ヒト化免疫不全マウスモデルにおける慢性、急性、再活性化HIV感染

Immunology and Infection

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Summary

ここでは、ヒト化マウスにおけるHIV感染のダイナミクスを研究するための3つの実験的アプローチについて説明する。最初は慢性感染イベントの研究を許可し、後者の2つは一次感染またはウイルス再活性化後の急性イベントの研究を可能にする。

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Perdomo-Celis, F., Medina-Moreno, S., Heredia, A., Davis, H., Bryant, J., Zapata, J. C. Chronic, Acute, and Reactivated HIV Infection in Humanized Immunodeficient Mouse Models. J. Vis. Exp. (154), e60315, doi:10.3791/60315 (2019).

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Abstract

ヒト化NOD/SCID/IL-2受容体γ鎖ヌルマウスは、感染症に関する基礎および前臨床研究で利用することができるヒト免疫のいくつかの特徴を再現する。ここでは、HIV感染のダイナミクスを研究するためのヒト化免疫不全マウスの3つのモデルについて説明する。1つ目は、新生児マウスにおけるCD34+造血幹細胞の肝内注射に基づいており、複数の血液およびリンパ組織閉じ込め細胞の再構成を可能にし、続いて参照HIV株による感染を可能にする。このモデルは感染後36週間まで監視することを可能にし、従って慢性モデルと呼ばれる。第2および第3のモデルは、末梢血単核細胞が成体マウスに腹腔内注射される急性および再活性化モデルと呼ばれる。急性モデルでは、健康なドナーからの細胞は腹腔内経路を介して生着し、続いて参照HIV株による感染である。最後に、再活性化モデルでは、抗レトロウイルス療法下でHIV感染ドナーからの細胞が腹腔内経路を介して生着する。この場合、マウスの薬物のない環境は、ウイルスの再活性化とウイルス負荷の増加を可能にする。ここで提供されるプロトコルは、HIV感染のヒト化免疫不全マウスモデルに対する従来の実験的アプローチを記述する。

Introduction

ヒト化NOD/SCID/インターロイキン(IL)-2受容体γ鎖ヌル(以下、huNS γヌル)マウスモデルは、感染症、自己免疫、癌の病因の研究、ならびに薬物およびヒト細胞ベース療法前臨床試験のために広く使用されている。これらのマウスは、非肥満糖尿病(NOD)バックグラウンドに基づいており、IL-2受容体γ鎖軌跡(IL-2、IL-4、IL-7、IL-9、IL-15、およびIL-21の一般的なγ鎖)における細胞変異および標的突然変異を有し、マウスT、B、およびナチュラルキラー(NK)細胞1の発達において重篤な障害を誘発する。従って、それらは、ヒト組織、ヒトCD34+造血幹細胞(HSC)、およびヒト末梢血単核細胞(PBMC)3、4、5の生着を支持する。加えて、幹細胞因子(SCF)、顆粒球/マクロファージコロニー刺激因子(GM-CSF)、およびIL-3などのヒト造血因子のトランスジェニック発現は、ヒト骨髄ロイド集団6、7、8の生着を促進する。

HIV研究では、いくつかのhuNS γ鎖ヌルマウスモデルが記載されているが、マウス株、使用されるヒト細胞の種類、生着細胞の組織の種類、および細胞の起源(すなわち、健康対.HIV感染ドナー)9,10.しかしながら、元の株は、参照HIV株11、12、13を有する感染後のヒト細胞生着およびウイルス複製の高レベルに起因して広く使用されている。ヒト造血因子のトランスジェニック発現を伴う同様の免疫不全マウス株(例えば、 NOG-EXLまたはNSG-SGM3)またはヒト肝臓および胸腺組織のインプラント(骨髄肝胸腺[BLT]マウス)は、抗HIV免疫応答における骨髄集団の役割、これらの組織に対するHIVの影響、およびウイルス貯留部としての関与を評価するのに有用である。さらに、ヒト白血球抗原(HLA)分子のトランスジェニック発現を有するいくつかの株、ならびにBLTマウスは、HIV感染16、17に対するT細胞応答を研究するために使用することができる。

一般に、これらのマウスにおいて、ヒト化は、細胞起源、送達経路(腹腔内、肝内、静脈内、心内)および生着時のマウス年齢18、19、20に依存する。細胞起源に関しては、臍帯血に由来するヒトCD34+HSC、胎児肝臓、又は動員末梢血を新生児又は若いマウス3、21に注射することができる。加えて、成人γ鎖ヌルマウスは、PBMC(ここでは、hu-PBL-NS γ鎖ヌルマウスと呼ばれる)の注射によってヒト化することができ、血液中のこれらの細胞の時間循環を可能にし、二次リンパ球器官、および炎症組織22、23、24。

ここで説明する、HIV感染の研究のためのhuNS γ鎖ヌルマウスモデルの確立のための詳細なプロトコルである。1つ目は、健康なドナー由来の臍帯血に由来するヒトCD34+HSCを新生児マウスに注射し、続いてヒト免疫系再構成後14週間のHIV株を用いた感染を行う慢性モデルである。このモデルは感染後〜36週間のマウスの監視を可能にする。第2モデルは急性モデルであり、健康なドナー由来のPBMCを成人NS γ鎖ヌルマウスに注射し、続いてマウスにおけるヒトT細胞増殖の3週間後に参照HIV株を用いて感染する。最後に、第3モデルは再活性化モデルであり、HIV感染ドナー由来のPBMCを抑制抗レトロウイルス療法(ART)下で成人NS γ鎖ヌルマウスに注射する。この場合、薬物のない環境は、ウイルスの再活性化とウイルス負荷の増加を可能にします。2つの後者のモデルは生着後0~9週間のモニタリングを可能にする。

全体的に、これらの3つのモデルは、ウイルス学的研究、新規薬物の前臨床試験、および世界的な免疫応答に対するHIV感染効果の評価に有用である。また、HIVに感染したヒト化マウスの使用には、実験の前に機関バイオセーフティ委員会(IBC)および制度動物ケア利用委員会(IACUC)による審査と承認が必要であることを考慮することも重要です。これにより、危険な生物学的物質の使用および実験動物の人道的取り扱いに関するすべての社内外の制度規制に従うことができる。

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Protocol

この研究では、メリーランド大学医学部の動物ケア・利用委員会(IACUC)によって審査され、承認されたプロトコルに従って、すべての動物のケアと手順が行われました(プロトコル番号1018017、1018018、および0318009)。

1. ヒトCD34+新生児マウスのHSC生着

  1. 滅菌スクラブ、手袋、専用シューズ、靴カバー、マスク、ゴーグル、ヘア/ビアードボンネット、無菌ラボコートなど、使い捨て可能な個人用保護具(PPE)を常に使用してください。
  2. 冷凍CD34+HSCの1 x 106を、認定バイオセーフティキャビネットの下でRPMI 1640メディア10%FBSの10 mLで再サスペンドし、滅菌状態を維持します。
  3. 懸濁液の10°Lを使用してカウントし(予想される細胞数の存在を保証するために)、血球計におけるトリパンブルー除外染色によって細胞の生存率を確認する。
  4. 室温(RT)で15分間400 x gで遠心分離機。上清を廃棄し、冷たい1x PBSで必要な濃度(50μLでCD34+HSCの1.4 x 105)に再サスペンドします。注射するまで細胞を氷の上に置く。
  5. 子犬(生後1~4日の性別のNS γ鎖ヌル子犬)を、ブリーダーケージから少量の寝具と一緒に無菌の100mm2ペトリ皿に入れます。さらに、手の間にきれいな寝具をこすり、受容者の子犬の異物の臭いをさらにマスクします。
    注:これは、子犬に含浸される外国の臭いを最小限に抑え、それによって母親が手順の後にケージに戻って子犬を受け入れる可能性を向上させます。
  6. ペトリ皿を清潔な輸送ケージに入れ、清潔なマウスマイクロアイソレータケージにケージを入れて、子犬を環境から保護します。搬送ケージをカバーパッドで覆い、照射室への輸送中に動物が外部光にさらされるのを防ぐ。
  7. 137Cs源への暴露により、100cGy全身照射(WBI)を有する子犬を照射する。消毒液で照射器の内部を清掃し、マウスを照射器に入れ、ターンテーブルをオンにして、すべての子犬が均一に照射されるようにします。照射器を閉じ、電源スイッチを押して照射プロセスを開始します。照射時間が完了するまで待ち、すぐにマウスを取り外します。
    注:照射はマウスにストレスを発生しないため、以前の麻酔は必要ありません。
  8. 照射手順の後2~4時間、氷上の滅菌ガーゼで覆われた冷蔵滅菌ペトリ皿の中に、麻酔(〜5~10分)になるまで、バイオセーフティキャビネットに子犬を置きます。グロス運動が止まると十分な麻酔が行われます。
  9. 注射器に取り付けられた針(29 G,0.5インチ)を、50°Lのセルサスペンションと1.4 x 105のCD34+HSCを認定バイオセーフティキャビネットの下に積み込みます。
  10. 肝注射による生着のために、親指と人差し指で子犬を拘束する。マウスの拘束を最小限に抑えるには(〜30〜45秒)、1人の研究者に子犬を保持して注射を投与させ、2番目の研究者にHSC懸濁液で注射器をロードさせる。70%アルコールで注射部位をきれいにし、肝臓に直接50°Lの細胞を送り込みます。肝臓を完全に突き刺さないように注射するときは、浅い針の角度を使用してください。対照として、1x PBSの50°Lのマウスを肝臓に注入する。
  11. 子犬を、滅菌ガーゼで覆われた予め温めた滅菌ペトリ皿の上に1~5分間置き、回収を可能にします。子犬が過度に温められないように、20°Cでげっ歯類用の赤外線ウォーミングパッドを使用して料理を事前に温めます。
  12. 子犬を両親に返す直前に、親指と人差し指を使って少量のメントールとユーカリベースの軟膏を両親のスネトに塗布し、共食いや子犬の拒絶反応を避ける。
  13. 乾燥肌、授乳、発疹、脱毛症などの子犬の移植片対宿主病(GVHD)の兆候を毎日チェックしてください。これらの徴候のいずれかが観察された場合、動物を安楽死させる。
  14. 3週齢のウィーンマウスを性別でグループ化する。ケージあたり5匹以上の動物を入れないでください。14週齢のフローサイトメトリーにより末梢血中の生着を確認する。
    注:生着の成功率は80%~100%です。

2. 若年マウスのヒトPBMC生着

  1. 急性および再活性化モデルの場合、6~8週齢のNS γ鎖ヌルマウスを、ARTの下にあった健康なドナーまたはHIV感染患者由来のヒトPBMCを腹腔内に注射する。両方のモデルにおいて、HIV感染(シャム)を有さずに健康なドナーからPBMCを注射したマウスをコントロールとして含む。
  2. 50mL円錐管に滅菌密度勾配培地の5mL中の全血の層15mL。
  3. RTで30分間400xgで遠心分離は、ブレーキなしで、バフィーコートが密度勾配媒体と混合するのを避ける。
  4. 単核細胞の割合(密度勾配培地と上清の間)を慎重に収集し、1x PBSの10 mLを含む15 mL遠心管にバフィーコートを移します。RTで10分間300 x gで遠心分離機。
  5. 上清を捨て、ペレット化細胞に5mLのACK緩衝液を加え、残りの赤血球を除去する。RTで4分間インキュベートします。
  6. RTで10分間300 x gで遠心分離剤を廃棄し、1x PBSまたはRPMI 1640培地の10 mLで再サスペンドします。
  7. 細胞懸濁液の10°Lを使用して細胞を数え、血球計におけるトリパンブルー除外染色による生存率を確認します。典型的には、1~2 x 106個の細胞が血液の1mLごとに得られ、生存率は95%を超える。
  8. RTで10分間300 x gで遠心分離剤を使用し、上清を廃棄し、必要な濃度(この場合は1x PBSの200°Lで3.5 x 106セル)にセル番号を調整します。
  9. シリンジを付属の針(28 G,0.5インチ)に3.5 x 106のPBMCを、認定されたバイオセーフティキャビネットの下に1x PBSの200°Lでロードします。
  10. ケージからマウスを取り外し、メッシュをつかむように尾で持ち、穏やかなトラクションを後方に適用します。次に、人差し指と親指を動物の肩に当て、首のゆるい皮膚をつかみ、中指を使って背中を安定させます。
  11. マウスの頭を後ろにスライドして、背面が頭の上になるようにします。これにより、腹腔内の内臓を後方に変位させ、注射中に内臓を穿刺するリスクを低減する。
  12. 70%アルコールで注射部位をきれいにします。
  13. 細胞を注入する前に、ステップ2.9で使用した注射器を貫通し、細胞を注入する前に吸引し、何らかの材料が吸引された場合は、注射器を取り外して廃棄する。それ以外の場合は、腹腔内に細胞をゆっくりと注入し、注射器を取り除いて廃棄する。マウスを制御するために1x PBSを注入する。
  14. 動物をケージに戻します。
  15. 3週間後のフローサイトメトリーにより末梢血の生着を確認する。

3. 後生き生きケア

  1. 耳のタグ付けによってマウスを識別します。
  2. これらの実験で使用されたマウスは、苦痛の臨床徴候の各手順の後、1日あたり2倍近くを観察する。
  3. ヒト細胞移植後、GVHDのマウスをモニタリングする。新生児、少年、成人マウスのGVHD症状をモニタリングするために、体重測定に加えて、皮膚疾患(色、乾燥、発疹、脱毛症)の出現について動物を評価します。早期安楽死を考慮するために獣医によってこれらの兆候を示す動物を評価します。

4. HIV感染手順とシャム感染手順

注:慢性および急性モデルの場合、マウスはそれぞれ第14週および第3週後生移植時にHIV BaL参照株に感染する。HIVとの注射は、下腹部象限に腹腔内に投与される。

  1. ABSL2手順に従ってBSL2キャビネットで、28 G 0.5インチ針を使用して、ウイルス/PBSの注射器へのロードプロセスを実行します。注入されるウイルスの総量は、200μLの滅菌RPMI 1640における15,000個の中央組織培養感染用量(TCID50)である。
  2. ケージからマウスを取り外し、メッシュをつかむように尾で持ち、穏やかなトラクションを後方に適用します。次に、人差し指と親指を動物の肩に当て、首のゆるい皮膚をつかみ、中指を使って背中を安定させます。
  3. マウスの頭を後ろにスライドして、背中が頭の上になるようにします。これにより、腹腔内の内臓を後方に変位させ、注射中に内臓を穿刺するリスクを低減します。
  4. 腹部の左下/右象限に、あらかじめ濡れたアルコールパッドでマウスを清掃します。滅菌RPMI 1640の200μLに含まれるHIV BaLウイルスの15,000 TCID50を注入する。
  5. 注射後、マウスをホームケージに戻します。

5. 後眼穿刺による採血

注:後眼出血は血液の速い収集を可能にし、それによって全体的な収集時間を減らし、ヒトリンパ球マーカーの安定性を高める。マウスの血液を収集するためにEDTAチューブを使用してください。

  1. 慢性モデルでは、14週後のHSC注射で、後眼窩静脈を介して血液を採取する。急性および再活性化モデルでは、PBMC注射後3週間でこの手順を実行する。
  2. 外部にダクトされたバイオセーフティフードクラスB2で採血前に250μLのイソフルラン吸入を用いて動物を麻酔する。
  3. 建物の外に通ったバイオセーフティキャビネット内の透明な1 L瓶に金網の下にイソフルランを綿パッドに分配します。メッシュの使用は、動物がソフルラン浸漬パッドに接触しないことを保証し、イソフルランも皮膚を通して吸収されるため、皮膚刺激や過剰の可能性を引き起こす可能性があります。また、手足の怪我を避けるために、メッシュと動物の間に柔らかいペーパータオルを置きます。
  4. 瓶がイソフルランで飽和したら(それを追加した後約1分間)、動物を導入し、呼吸数を観察し、その後減少します。右反射の欠如(瓶を穏やかに傾ける時)とグロス運動の欠如を含む麻酔の深い面の臨床徴候をチェックしてください。動物が完全にリラックスし、つま先ピンチ反射を欠いているとすぐに出血手順を開始します。
    注:アイソフルランが蒸発するので、麻酔の徴候が見られなかった場合、より多くの薬物を分配する。
  5. 後方眼出血の場合は、マウスの外頸静脈を親指で下顎に押し、同じ手で人差し指で上まぶたをそっと伸長します。
  6. ヘマトクリットチューブを眼の内側カンサスに挿入し、血液がフラックスを始めるまでベントロラテラル方向に向ける。
  7. 少なくとも100μLの血液を採取する。所望の血液量が得られたら(動物の体重の1%以下の体積)、外部頸部圧力を中止し、ヘマトクリット管を除去する。
  8. 止血が完了することを保証し、滅菌ガーゼを使用して眼に直接圧力をかけることで、30s以上を確保します。
  9. 目にテトラカイン滴を適用します。麻酔から完全に回復するまで動物を監視し、ケージに戻します。
    注:採取された血液の100μLは、ヒトCD45+および他の血球集団の生着レベルの評価、ならびに血漿ウイルス負荷の評価のために使用される。

6. 生着レベルとフローサイトメトリー分析のスクリーニング

  1. フルオロクロム標識抗ヒト抗体のインキュベーションを含む全血の従来のフローサイトメトリー染色プロトコルに従ってください(推奨フローパネルについては、材料表を参照)、続いて赤血球のリシスと洗浄手順13、15。
    注:生着のレベルのスクリーニングのために、抗ヒトCD45抗体が含まれる。比較のために、抗マウスCD45抗体も使用され得る。同じ抗体ミックスで染色されたヒト血液サンプル、染色されていないマウスおよびヒト血液サンプル、および試薬の交差反応性をテストするための非ヒト化コントロールを含む。染色後、常にいくつかのバックグラウンド信号があります。ただし、すべての正のシグナルは、負のシグナルと交差反応性のコントロールと明確に区別されます。
  2. 適切なフローサイトメーターで、リンパ球ゲート(FSC-A対SSC-A)上で少なくとも10,000イベントを取得します。フローサイトメトリー分析のために、重複除外後に、ヒトCD45+細胞のパーセンテージならびに関心のある他の細胞集団を決定する。

7. 血漿ウイルス負荷の評価

  1. 感染後1週間に1倍のHIV感染動物のウイルス負荷を評価する。
  2. 後眼出血(約100μL)の後、抗凝固血液の遠心分離後に上清を3,500xgで採取し、微遠心分離機で3分間採取して血漿を得る。ペレットは、血液細胞のフェノタイピングに使用されます。
  3. 市販のウイルスRNA抽出キット(材料表参照)を使用して、40°LのプラズマからRNAを取得します。
  4. 最初の株合成ミックス(材料表参照)およびHIVギャグプライマーSK431を使用して、RNAをcDNAに変換します。
  5. HIVギャグプライマーSK38/SK39および蛍光緑色色素(例えば、SYBR緑色)を用いて定量的リアルタイムPCRを実行する前の研究13、25に記載されている。

8. 抗レトロウイルス療法の投与

  1. 感染後少なくとも3週間後に経口ARTを投与し、高いウイルス負荷が観察された場合、慢性、急性、および再活性化モデルで投与する。
  2. ヒトおよびマウスのKm値37および3に従って、テノホビルジソプロキシルフマル酸(TDF)、エムトリシタビン(FTC)、およびラルテグラビル(RAL)の用量を計算する。典型的には、TDF、FTC、およびRALのヒト同等の用量は、それぞれ61.7 mg/kg/日、40.7 mg/kg/日、および164 mg/kg/日である。
  3. 飲料水中の投与のために、薬物錠剤を粉砕し、水ボトルにそれぞれの量を追加し、ケージ内の各マウスがその毎日の用量を取得することを保証します。薬物粉末はボトル内に堆積物を形成する可能性があるため、定期的に水ボトルを振って均質な懸濁液を達成する。
  4. 溶けたばかりの薬で毎週水筒を交換してください。
  5. ALの開始後、またはALの開始後に毎週または2週間ごとに後眼静脈を介して血液を採取し、ウイルス負荷およびCD4:CD8比の変化を評価する。

9. マウス安楽死、二次リンパ器官の採取、単核細胞の単離

  1. 安楽死は、3つのヒト化マウスモデル、感染時間に沿って定期的に、または実験の終わりに行われる。
  2. CO2窒息により成体マウスの安楽死を行い、続いて子宮頸部脱臼を行う。窒息の場合は、非プリチャージチャンバーを使用し、固定圧力レギュレータ付きの市販シリンダーからCO2を分配し、2013 AVMAガイドラインに準拠するためにチャンバー容積/分の20%〜30%以内にガスの流れを制御するラインリミレータで。
  3. >60 s の CO2フローを維持し、呼吸停止を監視し (最大 5 分間かかる場合があります)、次に子宮頸部脱臼を維持して安楽死を保証します。
  4. 安楽死させる <7 日の新生児は、物理的な方法 (すなわち、鋭いはさみを使用) によって生じる。
  5. 腋窩、中膜リンパ節、腸間膜リンパ節(通常は観察される)を可視化し、ピンセットと鋭いはさみで抽出します。また、腹膜腔の左上に位置する脾臓を抽出する。
  6. 無菌RPMI 1640培地を含む1.5mL遠心管にリンパ組織を堆積させる。
  7. 直ちに70mm毛穴サイズのナイロン細胞ストレーナーでリンパ組織を処理し、50 mLチューブで細胞を採取する。組織を吸引しないでください。
  8. 1%FBSを補充した5mLのRPMI 1640培地で細胞を洗浄し、細胞フィルタリングを容易にします。
  9. 組織分解後、マイクロ遠心分離機で10分間3,500xgで細胞懸濁液を遠心分離する。
  10. 上清を捨て、1x PBSの500 μLで細胞を再サスペンドします。
  11. 細胞懸濁液を500μLの滅菌密度勾配培地を含む1.5mL遠心管に移す。
  12. マイクロ遠心分離機で3,500 x gで遠心分離機を、ブレーキなしで、バフィーコートが密度勾配媒体と混合するのを防ぐため
  13. 単核細胞の割合(密度勾配培地と上清の間)を慎重に収集し、1x PBSの500 μLを含む1.5 mL遠心管にバフィーコートを移します。3分間3,000 x gで遠心分離機。
  14. 残りの赤血球を500°LのACK緩衝液でリザリングし、RTで4分間インキュベートして取り出します。
  15. 3分間3,000 x gで遠心分離剤を廃棄し、1x PBSまたは中程度の1mLで再サスペンドします。

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Representative Results

上述したように、14週後のHSC注射(慢性モデル)または3週間後のPBMC注射(急性および再活性化モデル)において、マウスはフローサイトメトリーによって生着したヒト細胞のレベルをスクリーニングするために血を流す。1)ヒトCD45+細胞再構成および2)CD4+およびCD8+T細胞の割合の評価のための代表的なゲーティング戦略図1Aに示す。典型的には、生着のレベル(ヒトCD45+細胞のパーセンテージ)は、CD34+HSC注入後の10%〜80%の範囲であり、注射およびマウス株の経路に依存する(図1B)。PBMC注射後、生着量のレベル(ヒトCD45+またはCD3+細胞のパーセンテージ)は5%〜65%の範囲であり、マウス株間の差異も含まれる(図1B)。また、健康なドナーとHIV感染ドナーに由来するPBMCを注射したマウスとの間には、いくつかの違いが観察できる(図1D)。通常、HIV感染の場合、5%~10%を超える生着レベルは、活性ウイルス複製に十分である。

重要なことに、hu-PBL-NS γ鎖ヌルマウスモデルの特徴は、マウス主要な細胞適合性複合体(MHC)分子23のヒトT細胞認識に起因する細胞生着後数週間以内の異種GVHDの開発である。このプロセスは、PBMC注射後3週間後でも、毛髪や体重減少などの徴候(図2A,B)、ならびにHLA-DRおよびCD38などのT細胞における活性化マーカーの発現の増加によって明らかである(図2C,D)。一方、GVHDはヒトCD34+HSCを注射したマウスにおいてよりゆっくりと発達し、生着の初期レベルと直接相関する。

HIV感染後、血漿ウイルス負荷が急激に増加し、通常は感染後2~3週間後に検出可能であり、慢性モデルと急性モデルの両方で検出可能である(図3A,B)。ウイルス負荷の増加は、CD4:CD8比の低下と一致する(図3D,E,F)。これらの変化は対照マウスでは観察されない(HIV感染なし、図3)。なお、hu-PBL-NS γ鎖ヌルマウスモデルでは、CD4:CD8比の初期反転が観察され、モニタリング時間に沿って再構成されている(図3E,F)。最後に、ARTがHIVに感染したマウスに投与される場合、CD4:CD8比の回復と同様にウイルス負荷の抑制が期待され、感染していないコントロールと同様のレベルに達する(図3A,C,D,F)。典型的には、治療の2〜3週間後に、慢性、急性、および再活性化モデルにおいて、ウイルス負荷の減少およびCD4:CD8比の増加が観察される。これが観察されない場合、薬物用量および投与経路は評価を必要とする。

Figure 1
図1:ヒトCD45+およびT細胞の生着レベルの評価のための代表的なゲーティング戦略。(A)ヒトCD45+(huCD45)、CD3+、CD4+、およびHUNS γヌルマウスにおけるCD8+およびCD8+T細胞の割合のスクリーニングに用いられるゲーティング戦略は、臍帯血CD34+HSCによる注射後の第14週に。 数値は、各母集団のパーセンテージを示します。(B)huNS γ鎖ヌル中の生着片の代表的なレベル(huCD45+細胞のパーセンテージ)およびIL-3およびGM-CSFのトランスジェニック発現を有する同様の免疫不全株(huNOG-EXL、n=6)は、先に報告された15である。 (C)hu-PBL-NS γ鎖ヌルおよびhu-PBL-SGM3マウス(SCF、GM-CSF、IL-3のトランスジェニック発現を有するNS γ鎖ヌルマウス)における生着片の代表的なレベル(ヒト鎖ヌルマウス)、健康なドナーからのPBMCによる注射後の第3週(急性モデル、n=7およびn=8)。(D)ART下にあった健弱またはHIV感染患者からのPBMCを注射した後のhu-PBL-NSG-SGM3マウスにおける生着片の代表的なレベル(huCD3+細胞のパーセンテージ)(それぞれ再活性化モデル、n=10およびn=12)。B-Dでは、線は中央値を示し、マン・ホイットニー検定のp値が示されます。この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。

Figure 2
図2:hu-PBL-NS γ鎖ヌルマウスモデルにおけるGVHDの開発(A)2つの代表的なhu-PBL-NSG-SGM3マウスにおける脱毛は、健康なドナーからのPBMCによる注射後の第7週に。(B)モニタリング時間を通じてマウス体重減少は、健康なドナー(n=10)およびHIV感染患者(n=12)からPBMCを注射したhu-PBL-NSG-SGM3マウスにおける開始体重の割合に正規化された。(C)健康なドナーからPBMCを注射したhu-PBL-NSG-SGM3マウスからCD4+およびCD8+T細胞におけるHLA-DRおよびCD38の代表的な発現(第7週後生着)。 数値は、各母集団のパーセンテージを示します。(D)健康なドナーからPBMCを注射したhu-PBL-NSG-SGM3マウス中のHLA-DR+CD38+であるCD4+およびCD8+T細胞の代表的なパーセンテージ。 なお、マウスへの注射前の細胞では、HLA-DR+CD38+CD4+およびCD8+T細胞のレベルはそれぞれ2.0%および5.7%であった。 BとDでは、中央値と四分位範囲が示される。この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。

Figure 3
図3:HIV感染後およびART導入後のhuNS γ鎖ヌルマウスにおけるウイルス負荷およびCD4:CD8比の代表的な変化。(A, D)CD4:CD8比およびHIV BaL(赤い点と線、n=3)による感染後のhuNS γ鎖ヌルマウスにおける血漿ウイルス負荷は、臍帯血CD34+HSCd.未感染コントロール(PBS注入)による注射の第14週後に行われたものも含まれていた(緑色の点とライン、n=5)。(B, E)HIV BaL(赤い点と線、n=4)で感染した後のhu-PBL-NSG-SGM3マウスにおける血漿ウイルス負荷およびCD4:CD8比は、健康なドナーからのPBMCによる注射の後の第3週に行われた(急性モデル)。感染していないコントロール(PBS注入)も含まれていた(緑色の点と線、n=3)。(C および F)HIV感染ドナー(赤い点とライン、n =9)または健康なドナー(緑色の点とライン、n =10)からPBMCを注入したhu-PBL-NSG-SGM3マウスにおける血漿ウイルス負荷およびCD4:CD8比(再活性化モデル)。いずれの場合も、中央値と四分位範囲が表示されます。A~Cでは、破線はアッセイの検出限界(150コピー/mL)を示します。検出不能なウイルス負荷を有するサンプルには、検出限界の半分に等しい値が割り当てられた。D–F では、破線は CD4:CD8 比 1 を示します。A、C、D、および F において、灰色のボックスは ART の投与時間を示す。この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。

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Discussion

ヒト化のための免疫不全マウス株の開発において重要な進歩が達成されており、研究目的1に応じて使用できる多くの異なる選択肢がある。ここで提供されるNS γ鎖ヌルマウスおよび遺伝的に類似した株のヒト化のための一般的なプロトコルは、HIV感染を研究するための3つの異なるモデルで採用される。第1の実験アプローチでは、照射された新生児マウスは、臍帯血、胎児肝臓、または動員末梢血3、21に由来し得るヒトCD34+HSCを注入する。NS γ鎖ヌルマウスの適切な照射は、マウス骨髄および他の前駆細胞を排除し、ヒト細胞集団の効率的な再構成を可能にするので、重要なステップである。しかしながら、いくつかの報告は、照射27なしで、異なるマウス株におけるヒト細胞の再構成を証拠としている。この点に関しては、NS γ鎖ヌルマウスは放射線感受性であり、高γ照射は胸腺リンパ虫症21、28を誘発し得るので、適切な照射量を提供しなければならない。

生着のレベルに影響を与える可能性のある他の重要なステップおよび因子は、注射経路(肝内、静脈内、心内心内)、マウス年齢、CD34+HSCの純度のパーセンテージ、およびオペレータ専門知識29を含む。hu-PBL-NS γ鎖ヌルマウスモデルに基づく第2および第3のアプローチでは、いくつかの重要な要因は、注射経路(腹腔内、静脈内、脾臓内)、マウスの年齢、および注射されたヒト細胞の数を含み、生着の最終レベルに影響を与える可能性がある。この後者の要因に関しては、いくつかの研究では、生着22、23、30に5-10 x 106 PBMCを使用していますが、現在のプロトコルは3.5 x 106 PBMCの使用を示唆しています。なお、この細胞数は、急性および再活性化モデルの両方において、T細胞の再構成およびHIV複製のために十分であり、またGVHD23の開発を遅らせる。それにもかかわらず、研究者は研究目標に従って人間化条件を最適化する必要があります。さらに、huNS γ鎖ヌルマウスの感染に使用されるHIV株を検証することが重要である。ここで、R5熱帯HIV-1 BaL株が用いられていると、huNS γ鎖ヌルマウスにおいて高レベルのウイルス複製が生じ得る。ルシフェラーゼまたは蛍光タンパク質を含むものなどの他のレポーター株は、HIV感染細胞31の単細胞分析にも適している。

全体として、3つの主要な制限は、CD34+HSCを用いた生着後のhuNS γ鎖ヌルマウスモデルで示されている。まず、ヒト胸腺環境の欠如のために、T細胞はマウスMHC分子の文脈で教育され、その後のT細胞受容体を介して抗原特異的刺激を抑制する。この問題は、HIV特異的T細胞応答を研究するためのNS γ鎖ヌルマウスモデルの使用を制限する。それにもかかわらず、この制限は、HLA分子16、17のトランスジェニック発現を有するBLTマウスまたはNS γ鎖ヌルマウスの使用によって克服することができる。第二に、典型的には、NS γ鎖ヌルマウスモデルにおける骨髄集団の再構成が不十分であり、HIV感染14、15の抗原提示および病因の文脈において関連性を有するこれらのサブセットの研究制限する。この場合、造血因子のトランスジェニック発現を有するマウス株の使用が推奨される8、15、32である。

第3に、1)二次リンパ組織におけるリンパ胞構造の発達が悪く、2)第三次リンパ組織の欠如は、卵胞33の発症に重要である自然免疫細胞の低レベル(すなわち、huNS γ鎖ヌルマウスにおける樹状細胞)に関連する。この問題は、huNS γチェーンヌルマウスモデル34における不十分な体液応答に関連している。それにもかかわらず、一部の報告は、huNS γ鎖ヌルマウス4における卵胞様構造の発達を示しているのに対し、脾臓およびリンパ節閉じ込め濾胞性T細胞(卵胞ホーミングケモカイン受容体CXCR5を発現する)は、huNS γ鎖ヌルマウスおよび関連株15で検出される。繰り返しになりますが、1)BLTマウスまたは2)造血因子のトランスジェニック発現および/またはHLA分子の発現を伴うマウス株の使用は、骨髄集団の再構成、組織化された二次および第三リンパ球構造の開発、および有効なT細胞およびB細胞応答8、35、36を改善することができる。

CD34+ HSC-ヒト化NS γ鎖ヌルマウスモデルの限界と同様に、抗原特異的T細胞および体液応答の欠如、骨髄集団の欠如、およびhu-PBL-NS γ鎖ヌルマウスにおけるリンパ球構造の組織化がある。加えて、hu-PBL-NS γ鎖ヌルマウスモデル(HIV感染の急性および再活性化モデル)の重要な制限は、これらのマウスが異種GVHD23を発症するので、モニタリングのための短いウィンドウである。GVHDの発症はまた、病原性プロセス23、37に固有の免疫集団の望ましくない形調および機能的変化を誘発し得る。それにもかかわらず、このモデルは、特にヒトPBMCが健康またはHIVに感染したドナー38からより容易に取得されることを考えると、よりシンプルでアクセスしやすいという利点を有する。さらに、患者からの一次細胞の直接注射は、ウイルス薬物耐性変異またはドナー特異的免疫変化などのドナーの細胞または病原体固有の状態の研究に有用である。なお、再活性化モデルについては、HIV再活性化剤を用いたインビトロアッセイを行い、マウス39に注射する前にPBMCの応答を腐食させることができる。一部の機関のもう一つの制限は、この作業は、規制のためにHIVに感染した動物を処理するためにBSL2+施設を必要とすることです。

huNS γ鎖ヌルマウスモデルは、シミアン免疫不全ウイルスに感染した非ヒト霊長類など、HIV感染を研究するための他の動物モデルと比較していくつかの利点を有する。例えば、huNS γ鎖ヌルマウスは、特定の遺伝子標的の評価を可能にする遺伝子ノックアウトまたはトランスジェニック株の作成を可能にする。さらに、huNS γ鎖ヌルマウスにおける一次ヒト細胞の使用は、非ヒト霊長類におけるインターフェロン刺激遺伝子の場合など、種特異的な制限を回避し、抗ウイルス応答および感染の経過40に影響を及ぼす可能性がある。したがって、感染の動態はhuNS γ鎖ヌルマウス間で非常に一貫している。最後に、huNS γチェーンヌルマウスモデルは、安価で、複雑なコア機能を必要とせず、よりアクセスしやすくなっています。

要約すると、CD34+ HSCヒト化およびhu-PBL-NS γ鎖ヌルマウスモデルは、HIV感染における慢性、急性、および再活性化イベントの研究のための様々な可能性を提供する。これらのモデルの前述の制限の認識と克服により、NS γ鎖ヌルマウスの使用は、ウイルス学的、免疫学的、および薬物前臨床試験、ならびにゲノム編集および細胞ベースの免疫療法のための強力なツールとなり得る。

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Disclosures

著者たちは何も開示する必要はない。

Acknowledgments

この研究は、JCZに対するIHV臨床部門の内部資金によって支援されました。

Materials

Name Company Catalog Number Comments
0. 5 ml Microcentrifuge tubes Neptune 3735.S.X
1. 5 ml Microcentrifuge tubes Neptune 3745.S.X
10 ml Serologial pipetes stellar sceintific VL-4090-0010
15 ml conical tubes Stellar scientific T15-600
25 ml Serologial pipetes stellar sceintific VL-4090-0025
5 ml Serologial pipetes stellar sceintific VL-4090-0005
50 ml conical tubes Stellar scientific T50-600
ACK lysis buffer Quality biological 118-156-101
Alcohol prep pads Fisher scientific 06-669-62 Sterile
Anti-Human CD3 clone UCHT1 Biolegend 300439 APC conjugated
Anti-Human CD4 clone OKT4 Biolegend 317420 AF488 conjugated
Anti-Human CD45 clone 2D1 Biolegend 368522 BV421 conjugated
Anti-Human CD8 clone SK1 Biolegend 344710 PerCP-Cy5.5 conjugated
Biosafaty cabinet level 2 If posible connected to an exauste chimeny when handling Isoflurane
Bonnet Fisher scientific 17-100-900 Single use cap for basic protection
Cavicide Metrex 13-1000 Surface desinfectant
CD34+ cells Lonza 2C-101 As many vials available from a single donor
Centrifuge Beckman 65-6KR
Clear jar Amazon 77977
Cotton gauze pad Fisher scientific 22-415-468 Sterile
Disposable lab coats Fisher scientific 19-472-422
EDTA micro tubes Greiner bio-one 450480
Face Mask Fisher scientific 17-100-897
FACS lysing solution BD 340202
FBS premium HI Atlanta biologicals S1115OH
Ficoll GE health one 17-1440-02
Flow cytometer We used FACS Aria II
Flow cytometry tubes Falcon 352054 5 ml polystyrene and round bottom
HIV BaL Prepared in our uQUANT core facility
Human PBMCs HIV positive and negative volunteers
Infrared warming pad Venet scientific DCT-25 Temporary therapeutic warming pad for small animals
Isentress (Raltegravir) Merck NSC 0006-0227061 Antiretroviral medication to treat human immunodeficiency virus (HIV)-Integrase inhibitor
Isoflurane Henry Schein NDC 11695-6776-2
Mark I irradiator Equipment belonging to university of Maryland
Micro pipettes
Microcentrifuge Eppendorf
Mouse ear tags National Band & Tag company 1005-1L1
Natelson blood collection tubes Fisher scientific 02-668-10
NOG-EXL Taconic HSCFTL-13395-F
NSG mice Jackson 5557 Time pregnant females for CD34 engraftment and Juveniles for PBMCs engraftment
NSG-SGM3 Jackson 13062
Paraformaldehyde 16% Electron microscopy sciences 15710
PBS 1X pH 7.4 Gibco 100-10-023
Petri dishes Fisher scientific 08-757-28
Quantistudio qPCR machine Thermo QS3
Reagent reservoirs Costar 4870
RPMI media 1640 1X Gibco 11875-093
Shoe covers Fisher scientific 17-100-911
Sterile disposable Gloves Microflex SUF-524
SuperScript II First-Strand Synthesis SuperMix Invitrogen 10080-400 cDNA synthesis
Syringes 28-G x 1/2 BD 329-461
Syringes 29-G x 1/2 BD 324-702
Truvada (Emtricitabine and Tenofovir Gilead NDC 61958-0701-1 Antiretroviral medication to treat human immunodeficiency virus (HIV)-Nicleoside analog-transcriptase inhibitor
Trypan blue Sigma T8154 Cell count and viability
Vick Vaporub School health 43214 Ointment based on menthol and eucalyptus
Water molecular biology grade Quality biological 351-029-131

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References

  1. Shultz, L. D., Ishikawa, F., Greiner, D. L. Humanized mice in translational biomedical research. Nature Reviews Immunology. 7, 118-130 (2007).
  2. Koboziev, I., et al. Use of humanized mice to study the pathogenesis of autoimmune and inflammatory diseases. Inflammatory Bowel Diseases. 21, (7), 1652-1673 (2015).
  3. Ito, M., et al. NOD/SCID/γcnull mouse: An excellent recipient mouse model for engraftment of human cells. Blood. 100, (9), 3175-3182 (2002).
  4. Ishikawa, F., et al. Development of functional human blood and immune systems in NOD/SCID/IL2 receptor {gamma} chain(null) mice. Blood. 106, (5), 1565-1573 (2005).
  5. Kim, K. C., et al. A Simple Mouse Model for the Study of Human Immunodeficiency Virus. AIDS research and human retroviruses. 32, (2), 194-202 (2016).
  6. Wunderlich, M., et al. AML xenograft efficiency is significantly improved in NOD/SCID-IL2RG mice constitutively expressing human SCF, GM-CSF and IL-3. Leukemia. 24, (10), 1785-1788 (2010).
  7. Billerbeck, E., et al. Development of human CD4+FoxP3+ regulatory T cells in human stem cell factor-, granulocyte-macrophage colony-stimulating factor-, and interleukin-3-expressing NOD-SCID IL2Rγnull humanized mice. Blood. 117, (11), 3076-3086 (2011).
  8. Coughlan, A. M., et al. Myeloid Engraftment in Humanized Mice: Impact of Granulocyte-Colony Stimulating Factor Treatment and Transgenic Mouse Strain. Stem cells and development. 25, (7), 530-541 (2016).
  9. Kumar, P., et al. T Cell-Specific siRNA Delivery Suppresses HIV-1 Infection in Humanized Mice. Cell. 134, (4), 577-586 (2008).
  10. Victor Garcia, J. Humanized mice for HIV and AIDS research. Current Opinion in Virology. 19, 56-64 (2016).
  11. Araínga, M., Su, H., Poluektova, L. Y., Gorantla, S., Gendelman, H. E. HIV-1 cellular and tissue replication patterns in infected humanized mice. Scientific Reports. 6, 1-12 (2016).
  12. Satheesan, S., et al. HIV replication and latency in a humanized NSG mouse model during suppressive oral combinational ART. Journal of Virology. 92, (7), 2118 (2018).
  13. Medina-Moreno, S., et al. Targeting of CDK9 with indirubin 3’-monoxime safely and durably reduces HIV viremia in chronically infected humanized mice. PLoS ONE. 12, (8), 1-13 (2017).
  14. Honeycutt, J. B., et al. Macrophages sustain HIV replication in vivo independently of T cells. The Journal of Clinical Investigation. 126, (4), 1353-1366 (2016).
  15. Perdomo-Celis, F., Medina-Moreno, S., Davis, H., Bryant, J., Zapata, J. C. HIV Replication in Humanized IL-3/GM-CSF-Transgenic NOG Mice. Pathogens. 8, (33), Basel, Switzerland. 1-16 (2019).
  16. Akkina, R., et al. Improvements and Limitations of Humanized Mouse Models for HIV Research: NIH/NIAID "Meet the Experts" 2015 Workshop Summary. AIDS Research and Human Retroviruses. 32, (2), 109-119 (2015).
  17. Dudek, T. E., Allen, T. M. HIV-Specific CD8+ T-Cell Immunity in Humanized Bone Marrow-Liver-Thymus Mice. The Journal of Infectious Diseases. 208, Suppl 2 150-154 (2013).
  18. Skelton, J. K., Ortega-Prieto, A. M., Dorner, M. A Hitchhiker's guide to humanized mice: new pathways to studying viral infections. Immunology. 154, 50-61 (2018).
  19. Pearson, T., Greiner, D. L., Shultz, L. D. Creation of "humanized" mice to study human immunity. Current Protocols in Immunology. Chapter 15, Unit 15.21 (2008).
  20. Hasgur, S., Aryee, K. E., Shultz, L. D., Greiner, D. L., Brehm, M. A. Generation of Immunodeficient Mice Bearing Human Immune Systems by the Engraftment of Hematopoietic Stem Cells. Methods in molecular biology. 1438, Clifton, N.J. 67-78 (2016).
  21. Shultz, L. D., et al. Human lymphoid and myeloid cell development in NOD/LtSz-scid IL2R gamma null mice engrafted with mobilized human hemopoietic stem cells. Journal of Immunology. 174, (10), Baltimore, Md. 6477-6489 (2005).
  22. King, M., et al. A new Hu-PBL model for the study of human islet alloreactivity based on NOD-scid mice bearing a targeted mutation in the IL-2 receptor gamma chain gene. Clinical Immunology. 126, (3), Orlando, Fla. 303-314 (2008).
  23. King, M. A., et al. Human peripheral blood leucocyte non-obese diabetic-severe combined immunodeficiency interleukin-2 receptor gamma chain gene mouse model of xenogeneic graft-versus-host-like disease and the role of host major histocompatibility complex. Clinical and Experimental Immunology. 157, (1), 104-118 (2009).
  24. Covassin, L., et al. Human peripheral blood CD4 T cell-engrafted non-obese diabetic-scid IL2rgamma(null) H2-Ab1 (tm1Gru) Tg (human leucocyte antigen D-related 4) mice: a mouse model of human allogeneic graft-versus-host disease. Clinical and experimental immunology. 166, (2), 269-280 (2011).
  25. Heredia, A., et al. Targeting of mTOR catalytic site inhibits multiple steps of the HIV-1 lifecycle and suppresses HIV-1 viremia in humanized mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112, (30), 9412-9417 (2015).
  26. Nair, A., Jacob, S. A simple practice guide for dose conversion between animals and human. Journal of Basic and Clinical Pharmacy. 7, (2), 27-31 (2016).
  27. Miller, P. H., et al. Analysis of parameters that affect human hematopoietic cell outputs in mutant c-kit-immunodeficient mice. Experimental Hematology. 48, 41-49 (2017).
  28. Murphy, W. J., et al. Induction of T cell differentiation and lymphomagenesis in the thymus of mice with severe combined immune deficiency (SCID). Journal of Immunology. 153, (3), Baltimore, Md. 1004-1014 (1994).
  29. Poluektova, L. Y., et al. Humanized Mice as Models for Human Disease. Humanized Mice for HIV Research. Chapter 2 15-24 (2015).
  30. Nakata, H., et al. Potent anti-R5 human immunodeficiency virus type 1 effects of a CCR5 antagonist, AK602/ONO4128/GW873140, in a novel human peripheral blood mononuclear cell nonobese diabetic-SCID, interleukin-2 receptor gamma-chain-knocked-out AIDS mouse model. Journal of Virology. 79, (4), 2087-2096 (2005).
  31. Terahara, K., et al. Fluorescent Reporter Signals, EGFP, and DsRed, Encoded in HIV-1 Facilitate the Detection of Productively Infected Cells and Cell-Associated Viral Replication Levels. Frontiers in Microbiology. 2, 280 (2012).
  32. Nicolini, F. E., Cashman, J. D., Hogge, D. E., Humphries, R. K., Eaves, C. J. NOD/SCID mice engineered to express human IL-3, GM-CSF and Steel factor constitutively mobilize engrafted human progenitors and compromise human stem cell regeneration. Leukemia. 18, (2), 341-347 (2004).
  33. Cyster, J. G., et al. Follicular stromal cells and lymphocyte homing to follicles. Immunological Reviews. 176, 181-193 (2000).
  34. Seung, E., Tager, A. M. Humoral Immunity in Humanized Mice: A Work in Progress. Journal of Infectious Diseases. 208, Suppl 2 155-159 (2013).
  35. Wahl, A., Victor Garcia, J. The use of BLT humanized mice to investigate the immune reconstitution of the gastrointestinal tract. Journal of Immunological Methods. 410, 28-33 (2014).
  36. Suzuki, M., et al. Induction of human humoral immune responses in a novel HLA-DR-expressing transgenic NOD/Shi-scid/γc null mouse. International Immunology. 24, (4), 243-252 (2012).
  37. Ali, N., et al. Xenogeneic Graft-versus-Host-Disease in NOD-scid IL-2Rγnull Mice Display a T-Effector Memory Phenotype. PLoS ONE. 7, (8), 1-10 (2012).
  38. Brehm, M. A., Wiles, M. V., Greiner, D. L., Shultz, L. D. Generation of improved humanized mouse models for human infectious diseases. Journal of Immunological Methods. 410, 3-17 (2014).
  39. Hakre, S., Chavez, L., Shirakawa, K., Verdin, E. HIV latency: experimental systems and molecular models. FEMS Microbiology Reviews. 36, (3), 706-716 (2012).
  40. Wu, F., et al. TRIM5α Restriction Affects Clinical Outcome and Disease Progression in Simian Immunodeficiency Virus-Infected Rhesus Macaques. Journal of Virology. 89, (4), 2233 (2015).

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