Gravação espacialmente restrita oscilações no hipocampo de ratos de comportar-se

Neuroscience

Your institution must subscribe to JoVE's Neuroscience section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Este protocolo descreve a gravação dos potenciais de campo local com haste multi sondas de silicone linear. Conversão de sinais usando análise de densidade atual fonte permite a reconstrução do local atividade elétrica no hipocampo do mouse. Com esta técnica, oscilações espacialmente restrita do cérebro podem ser estudadas em ratos movimentando-se livremente.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Sauer, J. F., Strüber, M., Bartos, M. Recording Spatially Restricted Oscillations in the Hippocampus of Behaving Mice. J. Vis. Exp. (137), e57714, doi:10.3791/57714 (2018).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

O potencial do campo local (LFP) emerge de movimentos de íons através das membranas neurais. Desde que a tensão gravada por eletrodos LFP reflete o campo elétrico somado de um grande volume de tecido cerebral, extrair informações sobre a atividade local é um desafio. Estudando microcircuitos neuronais, no entanto, exige uma confiança distinção entre eventos verdadeiramente locais e volume-conduzido sinais originários de regiões distantes do cérebro. Análise de densidade (CSD) fonte atual oferece uma solução para este problema, fornecendo informação sobre dissipadores atuais e fontes na proximidade dos eléctrodos. Em áreas do cérebro com cytoarchitecture laminar, tais como o hipocampo, CSD unidimensional pode ser obtido, estimando-se a segunda derivada espacial da LFP. Aqui, descrevemos um método de registro multilaminar LFPs usando sondas de silicone linear implantadas no hipocampo dorsal. Vestígios CSD são calculados ao longo de hastes individuais da sonda. Assim, este protocolo descreve um procedimento para resolver espacialmente restrita rede neuronal oscilações no hipocampo de ratos movimentando-se livremente.

Introduction

Oscilações na LFP criticamente estão envolvidas no processamento pelos circuitos neuronais de informações. Eles cobrem um amplo espectro de frequências, que variam de ondas lentas (~ 1 Hz) a ondulação rápido oscilações (~ 200 Hz)1. Bandas de frequências distintas estão associadas com funções cognitivas, incluindo memória, processamento emocional e navegação2,3,4,5,6,7. Fluxo de corrente através das membranas neuronais constitui a maior parte da LFP sinal8. Cações, entrando na célula (por exemplo, através da ativação de sinapses excitatório glutamatérgico) representam um coletor atual ativo (como carga deixa o meio extracelular). Em contraste, o fluxo líquido de carga positiva para o meio extracelular, por exemplo, a ativação de sinapses inibitórias gabaérgica, retrata uma fonte de corrente ativa naquele local. Em dipolos neuronais, atuais pias estão emparelhadas com fontes passivas e vice-versa devido a correntes de carga de membrana em locais distantes de compensação.

O campo elétrico produzido por processos neurais remotos também pode resultar em desvios de tensão considerável sobre um eletrodo de gravação e, portanto, pode ser falsamente considerado como um evento local. Esta condução volume constitui um sério desafio para a interpretação dos sinais da LFP. Análise CSD fornece informações sobre o locais atuais pias e fontes subjacentes LFP sinaliza e compreende, portanto, um meio para reduzir o impacto da condução de volume8. Em laminado estruturas como o hipocampo, sinais CSD unidimensionais podem ser obtidos pela segunda derivada espacial da LFP gravado da perpendicular equidistantes eletrodos dispostos ao laminar aviões9. O advento do silicone linear comercialmente disponíveis sondas permitiu aos pesquisadores utilizam o método de CDs para o estudo da atividade de oscilação local no hipocampo. Por exemplo, foi demonstrado que oscilações gama distintos emergem de forma camada específica no CA1 área10. Além disso, a análise CSD identificou pontos independentes da atividade de gama na camada de célula principal do giro denteado11. Importante, estas conclusões foram apenas aparentes no CSD local mas não em sinais LFP. Análise de CDs, portanto, fornece uma ferramenta poderosa para ganhar a introspecção em operações de microcircuito do hipocampo.

Neste protocolo, nós fornecemos um guia completo para obter sinais CSD unidimensionais com sondas de silicone. Estes métodos irão permitir que usuários investigar eventos oscilação localizadas no hipocampo de ratos de comportamento.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Todos os métodos que envolvam animais vivos foram aprovados pelo Regierungspräsidium Freiburg em conformidade com o alemão Animal Welfare Act.

1. preparações

  1. Projetar e construir uma ferramenta de inserção adequada, transitoriamente, carregando a sonda de silicone e o conector do eletrodo durante o processo de implantação. Veja a Figura 1 para uma ferramenta de inserção construído personalizado de exemplo.
  2. Solte cuidadosamente o conector de sonda e eletrodo de silicone da embalagem usando pinça com ponta de cerâmica.
  3. Levante a placa de ligação e corrigi-lo firmemente com uma pinça de crocodilo anexada a um carrinho.
  4. Usando um estereoscópio, alinhe a sonda com a ferramenta de inserção com a pinça com ponta de cerâmica. Aplica uma camada de cera de parafina derretida com um cauterizador para colar a sonda para a ferramenta de inserção ~ 2 mm. Tome cuidado para não tocar as canelas de sonda durante este procedimento.
  5. Conserte o conector no eixo da ferramenta inserção usando fita adesiva padrão de eletrodo. Note que dependendo do fabricante, fios de terra talvez precisem ser soldado à placa de ligação de eletrodo, antes da implantação. Remova o isolamento de duas peças curtas de fio de cobre isolado de verniz usando solda estanho aplicada com um ferro de solda (400 ° C). Solde os fios do chão para os apropriado slots na placa de ligação do eletrodo.
  6. Remova o isolamento de duas peças adicionais de fio de cobre. Enrole cada fio de cobre desencapado, três vezes ao redor de um parafuso de aço inoxidável (1 mm de diâmetro, comprimento de 2 mm). Aplicar o fluxo adequado para soldar o aço e soldar o fio de cobre a parte inferior da tampa da parafuso. Certifique-se de que o fundo metade da rosca permanece livre de solda de estanho.
  7. Use um multímetro padrão para verificar se há contato elétrico entre o fio e o parafuso.
  8. Desinfectar as canelas da sonda de silicone e os parafusos do chão por imersão em etanol a 70% (10 s).
  9. Prepare uma capa protetora para o implante de sonda cortando a cabeça de uma pipeta Pasteur de plástico ao meio.

2. a implantação cirurgia

  1. Esterilize instrumentos cirúrgicos (tesouras, pinças de ponta fina, grampos cirúrgicos) com um esterilizador de grânulo quente. Limpe todas as superfícies com etanol a 70%.
  2. Induzi a anestesia com isoflurano 3% de oxigénio fornecido em ~ 1 L/min.
    1. Para a manutenção, use 1-1,5% de isoflurano. Observe que a concentração de isoflurano necessária para obter tolerância cirúrgica pode variar de animal para animal.
    2. Tolerância cirúrgica estável é alcançada quando o animal não responder ao dedo do pé-beliscar. Monitorar a taxa de respiração do rato e ajustar a concentração de isoflurano, se necessário.
    3. Aplica a pomada para os olhos do animal para evitar que sequem.
  3. Monte o mouse em uma armação estereotáxica introduzindo suavemente barras de orelha no canal auditivo. Uma vez que a cabeça do rato é estabilizada por barras de orelha, coloque um pedaço de boca sobre o focinho para entrega contínua de isoflurano. Posicione o mouse na toalha ou almofada sobre uma almofada de aquecimento e injetar buprenorfina por via subcutânea (0,05 - 0,1 mg/kg de peso corporal) para assegurar analgesia pós-operatória.
  4. Raspar a cabeça com uma máquina de barbear padrão e desinfectar a pele com álcool 70%. Utilizando tesouras cirúrgicas, fazer uma incisão na pele ao longo da linha média do crânio e abrir a pele usando grampos cirúrgicos.
  5. Alinhe a cabeça do animal com o auxílio de uma ferramenta de alinhamento estereotáxica para nível bregma e o lambda. Deve haver menos de 50 µm de deslocamento de altura entre o bregma e o lambda. Além disso, o nível a cabeça ao longo do eixo mediolateral medindo a profundidade do bregma no crânio de superfície no definido distâncias esquerdas e direita (por exemplo, 1 mm esquerda e direita do bregma). Se necessário, ajuste a inclinação da cabeça.
  6. Limpe a cabeça com 3% de peróxido de hidrogênio e seque com toalhitas de algodão estéril.
  7. Determine a localização da craniotomia em relação ao bregma usando um apropriado atlas estereotáxica12.
  8. Usando uma cabeça de broca de 0,9 mm, dois furos parafuso no osso sobre o cerebelo para colocar parafusos de chão e referência. Além disso, 1-3 furos para parafusos de ancoragem são desejáveis para estabilizar o implante. A localização dos parafusos de ancoragem dependerá da localização da craniotomia. Para implantação em hipocampo, coloque os parafusos de ancoragem sobre contralateral parietal e ipsilateral córtex frontal. Insira os parafusos no osso usando uma chave de fenda apropriada. Tome cuidado para não penetrar no cérebro.
  9. Execute a craniotomia diluindo lentamente o crânio com a broca em uma área retangular do lado de implantação. Frequentemente, umedeça o osso com tampão fosfato esterilizado (PB). O restante diluído crânio pode ser suavemente furou e removido com o auxílio de uma fina agulha de injeção (27G) e um par de pinças.
  10. Cuidadosamente, perfuram a dura-máter com uma fina agulha de injeção (27G). Formar um pequeno gancho, dobrando a ponta da agulha com um par de pinças e puxe a dura-máter para remoção. Aplica PB para impedir a secagem da superfície do cérebro.
  11. Montar a ferramenta de inserção de eletrodos em um titular estereotáxica, zero a sonda ao bregma e passar a sonda para as coordenadas estereotáxicos a craniotomia. Lentamente penetra a superfície do cérebro. Certifique-se de que não dobrar os eixos de sonda. Evite a implantação através de vasos sanguíneos.
  12. Abaixe lentamente a sonda até ~ 200 µm acima a profundidade desejada. Cobrir a craniotomia e shanks da sonda com vaselina esterilizada silicone para proteção. Aplique o cimento dental para fixar a base da sonda para o parafuso de ancoragem no crânio.
  13. Mesmo após a aplicação de cimento, mova lentamente a sonda até à profundidade de alvo. Avançando o último ~ 200 µm após aplicação do cimento reduz o movimento lateral da sonda e garante danos mínima dos tecidos na área alvo. Observe que o tempo de cura do cimento usado pode afetar esta etapa do protocolo. Com cimento de cura rapidamente, pular essa etapa e implante diretamente a sonda até à profundidade de alvo para evitar danos à sonda de silicone.
  14. Após o cimento tem curado, solte a sonda da ferramenta de inserção de derreter a cera com um cauterizador.
  15. Solte a placa de ligação do dispositivo de inserção e posicioná-lo em um local adequado no crânio usando uma pinça crocodilo associada a alça de inserção. No caso de implantação de sonda no hipocampo, coloque a placa de ligação no osso parietal contralateral. Fixe a placa de ligação no crânio usando cimento dental.
  16. Solde os fios terra e referência da placa de ligação para os fios ligados aos dois parafusos sobre o cerebelo.
  17. Guarnição da tampa protetora para a altura correta e coloque-o sobre a sonda de silicone. Fixe a capa para o conector placa e crânio usando cimento dental, evitando a pele ao redor do crânio exposta. Sutura da pele ao redor do local de implantação geralmente não é necessário.

3. a recuperação após a cirurgia

  1. Aplica tratamento analgésico apropriado pelo menos 2 dias (por exemplo, injecções subcutâneas de buprenorfina cada 6 h durante o dia e na água potável a noite combinada com carprofeno (4-5 mg/kg de peso corporal) por via subcutânea cada 24 h). Single-habitação é recomendado para evitar danos ao implante.
  2. Permitir que pelo menos uma semana para recuperação. Consulte as orientações locais de bem-estar animal.

4. aquisição de dados

  1. LFPs registros de ratos usando um sistema de aquisição de dados apropriado conectado através de um comutador movimentando-se livremente. Para adquirir LFPs, use uma frequência de amostragem de 1-5 kHz. Taxas de amostragem mais altas (20 a 30 kHz) são necessárias se unitárias descargas devem ser registados junto com a LFP.
  2. Armazenar arquivos de gravação crua dos canais individuais para análise off-line.

5. histologia

  1. Após a conclusão da gravação, profundamente anestesia o animal (por exemplo, 2g/kg corpo peso uretano injetado intraperitonealmente). Confirme o estado anestésico por falta de resposta aos pés de beliscar.
  2. Perfundir o rato transcardially com gelada fosfato salino (~ 1 min) seguido por paraformaldeído 4% (~ 10 min), usando padrão intracardíaca perfusão métodos13. Antes da perfusão, eletrolítico maciços dos sites gravação pode por executada (por exemplo, através da aplicação de 10-20 V de tensão constante para até 1 s). Alternativamente, corantes fluorescentes aplicados para as pontas da haste antes de implantação pode ser usada para controlar a identificação. Testar os diversos métodos para a identificação de posições de eletrodo para obter óptimos resultados com diferentes tipos de sondas de silicone é recomendado.
  3. Seções do cérebro (~ 100 µm) de corte e mancha as fatias com 4'-6-diamidino-2-phenylindole (DAPI, 1 µ g/mL) seguido por três etapas de lavagem em PB (cada 10 min à temperatura ambiente).
  4. Colocar as seções em um microscópio, aplicar uma gota de meio de incorporação e cobrir a seção com uma lamela. Deixe a incorporação média secar durante a noite em temperatura ambiente.
  5. Usando um microscópio confocal de varredura a laser ou um epifluorescência, identifica a localização dos sítios a gravação.
  6. Para tentar a recuperação da sonda para ainda mais o uso do silicone, segure a sonda com uma pinça de crocodilo e lançar a sonda do scull pela fusão cuidadosamente o cimento dental com um ferro de solda (400 ° C). Tome cuidado para não tocar as canelas de sonda durante este procedimento.
  7. Lavar a sonda em água destilada (~ 80 ° C, 15min), seguida por solução enzimática (1% Tergazyme em água destilada, 30 min à temperatura ambiente) e outra lavagem em água destilada (15 min). Note que a taxa de sucesso de recuperação de sonda é baixa.

6. CSD análise

  1. Usando um ambiente de análise apropriado (por exemplo, Python), converte dados de LFP de uma haste individual a CSD por aproximação a segunda derivada espacial ao longo da haste como
    Equation
    onde LFPn, t é o sinal LFP em nth eléctrodo no tempo t e Δz é do afastamento entre eletrodos inter. Note que devido as operações de n+ 1 e n-1, o CSD dos eléctrodos de primeira e últimos da haste não pode ser estimado, que tem que ser levado em consideração durante a colocação da sonda. Implemente a fórmula de aproximação usando um pequeno segmento de código que calcula o sinal CSD para cada eletrodo durante a iteração ao longo do tempo (ver arquivo de código suplementar).
  2. Use o sinal CSD obtido para uma análise mais adicional (por exemplo, estudando bandas de frequências específicas das oscilações do cérebro através da aplicação de filtros passa-faixa).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

A Figura 1 ilustra a ferramenta de inserção utilizada para a implantação de sondas de silicone. Gravações de silício implantado cronicamente sondas segmentação da área CA1 e a camada de células grânulo de giro do pectínea são mostrados na Figura 2. Nós gravamos LFPs de Souza a sonda durante a livre circulação no homecage. Para minimizar o efeito de condução de volume, os sinais obtidos foram convertidos para CDs ao longo de cada haste da sonda (Figura 2BD). No primeiro exemplo mostrado na Figura 2B, uma única afiado-onda onda evento leva a um coletor atual proeminente no estrato radiatum de CA1. No segundo exemplo apresentado na Figura 2-E, nós gravamos de dois locais distintos na camada de célula grânulo do giro do pectínea (distância lateral 400 µm). A banda de alta gama foi isolada através da aplicação de um filtro passa-banda de 60-80 Hz para o sinal CSD, revelando rajadas de gama local em um dos dois sites de gravação localizados na camada de célula grânulo (Figura 2D; vermelho gravação local). Note-se que a atividade de oscilação local gama só pode ser detectada após a conversão dos sinais gravados para CSD (Figura 2D, direita). Figura 2E mostra períodos separados da mesma gravação, durante o qual as oscilações gama em ambos os sites de gravação diferem em sua fase (Figura 2E, à esquerda) ou amplitude (Figura 2E, médio). O exemplo mais à direita exibe uma época de actividade gama sincronizado em ambos os sites da gravação. Estes exemplos ilustram que a análise CSD é capaz de isolar a atividade local não só na dimensão de análise, mas também em direções perpendiculares. Para ilustrar ainda mais este conceito central, nós modelado um experimento com uma sonda de silicone, consistindo de duas hastes (I e II), com cinco locais de gravação, cada um em analogia com os resultados mostrados na Figura 2. Em nosso modelo, a sonda é implantada no giro denteado com uma oscilação de gama locais emergentes na camada de célula grânulo ao lado do local de gravação 4 da haste (Figura 3). Supondo que a condução de volume homogêneo em todo o tecido, a oscilação local será gravada na LFP em todos os outros locais de gravação em uma versão filtrada amplitude (Figura 3). No entanto, realizar análise de CDs ao longo de ambas as hastes claramente isola o locus da geração gama (Figura 3D). Além disso, o menor a distância entre os locais de gravação na mesma haste, quanto menor a interferência entre CSD sinaliza na vizinha shanks (Figura 3EF).

Figure 1
Figura 1: imagem da ferramenta inserção. A sonda de silício está ligada a um pino de inseto colado à base de uma pinça de crocodilo. O eixo do titular pode ser inserido em um manipulador de micro estereotáxica para implantação. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 2
Figura 2: resultados representativos das análises CSD no hipocampo. A: uma matriz de eletrodo consiste de uma sonda de silicone 4-haste (haste espaçamento 400 µm, eletrodo espaçamento 100 µm, 8 eletrodos/haste) foi implantada na área cornu ammonis 1 (CA1). A Shanks C atravessar o estrato oriens (o), estrato pyramidale (p) e estrato radiatum (r). HF: fissura hippocampal. DG: giro denteado. B: LFP (traços pretos) e CSD (Color-coded) de três desvios em CA1 durante uma época de 200 ms contendo uma espontânea afiado-onda ondulação evento. Observe o coletor atual proeminente no estrato radiatum. Barra de escala LFP: 2 mV. C: exemplo de uma sonda de silicone gravação da DG. Souza, A e B penetra o DG. CA3: área de ammonis cornu 3. Eletrolíticos lesões foram realizadas após a gravação para rotular faixas de eletrodo. D: desenho das patas do eletrodo em relação a anatomia hippocampal. LFP espacialmente de gravação de dois sites separados na camada de célula grânulo (vermelha e azul de gravação local) sugere que oscilações gama (60-80 Hz) são sincronizadas entre os dois locais (à esquerda). No entanto, sinais CSD do mesmo intervalo de tempo revelam uma gama focal 'hot spot' restringida para o local de gravação vermelho (à direita). CSD sinais de ambos os locais de gravação são desenhados na mesma escala. E: CSD mas não LFP sinais identificam períodos de fase (à esquerda) e assincronismo de amplitude (meio) entre os dois locais de gravação. A época da direita mostra uma breve época de actividade gama sincronizado. Traços no fundo ilustram a diferença de fase (Δ-fase em radianos) e o índice de diferença de amplitude (Ampl. índice, definido como a diferença de amplitude entre os dois locais de gravação, dividido pela soma das amplitudes em cada ponto de tempo, com um intervalo de -1 a 1) para LFP (cinza) e CSD (preto) vestígios. Todos os três exemplos são 30 ms longas e ocorreu dentro de 400 MS. os painéis C e D são adaptados de Strüber et al . 201711 sob Creative Commons (https://creativecommons.org/Licenses/by/4.0/). CSD sinais de ambos os locais de gravação são desenhados na mesma escala em cada painel individual. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 3
Figura 3: experimento de modelo com simulado focal 40 Hz oscilação na camada de célula grânulo de giro denteado. A: uma sonda de silicone modelo com duas hastes a uma distância de Dhaste = 400 µm e cinco locais de gravação localizado a uma distância Deletrodo = 100 µm é colocado no giro denteado. B: ao lado do local de gravação 4 da haste, uma oscilação de 40 Hz a focal é simulado como uma forma de onda senoidal mais Gaussian white noise. Em todos os outros sites, apenas ruído é induzido. Parâmetros: amplitude de gama: 1 mV; desvio-padrão de ruído: 0,05 mV; resolução temporal: 10 kHz. C: nós modelado o efeito de filtragem de amplitude da condução de volume através do espaço extracelular em uma maneira simplificada como um decaimento exponencial negativo de amplitudes de gama com uma constante de espaço de tecido de 500 µm. Os parâmetros exatos descrevendo corretamente a propagação lateral da LFP sinais são altamente controverso14. No entanto, nossa estimativa se ajusta bem aos dados de uma gama neocortical oscilação coerência estudo15. Na LFP resultante, a oscilação originalmente focal engloba vários sites de gravação. D: depois de executar a análise CSD dos poços individuais utilizando a equação de CSD determinada, a oscilação só é visível no local original. E: Análise de densidade espectral de potência da LFP (à esquerda, vermelho) e traços CSD (direita, azul) de sites 4 na haste de gravação I (linha pontilhada) e II (linha contínua). Observe que a análise CSD isola corretamente a oscilação de 40 Hz local na haste que enquanto a LFP der sinal contém atividade substancial volume-conduzido oscilação na haste II. Análise do PSD foi realizada usando a função de pwelch do MATLAB. F: Aumentando a distância entre os locais de gravações em hastes individuais a 400 µm resultados em uma redução da capacidade de análise CSD para isolar a atividade focal. Simulação e análise foi realizada usando MATLAB 7.10. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Evidências crescentes indicam que oscilações de cérebro em circuitos neuronais hippocampal ocorrem em domínios espaciais discretas10,11,16. Análise CSD reduz drasticamente a influência da condução de volume, um pré-requisito crucial para o estudo dos eventos de oscilação local. Com este vídeo, nós fornecemos um guia para implantar silicone sondas do hipocampo de rato para a análise de dados CSD. Mostramos exemplos representativos dos sinais CSD de onda afiada ondulações em CA1 e das oscilações gama localizada no giro denteado. No entanto, esse protocolo também pode ser usado para estudar outros padrões de atividade oscilatória hippocampal, como theta ou oscilações de rede relacionados com respiração17.

Sucesso da implantação depende crucialmente o alinhamento adequado da cabeça do animal na armação estereotáxica. Nós usamos uma agulha de injeção, fixada em um suporte estereotáxica para medir o desvio da cabeça nas direções anterioposterior e mediolateral. Nós sequencialmente mover a agulha para tocar o bregma e o lambda e compensar qualquer deslocamento entre as alturas dos dois pontos pela inclinação da armação estereotáxica. Da mesma forma, medir a altura de 1 mm à esquerda e à direita do bregma indicará qualquer deslocamento mediolateral, que pode ser ajustado pela inclinação do quadro esquerdo ou direito. Desloca < 50 µm são recomendados para obter melhores resultados de implantação.

Escolha do projeto sonda é outro aspecto crítico. Nossas simulações indicam que a capacidade de isolar os eventos locais declina com o aumento do afastamento entre eletrodos. Isolamos com êxito eventos de oscilação de gama localizadas usando sondas de silicone com 25 e 100 µm afastamento entre eletrodos e 250 e 400 µm haste espaçamento11. Essas métricas, assim, fornecem um bom ponto de partida para o projeto sonda.

Tendo em conta os elevados custos das sondas de silicone, reutilização das sondas gravação é atualmente um fator limitante. Os métodos descritos aqui permitam recuperação de sonda no principal. No entanto, apenas com êxito recuperamos a sonda após a gravação em uma instância, indicando que a taxa de sucesso deste procedimento é muito baixa. Futura melhoria do protocolo pode incluir o uso de microunidades destinadas a facilitar a recuperação de sonda18.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Os autores não têm nada para divulgar.

Acknowledgements

Estamos gratos a Karin Winterhalter e Kerstin Semmler para assistência técnica. Este trabalho foi apoiado pelo cluster de excelência BrainLinks - BrainTools (EXC. 1086), da Fundação de pesquisa alemã.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Crocodile clamp with stand Reichelt Elektronik HALTER ZD-10D
Silicon probe Cambridge Neurotech P-series 32
Stereoscope Olympus SZ51
Varnish-insulated copper wire Bürklin Elektronik 89 F 232
Ground screws Screws & More GmbH (screwsandmore.de) DIN 84 A2 M1x2
Flux Stannol 114018
Ceramic-tipped forceps Fine Science Tools 11210-60
Paraffine Wax Sigma-Aldrich 327204
Cauterizer Fine Science Tools 18010-00
Soldering iron Kurtz Ersa OIC1300
Multimeter Uni-T UT61C
Ethanol Carl Roth 9065.1
Pasteur pipettes Carl Roth EA65.1
Heat sterilizer Fine Science Tools 18000-45
Stereotaxic frame David Kopf Model 1900
Stereotaxic electrode holder David Kopf Model 1900
Isoflurane Abbvie B506
Oxygen concentrator Respironix 1020007
Buprenorphine Indivior UK Limited
Electrical shaver Tondeo Eco-XS
Heating pad Thermolux 463265/-67
Surgical clamps Fine Science Tools 18050-28
Hydrogen peroxide Sigma-Aldrich H1009
Sterile cotton wipes Carl Roth EH12.1
Drill Proxxon Micromot 230/E
21G injection needle B. Braun 4657527
Phosphate buffer/phosphate buffered saline
Stereotaxic atlas Elsevier 9.78012E+12
Surgical scissors Fine Science Tools 14094-11
Surgical forceps Fine Science Tools 11272-40
27G injection needles B. Braun 4657705
Vaseline
Dental cement Sun Medical SuperBond T&M
Carprofen Zoetis Rimadyl 50mg/ml
Recording amplifier Intan Technologies C3323
USB acquisition board Intan Technologies C3004
Recording cables Intan Technologies C3216
Electrical commutator Doric lenses HRJ-OE_FC_12_HARW
Acquisition software OpenEphys (www.open-ephys.org) GUI allows platform-independent data acquisition
Computer for data acquisition
Analysis environment Python (www.python.org) allows platform-independent data analysis
Urethane Sigma-Aldrich
Vibratome Leica VT1000
Microscope slides Carl Roth H868.1
Cover slips Carl Roth H878.2
Embedding medium Sigma-Aldrich 81381-50G
Distilled water Millipore Milli Q Table-top machine for the production of distilled water
Tergazyme Alconox Tergazyme

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Buzsáki, G., Draguhn, A. Neuronal oscillations in cortical networks. Science. 304, (5679), 1926-1929 (2004).
  2. Keefe, J., Recce, M. L. Phase relationship between hippocampal place units and the EEG theta rhythm. Hippocampus. 3, (3), 317-330 (1993).
  3. Benchenane, K., et al. Coherent theta oscillations and reorganization of spike timing in the hippocampal-prefrontal network upon learning. Neuron. 66, (6), 921-936 (2010).
  4. Jadhav, S. P., Kemere, C., German, P. W., Frank, L. M. Awake hippocampal sharp-wave ripples support spatial memory. Science. 336, (6087), 1454-1458 (2012).
  5. Yamamoto, J., Suh, J., Takeuchi, D., Tonegawa, S. Successful execution of working memory linked to synchronized high-frequency gamma oscillations. Cell. 157, (4), 845-857 (2014).
  6. Karalis, N., et al. 4-Hz oscillations synchronize prefrontal-amygdala circuits during fear behavior. Nature Neuroscience. 19, (4), 605-612 (2016).
  7. Khodagholy, D., Gelinas, J. N., Buzsáki, G. Learning-enhanced coupling between ripple oscillations in association cortices and hippocampus. Science. 358, (6361), 369-372 (2017).
  8. Buzsáki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. The origin of extracellular fields and currents--EEG, ECoG, LFP and spikes. Nature Reviews Neuroscience. 13, (6), 407-420 (2012).
  9. Mitzdorf, U. Current source-density method and application in cat cerebral cortex: investigation of evoked potentials and EEG phenomena. Physiological Reviews. 65, (1), 37-100 (1985).
  10. Lasztóczi, B., Klausberger, T. Layer-specific GABAergic control of distinct gamma oscillations in the CA1 hippocampus. Neuron. 81, (5), 1126-1139 (2014).
  11. Strüber, M., Sauer, J. -F., Jonas, P., Bartos, M. Distance-dependent inhibition facilitates focality of gamma oscillations in the dentate gyrus. Nature Communications. 8, (1), 758 (2017).
  12. Franklin, K. B. J., Paxinos, G. The mouse brain in stereotaxic coordinates. Academic Press, Elsevier. (2007).
  13. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. Journal of Visualized Experiments. (65), e3564 (2012).
  14. Kajikawa, Y., Schroeder, C. E. How local is the local field potential? Neuron. 72, (5), 847-858 (2011).
  15. Berens, P., Keliris, G. A., Ecker, A. S., Logothetis, N. K., Tolias, A. S. Feature selectivity of the gamma-band of the local field potential in primate primary visual cortex. Frontiers in Neuroscience. 2, (2), 199-207 (2008).
  16. Lastóczi, B., Klausberger, T. Distinct gamma oscillations in the distal dendritic field of the dentate gyrus and the CA1 area of mouse hippocampus. Brain Structure and Function. 222, (7), 3355-3365 (2017).
  17. Nguyen Chi, V., Müller, C., Wolfenstetter, T., Yanovsky, Y., Draguhn, A., Tort, A. B. L., Brankačk, J. Hippocampal respiration-driven rhythm distinct from theta oscillations in awake mice. Journal of Neuroscience. 36, (1), 162-177 (2016).
  18. Chung, J., Sharif, F., Jung, D., Kim, S., Royer, S. Micro-drive and headgear for chronic implant and recovery of optoelectronic probes. Scientific Reports. 7, (1), 2773 (2017).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics