Inrättande av patienter med Ventrikelhärledd xenograft-modell och primära cellinjer

* These authors contributed equally
Cancer Research

Your institution must subscribe to JoVE's Cancer Research section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Det aktuella protokollet beskriver metoder för att etablera patient-härledda xenograft (PDX) modeller och primär cancer cellinjer från kirurgiska magcancer prover. Metoderna ger ett användbart verktyg för läkemedelsutveckling och forskning om cancerbiologi.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Lu, J. h., Wang, Y., Meng, Q., Zeng, Z. l. Establishment of Gastric Cancer Patient-derived Xenograft Models and Primary Cell Lines. J. Vis. Exp. (149), e59871, doi:10.3791/59871 (2019).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Användningen av prekliniska modeller för att främja vår förståelse av tumörbiologi och undersöka effekten av terapeutiska medel är nyckeln till cancerforskning. Även om det finns många etablerade ventrikelcancer cellinjer och många konventionella transgena musmodeller för preklinisk forskning, nackdelarna med dessa in vitro-och in vivo modeller begränsa sina ansökningar. Eftersom egenskaperna hos dessa modeller har förändrats i kulturen, de inte längre modell tumör heterogenitet, och deras svar har inte kunnat förutsäga svar på människor. Sålunda utvecklas alternativa modeller som bättre representerar tumörheterogenitet. Patient-härledda xenograft (PDX) modeller bevara histologiskt utseende av cancerceller, behålla intratumorala heterogenitet, och bättre återspegla de relevanta mänskliga komponenterna i tumören mikromiljö. Emellertid, det tar vanligtvis 4-8 månader att utveckla en PDX-modell, som är längre än den förväntade överlevnaden för många mag-patienter. Av denna anledning, inrättande primär cancer cellinjer kan vara en effektiv kompletterande metod för läkemedelssvar studier. Det aktuella protokollet beskriver metoder för att etablera PDX-modeller och primär cancer cellinjer från kirurgiska ventrikelcancerprover. Dessa metoder ger ett användbart verktyg för läkemedelsutveckling och forskning om cancerbiologi.

Introduction

Ventrikelcancer är den femte vanligaste cancer världen och den tredje ledande orsaken till cancer död. I 2018, över 1 000 000 nya fall av ventrikelcancer diagnostiserades globalt, och uppskattningsvis 783 000 människor dödades av denna sjukdom1. Incidensen och dödligheten i magsäckscancer är fortfarande mycket hög i nordöstra asiatiska länder2,3. Trots betydande framsteg inom området cancer Therapeutics är prognosen för patienter med framskriden ventrikelcancer fortfarande dålig, med en femårig överlevnadsgrad på cirka 25%4,5,6, 7,. Därför finns det ett brådskande behov av att utveckla nya terapeutiska strategier för magsäckscancer

Behandling av ventrikelcancer är utmanande på grund av dess höga heterogenitet8,9. Således, frågan om hur man ska hantera utmaningarna med tumör heterogenitet att inse precisionsmedicin är centralt för cancerforskning. In vitro-och in vivo-modeller spelar avgörande roller för att belysa de heterogena mekanismerna och biologi av magsäckscancer. Men även om det finns många magcancer cellinjer och många konventionella transgena musmodeller för preklinisk forskning, nackdelarna med dessa modeller begränsa sina ansökningar10. Eftersom egenskaperna hos dessa modeller har förändrats i kulturen, de inte längre modell tumör heterogenitet, och deras svar har inte kunnat förutsäga svar på människor11. Dessa frågor begränsar allvarligt möjligheten att identifiera undergrupper av cancerpatienter som kommer att reagera på riktade läkemedel. Den kortsiktiga kulturen i primära tumörer ger ett relativt snabbt och personligt sätt att undersöka cancer farmakologiska egenskaper, vilket sannolikt kommer att vara kännetecknande för personlig cancerbehandling.

Patientbaserade xenograft (pdxs) föredras som en alternativ preklinisk modell för läkemedelsresponsprofilering12. Dessutom PDX modeller erbjuder ett kraftfullt verktyg för att studera initiering och progression av cancer13,14. PDX modeller bevara histologiskt utseende av cancerceller, behålla intratumorala heterogenitet, och bättre återspegla de relevanta mänskliga komponenterna i tumören mikromiljö15,16. Begränsningen av de allmänt använda PDX-modellerna är dock den låga framgångs graden för att etablera och seriellt sprida humana solida tumörer. I denna studie beskrivs anständigt framgångsrika metoder för upprättande av PDX-modeller och primära cellinjer.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Denna mänskliga studie godkändes av den institutionella etikprövningsnämnden för Sun Yat-sen University Cancer Center (SYSUCC, Guangzhou, Kina). Den djura studien godkändes av den institutionella djuromsorg och användning kommittén för Sun Yat-sen University. Anmärkning: alla experiment utfördes i enlighet med relevanta lagar och institutionella riktlinjer, inklusive riktlinjen för skydd av arbets exponering mot blodburna patogener.

1. provberedning

  1. Få magcancer vävnader (P0 = passage 0) direkt från operationen. Tumören provet bör vara större än 0,5 cm3.
  2. Förbered 3-4 mL av stamlösning: till exempel, RPMI-1640 medium (1x) kompletteras med 10% foster bovint serum (FBS), 100 U/mL penicillin och 0,1 mg/mL streptomycin.
  3. Placera det färska tumörprovet i stamlösningen vid 4 ° c i högst 4 timmar.

2. upprättande av PDX-modell (figur 1)

  1. För att säkerställa ett sterilt kirurgiskt område, desinficera alla material med ultraviolett ljus i mer än 30 min före överföring till djur laboratoriet.
    Anmärkning: operationssalen måste desinficeras med ultraviolett ljus i 30 min, innan vi rengör skrivbordet med dikloro isocyanurinsyra natriumsuppositoria desinfektionsmedel. Sedan povidon-jod används för att desinficera huden.
  2. Med hjälp av tång och sax, noggrant dissekera tumör vävnader och trimma dem i flera små bitar (ca 1 mm3 kuber) under sterila förhållanden.
  3. Anesthetize kvinnliga 5-till 7-veckors-Old NOD-SCID-IL2rg (NSG) möss genom exponering för 1-1.5% isofluran med en anestesi maskin.
    1. Anesthetize musen tills det slutar kämpar men upprätthåller även andning.
      Obs: 50 mL-röret är en enkel utrustning som fungerar ungefär som en anestesi maskin. Användning av veterinärmedicinska ögonsalva för att förhindra torrhet är onödigt på grund av den korta drifttiden.
  4. Gör en 1 cm snitt på båda dorsala flanker med hjälp av steril sax, och implantat en tumör bit i varje flank av musen.
    1. För att säkerställa att tumören pjäs inte glider ut, Använd sterila Pinkett att störa den subkutana vävnaden. Sedan, klipp en bit av tumörvävnad, och placera den i djup plats.
  5. Stäng implantatområdet genom subkutan sutur med kirurgiska sutur nålar, och markera mus öron med märkta öronmärken
  6. Sterilisera såret med jod.
  7. Placera försiktigt möss i en tom bur efter operationen och samtidigt bibehålla sternala recumbency. Ägna noggrann uppmärksamhet åt mössen; de vaknar och börjar gå ca 3-4 min senare. Placera möss som genomgick kirurgi i en annan ny bur separerade från dem som inte utsätts för kirurgi.
  8. Bedöm tumörstorlek genom palpation av implantationsstället. Mäta tumörer med en Vernier bromper två gånger i veckan.
  9. När tumören når 10 mm i diameter, djuret villkoret förvärras, eller tumören ulcerates, euthanize musen med en IRB godkänd metod. Reimplant skördade färska tumör fragment i 2 nya möss för passaging, eller tillfälligt lagra proverna i PBS på is för isolering av primära cellinjer.

3. vävnad frysförvaring

Obs: denna del hänvisar främst till metoderna för den levande vävnad kit Cryo kit. De viktigaste kit och utrustning är listade i tabellen av material.

  1. Euthanize möss med en IRB godkänd metod när tumören är större än 10 mm i diameter.
  2. Med hjälp av sterila pinteppar och sax, sakta isolera tumören från möss.
  3. Tvätta tumör vävnader med DPBS i en 10 cm skålen. Dissekera och ta bort nekrotiska områden, fettvävnad, blodproppar och bindväv med pinkoppar och sax.
  4. Skär tumör vävnader till en maximal 1 mm tjocklek med en mögel.
  5. Tvätta skivorna med DPBS i en 10 cm skålen.
    Anmärkning: förglasnings processen innebär användning av tuber märkta v1/v2/v3 i steg 3.6-3.8. Huvudingredienserna är DMSO och sackaros.
  6. Överför skivorna till tub v1 med tång och Inkubera röret vid 4 ° c i 4 min. rulla och vänd röret en kort stund och placera det vid 4 ° c i ytterligare 4 minuter.
  7. Häll v1 lösning och skivor i en 10 cm skålen. Överför skivorna till tub v2 med tång och Inkubera röret v2 vid 4 ° c i 4 min. rulla och vänd röret en kort stund och placera det vid 4 ° c i ytterligare 4 minuter.
  8. Häll v2-lösningen och skivor i en 10 cm skålen. Överför skivorna till tub v3 med Pinkett och Inkubera röret vid 4 ° c i 5 min. rulla och vänd röret kort och placera det vid 4 ° c i minst 5 min. se till att skivorna alla sjunker till botten av röret.
    1. Om flera skivor förblir flytande, rulla och Invertera röret kort och placera röret vid 4 ° c igen tills alla skivor sjunker helt. om det behövs, kassera de flytande skivorna.
  9. Häll v3 lösning och skivor i en 10 cm skålen.
  10. Skär vävnads hållarna till rätt längd, och placera dem på steril gasväv. Överför skivorna till hållarna. Linda hållarna med gasväv, och placera dem i flytande kväve med hjälp av tång, följt av inkubering för 5 min.
  11. Märk de kryogena flaskorna med vävnads informationen.
  12. Överför hållarna med vävnads skivor till kryogena injektionsflaskor, som förvaras i flytande kväve.

4. isolering av primärceller (figur 2)

  1. Sterilisera pinps och sax med högtrycksånga vid 121 ° c i 30 min.
  2. Resect ventrikelcancer prover från resected prover eller skördas PDX vävnader. Placera vävnaderna på is, och sedan överföra vävnaderna till en 10 cm steril kultur skålen.
  3. Dissekera och ta bort nekrotiska områden, fettvävnad, blodproppar och bindväv med pinkoppar och sax.
  4. Tvätta tumör vävnader en gång med DPBS som innehåller 100 U/mL penicillin och 0,1 mg/mL streptomycin i en 10 cm skålen.
  5. Skär tumör vävnad i 1 mm3 stycken på locket på skålen; den maximala tjockleken på varje del ska vara 1 mm.
  6. Överför vävnaderna till ett 50 mL centrifugeringsrör med cirka 7 mL typ 1-kollagenas och trypsin (1:14) lösning. Vortex blandningen kortfattat.
  7. Inkubera röret i ett vattenbad vid 37 ° c för 30-40 min. Vortex blandningen var 5 min.
  8. Tillsätt en lika stor volym av RPMI-1640 medium (1x) kompletterad med 10% FBS till röret. Vortexblanda blandningen grundligt.
  9. Överför blandningen till ett nytt 50 mL centrifugeringsrör genom långsam filtrering genom ett 40 μm filter.
    Obs: Använd 40 μm filter för att säkerställa en högre andel av cancerceller. Vid behov kan 100 μm-filter användas för att bevara fler typer av celler, till exempel immunologiska celler.
  10. Centrifugera filtrat vid 113-163 x g för 5-7 min vid RT. Ta försiktigt bort supernatanten.
  11. Tvätta pelleten med 5 mL PBS och ta försiktigt bort supernatanten.
  12. Om pelleten är röd, den innehåller många erytrocyter. Omsuspendera försiktigt pelleten med 500 μL av den röda blod cells lysbufferten. Efter en 5 min inkubation, tillsätt 5 mL PBS och ta försiktigt bort supernatanten.
  13. Omsuspendera pelleten med odlingssubstrat och överför blandningen till en steril 10 cm skål.
  14. Ersätt mediet med serum innehållande medium var 2-3 dagar.
  15. Passage de primära cellerna med trypsin/EDTA när de når 50% Confluence.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Här, tumör vävnader från en operation bevarades i lagerlösning tills nästa steg. Inom 4 timmar, tumör vävnader var skuren i små bitar och implanteras i dorsala flanker av NSG möss som hade bedövningsmedel med isoflurane-indränkt bomull. Tumörer större än 1 cm3 kan resected för implantation till nya möss (figur 1) eller skivade försiktigt och bevaras i flytande kväve efter protokollet. I denna studie, den första generationens tumörer växte långsammare än de i senare generationer, tar 3 veckor eller längre att nå lämplig storlek. Andelen framgångsrika första generationens subkutan tumör bildning var större än 80%. Vi bekräftade cancercellernas identitet från PDX-modeller med H & E färgning i Mikroskop (figur 3c). Slutligen, framgången för tumör bildning från kryopreserverad tumör vävnad var cirka 95%.

Primära cancerceller isolerades som ett annat sätt att undersöka den enskilda tumören. Cellerna isolerades från antingen operativa preparat eller PDX-modeller. Tumörvävnaderna tvättades med DPBS och styckades i bitar. Vävnads fragmenten smältes noggrant med typ 1 kollagenas och trypsin (1:14) före filtrering. Efter att ha avlägsnat erytrocyter, var cellerna odlade på samma sätt som andra cancerceller. De överlevande mesenkymala cellerna dör i efterföljande passager (figur 2). Baserat på skillnader i morfologi, vi kan lätt känna igen tumörceller. Normala celler har en enhetlig form och storlek, men cancerceller finns i olika storlekar och former. Dessutom, i cancerceller, kärnan har oregelbundna strukturer och en relativt liten cytoplasma. Därför autentiserades primär cellerna oberoende av två patologer i Mikroskop (figur 3a). För ytterligare bekräftelse användes H & E-färgning för att observera cancercellmorfologi efter fixering (figur 3b). Graden av lyckad isolering av primära cellinjer var cirka 40%. De primära cellerna måste vara framgångbara 4 eller 5 gånger efter isoleringen, och patologisk autentisering behövs. Dessa steg kan ta cirka 20 dagar.

Figure 1
Figur 1. Schema för inrättande av patient-härledda xenograft (PDX) modeller.
För att framgångsrikt etablera PDX-modeller, återförvisa tumör massorna i operationssalen för omedelbar bearbetning. Dela upp tumören i flera små bitar. Sätt isoflurane-indränkt bomullstussar i en 50 mL tub för att söva möss, och skära sår i rygg flanker. Blunt dissekera subkutana vävnader med pinps, och använda tång för att placera en bit av tumören subkutant bort från såret. Sutur och sterilisera såren. Anestesi processen kräver noggrann övervakning av mus vitala tecken, såsom andningsfrekvens. Vänligen klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figure 2
Figur 2. Schema för isolering av primära celler.
Få tumörprover från operationssalen. Snabbt tvätta tumör vävnader, och skär dem i bitar. Smälta tumörproverna med typ 1 kollagenas och trypsin vid 37 ° c för 30-40 min, blanda röret var 5 min. Tillsätt sedan en lika stor mängd medium med 10% FBS, Centrifugera blandningen och Placera filtratet i ett nytt rör. Ta bort supernatanten och tvätta pelleten. Baserat på färgen på pelleten, besluta om att lyse röda blodkroppar. Överför pelleten till en ny 10 cm steril maträtt, och odla cellerna i flera passager före cancer cell screening. Vänligen klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figure 3
Figur 3. Autentisering av primära cancerceller.
A) primär cells bilder från GC-patienter. Cellerna isolerades direkt från färska vävnader och blint mer än 5 gånger. Skalstreck: 200 μm (vänster), 100 μm (mitten) och 50 μm (höger). Bbilder av H & E-färgade primära magcancer celler. Skalstreck: 500 μm (vänster), 200 μm (mitten) och 100 μm (höger). Cbilder på H & E-färgade PDX-tumörer. Skalstreck: 500 μm (vänster), 200 μm (mitten) och 100 μm (höger). Vänligen klicka här för att se en större version av denna siffra.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Ventrikelcancer är en aggressiv sjukdom med begränsade terapeutiska alternativ; Således har modeller av ventrikelcancer blivit en kritisk resurs för att möjliggöra funktionella forskningsstudier med direkt översättning till kliniken4,8,17. Här har vi beskrivit metoderna och protokollet för att etablera magcancer PDX-modeller och primära cellinjer. Viktigare, både morfologiska och biologiska egenskaper ventrikelcancer prover var mestadels kvar i PDX modellerna.

Det finns några kritiska punkter i protokollet för upprättande av PDX-modeller som måste betonas för att öka inympningen. NSG (nod-scid-IL2rg) möss rekommenderas som immunbrist musmodell eftersom dessa möss är mer allvarligt immunsupprimerade och är bristfällig i T, B och NK-celler18,19,20,21. Dessutom, på grund av den allvarliga immunbrist av möss, sterilitet måste upprätthållas i alla experiment. Alla verktyg, inklusive pinps och sax, måste hållas sterila. NSG-möss bör uppfödda med låg densitet för att undvika infektion. Dessutom, många faktorer kan också påverka tumör bildning, såsom urvalsstorlek, andel av mesenkymala celler i preparatet, och implantation webbplats.

En viktig aspekt i upprättandet av primära cancerceller är sterilitet. Dessutom, eftersom mesenkymala celler brukar växa snabbare än primära cancerceller, celler kan behöva blint i flera generationer tills mesenkymala celler dör ut. Slutligen måste de odlade cellerna autentiseras.

Vi använde den förglasade frysförvaring metod för att bevara PDX tumör prover. De viktigaste fördelarna med denna konserveringsmetod är följande: 1) långtidsförvaring efter frysning är möjlig (ca 10 år); 2) morfologin efter Tina är förenlig med den i färsk vävnad; 3) primära tumörceller kan fortfarande isoleras efter upptining; 4) tumör-formation förmåga PDXs förblir i stort sett oförändrad före och efter cryopreservation; 5) vävnaderna kan användas för att göra frysta sektioner och kan fixeras med paraffin; 6) DNA, RNA och protein aktivitet bevaras; och 7) denna metod är tillämplig för både kirurgiska prover och biopsi vävnader.

Den största begränsningen av PDX modeller innebär användning av immunsupprimerade möss, som kan dämpa effekten av tumören mikromiljö på tumörtillväxt och drog svar och därmed begränsa tillämpningen av PDX modeller i screening immunmodulerande medel. Dessutom, det tar normalt 4-8 månader att utveckla en PDX-modell, som är längre än den förväntade överlevnaden för många mag-patienter. Av denna anledning, inrättande primär cancer cellinjer kan vara en effektiv kompletterande metod för läkemedelssvar studier.

PDX modeller och primära cellinjer blir en integrerad del av läkemedelsutveckling och initiering och progression av tumörbiologi forskning. Dessa modeller erbjuder mer exakta representationer av mänsklig cancer än traditionella cancer cellinjer och har potential att förbättra den prekliniska utvärderingen av nya cancerbehandlingar. Dessutom kan dessa modeller vara användbara för att jämföra molekylära egenskaper eller tumör signaturer mellan olika undergrupper av cancerpatienter. Det råder ingen tvekan om att dessa verktyg så småningom kommer att spela en bredare roll i läkemedelsutveckling och cancerbiologi forskning.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Författarna har inget att avslöja.

Acknowledgments

Detta arbete stöddes av National Natural Science Foundation i Kina (81572392); Kinas nationella centrala forsknings-och utvecklingsprogram (2016YFC1201704); Spets-topp vetenskaplig och teknisk nyskapande ungdom talangerna av Guangdong speciell stöd program (2016TQ03R614).

Vi tackar särskilt Guangzhou Sagene Biotech co., Ltd för stöd i utarbetandet av siffrorna.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
40 μm Cell Strainer Biologix, Shandong, China 15-1040
Biological Microscope OLYMPUS, Tokyo, Japan OLYMPUS CKX41
Centrifuge Eppendorf, Mittelsachsen, Germany. 5427R
CO2 Incubator Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, California, USA HERACELL 150i
DPBS Basalmedia Technology, Shanghai, China L40601
Electro-Thermostatic Water Cabinet Yiheng, Shanghai, China DK-8AXX
Fetal bovine serum Wisent Biotechnology, Vancouver, Canada 86150040
Isoflurane Baxter, China CN2L9100
Live Tissue Kit Cryo Kit Celliver Biotechnology, Shanghai, China LT2601
Live Tissue Thaw Kit Celliver Biotechnology, Shanghai, China LT2602
NSG Biocytogen, Beijing, China B-CM-002-4-5W
Penicilin&streptomycin Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, California, USA 15140122
Red blood cell lysis buffer Solarbio, Beijing, China R1010
RPMI-1640 medium Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, California, USA 8118367
Surgical Suture Needles with Thread LingQiao, Ningbo, China 3/8 arc 4×10
Tissue-processed molds and auxiliary blades Celliver Biotechnology, Shanghai, China LT2603
Trypsin-EDTA Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, California, USA 2003779
Type 1 collagenase Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, California, USA 17100017

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Bray, F., et al. Global cancer statistics 2018: GLOBOCAN estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries. Ca-a Cancer Journal for Clinicians. 68, (6), 394-424 (2018).
  2. Sugano, K. Screening of gastric cancer in Asia. Best Practive & Research in Clinical Gastroenterology. 29, (6), 895-905 (2015).
  3. Nikfarjam, Z., et al. Demographic survey of four thousand patients with 10 common cancers in North Eastern Iran over the past three decades. Asian Pacific Journal of Cancer Prevention. 15, (23), 10193-10198 (2014).
  4. Coccolini, F., et al. Advanced gastric cancer: What we know and what we still have to learn. World Journal of Gastroenterology. 22, (3), 1139-1159 (2016).
  5. Goetze, O. T., et al. Multimodal treatment in locally advanced gastric cancer. Updates in Surgery. 70, (2), 173-179 (2018).
  6. Graziosi, L., Marino, E., Donini, A. Multimodal Treatment of Locally Advanced Gastric Cancer: Will the West Meet the East? Annals of Surgical Oncology. 26, (3), 918 (2019).
  7. Choi, Y. Y., Noh, S. H., Cheong, J. H. Evolution of Gastric Cancer Treatment: From the Golden Age of Surgery to an Era of Precision Medicine. Yonsei Medical Journal. 56, (5), 1177-1185 (2015).
  8. Zhang, W. TCGA divides gastric cancer into four molecular subtypes: implications for individualized therapeutics. Chinese Journal of Cancer Research. 33, (10), 469-470 (2014).
  9. Tirino, G., et al. What's New in Gastric Cancer: The Therapeutic Implications of Molecular Classifications and Future Perspectives. International Journal of Molecular Sciences. 19, (9), (2018).
  10. Roschke, A. V., et al. Karyotypic complexity of the NCI-60 drug-screening panel. Cancer Research. 63, (24), 8634-8647 (2003).
  11. Wilding, J. L., Bodmer, W. F. Cancer cell lines for drug discovery and development. Cancer Research. 74, (9), 2377-2384 (2014).
  12. Siolas, D., Hannon, G. J. Patient-derived tumor xenografts: transforming clinical samples into mouse models. Cancer Research. 73, (17), 5315-5319 (2013).
  13. Xu, C., et al. Patient-derived xenograft mouse models: A high fidelity tool for individualized medicine. Oncology Letters. 17, (1), 3-10 (2019).
  14. Lai, Y., et al. Current status and perspectives of patient-derived xenograft models in cancer research. Journal OF Hematology & Oncology. 10, (1), 106 (2017).
  15. Kawaguchi, T., et al. Current Update of Patient-Derived Xenograft Model for Translational Breast Cancer Research. Journal of Mammary Gland Biology and Neoplasia. 22, (2), 131-139 (2017).
  16. Cassidy, J. W., Caldas, C., Bruna, A. Maintaining Tumor Heterogeneity in Patient-Derived Tumor Xenografts. Cancer Research. 75, (15), 2963-2968 (2015).
  17. Liu, X., Meltzer, S. J. Gastric Cancer in the Era of Precision Medicine. Cellular and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 3, (3), 348-358 (2017).
  18. Shultz, L. D., et al. Human cancer growth and therapy in immunodeficient mouse models. (7), Cold Spring Harbor. 694-708 (2014).
  19. McDermott, S. P., et al. Comparison of human cord blood engraftment between immunocompromised mouse strains. Blood. 116, (2), 193-200 (2010).
  20. Ito, M., et al. NOD/SCID/gamma (c) (null) mouse: an excellent recipient mouse model for engraftment of human cells. Blood. 100, (9), 3175-3182 (2002).
  21. Wege, A. K., et al. Co-transplantation of human hematopoietic stem cells and human breast cancer cells in NSG mice: a novel approach to generate tumor cell specific human antibodies. MAbs. 6, (4), 968-977 (2014).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics