In vivo beeldvorming van cerebrospinale vloeistof transport door de intact Mouse schedel met behulp van fluorescentie Macroscopie

* These authors contributed equally
Neuroscience

Your institution must subscribe to JoVE's Neuroscience section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Transcraniële optische beeldvorming maakt het mogelijk om het transport van cerebrospinale vloeistof in de cortex van levende muizen door middel van een intacte schedel te Imaging.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Sweeney, A. M., Plá, V., Du, T., Liu, G., Sun, Q., Peng, S., Plog, B. A., Kress, B. T., Wang, X., Mestre, H., Nedergaard, M. In Vivo Imaging of Cerebrospinal Fluid Transport through the Intact Mouse Skull using Fluorescence Macroscopy. J. Vis. Exp. (149), e59774, doi:10.3791/59774 (2019).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Cerebrospinale vloeistof (CSF) stroom bij knaagdieren is grotendeels bestudeerd met behulp van ex vivo kwantificering van tracers. Technieken zoals twee-Fobe microscopie en magnetische resonantie imaging (MRI) hebben in vivo kwantificering van de CSF-stroom ingeschakeld, maar ze worden beperkt door respectievelijk lagere beeld volumes en een lage ruimtelijke resolutie. Recent werk heeft geconstateerd dat CSF de hersen parenchym binnenkomt via een netwerk van perivasculaire ruimten rond de Piale en penetrerende slagaders van de knaagdieren cortex. Deze perivasculaire invoer van CSF is een primaire bestuurder van het glymphatische systeem, een traject dat betrokken is bij de klaring van toxische metabole opgeloste stoffen (bijv. amyloid-β). Hier illustreren we een nieuwe macroscopische beeldvormings techniek die real-time mesoscopische beeldvorming van fluorescerende CSF-tracers mogelijk maakt via de intacte schedel van levende muizen. Deze minimaal invasieve methode vergemakkelijkt een veelheid aan experimentele ontwerpen en maakt enkelvoudige of herhaalde tests van de CSF-dynamiek mogelijk. Macroscopen hebben een hoge ruimtelijke en temporele resolutie en hun grote portaal en werkafstand zorgen voor Imaging tijdens het uitvoeren van taken op gedrags apparaten. Deze beeldvormings benadering is gevalideerd met behulp van Two-photon Imaging en fluorescentie metingen verkregen uit deze techniek sterk correleren met ex vivo fluorescentie en kwantificering van radio-gelabelde tracers. In dit protocol beschrijven we hoe Transcraniële macroscopische beeldvorming kan worden gebruikt om glymphatische transport in levende muizen te evalueren, en biedt een toegankelijk alternatief voor duurdere beeldvormings modaliteiten.

Introduction

Cerebrospinale vloeistof (CSF) bakt de hersenen en het ruggenmerg en is betrokken bij het handhaven van homeostase, leveren van voedingsstoffen, en regulering van intracraniële druk1. CSF in de subarachnoïde ruimte komt de hersenen binnen via een netwerk van perivasculaire ruimten (pv's) rondom de corticale merg slagaders en stroomt vervolgens langs penetrerende arteriolen2. Eenmaal in het parenchym worden CSF-uitwisselingen met interstitiële vloeistof (ISF), die schadelijke metabolieten zoals amyloid-β (Aβ) en Tau-eiwit bevatten, uit de hersenen verzameld door middel van lage weerstand witte materie Tracts en periveneuze ruimten2,3 . Dit traject is afhankelijk van astroglial aquaporin-4 (AQP4) kanalen en is daarom het glial-lymfatische (glymphatische) systeem4genoemd. Afvalproducten van de neuro pil worden uiteindelijk gewist uit het CSF-ISF via lymfevaten in de buurt van craniale zenuwen en in de hersenvliezen naar de cervicale lymfeklieren5. Het falen van dit systeem is betrokken bij verschillende neurologische ziekten zoals de ziekte van Alzheimer6,7, traumatisch hersenletsel3, en ischemische en hemorragische beroerte8.

CSF transport kan worden gevisualiseerd door het infusie tracers in de Cisterna magna (cm)9,10 en glymphatic studies in het verleden hebben voornamelijk gebruikt twee-photon microscopie4,11,12, 13, magnetische resonantie beeldvorming (MRI) 14,15,16,17en ex vivo imaging3,6,11, 18 om de Tracer kinetiek te evalueren. Two-photon microscopie is een geschikte methode voor gedetailleerde beeldvorming van CSF-tracers in PVSs en het parenchym vanwege de hoge ruimtelijke resolutie, maar het heeft een smal gezichtsveld en vereist een invasief craniaal venster of dunner worden van de schedel. Ex vivo imaging, in combinatie met immunohistochemie, maakt analyses op meerdere niveaus mogelijk, variërend van afzonderlijke cellen tot de hele hersenen19. Het proces van perfusie-fixatie dat nodig is om het postmortemweefsel te observeren produceert echter ingrijpende veranderingen in de CSF-stroomrichting en stort de PVS in, waardoor de verdeling en de locatie van de tracers12aanzienlijk veranderen. Tot slot, terwijl MRI de CSF-stroom over de gehele Murine en het menselijk brein kan volgen, ontbreekt het aan ruimtelijke en temporele resolutie van de perivasculaire stroming.

Een nieuwe techniek, Transcraniële macroscopische beeldvorming, lost sommige van deze beperkingen op door het inschakelen van Wide-veld beeldvorming van perivasculaire CSF transport in de gehele rugschors van levende muizen. Dit type beeldvorming wordt gedaan met een epifluorescerende macro scoop met behulp van een multiband filter kubus, Instelbare LED-lichtbron en hoogrenderende CMOS-camera10. Deze opstellingen zijn in staat om PVSs op te lossen tot 1-2 mm onder het schedel oppervlak en kunnen fluoroforen tot 5-6 mm onder het corticale oppervlak detecteren en de schedel volledig intact laten10. Multiband filters en Led's die de excitatie golflengte snel kunnen afstemmen, maken het gebruik van meerdere fluor Foren mogelijk, waardoor CSF kan worden gelabeld met tracers van verschillende molecuulgewichten en chemische eigenschappen in hetzelfde experiment.

Deze procedure vereist een eenvoudige, minimaal invasieve ingreep om de schedel bloot te leggen en een lichtgewicht Hoofdplaat te plaatsen om het hoofd te stabiliseren tijdens de beeldvormings sessie. Tracers kunnen in de cm worden afgeleverd zonder in de schedel te boren of door het corticale weefsel te penetreren met pipetten of canules9,20. Zowel cm canules als hoofd platen blijven enkele dagen tot weken stabiel en faciliteren complexere experimentele ontwerpen in vergelijking met de klassieke eindpunt visualisatie. Dit protocol beschrijft hoe Transcraniële macroscopische beeldvorming wordt gebruikt om de glymphatische systeemfunctie te bestuderen na acute of chronische injectie van fluorescerende CSF Tracer in de CM van anesthetized/slapende of wakker muizen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Alle experimenten werden goedgekeurd door het universitair Comité voor dierlijke hulpbronnen (UCAR, Protocol nr. 2011-023) aan de Universiteit van Rochester en uitgevoerd volgens de NIH-gids voor de verzorging en het gebruik van proefdieren.

1. bereiding van de Cisterna magna canule, Hoofdplaat en hoofd houder

  1. Steriliseren alle chirurgische instrumenten en hoofd platen voor de operatie.
    Opmerking: fluorescerende tracers worden direct in CSF geleverd via een Cisterna magna-cannulatie. Voor gedetailleerde instructies over deze procedure, verwijzen wij u naar Xavier et al9.
  2. Kort, met behulp van een naald driver, breek de punt van een 30G x 12,7 mm (1/2 inch) naald, 3/4 van de weg naar beneden, en plaats het botte uiteinde van de naald in één uiteinde van polyethyleen 10 (PE10) slang (ongeveer 45 cm lang). Zorg ervoor dat alleen de schuine kant uitsteekt buiten de rand van de PE10 slang.
  3. Breek 1/4 van het schuine uiteinde van een andere 30G-naald af en plaats het stompe uiteinde van de overgebleven naald in het andere uiteinde van de PE10-slang, waarbij het plastic Luer-slot nog steeds is bevestigd.
  4. Vul een glazen spuit van 100 μL met steriel, kunstmatige CSF (aCSF: 126 mM NaCl, 2,5 mM KCl, 1,25 mM NaH2po4, 2 mm MgSO4, 2 mM CACL2, 10 mm glucose en 26 mm NaHCO3).
  5. Bevestig de spuit aan het uiteinde van de lijn en vul deze met aCSF totdat de punt van de afgeschuinde naald is bereikt. Het is belangrijk dat de spuit wordt aangevuld met aCSF en niet lucht, omdat een luchtkolom meer vatbaar is voor variabele infusievolumes.
  6. Voor chronische experimenten, laat de lijn gevuld met aCSF en sla stap 1,7.
  7. Voor acute experimenten plaatst u de spuit op een infusiepomp en trekt u ongeveer 5 mm lucht in, waardoor het mengen wordt voorkomen. Daarna trekt u het totale volume van de Tracer (s) die gewenst is voor het experiment (20% extra wordt aanbevolen als gevolg van dode ruimte verliezen).
    Opmerking: de PE10 slang moet lang genoeg zijn, zodat de luchtbel niet in de plastic manchet van de glazen spuit komt bij het laden van de Tracer. Voor een typisch experiment gebruikt het protocol 10 μL bovien serumalbumine, geconjugeerd met Alexa Fluor 647 (BSA-647), verdund in aCSF bij 0,5%.
  8. Bevestig dat het hoofd plaatje in de hoofd houder past en dat het de juiste maat is voor het gebruik van de muis. Anatomische markeringen om dit te waarborgen zijn: de bovenrand van het venster wordt uitgelijnd met de interoculaire lijn en de achterste grens valt rostrale migratoire naar de occipitale kam.
    Let op: roestvrijstalen hoofd platen kunnen worden gesteriliseerd en hergebruikt. De meeste cyanoacrylaat mengsels kunnen met een aceton oplossing worden verwijderd.

2. chirurgische ingreep

  1. Weeg en anesthetiseer de muis (bijv. ketamine/xylazine; 100 mg/kg ketamine, 10 mg/kg xylazine; i.p.).
  2. Zodra de muis niet meer reageert op een teen pinch, Bevochtig je de nek en hoofd met steriel water en Scheer je met behulp van Clippers. Zodra het gebied is geschoren, veeg je het gebied opnieuw met een alcoholdoekje om het resterende haar te verwijderen.
    Opmerking: het bevochtigen van de vacht voordat het knippen drastisch vermindert de hoeveelheid haar in het beeldscherm na de incisie.
  3. Plaats de muis in een Stereotactisch frame bovenop een temperatuurgestuurd pad en breng Petroleum oftalmische zalf aan op de ogen van de muis om ervoor te zorgen dat ze niet uitdrogen.
  4. Reinig de blootgestelde huid met een chloorhexidine-swab. Verwijder na 2 minuten de chloorhexidine met een alcoholdoekje. Ten slotte, breng een jodiumoplossing die kan worden overgelaten om te drogen.
  5. Injecteer subcutane analgesie (0,25% Bupivacaine HCl) naar de bovenkant van de schedel en de nek.
  6. Beginnend op het deel van de nek dat de occipitale kuif bedekt, maak een middenlijn snede in de bovenliggende huid en blijf rostraal naar de interorbital lijn. Zijdelings op de grens waar de stoffelijke spier in de schedel wordt ingevoegd. Verwijder alle huid van de fusiforme incisie om zowel de frontale als de pariëtale botten bloot te leggen.
    Let op: de retroorbitale sinus ligt caudal aan de ogen en grote takken van de posterieure gezichts ader liggen rostrale migratoire aan de Pinna. Wees voorzichtig bij het maken van de incisie om deze structuren te sparen. Als dit gebeurt, stop met bloeden door het handhaven van hemostase met een steriel wattenstaafje gedurende enkele minuten en doorgaan.
  7. Irrigeren de schedel met steriele zoutoplossing en reinig het oppervlak met wattenstaafjes zodat het vrij is van puin en haren, omdat deze de beeldkwaliteit zullen verstoren. Schedel transparantie wordt het best bewaard door het periosteum en de bovenliggende fascia intact te laten.
    Opmerking: als deze structuren per ongeluk worden verwijderd, kan de schedel na verloop van tijd droog en ondoorzichtig worden. Opnieuw bevochtigen met aCSF of een mengsel van paraffineolie en glycerol gebruiken om de schedel reflectie in acute experimenten te verminderen21.
  8. Ga verder met het inbrengen van de Cisterna magna canule-voor chirurgische Details van deze procedure, zie Xavier et al9.
  9. Na het inbrengen van de CM canule, breng een mengsel van tandheelkundige cement met Cyanoacrylaat lijm aan de ventrale kant van het hoofd plaatje rond de grens en plaats het op de schedel zodat de voorste rand van de Hoofdplaat uitgelijnd met de achterste punt van het neusbeen en de Po de sterieure grens wordt uitgelijnd met het voorste deel van het interpariëtale bot, waardoor wordt voorkomen dat het sagittale hechtmiddel (middenlijn) gecentreerd is en recht ten opzichte van het raam (Figuur 1b).
  10. Bevestig de positie van de kopplaat met behulp van een paar druppels lijm versneller. Vul eventuele resterende openingen met het cement mengsel en genezen het met versneller.
    Let op: Zorg ervoor dat het cyanoacrylaat niet in aanraking komt met de ogen van de muis of het beeldvormings venster blokkeert.
  11. Lijm de CM canule aan de Hoofdplaat om ervoor te zorgen dat deze niet losraken tijdens het transport of wanneer de muis wakker wordt.
  12. Voor acute experimenten gaat u verder met stap 2,16.
  13. Voor chronische experimenten, breng een dunne laag van Clear-droging Cyanoacrylaat lijm aan op de blootgestelde schedel, oppassen niet te bellen als deze zal interfereren met de beeldvorming. De lijm zorgt voor bescherming van de schedel en zal de beeldvorming niet verstoren. Zorg ervoor dat de lijm bedekt de blootgestelde schedel helemaal naar de huid bij de incisie grens.
  14. Gebruik een hemostat-klem om de acsf-gevulde PE10-buis 2-3 cm van de cm te houden en snijd de lijn met een hoge temperatuur cauterisatie tip. Zodra het is afgescheiden, afvlakken van de gesmolten PE10 buis om de canule te verzegelen.
    Let op: Zorg ervoor dat u de klem niet vrijlaat nadat de canule is verzegeld en bevestig dat er geen lekken in de slang zijn om een CSF-fistel te voorkomen.
  15. Dien carprofen toe (5 mg/kg elke 24 h gedurende 3 dagen; i.p. of s.c.) en keer de muis terug naar een temperatuurgestuurde kooi met één behuizing en laat deze gedurende ten minste 24 uur vóór de beeldvorming herstellen. Laat de muis niet onbeheerd achter totdat het voldoende bewustzijn krijgt om borstbeen recumbency te behouden. Intacte craniale ramen blijven enkele weken stabiel.
    Opmerking: het chronische experiment kan hier worden onderbroken.
    Let op: sommige postoperatieve complicaties zijn: cefalohema toom/subgaleal hematomen, CSF fistel, en infectie.
  16. Voor acute experimenten, plaats de muis in de hoofd houder met behulp van de Hoofdplaat zodat de schedel in een vaste positie. Zorg ervoor om te controleren anesthesie niveau en plaats een verwarmingskussen onder de muis. De muis is nu klaar om te worden meegenomen naar de macro Scope.
    VOORZICHTIG: vervoer de muis voorzichtig samen met de infusiepomp op een kar. Als de CM-cannulatie wordt verbroken, zal het een daling van de intracraniële druk veroorzaken en zullen eventuele CSF-lekken de experimentele resultaten veranderen.

3. de muis voorbereiden op beeldvorming

Opmerking: het protocol varieert afhankelijk van of het Imaging-experiment wordt uitgevoerd op een verdoverde (start bij stap 3,1) of wakker (start bij stap 3,2) muis.

  1. Anesthetized muizen
    1. Plaats de hoofd houder op het podium van de macro Scoop, zorg ervoor dat er geen knikken in de lijn van de spuitpomp naar de CM canule zitten en dat deze niet strak zit omdat dit de Tracer infusie kan beïnvloeden.
    2. Observeer de ademhalingsfrequentie en de roze verkleuring van de slijmvliezen, wat duidt op een goede oxygenatie. Injecteer de zoutoplossing subcutaan om het vochtgehalte zo nodig te beschermen. Controleer om ervoor te zorgen dat het dier voldoende verdoofd en herdosis indien nodig.
    3. Schakel de macro Scope camera en LED in en start de LIVE-modus.
    4. Bevestig de vergroting van het beeldvormings veld zodat de nasofrontale hechting aan de bovenkant van het veld en de hechtdraad aan de bodem duidelijk kunnen worden gevisualiseerd, waarbij de sagittale hechting parallel en gecentreerd is op het midden van de afbeelding (figuur 1c). Bevestig de hoofd houder eenmaal op zijn plaats aan de macroscoop fase met tape.
    5. Richt de macro Scoop op de blootgestelde schedel. Ondanks macroscopen met een relatief grote scherptediepte kan de kromming van de schedel van de muis alleen een bepaald gebied scherp stellen. De beste resultaten worden verkregen wanneer het brandvlak zich aan de laterale zijden van de pariëtale beenderen achter de coronale hechtingen bevindt.
      Opmerking: dit is de locatie van de middelste hersenslagaders (MCA), waar de meeste CSF instroom optreedt (figuur 1d, E)10.
  2. Wakker muizen
    1. Voordat de Imaging sessie, laat de dieren te herstellen voor ten minste 24 h van de kop plaat chirurgie. Langere herstel perioden (5-7 dagen) worden ook aanbevolen. Train gedurende deze tijd de muis om het hoofd vast te stellen op het podium in de bevestigings buis voor 0,5-1 uur per dag voor de duur van de herstelperiode.
      Opmerking: gegemanier laat de muis aan de hoofd houder zonder verdoving worden bevestigd en vermindert stress en angst tijdens het eigenlijke experiment. Als dit niet haalbaar is en anesthesie niet interfereert met het experiment, kan een inductie dosis van een geïnhaleerd anestheticum (bijv. Isofluraan 2% bij 1-2 L/min O2 debiet) worden gebruikt om de muis snel aan het hoofd stadium te bevestigen.
    2. Zodra de muis is bevestigd aan de hoofd houder en in de bevestigings buis, volg de stappen 3.1.1-3.1.5.

4. infusie van fluorescerende CSF tracers

  1. Acute CM-Cannulatie
    1. Aangezien de Tracer al in de canule werd geladen voordat hij in stap 1,6 in de Cisterna magna werd geplaatst, stelt u de infusiepomp in op de gewenste snelheid en volume. De routinematig gebruikte infusie paradigma's zijn 5-10 μL bij 1-2 μL/min, maar deze parameters kunnen worden aangepast afhankelijk van het experiment of de grootte en leeftijd van het dier.
  2. Chronische CM Cannulatie
    1. Voordat u begint met de Imaging sessie, volgt u stappen 1.2-1.7 voor acute experimenten om de infuuslijn voor te bereiden om de tracers te leveren.
    2. Zodra de lijn is voorbereid, met behulp van een hemostat klem snijd het verzegelde uiteinde van de chronische CM canule. Neem de naald uit de lijn voorbereid in stap 4.2.1 en steek deze voorzichtig in de canule. Laat de klem los en gebruik de spuitpomp om de CSF-Tracer op de gewenste infusiesnelheid (bijv. 2 μL/min) voor het experiment te gebruiken totdat de Tracer de geïmplanteerde naald in de CM bereikt.
      Let op: als de naald door de slang doorboorde bij het aansluiten van de lijn, verwijder de naald, snijd het doorboord segment en herhaal deze stap. Elke scheur in de PE10-slang zal een lek veroorzaken en de resultaten van het experiment beïnvloeden.

5. de Imaging-sessie instellen

  1. Bepaal de excitatie golflengte en de belichtingstijd voor elk kanaal op basis van de doordrenkte fluorescentie Tracer. Kies de kortst mogelijke belichtingstijd die nodig is om de Tracer te visualiseren om de temporele resolutie van de time-lapse Imaging te maximaliseren. Deze blootstellingstijd zal worden gebruikt voor alle daaropvolgende experimenten gericht op het vergelijken van CSF-transport tussen verschillende dieren.
    Opmerking: een tip is om de Tracer in de CM-lijn te gebruiken om de belichtingstijd aan te passen. Hoewel dit een nuttige eerste benadering is, moet dit in de loop van de tijd worden geoptimaliseerd.
  2. Kies de duur van het experiment en de intervallen waarop de afbeeldingen zullen worden verzameld. Experimenten duren normaal tussen 30-60 min, afhankelijk van welke fase van glymfatische transport van belang is. Framesnelheden van 1 frame/min en sneller zijn voldoende voor de meeste experimenten.
  3. Stel de bestandsnaam en de opslag directory in.
  4. Als de beeldvorming wordt verzameld naast gelijktijdige overname van andere variabelen (bijv. elektrocardiogram, arteriële bloeddruk, elektrofysiologie), kunnen de macro scoop en de pomp worden geprogrammeerd om te worden geactiveerd met de Data Acquisition software. Controleer of de activeringsfunctie op de macro Scope juist is voordat u doorgaat naar de volgende stap.

6. transcranial optisch beeldvormings experiment

  1. Start de Tracer infusie en de beeldvorming op hetzelfde moment.
  2. Controleer de CM canule en de PE10 tubing regelmatig op tekenen van een lek. Als er een Tracer lekt op de CM, moeten de resultaten van dit experiment worden uitgesloten.
    Opmerking: als Tracer begint te accumuleren in het cerebellum en niet de glymfatische route van de MCA reist, is het waarschijnlijk dat de CM canule in het cerebellum werd geïnjecteerd. Deze gegevens mogen niet worden opgenomen.
  3. Voor acute experimenten, na voltooiing van het experiment, verwijder de muis van de Microscoop en controleer of het nog steeds voldoende verdoiseerd. Onthoode de muis snel en oogst het hersenweefsel. Onderdompeling-Bevestig de hersenen in 4% Paraformaldehyde (PFA) 's nachts bij 4 °C.
    1. Voor chronische experimenten, zodra de beeldvorming is voltooid, verwijder de cm-lijn van de canule, spoel met steriele acsf en reseal de cm canule met een hoge temperatuur cauterisatie tip. Verwijder de muis van de hoofd standaard en zet hem terug in de kooi. Herhaal dit proces totdat verdere beeldvorming niet vereist is en volg vervolgens stap 6,3.

7. gegevensanalyse

Opmerking: op MATLAB gebaseerde analyses, zoals CSF front-tracking kunnen grote hoeveelheden kwantitatieve gegevens uit de Tracer fronten extraheren in deze Imaging datasets10,22. Deze bestandstypen kunnen echter ook eenvoudig worden geïmporteerd en geanalyseerd in open-source beeldanalyse software zoals Fiji23.

  1. Importeer de afbeeldingsstapels in Fiji met behulp van het import hulpmiddel voor bio-indelingen. Deze functie zal de metagegevens van het bestand behouden, waaronder de tijd-en pixel resolutie. Sla de afbeeldings stack op als een. TIFF-bestand.
  2. Teken handmatig een interessegebied (ROI) rond de schedel of het interessegebied met behulp van het gereedschap Veelhoek selecteren. In figuur 1g bijvoorbeeld werd een ROI afzonderlijk getekend voor de ipsilaterale en voor de contralaterale hemisfeer na een traumatisch hersenletsel. Zorg ervoor dat u de ROI toevoegt aan de ROI manager (Analyseer > tools > ROI Manager) en sla deze op.
    Opmerking: het CSF-transport kan op twee manieren worden gekwantificeerd: 1) de intensiteit van de fluorescentie in de loop van de tijd of 2), uitgedrukt als een percentage van de ROI of de totale oppervlakte (mm2) nadat een drempel is toegepast. De laatste methode (afbeelding 1h) wordt beschreven in de volgende stappen.
  3. Stel de drempelwaarde op het frame in met maximale fluorescentie (Selecteer afbeelding ≫ pas ≫ drempel aan...). Geautomatiseerde drempel methoden zoals Otsu zijn normaalgesproken goed in het opsporen van CSF Tracer. De drempelwaarde toepassen.
  4. Voordat u voorwaarts gaat, moet u ervoor zorgen dat in analyseren ≫ metingen instellen, het optie gebied en de gebieds breuk zijn geselecteerd. Selecteer vervolgens in de ROI Manager meer > Multi Measure.
  5. Converteer de waarde % Area in mm2 met behulp van de waarde van het gebied van de ROI van de uitvoer. De % gebieds waarden weerspiegelen het percentage van het dorsale corticale oppervlak met CSF Tracer.
  6. Plot CSF Tracer toestroom in mm2 als functie van de tijd.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

De CSF-toestroom wordt afgebeeld op een epifluorescerende macro Scoop (Figuur 1a), die mesoscopische beeldvorming van CSF Tracer transport in de muriene cortex mogelijk maakt. De hele-schedel Hoofdplaat maakt de visualisatie van de rostrale migratoire nasale botten, zowel frontale en pariëtale botten in het midden, en de rostrale migratoire deel van het interpariëtale bot caudally (Figuur 1b). Tijdens de beeldvorming kunnen de nasofrontale, sagittale, coronale en lambdoïde hechtingen gemakkelijk worden geïdentificeerd (figuur 1c). Zodra de infusie van de CSF-Tracer in de CM begint (figuur 1d), wordt de Tracer fluorescentie voor het eerst waargenomen in grote Pools van subarachnoïde CSF bij de basale cisterne, olfactofrontale Cisterne en de quadrigeminal cisterne bij de Pijnappel uitsparing (Figuur 1e , links). CSF tracers Voer vervolgens de hersenen langs perivasculaire ruimten van de corticale pial takken van de middelste hersenslagader (MCA) (Figuur 1e, rechts).

Transcraniële optische beeldvorming kan worden gebruikt om glymphatische functie te bestuderen na traumatisch hersenletsel (TBI)3. Muizen kregen een gematigde TBI en onmiddellijk daarna werd een fluorescerende CSF Tracer (BSA-647) geïnjecteerd in de CM24. CSF-transport werd voor 60 min. na TBI (Figuur 1f) afgebeeld. Macroscopische beeldvorming toont aan dat Tracer voor het eerst wordt gezien bij de olfactofrontale cisterne, maar glymfatische toestroom langs corticale PVSs wordt volledig afgeschaft aan de zijkant van de TBI (figuur 1g, Supp. Movie 1). Het remmende effect van TBI op de glymphatische functie is aangetoond met behulp van verschillende andere Tracer kwantificeringsmethoden en kan de relatie tussen TBI en de accumulatie van Aβ en tau ten grondslag liggen na letsel3. Kwantitatieve analyse van in vivo beelden tonen aan dat het ipsilaterale toestroom gebied bijna een derde wordt afgenomen vergeleken met het contralaterale halfrond (figuur 1h).

Figure 1
Figuur 1. Transcraniële macroscopische beeldvorming. A) Schematische voorstelling van de ingestelde macroscopische beeldvorming. B) rugzicht van de positie van de Hoofdplaat op de schedel. Het interpariëtale bot en de nasale, frontale en pariëtale botten zijn allemaal zichtbaar. C) een blootgestelde muis schedel tijdens de beeldvorming voordat de CSF Tracer is verschenen, met duidelijk alle craniale hechtingen van de intacte schedel. Schaalbalk: 1 mm (D) Schematische weergave van een zijaanzicht van de CSF-Tracer die de Cisterna magna (cm) binnenkomt en van de basale cisterne langs de glymphatische route reist. (E, linker paneel) Macroscopische beeldvorming van glymfatische toestroom in een ketamine-xylazine verdoofd wild type muis op 20 minuten post cm injectie (BSA-647; 10 μL bij 2 μl/min). CSF Tracer wordt gezien in de olfactofrontale cisterne rond de rostrale neus ader onder de nasofrontale hechting, langs enkele delen van de superieure sagittale sinus onder het sagittale hecht, en in de Pijnappel uitsparing rond de dwarse sinus onder de lambdoïde hecht. (E, rechter paneel) Digitale vergroting van de afbeelding aan de linkerkant toont de hoge ruimtelijke resolutie die is verkregen met deze microscopen. CSF Tracer reist binnen de perivasculaire ruimten van de middelste cerebrale slagader (MCA)10. Schaalbalk: 0,5 mm (F) experimentele tijdlijn. Een verdomde wild type muis kreeg een matig traumatisch hersenletsel (TBI)24 en onmiddellijk na een injectie van cm (BSA-647; 10 μL bij 2 μL/min), gevolgd door 60 min macroscopische beeldvorming. G) timelapse-beelden van CSF Tracer transport na TBI (onderbroken lijn). Schaalbalk: 1 mm (H) toestelgebied (mm2) over elke halve bol tijdens het 60-min-experiment, gekwantificeerd uit de Rois in (G), de halve bol die TBI ontving (ipsilateral) en het halfrond dat niet (contralateraal). Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Aanvullend figuur 1. Blauwdruk van aangepaste Hoofdplaat. A, B) exacte metingen (in mm) van de aangepaste kopplaat die in het Transcraniële macroscopische beeldvormings protocol wordt gebruikt. 3D-schema's van een uitgeholde Hoofdplaat (C) en een hele kopplaat (D). Klik hier om dit bestand te downloaden.

Aanvullende film 1. Timelapse-beeldvorming van CSF-transport na matig traumatisch hersenletsel aan het linker pariëtale bot. Duur: 60 min. schaalbalk: 1 mm Klik hier om dit bestand te downloaden.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

We hebben een gedetailleerd protocol beschreven voor het uitvoeren van Transcraniële CSF-beeldvorming in levende muizen met behulp van commercieel verkrijgbare fluorescerende macroscopen en tracers. Deze techniek is eenvoudig en minimaal invasief, maar toch kwantitatief. In vivo beeldvorming correleert goed met gevoelige methoden zoals vloeibare Scintillatie telling van radio-gelabelde tracers, waaronder 3H-dextran en 14C-inuline na cm levering, en met ex vivo coronale sectie kwantificering10, 18. Validatie met Two-photon microscopie toont aan dat CSF tracers gezien langs corticale bloedvaten onder de macroscoop zich primair bevinden in perivasculaire ruimten van de MCA en haar takken10. Deze CSF instroom trajecten zijn een essentieel onderdeel van het glymphatische systeem19. Hoewel deze set-ups niet in dit protocol worden behandeld, kunnen ze ook worden gebruikt om CSF-inklarings trajecten zoals de Meningeale en cervicale lymfoom25,26te beeld te krijgen.

Verbeteringen in het ontwerp van de kopplaat maakt chronische, stabiele, breed-veld beeldvorming van dezelfde muis na verloop van tijd mogelijk. De vorm, grootte en gewicht van de kopplaat kunnen voor elke specifieke toepassing worden aangepast. Met vooruitgang in lasersnijden en 3D-printen zijn er weinig beperkingen met betrekking tot de specificaties. Head plating zorgt ook voor longitudinale beeldvorming van verdoofd of wakker dieren en de mogelijkheid om beeld door middel van een intact schedel vermijdt neuro ontsteking en oedeem geassocieerd met de plaatsing van craniale of dunne schedel Windows27, 28 , 29. Dit is een belangrijk voordeel omdat stereotaxic levering van fluorescerende tracers door de cortex in het striatum of laterale ventrikels met behulp van een craniale Burr hole sterk glymphatische functie verminderen20,26. Dankzij de grote portaal-en werk afstanden van de meeste commerciële macroscopen kunnen muizen op het podium worden vastgezet in verschillende configuraties, waaronder hardloop wielen of drijvende doolhoven. Muizen kunnen worden getraind en gewend aan het hoofd vast te stellen aan de Microscoop fase tijdens de 5-7-dag herstelperiode om wakker Imaging30te vergemakkelijken.

Een van de belangrijkste beperkingen van deze methode is de lage penetratie diepte van de macro scoop in vergelijking met twee-Fobe microscopie10. Dit apparaat is in staat om slechts enkele millimeter van het corticale oppervlak onder de intacte schedel op te lossen. Hoewel dit de beeldvorming van processen die dieper in het weefsel plaatsvinden, beperkt, is het in het algemeen geen probleem voor glymatische analyses, omdat de belangrijkste routes van binnenkomst zich voornamelijk bevinden rond de belangrijkste slagaders van het dorsale corticale oppervlak. Ondanks dat het niet lukt om diepere structuren op te lossen, hebben macroscopen met hoog-efficiënte wetenschappelijke CMOS-camera's een grote fluorescentiedetectie; Ondanks dat de Tracer zich niet op het hersen oppervlak bevindt, correleert de totale fluorescentie intensiteit met de hoeveelheid Tracer gevonden in de hersenen op elk tijdstip na het begin van de CM-injectie10. Deze parameters worden verbeterd door het gebruik van verre rode, near-infrarood of infrarood tracers, omdat Imaging bij deze langere golflengten weefsel auto-fluorescentie en de verstrooiing van licht vermindert en een superieure signaal-ruis verhouding heeft dan lagere emissie golflengte fluophores. De standaard macro scope maakt Imaging van meer dan één Tracer in hetzelfde experiment mogelijk. Afhankelijk van de configuratie van de macro Scoop moet de filter koepel draaien tussen acquisities, waardoor de tijdelijke resolutie die kan worden verkregen drastisch wordt verkort. Dit kan worden verbeterd door het gebruik van instelbare Led's en een multiband filter kubus. Ondanks deze verbetering is meerkanaals beeldvorming niet echt simultaan, omdat er een vertraging is in de overname terwijl de LED wisselt tussen excitatie golflengten. Het is mogelijk om simultane tweekanaals beeldvorming te realiseren met behulp van beeldsplitsings optiek die compatibel zijn met de meeste macroscopische opstellingen; echter, deze offeren ruimtelijke resolutie door het delen van de volledige resolutie van de CMOS-camera (2048 x 2048 pixel) in twee weergave gebieden met de helft van de resolutie (1024 x 1024 pixel). Hoewel CMOS-camera's behoorlijk geschikt zijn voor dit gebruik, kan het gebruik van een CCD-camera ook op deze toepassing worden toegepast. Een extra factor die de temporele resolutie vermindert, is de blootstellingstijd die nodig is voor een adequate excitatie van de gekozen fluorophore, die normaalgesproken tussen 50-1000 MS varieert. Dit kan verder worden geoptimaliseerd door gebruik te maken van 2x2 of 4x4 pixel binning, waardoor de belichtingstijd en verhoogt de framesnelheid ten koste van de ruimtelijke resolutie. Ondanks deze beperkingen, Transcraniële macroscopische meerkanaals beeldvorming is geschikt voor het bereiken van framesnelheden tussen 10-20 Hz met hoge ruimtelijke resolutie.

Recente voorbeelden in Transcraniële macroscopische beeldvorming hebben gebruik gemaakt van aquaporin-4 (AQP4) knock-out muizen10,20 en bloedplaatjes-afgeleide groeifactor b (pdgf-B) retentie motief Knockout muizen22 om aan te tonen hoe belangrijk AQP4 en PDGF-B in het glymphatische systeem. De studies gebruikten C57Bl6 wild type muizen om te vergelijken met de knock-outmuis lijnen. Ze overlopen de muizen voor een duur van 30 min met behulp van fluorescerende tracers en de resultaten concludeerden dat de afdeklijnen de CSF-instroom drastisch hadden verlaagd in vergelijking met wild typen.

Deze eigenschappen maken Transcraniële optische beeldvorming een ideale techniek om CSF-transport te bestuderen, vooral tussen 2 of meer cohorten van dieren. Het maakt metingen van intracisternale Tracer kinetiek in levende muizen mogelijk op een micron schaal resolutie, tegen een fractie van de kosten van andere in vivo beeldvormings modaliteiten. Deze techniek maakt de studie van het glymphatische systeem op een fysiologische, niet-invasieve manier mogelijk en is nuttig geweest bij het helpen van een aantal factoren die zijn functie in gezondheid en ziekte reguleren10,20,25 . Het meest opwindende kenmerk is echter het potentieel om toekomstige vragen over CSF-hydrodynamica te beantwoorden.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

De auteurs hebben niets te onthullen.

Acknowledgments

Dit werk werd gefinancierd door het National Institute of neurologische aandoeningen and Stroke en het National Institute on Aging (U.S. National Institutes of Health; R01NS100366 en RF1AG057575 tot MN), het trans-Atlantisch netwerken van uitmuntendheid-programma van de Fondation Leducq en het EU Horizon 2020-onderzoeks-en innovatieprogramma (Grant No. 666881; SVDs @ target). Ook willen we dan Xue bedanken voor deskundige hulp bij grafische illustraties.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
0.25% Bupivacaine HCl University of Rochester Vivarium
100 µL Gastight Syringe Model 1710 TLL, PTFE Luer Lock Hamilton Company 81020
A-M Systems Dental Cement Powder Fisher Scientific NC9991371
Carprofen University of Rochester Vivarium
Chlorhexidine Prevantics B10800
CMOS Camera Hammamatsu ORCA Flash 4.0
Head Plate University of Rochester No catalog # Custom made at the machine shop at the University of Rochester
High-Temperature Cautery Bovie Medical Corporation AA01
Insta-set Accelerator Bob Smith Industries BSI-151
Isoflurane - Fluriso Vet One 502017 University of Rochester Vivarium
Ketamine Strong Memorial Hospital Pharmacy
Krazy Glue Elmer's Products, Inc No catalog #, see link in comments https://www.amazon.com/Krazy-Glue-KG48348MR-Advance-Multicolor/dp/B000BKO6DG
Micropore Surgical tape Fisher Scientific 19-027-761
Paraformaldehyde Sigma-aldrich P6148
PE10 - Polyethylene .011" x .024" per ft., 100 ft. continuous Braintree Scientific PE10 100 FT
Pump 11 Elite Infusion Only Dual Syringe Harvard Apparatus 70-4501
PURALUBE VET OINTMENT Dechra
Puritan PurSwab Cotton Tipped Cleaning Sticks Fisher Scientific 22-029-553
Research Macro Zoom Microscope Olympus MVX10
Simple Head Holder Plate (for mice) Narishige International USA Inc MAG-1
Single-use Needles, BD Medical VWR BD305106
Sterile Alcohol Prep Pads Fisher Scientific 22-363-750
Tunable LED PRIOR Lumen 1600-LED
Xylazine University of Rochester Vivarium

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Tumani, H., Huss, A., Bachhuber, F. The cerebrospinal fluid and barriers - anatomic and physiologic considerations. Handbook of Clinical Neurology. 21-32 (2017).
  2. Jessen, N. A., Munk, A. S., Lundgaard, I., Nedergaard, M. The Glymphatic System: A Beginner's Guide. Neurochemical Research. 40, (12), 2583-2599 (2015).
  3. Iliff, J. J., et al. Impairment of glymphatic pathway function promotes tau pathology after traumatic brain injury. The Journal of Neuroscience. 34, (49), 16180-16193 (2014).
  4. Iliff, J. J., et al. A paravascular pathway facilitates CSF flow through the brain parenchyma and the clearance of interstitial solutes, including amyloid beta. Science Translational Medicine. 4, (147), (2012).
  5. Louveau, A., et al. Structural and functional features of central nervous system lymphatic vessels. Nature. 523, (7560), 337-341 (2015).
  6. Peng, W., et al. Suppression of glymphatic fluid transport in a mouse model of Alzheimer's disease. Neurobiology of Disease. 93, 215-225 (2016).
  7. Da Mesquita,, S,, et al. Functional aspects of meningeal lymphatics in ageing and Alzheimer's disease. Nature. 560, (7717), 185-191 (2018).
  8. Gaberel, T., et al. Impaired glymphatic perfusion after strokes revealed by contrast-enhanced MRI: a new target for fibrinolysis. Stroke. 45, (10), 3092-3096 (2014).
  9. Xavier, A. L. R., et al. Cannula Implantation into the Cisterna Magna of Rodents. Journal of Visualized Experiments. 10, (135), (2018).
  10. Plog, B. A., et al. Transcranial optical imaging reveals a pathway for optimizing the delivery of immunotherapeutics to the brain. JCI Insight. 3, (23), (2018).
  11. Kress, B. T., et al. Impairment of paravascular clearance pathways in the aging brain. Annals of Neurology. 76, (6), 845-861 (2014).
  12. Mestre, H., et al. Flow of cerebrospinal fluid is driven by arterial pulsations and is reduced in hypertension. Nature Communications. 9, (1), 4878 (2018).
  13. Xie, L., et al. Sleep drives metabolite clearance from the adult brain. Science. 342, (6156), 373-377 (2013).
  14. Plog, B. A., Nedergaard, M. The Glymphatic System. in Central Nervous System Health and Disease: Past, Present, and Future. Annual Review of Pathology. 13, 379-394 (2018).
  15. Iliff, J. J., et al. Brain-wide pathway for waste clearance captured by contrast-enhanced MRI. Journal of Clinical Investigation. 123, (3), 1299-1309 (2013).
  16. Davoodi-Bojd, E., et al. Modeling glymphatic system of the brain using MRI. Neuroimage. 188, 616-627 (2019).
  17. Lee, H., et al. The Effect of Body Posture on Brain Glymphatic Transport. The Journal of Neuroscience. 35, (31), 11034-11044 (2015).
  18. Hablitz, L. M., et al. Increased glymphatic influx is correlated with high EEG delta power and low heart rate in mice under anesthesia. Science Advances. 5, (2), (2019).
  19. Rasmussen, M. K., Mestre, H., Nedergaard, M. The glymphatic pathway in neurological disorders. The Lancet Neurology. 17, (11), 1016-1024 (2018).
  20. Mestre, H., et al. Aquaporin-4-dependent glymphatic solute transport in the rodent brain. Elife. 7, (2018).
  21. Monai, H., et al. Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain. Nature Communications. 7, 11100 (2016).
  22. Munk, A. S., et al. PDGF-B Is Required for Development of the Glymphatic System. Cell Reports. 26, (11), 2955-2969 (2019).
  23. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9, (7), 676-682 (2012).
  24. Ren, Z., et al. Hit & Run' model of closed-skull traumatic brain injury (TBI) reveals complex patterns of post-traumatic AQP4 dysregulation. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 33, (6), 834-845 (2013).
  25. Plog, B. A., et al. Biomarkers of traumatic injury are transported from brain to blood via the glymphatic system. The Journal of Neuroscience. 35, (2), 518-526 (2015).
  26. Ma, Q., Ineichen, B. V., Detmar, M., Proulx, S. T. Outflow of cerebrospinal fluid is predominantly through lymphatic vessels and is reduced in aged mice. Nature Communications. 8, (1), 1434 (2017).
  27. Roth, T. L., et al. Transcranial amelioration of inflammation and cell death after brain injury. Nature. 505, (7482), 223-228 (2014).
  28. Xu, H. T., Pan, F., Yang, G., Gan, W. B. Choice of cranial window type for in vivo imaging affects dendritic spine turnover in the cortex. Nature Neuroscience. 10, (5), 549-551 (2007).
  29. Ma, Q., et al. Rapid lymphatic efflux limits cerebrospinal fluid flow to the brain. Acta Neuropathologica. 137, (1), 151-165 (2019).
  30. Silasi, G., Xiao, D., Vanni, M. P., Chen, A. C., Murphy, T. H. Intact skull chronic windows for mesoscopic wide-field imaging in awake mice. Journal of Neuroscience Methods. 267, 141-149 (2016).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics