Oprichting van maagkanker patiënten afgeleide xenograft modellen en primaire cellijnen

* These authors contributed equally
Cancer Research

Your institution must subscribe to JoVE's Cancer Research section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Het huidige protocol beschrijft methoden voor de vaststelling van de patiënt afgeleide xenotransplantaatmodellen is (PDX) modellen en primaire kanker cellijnen van chirurgische maagkanker monsters. De methoden bieden een nuttig instrument voor de ontwikkeling van geneesmiddelen en Kankerbiologie onderzoek.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Lu, J. h., Wang, Y., Meng, Q., Zeng, Z. l. Establishment of Gastric Cancer Patient-derived Xenograft Models and Primary Cell Lines. J. Vis. Exp. (149), e59871, doi:10.3791/59871 (2019).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Het gebruik van preklinische modellen om ons begrip van de tumor biologie te leren en de werkzaamheid van therapeutische middelen te onderzoeken is de sleutel tot kankeronderzoek. Hoewel er veel gevestigde maagkanker cellijnen en vele conventionele transgene muismodellen voor preklinisch onderzoek, de nadelen van deze in vitro en in vivo modellen beperken hun toepassingen. Omdat de kenmerken van deze modellen zijn veranderd in de cultuur, ze niet langer model tumor heterogeniteit, en hun reacties zijn niet in staat om reacties te voorspellen bij de mens. Zo worden alternatieve modellen ontwikkeld die een betere tumor heterogeniteit vormen. Patiënt-afgeleide xenotransplantaatmodellen is (PDX) modellen behouden de histologische verschijning van kankercellen, behouden intratumoreel heterogeniteit, en beter weerspiegelen de relevante menselijke componenten van de tumor micro omgeving. Het duurt echter meestal 4-8 maanden om een PDX-model te ontwikkelen, dat langer is dan het verwachte voortbestaan van veel maag patiënten. Om deze reden, het opzetten van primaire kanker cellijnen kan een effectieve complementaire methode voor drug Response studies. Het huidige protocol beschrijft methoden voor het vaststellen van PDX-modellen en primaire kankercellijnen van chirurgische maagkanker monsters. Deze methoden bieden een nuttig instrument voor de ontwikkeling van geneesmiddelen en Kankerbiologie onderzoek.

Introduction

Maagkanker is de vijfde meest voorkomende kanker wereldwijd en de derde belangrijkste oorzaak van kanker dood. In 2018 werden wereldwijd meer dan 1.000.000 nieuwe gevallen van maagkanker gediagnosticeerd en werden naar schatting 783.000 mensen gedood door deze ziekte1. De incidentie en sterfte van maagkanker blijft zeer hoog in Noordoost-Aziatische landen2,3. Ondanks aanzienlijke vooruitgang op het gebied van kanker therapeuten, blijft de prognose van patiënten met gevorderde maagkanker slecht, met een overlevingspercentage van vijf jaar van ongeveer 25%4,5,6, 7,. Er is dus dringend behoefte aan de ontwikkeling van nieuwe therapeutische strategieën voor maagkanker

De behandeling van maagkanker is een uitdaging vanwege de hoge heterogeniteit8,9. Zo is de vraag hoe de uitdagingen van tumor heterogeniteit aan te pakken om precisie geneeskunde te realiseren centraal in kankeronderzoek. In vitro en in vivo modellen spelen cruciale rollen in het verhelderend zijn van de heterogene mechanismen en biologie van maagkanker. Echter, hoewel er tal van maagkanker cellijnen en vele conventionele transgene muismodellen voor preklinisch onderzoek, de nadelen van deze modellen beperken hun toepassingen10. Omdat de kenmerken van deze modellen zijn veranderd in de cultuur, ze niet langer model tumor heterogeniteit, en hun reacties zijn niet in staat om reacties te voorspellen bij de mens11. Deze kwesties beperken de mogelijkheid van het identificeren van subgroepen van kankerpatiënten die zullen reageren op gerichte drugs. De korte-termijn cultuur van primaire tumoren biedt een relatief snelle en gepersonaliseerde manier om te onderzoeken antikanker farmacologische eigenschappen, die waarschijnlijk het kenmerk van gepersonaliseerde kankerbehandeling zal zijn.

Patiënt-afgeleide xenotransplantaten (pdxs) hebben de voorkeur als een alternatief preklinisch model voor drug Response profilering12. Daarnaast bieden PDX-modellen een krachtig hulpmiddel voor het bestuderen van de initiatie en progressie van kanker13,14. PDX-modellen behouden het histologische uiterlijk van kankercellen, behouden de intratumoral heterogeniteit en weerspiegelen beter de relevante menselijke componenten van de tumor micro omgeving15,16. De beperking van de veelgebruikte PDX-modellen is echter het lage slagingspercentage voor het vaststellen en serieel propageren van menselijke solide tumoren. In deze studie worden fatsoenlijk succesvolle methoden voor het opzetten van PDX-modellen en primaire cellijnen beschreven.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Deze menselijke studie werd goedgekeurd door de institutionele ethische Review Board van Sun Yat-sen University Cancer Center (SYSUCC, Guangzhou, China). De dierenstudie werd goedgekeurd door het institutioneel Dierenzorg-en gebruiks Comité van de Sun Yat-sen universiteit. Opmerking: alle experimenten werden uitgevoerd in overeenstemming met de relevante wetten en institutionele richtlijnen, met inbegrip van de richtlijn voor bescherming van beroepsmatige blootstelling tegen door bloed overgedragen pathogenen.

1. monstervoorbereiding

  1. Verkrijg maagkanker weefsels (P0 = passage 0) rechtstreeks uit de operatie. Het tumor preparaat moet groter zijn dan 0,5 cm3.
  2. Bereid 3-4 mL stockoplossing voor: bijvoorbeeld RPMI-1640 medium (1x) aangevuld met 10% foetaal runderserum (FBS), 100 U/mL penicillaire en 0,1 mg/mL streptomycine.
  3. Plaats de verse tumor specimen in de Stock-oplossing bij 4 °C gedurende niet meer dan 4 uur.

2. vaststelling van het PDX-model (Figuur 1)

  1. Desinfecteer alle materialen met ultraviolet licht gedurende meer dan 30 minuten voordat deze in het dier laboratorium worden gebracht om een steriel chirurgische gebied te garanderen.
    Opmerking: de operatiekamer moet gedurende 30 minuten met ultraviolet licht worden gedesinfecteerd, voordat we het Bureau reinigen met dichloor isocyanurinezuur natrium zetpillen ontsmettingsmiddel. Dan Povidon-jodium wordt gebruikt om de huid te desinfecteren.
  2. Met behulp van Tang en schaar, zorgvuldig ontleden de tumorweefsels en trim ze in verschillende kleine stukjes (ongeveer 1 mm3 blokjes) onder steriele omstandigheden.
  3. Anesthetize vrouwelijke 5-tot 7-week-oude NOD-scid-IL2rg (NSG) muizen door blootstelling aan 1-1.5% Isofluraan met een anesthesie machine.
    1. Anesthetiseer de muis totdat het stopt met worstelen, maar handhaaft zelfs de ademhaling.
      Opmerking: de 50 mL buis is een eenvoudige apparatuur die vergelijkbaar is met een anesthesie machine functioneert. Het gebruik van veterinaire oogzalf om droogheid te voorkomen is onnodig vanwege de korte werkingstijd.
  4. Maak een 1 cm incisie op beide rugflanken met behulp van een steriele schaar, en implantaat een tumor stuk in elke flank van de muis.
    1. Gebruik de steriele tang om het onderhuidse weefsel te verstoren om ervoor te zorgen dat het tumor stuk niet uitglijdt. Vervolgens, clip een stukje van het tumorweefsel, en plaats het in de diepe site.
  5. Sluit het implantaat gebied door subcutane hechting met chirurgische hecht naalden, en markeer de muis oren met gelabelde oormerken
  6. Steriliseren de wond met jodium.
  7. Plaats de muizen na de operatie zachtjes in een lege kooi met behoud van de borstbeen-recumbency. Aandacht besteden aan de toestand van de muizen; ze worden wakker en beginnen ongeveer 3-4 minuten later te lopen. Plaats muizen die een operatie ondergaan in een andere nieuwe kooi gescheiden van die niet onderworpen aan chirurgie.
  8. De grootte van de tumor beoordelen door palpatie van de implantatieplaats. Meet twee keer per week de tumoren met een Vernier remklauw.
  9. Zodra de tumor bereikt 10 mm in diameter, de toestand van het dier verslechtert, of de tumor zweren, euthanaseren de muis met een IRB goedgekeurde methode. Reimer planten geoogst verse tumor fragmenten in 2 nieuwe muizen voor het doorvoeren, of de specimens tijdelijk op te slaan in PBS op ijs voor de isolatie van primaire cellijnen.

3. weefsel cryopreservatie

Opmerking: dit deel verwijst voornamelijk naar de methoden voor de Live tissue Kit Cryo Kit. De belangrijkste kits en apparatuur staan vermeld in de tabel met materialen.

  1. Euthanaseren de muizen met een IRB-goedgekeurde methode wanneer de tumor groter is dan 10 mm in diameter.
  2. Met behulp van steriele Tang en schaar, Isoleer langzaam de tumor van de muizen.
  3. Was de tumorweefsels met DPBS in een 10 cm schaal. Ontleden en verwijderen van necrotische gebieden, vetweefsel, bloedstolsels en bindweefsel met een tang en een schaar.
  4. Snijd de tumorweefsels tot een maximale dikte van 1 mm met een mal.
  5. Was de sneetjes met DPBS in een 10 cm schaal.
    Opmerking: het vitrificatie proces omvat het gebruik van buizen met het label v1/v2/v3 in stappen 3.6-3.8. De belangrijkste ingrediënten zijn DMSO en sucrose.
  6. Breng de plakjes in buis v1 met een tang, en inbroed de buis bij 4 °C gedurende 4 min. rol en Inverteer de buis kort, en plaats deze bij 4 °C voor nog eens 4 min.
  7. Giet de V1-oplossing en plakjes in een 10 cm schaal. Breng de segmenten in tube v2 met een tang en inbroed de buis v2 bij 4 °C gedurende 4 min. rol en Inverteer de buis kort, en plaats deze bij 4 °C voor nog eens 4 min.
  8. Giet de v2-oplossing en plakjes in een schotel van 10 cm. Breng de plakjes in buis V3 met een tang, en inbroed de buis bij 4 °C gedurende 5 min. rol en Inverteer de buis kort, en plaats deze bij 4 °C gedurende ten minste 5 min. Zorg ervoor dat de segmenten alle naar de onderkant van de buis zinken.
    1. Als meerdere sneetjes blijven zweven, rol en Inverteer de buis kort, en plaats de buis op 4 °C totdat alle plakjes volledig zinken; Gooi indien nodig de zwevende segmenten weg.
  9. Giet de V3-oplossing en plakjes in een schaal van 10 cm.
  10. Snijd de weefsel houders op de juiste lengte en plaats ze op steriel gaas. Breng de segmenten over naar de houders. Wikkel de houders met het gaas en plaats ze in vloeibare stikstof met behulp van een tang, gevolgd door incubatie gedurende 5 minuten.
  11. Label de cryogene flesjes met de weefsel informatie.
  12. Breng de houders met weefsel segmenten in cryogene flesjes, die zijn opgeslagen in vloeibare stikstof.

