados mostrados en la figura 2. En nuestro modelo, la sonda se implanta en la convolución del cerebro dentada con una oscilación gamma locales emergentes en la capa de células de gránulo junto al sitio de grabación 4 de caña (figura 3). Asumiendo la conducción de volumen homogéneo en todo el tejido, la oscilación local se registrarán en la LFP en todos otros sitios de la grabación en una versión filtrada de amplitud (figura 3). Sin embargo, realizando análisis CSD a lo largo de dos caña claramente aísla el lugar de generación de gamma (figura 3D). Por otra parte, la más pequeña la distancia entre los sitios de grabación de la misma caña, menor la interferencia entre CSD señales en los vecinos de caña (figura 3EF).

Figure 1
Figura 1: imagen de la herramienta de inserción. La sonda de silicona se une a un pin de insectos pegado a la base de una pinza de cocodrilo. El eje del soporte puede ser insertado en un manipulador micro estereotáctica para la implantación. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 2
Figura 2: resultados representativos del análisis CSD de en el hipocampo. A: una matriz de electrodos que consta de una sonda de silicio 4-caña (caña espaciado 400 μm, electrodo Espaciado 100 μm, 8 electrodos/caña) fue implantada en la zona cornu ammonis 1 (CA1). Caña A-C travesía estrato oriens (o), pyramidale del estrato (p) y estrato radiatum (r). HF: fisura hipocampal. DG: convolución del cerebro dentada. B: LFP (rastros de negro) y CSD (codificados por color) de los tres vástagos en CA1 durante una época de 200 ms con una espontánea ola de sharp ondulación evento. Tenga en cuenta el destacado actual fregadero en estrato radiatum. Barra de escala LFP: 2 mV. C: ejemplo de una sonda de silicona de grabación de la dirección general. Caña A y B penetra el DG. CA3: cornu ammonis 3 zona. Lesiones electrolíticas se realizaron después de la grabación marcar pistas de electrodo. D: dibujo de la caña del electrodo en relación con la anatomía del hipocampo. LFP espacialmente la grabación de dos sitios separados en la capa de la célula del gránulo (rojo y azul grabación sitio) sugiere que las oscilaciones gamma (60-80 Hz) están sincronizadas entre ambos sitios (izquierda). Sin embargo, las señales de los CDs del mismo intervalo de tiempo revelan una gama focal 'hot spot', restringido al sitio de grabación rojo (derecha). Señales CSD de ambos sitios de grabación se dibujan en la misma escala. E: CSD pero no LFP señales identifican períodos de fase (izquierda) y asincronía de amplitud (media) entre ambos lugares de grabación. La época de la derecha muestra una breve época de actividad gamma sincronizada. Huellas en la parte inferior ilustran la diferencia de fase (fase de Δ en radianes) y amplitud diferencia (índice Ampl., definido como la diferencia de amplitud entre ambos sitios de grabación dividido por la suma de las amplitudes en cada momento con un rango de -1 a 1) para LFP (gris) y CSD (negro) rastros. Los tres ejemplos son 30 ms largos y ocurridos dentro de 400 ms. paneles C y D están adaptados del Strüber et al 201711 bajo licencia de Creative Commons (https://creativecommons.org/Licenses/by/4.0/). Señales CSD de ambos sitios de grabación se dibujan en la misma escala en cada panel individual. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 3
Figura 3: experimento modelo con oscilación de 40 Hz focal simulado en la capa de células de gránulo de convolución del cerebro dentada. A: una sonda de silicona de modelo con dos caña a una distancia de Dcaña = 400 μm y cinco sitios de grabación situado en distancias de Delectrodo = 100 μm se coloca en el giro dentado. B: junto al sitio de grabación 4 de caña, una oscilación de 40 Hz focal es simulada como una forma de onda sinusoidal plus Gaussian ruido blanco. En todos los otros sitios, sólo el ruido es inducido. Parámetros: amplitud gamma: 1 mV; desviación estándar del ruido: 0,05 mV; resolución temporal: 10 kHz. C: modelamos el efecto de filtrado de amplitud de la conducción de volumen a través del espacio extracelular en forma simplificada como un decaimiento exponencial negativa de amplitudes de gamma con un constante espacio de tejido de 500 μm. Los parámetros exactos correctamente describiendo la propagación lateral de señales de la LFP son altamente controvertidas14. Sin embargo, nuestra estimación se adapta bien a los datos de una gamma neocortical oscilación coherencia estudio15. En la LFP resultante, la oscilación originalmente focal abarca varios sitios de la grabación. D: después de realizar el análisis CSD a lo largo de los ejes individuales usando la ecuación dada del CSD, la oscilación sólo es visible en la localización original. E: Análisis de densidad espectral de potencia de LFP (a la izquierda, rojo) y trazas CSD (derecho, azul) de grabación de 4 sitios en caña I (línea punteada) y II (línea continua). Tenga en cuenta que los análisis CSD aislantes correctamente la oscilación de 40 Hz local en caña que i mientras que la LFP señal contiene actividad de oscilación substancial volumen realizado en caña II. Se realizó análisis PSD con función de pwelch de MATLAB. F: Aumentando la distancia entre los sitios de grabaciones en vástagos individuales a 400 μm resultados en una disminución de la capacidad de análisis CSD para aislar la actividad focal. Simulación y análisis se realizó mediante MATLAB 7.10. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Discussion

Evidencias crecientes indican que las oscilaciones del cerebro en circuitos neuronales hippocampal ocurren en dominios espaciales discretos10,11,16. Análisis CSD reduce drásticamente la influencia de la conducción de volumen, un requisito previo fundamental para el estudio de eventos de oscilación local. Con este video, le ofrecemos a una guía para la implantación de sondas de silicio en el hipocampo del ratón para el análisis de datos CSD. Se muestran ejemplos representativos de señales CSD de sharp-onda ondas en CA1 y de oscilaciones gamma localizada en el giro dentado. Sin embargo, este protocolo también puede utilizarse para el estudio de otros patrones de la actividad oscilatoria hipocampal, como theta o red relacionada con la respiración oscilaciones17.

Éxito de la implantación depende fundamentalmente de la adecuada alineación de la cabeza del animal en el marco estereotáxicas. Utilizamos una aguja de inyección fijada en un soporte estereotáctica para medir la desviación de la cabeza en la dirección anterioposterior y mediolateral. Nos desplazamos secuencialmente la aguja toque bregma y lambda y compensar cualquier desvío entre las alturas de ambos puntos al inclinar el marco estereotáxicas. De manera similar, medir la altura a 1 mm izquierda y derecha del vértice indicará cualquier desplazamiento mediolateral, que se puede ajustar por la inclinación del marco izquierdo o derecho. Compensaciones de < 50 μm se recomienda para mejores resultados de la implantación.

Elección del diseño de la sonda es otro aspecto crítico. Nuestras simulaciones indican que la capacidad de aislar eventos locales disminuye con el aumento del espaciamiento de electrodo. Hemos aislado con éxito eventos de oscilación gamma localizada utilizando sondas de silicio con espaciamiento de electrodo de 25 y 100 μm y 250 y 400 μm caña espaciado11. Estas métricas ofrecen un buen punto de partida para el diseño de la sonda.

Dado los altos costos de las sondas de silicio, reutilización de las sondas de grabación actualmente es un factor limitante. Los métodos aquí descritos permiten en principio para la recuperación de la sonda. Sin embargo, sólo con éxito recuperamos la punta de prueba después de la grabación en un caso, lo que indica que la tasa de éxito de este procedimiento es muy baja. Futura mejora del Protocolo puede incluir el uso de micro-unidades diseñadas para facilitar la recuperación de sonda18.

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Disclosures

Los autores no tienen nada que revelar.

Acknowledgements

Agradecemos a Karin Winterhalter y Kerstin Semmler asistencia técnica. Este trabajo fue apoyado por el cluster de excelencia BrainLinks - BrainTools (EXC 1086) de la Fundación alemana de investigación.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Crocodile clamp with stand Reichelt Elektronik HALTER ZD-10D
Silicon probe Cambridge Neurotech P-series 32
Stereoscope Olympus SZ51
Varnish-insulated copper wire Bürklin Elektronik 89 F 232
Ground screws Screws & More GmbH (screwsandmore.de) DIN 84 A2 M1x2
Flux Stannol 114018
Ceramic-tipped forceps Fine Science Tools 11210-60
Paraffine Wax Sigma-Aldrich 327204
Cauterizer Fine Science Tools 18010-00
Soldering iron Kurtz Ersa OIC1300
Multimeter Uni-T UT61C
Ethanol Carl Roth 9065.1
Pasteur pipettes Carl Roth EA65.1
Heat sterilizer Fine Science Tools 18000-45
Stereotaxic frame David Kopf Model 1900
Stereotaxic electrode holder David Kopf Model 1900
Isoflurane Abbvie B506
Oxygen concentrator Respironix 1020007
Buprenorphine Indivior UK Limited
Electrical shaver Tondeo Eco-XS
Heating pad Thermolux 463265/-67
Surgical clamps Fine Science Tools 18050-28
Hydrogen peroxide Sigma-Aldrich H1009
Sterile cotton wipes Carl Roth EH12.1
Drill Proxxon Micromot 230/E
21G injection needle B. Braun 4657527
Phosphate buffer/phosphate buffered saline
Stereotaxic atlas Elsevier 9.78012E+12
Surgical scissors Fine Science Tools 14094-11
Surgical forceps Fine Science Tools 11272-40
27G injection needles B. Braun 4657705
Vaseline
Dental cement Sun Medical SuperBond T&M
Carprofen Zoetis Rimadyl 50mg/ml
Recording amplifier Intan Technologies C3323
USB acquisition board Intan Technologies C3004
Recording cables Intan Technologies C3216
Electrical commutator Doric lenses HRJ-OE_FC_12_HARW
Acquisition software OpenEphys (www.open-ephys.org) GUI allows platform-independent data acquisition
Computer for data acquisition
Analysis environment Python (www.python.org) allows platform-independent data analysis
Urethane Sigma-Aldrich
Vibratome Leica VT1000
Microscope slides Carl Roth H868.1
Cover slips Carl Roth H878.2
Embedding medium Sigma-Aldrich 81381-50G
Distilled water Millipore Milli Q Table-top machine for the production of distilled water
Tergazyme Alconox Tergazyme

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

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