4. isolatie van primaire cellen (Figuur 2)

  1. Steriliseer de Tang en schaar met hogedruk stoom bij 121 °C gedurende 30 minuten.
  2. De monsters van maagkanker opnieuw in de vorm van geoogste specimens of verkregen PDX-weefsels. Leg de weefsels op het ijs en breng de weefsels vervolgens over in een steriele kweek schaal van 10 cm.
  3. Ontleden en verwijderen van necrotische gebieden, vetweefsel, bloedstolsels en bindweefsel met een tang en een schaar.
  4. Was de tumorweefsels eenmaal met DPBS met 100 U/mL penicillaire en 0,1 mg/mL streptomycine in een 10 cm schaal.
  5. Snijd het tumorweefsel in 1 mm3 stukken op het deksel van het Gerecht; de maximale dikte van elk stuk moet 1 mm zijn.
  6. Breng de weefsels over in een centrifugebuis van 50 mL met ongeveer 7 mL type 1 Collagenase-en trypsine-oplossing (1:14). Vortex het mengsel kort.
  7. Inbroed de buis in een waterbad bij 37 °C gedurende 30-40 min. Vortex het mengsel elke 5 min.
  8. Voeg een gelijk volume RPMI-1640 medium (1x) toe, aangevuld met 10% FBS aan de buis. Vortex het mengsel grondig.
  9. Breng het mengsel over in een nieuwe centrifugebuis van 50 mL door een langzame filtratie door een 40 μm filter.
    Opmerking: gebruik 40 μm filters om een hogere verhouding van kankercellen te garanderen. Indien nodig kunnen 100 μm filters worden gebruikt om meer soorten cellen te behouden, zoals immunologische cellen.
  10. Centrifugeer het filtraten op 113-163 x g voor 5-7 min bij RT. Verwijder voorzichtig het supernatant.
  11. Was de pellet met 5 mL PBS en verwijder voorzichtig het supernatant.
  12. Als de pellet rood is, bevat het veel erytrocyten. Breng de pellet voorzichtig met 500 μL rode bloedcel lysis buffer in. Voeg na een incubatie van 5 minuten 5 mL PBS toe en verwijder het supernatant voorzichtig.
  13. Respendeer de pellet met kweekmedium en breng het mengsel over naar een steriele 10 cm schaal.
  14. Vervang het medium elke 2-3 dagen door een serum met een medium.
  15. Passage de primaire cellen met trypsine/EDTA wanneer ze bereiken 50% samenvloeiing.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Hier, tumorweefsels uit een operatie werden bewaard in stockoplossing tot de volgende stap. Binnen 4 uur, tumorweefsels werden in kleine stukjes gesneden en geïmplanteerd in de rugflanken van NSG muizen die waren verdoven met behulp van isoflurane-geweekte katoen. Tumoren groter dan 1 cm3 kunnen worden geperfectioneerd voor implantatie in nieuwe muizen (Figuur 1) of zorgvuldig worden gesneden en bewaard in vloeibare stikstof na het protocol. In deze studie, de eerste generatie tumoren groeide langzamer dan die in latere generaties, nemen 3 weken of langer om de juiste grootte te bereiken. Het succespercentage van de eerste generatie subcutane tumorvorming was groter dan 80%. We bevestigden de identiteit van de kankercellen van PDX modellen door H & E kleuring onder een microscoop (figuur 3c). Tot slot, het succespercentage van tumorvorming van cryopreserved tumorweefsel was ongeveer 95%.

Primaire kankercellen werden geïsoleerd als een andere manier om de individuele tumor te onderzoeken. De cellen werden geïsoleerd van zowel de operatieve specimens als de PDX-modellen. De tumorweefsels werden gewassen met DPBS en in stukjes gesneden. De weefsel fragmenten werden grondig verteerd met type 1 Collagenase en trypsine (1:14) vóór filtratie. Na het verwijderen van erytrocyten werden de cellen op dezelfde manier gecultiveerde als andere kankercellen. De overgebleven mesenchymale cellen sterven in volgende passages (Figuur 2). Op basis van verschillen in morfologie, kunnen we gemakkelijk herkennen tumorcellen. Normale cellen hebben een uniforme vorm en grootte, maar kankercellen komen in verschillende maten en vormen. Bovendien, in kankercellen, de Nucleus heeft onregelmatige structuren en een relatief klein cytoplasma. Daarom werden de primaire cellen onafhankelijk geverifieerd door twee pathologen onder een microscoop (Figuur 3a). Voor verdere bevestiging werd H & E kleuring gebruikt om de morfologie van kankercellen na fixatie te observeren (Figuur 3b). De snelheid van succesvolle isolatie van primaire cellijnen was ongeveer 40%. De primaire cellen moeten 4 of 5 keer na isolatie worden gepasseerde en pathologische authenticatie is nodig. Deze stappen kunnen ongeveer 20 dagen duren.

Figure 1
Figuur 1. Schema voor de oprichting van patiënt-afgeleide xenotransplantaatmodellen is (PDX) modellen.
Voor het succesvol vestigen van PDX modellen, resect de tumor massa's in de operatiekamer voor onmiddellijke verwerking. Verdeel de tumor in verschillende kleine stukjes. Zet isoflurane-geweekte katoenen ballen in een tube van 50 mL om de muizen te verdoven en snijdwonden in rugflanken. Botte ontleden subcutane weefsels met Tang en gebruik de tang om één stukje van de tumor subcutaan van de wond te plaatsen. Hechting en steriliseren de wonden. Het anesthesie proces vereist een zorgvuldige controle van muis vitale functies, zoals ademhalingssnelheid. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Figure 2
Figuur 2. Schema voor de isolatie van primaire cellen.
Verkrijg tumor specimens uit de operatiekamer. Spoel de tumorweefsels snel en snijd ze in stukjes. Verteren de tumor specimens met type 1 Collagenase en trypsine bij 37 °C gedurende 30-40 minuten, waarbij de buis elke 5 minuten wordt gemengd. Voeg vervolgens een gelijk volume medium toe met 10% FBS, Centrifugeer het mengsel en plaats het filtraat in een nieuwe buis. Verwijder de supernatant en was de pellet. Op basis van de kleur van de pellet, beslissen of rode bloedcellen te lyse. Breng de pellet in een nieuw steriele 10 cm schaal en kweek de cellen voor verschillende passages voorafgaand aan de screening van kankercellen. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Figure 3
Figuur 3. Authenticatie van primaire kankercellen.
A) primaire celafbeeldingen van GC-patiënten. De cellen werden rechtstreeks van verse weefsels geïsoleerd en meer dan 5 keer gepasseerde. Schaal staven: 200 μm (links), 100 μm (midden) en 50 μm (rechts). B) foto's van H & E-gekleurd primaire maagkanker cellen. Schaal staven: 500 μm (links), 200 μm (midden) en 100 μm (rechts). (C) foto's van H & E-gekleurd PDX-tumoren. Schaal staven: 500 μm (links), 200 μm (midden) en 100 μm (rechts). Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Maagkanker is een agressieve ziekte met beperkte therapeutische opties; zo zijn modellen van maagkanker een kritieke bron geworden om functionele onderzoeken mogelijk te maken met directe vertaling naar de kliniek4,8,17. Hier, we hebben beschreven de methoden en het Protocol van de oprichting van maagkanker PDX modellen en primaire cellijnen. Belangrijk is dat zowel de morfologische als de biologische eigenschappen van maagkanker specimens grotendeels in de PDX-modellen werden bewaard.

Er zijn enkele kritieke punten in het protocol voor het instellen van PDX-modellen die moeten worden benadrukt om het engraftment-tarief te verhogen. NSG (NOD-scid-IL2rg) muizen worden aanbevolen als de immunodeficiënte muismodel omdat deze muizen zijn meer ernstig immuunonderdrukt en zijn tekort aan T, B en NK cellen18,19,20,21. Bovendien, als gevolg van de ernstige immunodeficiëntie van de muizen, steriliteit moet worden gehandhaafd in alle experimenten. Alle gereedschappen, inclusief Tang en schaar, moeten steriel worden gehouden. NSG-muizen moeten worden gefokt met een lage dichtheid om infectie te voorkomen. Bovendien kunnen veel factoren ook van invloed zijn op de tumorvorming, zoals de steekproefgrootte, het aandeel mesenchymale cellen in het preparaat en de implantatieplaats.

Een belangrijk aspect bij de oprichting van primaire kankercellen is steriliteit. Bovendien, omdat mesenchymale cellen meestal sneller groeien dan primaire kankercellen, moeten cellen mogelijk meerdere generaties worden gepasseerde totdat de mesenchymale cellen uitsterven. Ten slotte moeten de gekweekte cellen worden geverifieerd.

We gebruikten de verglaasd cryopreservatie-methode om de PDX tumormonsters te behouden. De belangrijkste verdiensten van deze conserveringsmethode zijn als volgt: 1) lange termijn bewaring na bevriezing is mogelijk (ongeveer 10 jaar); 2) de morfologie na ontdooien is consistent met die van het verse weefsel; 3) primaire tumorcellen kunnen nog steeds worden geïsoleerd na ontdooien; 4) de tumor-formatie vermogen van PDXs blijft in principe onveranderd voor en na cryopreservation; 5) de weefsels kunnen worden gebruikt voor het maken van bevroren secties en kunnen worden vastgesteld met paraffine; 6) DNA-, RNA-en proteïne-activiteit blijft behouden; en 7) deze methode is toepasbaar voor zowel chirurgische specimens als biopsie weefsels.

De belangrijkste beperking van PDX-modellen omvat het gebruik van immuungecompromitteerde muizen, die het effect van de tumor microomgeving op tumorgroei en geneesmiddel responsen kunnen verzachten en zo de toepassing van PDX-modellen bij het screenen van immunomodulerende middelen beperken. Bovendien duurt het meestal 4-8 maanden om een PDX-model te ontwikkelen, dat langer is dan het verwachte voortbestaan van veel maag patiënten. Om deze reden, het opzetten van primaire kanker cellijnen kan een effectieve complementaire methode voor drug Response studies.

PDX-modellen en primaire cellijnen worden een integraal onderdeel van de ontwikkeling van geneesmiddelen en de initiatie en progressie van tumor biologie onderzoek. Deze modellen bieden nauwkeurigere weergaven van menselijke kanker dan traditionele kankercellijnen en hebben het potentieel om de preklinische evaluatie van nieuwe antikanker therapieën te verbeteren. Bovendien kunnen deze modellen nuttig zijn bij het vergelijken van moleculaire kenmerken of tumor handtekeningen tussen verschillende subgroepen van kankerpatiënten. Het lijdt geen twijfel dat deze instrumenten uiteindelijk een bredere rol zullen spelen in de ontwikkeling van geneesmiddelen en onderzoek naar Kankerbiologie.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

De auteurs hebben niets te onthullen.

Acknowledgments

Dit werk werd gesteund door de National Natural Science Foundation of China (81572392); het nationaal sleutel onderzoeks-en ontwikkelingsprogramma van China (2016YFC1201704); Tip-Top wetenschappelijke en technische innovatieve jeugd talenten van Guangdong Special Support Program (2016TQ03R614).

Wij bedanken Guangzhou Sagene Biotech co., Ltd. voor hulp bij de voorbereiding van de cijfers.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
40 μm Cell Strainer Biologix, Shandong, China 15-1040
Biological Microscope OLYMPUS, Tokyo, Japan OLYMPUS CKX41
Centrifuge Eppendorf, Mittelsachsen, Germany. 5427R
CO2 Incubator Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, California, USA HERACELL 150i
DPBS Basalmedia Technology, Shanghai, China L40601
Electro-Thermostatic Water Cabinet Yiheng, Shanghai, China DK-8AXX
Fetal bovine serum Wisent Biotechnology, Vancouver, Canada 86150040
Isoflurane Baxter, China CN2L9100
Live Tissue Kit Cryo Kit Celliver Biotechnology, Shanghai, China LT2601
Live Tissue Thaw Kit Celliver Biotechnology, Shanghai, China LT2602
NSG Biocytogen, Beijing, China B-CM-002-4-5W
Penicilin&streptomycin Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, California, USA 15140122
Red blood cell lysis buffer Solarbio, Beijing, China R1010
RPMI-1640 medium Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, California, USA 8118367
Surgical Suture Needles with Thread LingQiao, Ningbo, China 3/8 arc 4×10
Tissue-processed molds and auxiliary blades Celliver Biotechnology, Shanghai, China LT2603
Trypsin-EDTA Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, California, USA 2003779
Type 1 collagenase Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, California, USA 17100017

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Bray, F., et al. Global cancer statistics 2018: GLOBOCAN estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries. Ca-a Cancer Journal for Clinicians. 68, (6), 394-424 (2018).
  2. Sugano, K. Screening of gastric cancer in Asia. Best Practive & Research in Clinical Gastroenterology. 29, (6), 895-905 (2015).
  3. Nikfarjam, Z., et al. Demographic survey of four thousand patients with 10 common cancers in North Eastern Iran over the past three decades. Asian Pacific Journal of Cancer Prevention. 15, (23), 10193-10198 (2014).
  4. Coccolini, F., et al. Advanced gastric cancer: What we know and what we still have to learn. World Journal of Gastroenterology. 22, (3), 1139-1159 (2016).
  5. Goetze, O. T., et al. Multimodal treatment in locally advanced gastric cancer. Updates in Surgery. 70, (2), 173-179 (2018).
  6. Graziosi, L., Marino, E., Donini, A. Multimodal Treatment of Locally Advanced Gastric Cancer: Will the West Meet the East? Annals of Surgical Oncology. 26, (3), 918 (2019).
  7. Choi, Y. Y., Noh, S. H., Cheong, J. H. Evolution of Gastric Cancer Treatment: From the Golden Age of Surgery to an Era of Precision Medicine. Yonsei Medical Journal. 56, (5), 1177-1185 (2015).
  8. Zhang, W. TCGA divides gastric cancer into four molecular subtypes: implications for individualized therapeutics. Chinese Journal of Cancer Research. 33, (10), 469-470 (2014).
  9. Tirino, G., et al. What's New in Gastric Cancer: The Therapeutic Implications of Molecular Classifications and Future Perspectives. International Journal of Molecular Sciences. 19, (9), (2018).
  10. Roschke, A. V., et al. Karyotypic complexity of the NCI-60 drug-screening panel. Cancer Research. 63, (24), 8634-8647 (2003).
  11. Wilding, J. L., Bodmer, W. F. Cancer cell lines for drug discovery and development. Cancer Research. 74, (9), 2377-2384 (2014).
  12. Siolas, D., Hannon, G. J. Patient-derived tumor xenografts: transforming clinical samples into mouse models. Cancer Research. 73, (17), 5315-5319 (2013).
  13. Xu, C., et al. Patient-derived xenograft mouse models: A high fidelity tool for individualized medicine. Oncology Letters. 17, (1), 3-10 (2019).
  14. Lai, Y., et al. Current status and perspectives of patient-derived xenograft models in cancer research. Journal OF Hematology & Oncology. 10, (1), 106 (2017).
  15. Kawaguchi, T., et al. Current Update of Patient-Derived Xenograft Model for Translational Breast Cancer Research. Journal of Mammary Gland Biology and Neoplasia. 22, (2), 131-139 (2017).
  16. Cassidy, J. W., Caldas, C., Bruna, A. Maintaining Tumor Heterogeneity in Patient-Derived Tumor Xenografts. Cancer Research. 75, (15), 2963-2968 (2015).
  17. Liu, X., Meltzer, S. J. Gastric Cancer in the Era of Precision Medicine. Cellular and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 3, (3), 348-358 (2017).
  18. Shultz, L. D., et al. Human cancer growth and therapy in immunodeficient mouse models. (7), Cold Spring Harbor. 694-708 (2014).
  19. McDermott, S. P., et al. Comparison of human cord blood engraftment between immunocompromised mouse strains. Blood. 116, (2), 193-200 (2010).
  20. Ito, M., et al. NOD/SCID/gamma (c) (null) mouse: an excellent recipient mouse model for engraftment of human cells. Blood. 100, (9), 3175-3182 (2002).
  21. Wege, A. K., et al. Co-transplantation of human hematopoietic stem cells and human breast cancer cells in NSG mice: a novel approach to generate tumor cell specific human antibodies. MAbs. 6, (4), 968-977 (2014).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics