Summary
Vi beskriver ett kirurgiskt ingrepp som används för att inducera perifer ischemi hos kaniner med hyperlipidemi och diabetes. Denna kirurgi fungerar som en preklinisk modell för tillstånd som upplevs i perifer artärsjukdom hos patienter. Angiografi beskrivs också som ett sätt att mäta omfattningen av introducerade ischemi och återhämtning av per fusion.
Abstract
Perifer vaskulär sjukdom är ett omfattande kliniskt problem som drabbar miljon tals patienter över hela världen. En stor konsekvens av perifer vaskulär sjukdom är utvecklingen av isärare. I svåra fall, patienter kan utveckla kritisk lem ischemi där de upplever ständig smärta och en ökad risk för extremiteterna amputation. Nuvarande terapier för perifer ischemi inkluderar bypass kirurgi eller perkutan interventioner såsom angioplastik med stentning eller aterektomi att återställa blod flödet. Emellertid, dessa behandlingar Miss lyckas ofta med den fortsatta utvecklingen av vaskulär sjukdom eller restenos eller är kontraindicerat på grund av den totala dåliga hälsan hos patienten. En lovande potentiell metod för att behandla perifera ischemi innebär induktion av terapeutisk kärl nybildning att tillåta patienten att utveckla säkerheter vaskulatur. Detta nybildade nätverk lindrar perifer ischemi genom att återställa per fusion till det drabbade området. Den mest använda prekliniska modellen för perifer ischemi utnyttjar bildandet av bakre extremiteterna ischemi hos friska kaniner genom femorala artär ligation. I det förflutna, dock, det har varit en stark koppling mellan framgången för prekliniska studier och misslyckandet i kliniska prövningar om behandlingar för perifer ischemia. Friska djur har vanligt vis robust vaskulär förnyelse som svar på kirurgiskt inducerad ischemia, i motsats till den reducerade vaskularitet och förnyelse hos patienter med kronisk perifer ischemia. Här beskriver vi en optimerad djur modell för perifer ischemi hos kaniner som inkluderar hyperlipidemi och diabetes. Denna modell har minskat säkerheter bildning och blod tryck återhämtning i jämförelse med en modell med en högre kolesterol diet. Således, modellen kan ge bättre korrelation med mänskliga patienter med nedsatt angiogenes från de gemensamma samtidiga morbidities som åtföljer perifer kärl sjukdom.
Introduction
Perifer arteriell sjukdom (PAD) är en vanlig cirkulations rubbning där utvecklingen av aterosklerotisk plack bildas leder till en förträngning av blod kärl i armar och ben i kroppen. Den senaste tidens ökning av riskfaktorer för åder förkalkning, inklusive diabetes, fetma, och inaktivitet, har lett till ökad förekomst av vaskulär sjukdom1. För närvarande, det uppskattas att 12%-20% av den allmänna befolkningen över 60 år gammal har perifer arteriell sjukdom2. En stor konsekvens av perifer arteriell sjukdom är utvecklingen av perifer iskärl, vanligast förekommande i de nedre extremiteterna. I svåra fall, patienter kan utveckla kritisk lem ischemia, ett tillstånd där det finns ständig smärta på grund av brist på blod flödet. Patienter med kritisk lem ischemi har en 50% sannolikhet för att ha en lem amputerade inom ett år av diagnos. Dessutom, patienter med diabetes har en högre incidens av perifer arteriell sjukdom och sämre resultat efter interventioner för revaskularisering3,4. Nuvarande terapier för perifer ischemi inkluderar perkutan interventioner såsom aterektomi och stentning eller kirurgiska bypass. Emellertid, för många patienter dessa behandlingar ger bara kortsiktiga fördelar och många är inte friska nog för större kirurgiska ingrepp. I detta arbete, beskriver vi en preklinisk djur modell för att testa nya behandlingar som riktar sig mot perifer kärl sjukdom som omfattar uppkomsten av perifer ischemi hos kaniner genom kirurgisk ligering i samband med diabetes sjukdomen tillstånd.
Bakbenen ischemi modell i kaniner har använts som en fysiologisk modell för obstruktiv vaskulär sjukdom och prekliniska föregångare till studier på människa i över ett halvt sekel5,6. Kaniner är ofta en föredragen art för studier på perifer ischemi på grund av den framkallade muskulaturn av vristen och vadmuskeln, i kontrast till vanligt stort djur modellerar som är hovdjur (djur med hovar). Flera nya recensioner har behandlat användningen av denna modell och andra i modellering perifer kärl sjukdom hos människor7,8. Liknande modeller som använder Hind lem ischemi hos kaniner användes i prekliniska studier av tillväxtfaktorer9,10,11,12,13,14, 15,16,17,18,19,20, gen terapi21,22,23, 24,25,26,27,28,29,30,31,32, 33,34,35,36,37,38,39,40,41, 42,43,44ochstamceller45,46,47,48, 49,50 ,51för terapeutisk neovaskularisering i armar och ben. Tyvärr visade de kliniska prövningar som följde dessa framgångs rika djur studier inte signifikanta fördelar för patienter52.
En föreslagen förklaring av orsaken till detta translationella misslyckande är att villkoret för perifer isaniska hos människa patienter är en som inkluderar resistens mot angiogena signaler53,54,55, 56 , 57 , 58 , 59. flera studier har visat defekter i angiogena signal vägar vid diabetes och hyperglykemi. Diabetes och hyperlipidemi leda till en förlust av heparansulfater sulfat proteoglykaner och en ökning av enzymer som skär heparansulfater sulfat, presentera en potentiell mekanism för resistens mot terapeutiska angiogenes/arteriogenes med tillväxtfaktorer60 , 61. således, ett viktigt inslag i en modell för perifer ismoischemia bör omfatta en aspekt av terapeutisk resistens så att terapier kan utvärderas i samband med sjukdoms tillstånd som finns hos människa patienter.
I detta arbete, beskriver vi en kanin modell av perifer ischemi genom kirurgisk ligering av femorala artärer. En inledande period med induktion av diabetes och hyperlipidemi införlivas i modellen. Vi jämförde denna modell med en annan modell som innehåller en högre fett diet utan diabetes och fann att modellen med diabetes och lägre nivå av hyperlipidemi var mer effektivt för att minska blod kärlens tillväxt. Vår modell kombinerar framsteg som har använts av separata grupper, med målet att tillhandahålla en praktisk och standardiserad metod för att uppnå konsekventa resultat i perifer kärl sjukdom forskning.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Studier som involverar djur utfördes med godkännande av University of Texas i Austin och UTHealth Science Center vid Houston institutionella djur vård och användning kommittén (IACUC), djur vård och användning Review Office (ACURO) i USA: s armé Medicinsk forskning och materiel lednings kontor för forsknings skydd, och i enlighet med NIH rikt linjer för djur vård.
1. induktion av diabetes och hyperlipidemi
- Över gång den nya Zeeland kaniner (4-6 månader gamla) från en kopp standard alfalfa Chow till 0,1% kolesterol Chow under loppet av fyra dagar. För dag 1 – 5, Använd standard Chow till kolesterol Chow nyckeltal av 1:0, 3:1, 1:1, 1:3, och 0:1, respectively. Efter två veckor på 0,1% kolesterol Chow, inducera kaniner att ha diabetes med alloxan injektion som beskrivs i följande steg
- Sedate kaninerna med 35 – 75 mg/mL Ketamin och 1 – 2 mg/mL Acepromazin via subkutan injektion och prep för en INTRAVENÖS injektion genom att introducera en kateter i den marginella vänstra öron venen med en 22 g kateter.
- Samla in en droppe blod från kaniner via navet i örat ven katetern för bas linjen blod glukos nivå (BGL) mätning. Alla standard Glukometer kan användas. Normala glukos nivåer för en kanin är vanligt vis i intervallet 80 till 150 mg/dL.
- Injicera alloxan vid 100 mg/kg rekonstituerat i saltlösning till en volym av 8 mL genom öron katetern långsamt under en 8-minutersperiod med hjälp av en sprutpump.
- Kontrol lera BGL varje timme för nästa 12 h med en standard Glukometer att övervaka för hypoglykemi.
- Placera kaninen i en fast hållnings apparat.
- Anesthetize örat med 2,5% lidokain/2.5% Prilokain grädde.
- Ta blod från den laterala öron venen med en 27 G nål och mät BGL med en standard mätare.
- Mät BGL två gånger om dagen under de första 7 dagarna. Ge kaninerna en injektion av insulin om BGL når eller överstiger 350 mg/dL.
- Förbered en 3-mm rostfri kula för implantation som en storleks markör under angiografi före Operations dagen.
- Skär en 10-mm cirkulär bit silastic lakan ur ett större ark med en biopsi punch.
- Montera bollen i mitten av arket med hjälp av genomskinligt silikon tätnings medel.
- Helt täcka bollen med tätnings medlet. Låt tätnings medlet att bota i minst 24 h.
- Placera bollen i en öppen 2 tum x 3 tum låg densitet polyeten väska och placera den i en sterilisering påse som ska steriliseras med etylenoxid gas.
2. beredning av kanin för kirurgi
- Anesthetize kaninen med 20 – 40 mg/kg Ketamin och 2 mg/kg midazolam via subkutan injektion. Placera kaninen på 1,5% – 3% isofluran (typiskt 2%) under den inledande sedering med hjälp av en mask. Ge en injektion av alfaxalon för att bibehålla anestesi via en intramuskulär injektion på 3 mg/kg.
- När sövda, ta bort masken och sätt i en bojad endotrakeal tub, i luftvägarna och ansluta till en ventilator. Fortsätt att administrera isofluran med 1,5 – 3%.
- Samla blod från den centrala artären från endera örat för en bas linje kemi panel.
- Placera en 22 G öronven kateter i den laterala öron venen för Lakterad ringer lösning DROPP under hela kirurgiska ingrepp. Alternativt kan en normal saltlösning (0,9% natriumkloridlösning) användas.
- Med hjälp av den laterala venen i motsatt öra, placera en kateter i venen och leverera alfaxalon på 6 mg/kg/h. gradvis öka alfaxalon till 8 mg/kg/timme samtidigt minska isofluran till 0,6% under prep perioden.
- För att begränsa smärta och infektions risk, administrera buprenorfin (0,01 mg/kg) och enrofloxacin (5 mg/kg) med en subkutan injektion med 25 G nål.
- Trimma håret på halsen, höger och vänster inre lår, och tillbaka med hjälp av Clippers (#40 blad). Hår avlägsnas från ryggen för att upprätthålla kontakten med jord plattan.
- Placera en blodtryckmanschett på var och en av bakbenen och mät det initiala blod trycket. Placera manschetten precis under knäet med sonden precis ovanför hasen på den laterala ytan.
- Placera kanin på Operations bordet på ryggen och skrubba och drapera kirurgi platser. Detta inkluderar halsen för halspulsådern till gång och inre högra lår för femorala artär till gång. Utför sterilisering scrub med omväxlande Scrubs av 2% klorhexidin och 70% etylalkohol. Upprepa detta tre gånger och applicera sedan en slutlig spray med 2% klorhexidinlösning.
- Placera en 3-mm rostfri kula som har steriliserats inuti en låg densitet polyethyene påse ovanpå höger (skrubbade) benet nära den övre delen av låret för att fungera som en storleks referens under angiogrammätningar. Placera en steril drapera över benet fram till tiden för operationen. Lämna bollen inuti den sterila plast påsen under den första angiogrammet.
3. angiografi
- Exponera rätt gemensamma halspulsådern
- Gör en 4 – 5 cm lång snitt bara sidled till luft strupen med en skalpell med en #15 blad.
- Använd trubbig dissektion för att exponera halspulsådern och öppna snittet med hjälp av små Weitlaner upprullnings Don. Försiktigt isolera halspulsådern från jugular venen och vagusnerven. Typiskt, en böjd Metzenbaum sax och en böjd mygga hemostat används för trubbiga dissektion. Var noga med att få full separation av halspulsådern från nerven och jugular ven för att göra liga turer bara ligera artären.
- Placera en ligatur med hjälp av en 4-0 siden sutur i den proximala och distala ändarna av den exponerade artären. Binda av den distala änden av halspulsådern med en kirurg Knut följt av fyra kvadrat knop. På den proximala änden, Använd en ligaloop att låta den dras åt eller lossas efter behov. Användningen av en ligaloop placeras i den proximala änden av den exponerade artären kan hjälpa till att säkra introduktör och kateter.
- Administrera 500 IE heparin via IV. Använd cirka 0,5 mL 1% lidokain appliceras längs den exponerade halspulsådern att vidga kärlet. En behandling är vanligt vis tillräcklig, men den kan upprepas vid behov. Skär ungefär halvvägs genom halspulsådern med hjälp av en skalpell eller iris sax, sedan placera 4-tums tråd insättnings verktyg i artären.
- Mata en 0,014 tum x 185 cm ledaren genom insättnings verktyget till aorta bifurkation på iliaca krönet i fallande aorta. Ta bort insättnings verktyget och sätt i en 3F Pigtail-angiografisk kateter över tråden.
- Avancera Pigtail katetern vara 2 cm proximalt om aorta bifurkation vid höft ben skammen i fallande aorta.
- Placera kateterns spets mellan den sjunde länd ryggen och den första sakrala kotorna. Testa kateterns placering genom att manuellt injicera en 2 – 4 mL kontrast medel.
- Administrera en intraarteriell injektion av 100 μg nitroglycerin genom katetern för att öka vasodilatation.
- Administrera 0,8 mL 1% lidokain till kaninen genom katetern för att hjälpa till med vasodilatation under angiogrammet. Fäst slangen för injektorn till katetern och ta bort eventuella luft bubblor i linjen. Injicera 8-9 mL kontrast medel med hjälp av automatiserad angiografisk injektor genom katetern.
- Spela in seriella bilder av bakbenen med hjälp av angiografi.
- Ställ in ströminjektorn för att injicera kontrasten vid 3 mL/SEK för totalt 8-9 mL. Utför Digital subtraktion angiografi vid 6 bilder per sekund.
- Välj de seriella bilder som skapats och ändra ett foto av varje angiografi med cirka-40% inställning för att minimera utseendet på ben och fånga en fullständig bild av kärlet per fusion med kontrast. Ett exempel på angiografi av det vaskulära flödet efter femorala artärligation/excision visas i figur 1.
4. isolering av femorala artären
- Gör en längsgående snitt i huden över höger lår bens hals artär med hjälp av en skalpell (#15 blad). Se till att snittet sträcker sig inferiorly från ljumsk ligament slutar vid området bara proximalt om patella (ca 6 cm).
- Använd trubbiga dissektion med böjda Metzenbaum sax eller en böjd mygga hemostat att exponera femorala artären.
- Använd Weitlaner upprullnings Don för att hålla snittet öppet.
- Tillsätt 0,5 mL 1% lidokain lokalt för att minska nerv irritation och främja vasodilatation.
- Fortsätt trubbiga dissektion av vävnaderna för att frigöra hela längden på femorala artären tillsammans med alla grenar av femorala artären, inklusive sämre epigastriska, djupa lår bens hals, laterala cirkumflex, och ytliga epigastriska artärer (figur 2A) .
- Dissekera ytterligare längs pop lie tal lymf lederna och ytlig artärer samt den externa iliaca artären (figur 2A). Regelbundet fukta området med saltlösning för att skydda från vävnads skada. Om den trubbiga dissektion utförs längs lår bens spåret (mellan musklerna) finns det ingen anledning att skära muskeln.
- Separera försiktigt artären från venen och nerven som visas i figur 2b, C. Ligate de artärer som anges av diagrammet med 4,0 siden suturer genom att placera två band med tillräckligt utrymme mellan dem att skära artären. Dessa band utförs med en kirurg Knut följt av fyra kvadrat knop.
- Skär mellan de två banden på de liga turer artärerna med hjälp av små Metzenbaum sax. Punkts katter femorala artär från dess proximala ursprung som en gren av den externa iliaca artären till den punkt distalt där det bifurcates att bilda den ytlig och popliteal artärer.
5. Upprepa angiografi
- Använd 4-0 silke sutur att fästa silastic blad, med 3-mm rost fritt stål bollen till den övre delen av quadriceps muskeln. Dra ut huden över bollen när den är på plats.
- Administrera en intraarteriell injektion av 100 μg nitroglycerin genom katetern för att öka vasodilatation.
- Om det behövs, administrera en annan 0,8 mL 1% lidokain till kaninen genom katetern för att hjälpa till med vasodilatation under angiogrammet.
- Injicera 8-9 mL kontrast medel med hjälp av en automatiserad angiografisk injektor.
- Utför angiografi enligt beskrivningen i steg 3,9.
6. sår stängning och återhämtning
- Ta bort katetern från höger artär. Binda av artären med 4-0 silke suturen som redan är på plats runt artären.
- Suturen båda sår stängda. Stäng muskler och resorberbar lager med 4-0 Polydioxanon eller 3-0 polyglaktin 910 på en Kona nål (se tabell över material) i ett kontinuerligt sutur mönster. Stäng huden med 4-0 Polydioxanon eller 4-0 polyglaktin 910 på en omvänd skärande nål (se tabell över material) i en begravd kontinuerligt resorberbar sutur mönster.
Obs: om tillgängligt, är Polydioxanon föredras för båda. - Administrera intradermala injektioner av 0,25% bupivakain nära snitt med hjälp av en spruta med 25 G nål. För in nålen och injicera 0,5 mL medan nålen dras tillbaka. Ge en injektion per sida av såret för snittet på halsen (två injektioner på halsen) och två injektioner per sida av såret för snittet på benet (fyra injektioner på benet, sex injektioner totalt). Den totala injicerade volymen är 3 mL (0,5 mL x 6 injektioner).
- Administrera subkutana injektioner på 0,5 mg/kg meloxikam och ihållande frisättning av Buprenorfin vid 0,12 mg/kg.
- Övervaka kaninen när den återhämtar sig från anestesi. Kaninen kommer automatiskt att börja svälja när den vaknar upp från anestesi. När sväljnings reaktionen inträffar, ta bort endotrakealröret. Ge noggrann övervakning och värme stöd tills kaninen kan bibehålla kardiovaskulär funktion och kropps temperatur. Returnera kanin till sin inhägnad när den är i stånd att ambulate.
- Anställa färska grönsaker och/eller spruta utfodring av en kritisk vård diet tillsammans med subkutan saltlösning injektioner om kaninen inte tolererar Chow efter operationen. Kål, broccoli, blomkål, morötter eller annat i säsongens grönsaker kan användas. Strimla grönsakerna och blanda ihop dem till stöd i kanin återvänder till att äta.
7. övervakning av
- Bedöva kaninerna varannan vecka för att förvärva blod tryck på båda benen som beskrivs i steg 2,8. Skörda blod från den centrala artären i örat för användning i blod kemi analyser. Alternativt, ta blod från den saphenösa ven eller cefaliska ven. Ta cirka 2 mL vid varje tidpunkt. Använd en vanlig blod kemi panel för analys. Om det behövs, lägga till tester för låg densitet lipoprotein (LDL), hög densitet lipoprotein (HDL), eller hemoglobin A1c (HbA1c).
- Ta en mycket liten mängd blod för BGL mätningar.
8. behandling av
- Förbered tio sprutor med behandling, bärare och crosslinker. Fyll varje spruta strax före användning med 100 μL kalciumsulfatslurry och sedan 100 μL 2% natriumalginat med tillväxtfaktorer eller andra behandlingar så att alginatet är närmast Sprutspetsen.
- Administrera en beredd injektion i muskeln innan du förbereder nästa. Detta minskar den tid som alginatet interagerar med kalciumsulfat i sprutan. Utrymme injektionerna jämnt längs båda sidor av femorala artären på låret. För att uppnå enhetliga injektioner, skapa en silikon plåt med hål för att vägleda injektionen, som beskrivs i andra studier19. Detta kan lätt förberedas genom att använda en biopsi punch för att skapa hål i kommersiellt tillgängliga silikon plåt.
9. angiografi vid änd punkten, eutanasi, per fusions fixering och vävnads skörd
- Vid Endpoint datum, utföra angiografi som beskrivs i steg 3 men Använd vänster halspulsådern för åtkomst.
- Efter angiografi, flytta djuret till obduktion tabellen och utföra per fusion fixering för att bevara bakbenet vävnader:
- Öka isofluran till 3%-4% och utföra en tå nypa för att bekräfta anestesi är tillräckligt djup.
- Administrera 1000-2000 IE heparin intravenöst.
- Skapa ett snitt längs mittlinjen av bröst korgen och spänner över längden på membranet med hjälp av en skalpell med en #20 blad.
- Med revbenet exponerad, skär revbenen precis vänster om mitt linjen med hjälp av revben fräsar. Använd Weitlaner upprullnings Don för att exponera hjärtat.
- Ställ in pumpen med utgångs slang med en innerdiameter på 1/8 tum och en 18G nål i slutet. Förladda linjen med saltlösning och ha minst 600 mL saltlösning och formalin beredd i separata behållare för per fusion.
- Sätt in den 18 G-nål som är ansluten till pumpen i den vänstra ventrikeln via hjärtats spets. Sätt i en annan 18 G nål (unattached till något) i höger förmak och låta blodet flöda ut i utsugs bord av obduktion tabellen.
- Använd en per fusions pump för att kontrol lera flödet av cirka 500 mL saltlösning i hjärtat. Använd en pump inställning för att flöda 110 mL/min.
- När vätskan som kommer från hjärtat är klar, flytta slangen från saltlösning reservoaren till en fylld med en 10% formalin lösning. Twitching kommer att inträffa i alla fyra extremiteterna om per fusion fungerar korrekt. Pumpa cirka 500 mL formalin lösning i den vänstra ventrikeln.
- Stäng av pumpen och ta bort nålarna från hjärtat.
- Ta bort båda bakbenen i höften genom att skära runt höft leden med en skalpell med #20 blad. Använd en liten revbens fräs för att ta bort armar och ben. Använd den icke-ischemiska extremiteten som en kontroll.
- Förvara extremiteterna i formalin i 24 timmar vid 4 ° c och förvaras sedan i 70% etanol vid 4 ° c.
- För histologisk analys, ta flera biopsier från armar och ben. Vi har använt åtta 6-mm biopsier tagna på regioner över lår och kalv i båda lemmarna.
Obs: medan fotled blod tryck mätning och angiografi är de vanligaste metoderna för att mäta återhämtning av blod flödet, andra metoder kan användas för att spåra återhämtning av djuren inklusive Doppler ultraljud, Laser Doppler Imaging, infraröd termografi62, mikrosfär bestämd per fusion63,64, datortomografi (CT) avbildning, och magnetisk resonanstomografi (MRI)65.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Efter induktion av diabetes och initiering av 0,1% kolesterol diet, det totala kolesterolet för kaniner med diabetes och kolesterol diet var 123,3 ± 35,1 mg/dL (n = 6 manliga kaniner) genomsnittliga totala tid punkter och kaniner. BGL-nivån för dessa kaniner var 248,3 ± 50,4 mg/dL (n = 6 hankaniner). En tid kurs för blod kemiska sammansättningar och ben blod tryck nyckeltal i en typisk kanin visas i figur 3 i jämförelse med kaniner under en högre kolesterol diet (1% kolesterol). I icke-diabetiska djur, även med högre kolesterol, fann vi att det fanns ökad återhämtning av blod trycket i den ischemiska extremiteterna och vaskularitet i angiogrammen vid den sista tidpunkten (figur 3). Djuren på högre kolesterol/fett diet visade också ökade nivåer av lipoprotein A, tyder på stress på levern. Således, diabetes med en lägre nivå av kolesterol ledde till mer komprometterad per fusion vid studiens punkt. Histologiskt, det finns förändringar i muskel strukturen överensstämmer med ödem och ischemisk skada i vissa platser figur 4. I vissa fall, man kan observera förändringar/skador i muskel fibrerna på grund av ischemia. Detta kan observeras som förlust eller störning av muskel fibrerna i den histologiska analysen, som har observerats i vissa bakben ischemi modeller i möss. Emellertid, försiktighet krävs för att skilja dessa förändringar från histologiska artefakter av vävnads bearbetning. Immunofärgning för PECAM och αSMA kan användas för att identifiera antalet kärl och större kärl i vävnads avsnitten (figur 4). Sammantaget modellen med diabetes med en lägre nivå kolesterol diet producerade repeterbara underskott i blod tryck och vaskularisering över den högre kolesterol diet modellen utan diabetes.
Figur 1: angiografi för bakdelen av en diabetiker och icke-diabetiker kanin pre-kirurgi, post-kirurgi och efter återhämtning för 70 dagar efter femorala artär ligering och excision. (A) angiografi av ischemisk lem (vänster) och kontralateralt kontroll lem (höger). (B) förstorade bilden av den ischemiska extremiteten på platsen för ligation. Vänligen klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2: induktion av bakre extremiteterna ischemi hos kaniner genom femorala artär ligering och excision. (A) illustration av den vaskulära anatomin hos kaninbakbenet. Placera band på alla punkter markerade att ligera artärerna. Modifierad och används med tillstånd71. Bkirurgiskt fält som visar snittet ner till femorala artären före ligation. (C) lår bens hals artärer med ligeringar på plats för att inducera bakextremisk ischemia. Vänligen klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 3: typiska blod tryck och blod kemiska sammansättningar för kaniner med bakre extremiteterna ischemi under loppet av modellen. Diabetiker/MC-gruppen förmås att ha diabetes och ges en 0,1% kolesterol diet. Den icke-diabetiker/HC-gruppen fick en 1% kolesterol diet. BGL = blod glukos nivå. TC = totalt kolesterol. LIPA = lipoprotein (a). BP = blod tryck förhållandet mellan den ischemiska och icke-ischemisk lem. Vänligen klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 4: histologisk analys av muskeln i bakbenet hos diabetiska kaniner 70 dagar efter femorala artärligation. H & E färgning samt immunohistokemisk färgning för endotelmarkör, PECAM, och vaskulär glatt mus kula tur cell markör, αSMA, utfördes. Vävnadsprover var biopsier från den ischemiska extremiteten och icke-ischemisk kontralaterala kontroll lem. Vänligen klicka här för att se en större version av denna siffra.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Vi har presenterat en preklinisk modell för att inducera bakextremiteterna ischemi hos kaniner med diabetes och hyperlipidemi. I många studier, det finns tvetydighet till den teknik som används för att skapa bakre extremiteterna ischemi hos kaniner. Hos möss, svårighets grad och återhämtning från bakre extremiteterna ischemi är starkt beroende av platsen ligering och teknik som används för att inducera ischemi. Betydelsen av den teknik som presenteras i detta arbete är att det möjliggör en konsekvent induktion av ischemi som inte helt återhämta sig efter 8 veckor hos diabetiker djur. Särskilt när djuren fick en högre kolesterol och fett diet, de kunde återhämta sig till nära bas linjen nivåer av extremitets blod tryck förhållande. Dessutom, på den högre fett diet djuren hade förändringar i leverenzymer tyder på lever skador. Således, den diabetes modell med en lägre nivå av kolesterol/fett verkar vara en mer konsekvent och relevant modell av kronisk ischemi i extremiteten.
Fyra viktiga steg kan lyftas fram i denna modell inklusive induktion av diabetes, angiografi, kirurgisk ligering av lår bens hals artärerna och applicering av behandling. Bland dessa steg, induktion av diabetes var en av de mest kritiska stegen och en som kan kräva ytterligare optimering för varje laboratorium. Graden av alloxan injektion är en viktig faktor som förändrar toxicitet och effektivitet induktion av diabetes av alloxan för kaniner. När injiceras för snabbt, orsakade alloxan instabilitet i BGL och död i kaniner. Detta kan ibland observeras som hypoglykemi som inte löses genom injektioner av dextros lösningar eller i andra fall extremt hög BGL. Om injiceras för långsamt kaniner ofta Miss lyckas med att bli diabetiker. Det är möjligt att denna parameter kommer att behöva optimeras för kaniner från olika källor. Kaniner blir vanligt vis hyperglykemiska för 1-3 h, men BGL kommer då att börja sjunka. Därför, vanligt vis inget insulin administreras på dagen för diabetes induktion. Om BGL sjunker under 100 mg/dL under de första 24 h, kan det dock ökas genom att injicera 10,0 mL 5% dextros-lösning subkutant eller genom att ändra vattentillförseln till en 10% glukos lösning (vanligt vis över natten är tillräcklig). När insulin administreras görs ett extra BGL-test för att säkerställa att glukos nivåerna inte sjunker för lågt. Insulin responsen varierar ofta för varje kanin. Därför används individuella doseringsregimer för att normalisera BGL baserat på hur kaninen reagerar på insulinet. Diabetes är typiskt inducerad efter 2-3 dagar efter alloxan injektion.
Som en preklinisk modell av perifer kärl sjukdom och lem ischemia, den modell som presenteras har vissa potentiella begränsningar. Induktion av diabetes med alloxan leder till en snabb utveckling av typ I-diabetes. Detta är i motsats till den kroniska utvecklingen av typ II-diabetes som är vanligast hos människa patienter. Dessutom är ischemi utvecklas akut på grund av kirurgisk ligering snarare än på grund av kronisk utveckling av vaskulär sjukdom och aterosklerotiska plack. En grundläggande begränsning av att använda kaniner är deras bräcklighet som en djur modell. Djuren kommer endast att tolerera en begränsad mängd hyperlipidemi i kombination med typ I diabetes och optimera den maximala mängden av sjukdomen utan att ha djuret dö var ett viktigt mål för att skapa detta protokoll. Vår grupp har en hypotes om att patienter med perifer ischemi utveckla terapeutisk resistens mot angiogena tillväxtfaktorer och att detta kan spela en viktig roll i misslyckandet med tillväxtfaktor-baserade terapier för ischemi66. För detta ändamål har vi uppvisat en förlust i cellytan proteoglykaner och en ökning av heparanase i djur-och Human vävnadsprover55,58,67,68,69,70 . Det är okänt om kanin modell beskrivs här visar tillväxtfaktor motstånd, även om iakttagelsen att det finns längre sikt ischemi med diabetes och måttlig hyperlipidemi modell i jämförelse med den höga hyperlipidemi modellen skulle föreslå Det finns ett visst underskott i revaskulariseringsprocessen.
För inkluderingen av behandlingar i modellen, är det viktigt att ha en återhämtnings tid efter induktion av isen att låta den akuta läknings fasen ske utan ingripande. Om terapier ges under denna tid, svaret skulle vara mer relevant för att förbättra svaret på akut ischemi snarare än kronisk ischemi som karakteriserar perifer kärl sjukdom. En sådan modell kan vara relevant för akut ischemisk skada i trauma eller trombos, men skulle sannolikt inte ge bra korrelation med kronisk isärisk. Med tanke på den dåliga sambandet mellan positiva resultat i prekliniska modeller av ischemi hos friska djur och resultaten av kliniska prövningar, införandet av diabetes eller en annan faktor som minskar vaskulär förnyelse är viktigt för att försöka Upprepa lem ischemi hos människor för att skapa framtida terapier.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har inget att avslöja.
Acknowledgments
Författarna erkänner tacksamt finansiering genom Department of Defense Kongressialt riktat forsknings program (DOD CDMRP; W81XWH-16-1-0582) till ABB och RS. Författarna erkänner också finansiering genom American Heart Association (17IRG33410888), den DOD CDMRP (W81XWH-16-1-0580) och de nationella instituten för hälsa (1R21EB023551-01; 1R21EB024147-01A1; 1R01HL141761-01) till ABB.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.9% Sodium Chloride | Henry Schein Medical | 1537468 / 1531434 | 250 mL bag / 1000 mL irrigation btl |
| 1 mL Syringe | VWR | BD309628 | |
| 10 mL Syringe | VWR | BD309695 | |
| 10% Formalin | Fisher-Scientific | 23-245684 | |
| 18G Needle | VWR | 89219-294 | |
| 20G Needle | VWR | 89219-340 | |
| 25G Needle | VWR | 89219-290 | |
| 27G Needle | VWR | 89219-288 | |
| 5 mL Syringe | VWR | BD309646 | |
| 5% Dextrose | Patterson Veterinary | 07-800-9689 | |
| Acepromazine | Patterson Veterinary | VEDC207 | |
| Alfaxalone | Patterson Veterinary | 07-891-6051 | |
| Alginate | Sigma-Aldrich | PHR1471-1G | |
| Alloxan Monohydrate | Sigma-Aldrich | A7413 | |
| Angiography Equipment | Toshiba | Infinix-i | |
| Angiography Injector | Medrad | ||
| Anti-Mouse Ab Alexa 594 | Thermo Fisher Scientific | A-11032 | Secondary Antibody for IHC |
| Anti-Rabbit Ab Alexa 488 | Thermo Fisher Scientific | A-11008 | Secondary Antibody for IHC |
| a-SMA Antibody | Abcam | ab5694 | Primary Antibody for IHC |
| Baytril | Bayer Animal Health | 724089904201 | Enrofloxacin |
| Blood Chemistry Panel | IDEXX | 2616 | Rabbit Panel |
| Blood Pressure Cuff | WelchAllyn | Flexiport Disposable BP Cuff-infant size 7 | |
| Blood Pressure Monitor | Vmed Technology | Vmed Vet-Dop2 | |
| Bupivacaine | Henry Schein Medical | 6023287 | |
| Buprenorphine | Patterson Veterinary | 42023017905 | |
| Buprenorphine SR | ZooPharm | ||
| Calcium Sulfate | CB Minerals | Food and Pharmaceutical Grade USP and FCC | |
| Chlorhexidine Scrub | Patterson Veterinary | 07-888-4598 | |
| Chloroform | Fisher-Scientific | C298-4 | |
| Cholesterol | Sigma-Aldrich | C8503 | |
| DAPI | Thermo Fisher Scientific | 62248 | |
| Ear Vein Catheter | Patterson Veterinary | SR-OX165 | Surflo IV catheters |
| Endotracheal tube | Patterson Veterinary | Sheridan Brand, Depends on Rabbit Size | |
| Glucometer | Amazon | B001A67WH2 | Accu-Chek Aviva |
| Glucometer Test Strips | McKesson Medical-Surgical | 788222 | Accu-Chek Aviva Plus |
| Guidewire | Boston Scientific | 39122-01 | |
| Hair Clippers | Amazon | B000CQZI3Q | Oster #40 blade |
| Heating Pad | Cincinnati Subzero | 273 | |
| Heating Pad Pump | Gaymar | Gaymar T/Pump | |
| Hemostat | Fine Science Tools | 13009-12 | Curved Mosquito Hemostat |
| Heparin | Patterson Veterinary | ||
| Insertion Tool | Merit Medical Systems | MAP550 | metal wire insertion tool |
| Insulin | HPB Pharmacy | Novalin R & Novalin N | |
| Insulin Syringes | McKesson Medical-Surgical | 942674 | |
| Introducer | Cook Medical | G28954 | 3F Check Flo Performer Introducer |
| Isoflurane | Henry Schein Medical | 1100734 | |
| Ketamine | Patterson Veterinary | 856440301 | |
| Lactated Ringers | McKesson Medical-Surgical | 186662 | |
| Lidocaine | McKesson Medical-Surgical | 239936 | |
| Lidocaine/Prilocaine cream | McKesson Medical-Surgical | 761240 | |
| Ligaloop | V. Mueller | CH117 / CH116 | White Mini / Yellow Mini |
| Mazola Corn Oil | Amazon | B0049IIVCI | |
| Medrad Syringe | McKesson Medical-Surgical | 346920 | 150 mL |
| Meloxicam | Patterson Veterinary | ||
| Metal ball sutures | Ethicon-Johnson & Johnson | K891H | 4-0 silk C-1 30" |
| Metzenbaum Scissors | Fine Science Tools | 14019-13 | |
| Midazolam | Henry Schein Medical | 1215470 | |
| Nitroglycerin | McKesson Medical-Surgical | 927528 | |
| PECAM Antibody | Novus Biologicals | NB600-562 | Primary Antibody for IHC |
| Perfusion Pump | Masterflex | ||
| Pigtail Catheter | Merit Medical Systems | 1310-21-0053 | 3F pigtail |
| Polydioxanone (PDS II) suture | McKesson Medical-Surgical | 129271 | 4-0 taper RB-1 (needle comes on suture) |
| Polydioxanone (PDS II) suture | McKesson Medical-Surgical | 129031 | 4-0 reverse cutting FS-2 |
| Polyglactin 910 (Vicryl) suture | Butler | 7233-41 | 3-0 taper RB-1 |
| Polyglactin 910 (Vicryl) suture | McKesson | 104373 | 4-0 reverse cutting FS-2 |
| Rabbit Chow (Alfalfa) | LabDiet | 5321 | |
| Rabbit Restrainer | VWR | 10718-000 | |
| Rib Cutters | V. Mueller | ||
| Scalpel | Fine Science Tools | 10003-12 | |
| Scalpel Blade | Fine Science Tools | 10015-00 | #15 blade |
| Silk Sutures | Ethicon-Johnson & Johnson | A183H | 4-0 silk ties 18" |
| Stainless Steel Ball | McMaster-Carr | 1598K23 | 3-mm diameter |
| Surgical Drapes | Gepco | 8204S | |
| Syringe Pump | DRE Veterinary | Versaflow VF-300 | |
| Visipaque contrast media | McKesson Medical-Surgical | 509055 | |
| Weitlaner Retractor | Fine Science Tools | 17012-13 |
References
- Mozaffarian, D., et al. Heart Disease and Stroke Statistics-2016 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 133 (4), e38-e360 (2016).
- Roger, V. L., et al. Heart disease and stroke statistics--2011 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 123 (4), e18-e209 (2011).
- Shammas, A. N., et al. Limb Outcomes Following Lower Extremity Endovascular Revascularization in Patients With and Without Diabetes Mellitus. Journal of Endovascular Therapy. 24 (3), 376-382 (2017).
- Tunstall-Pedoe, H., Peters, S. A. E., Woodward, M., Struthers, A. D., Belch, J. J. F. Twenty-Year Predictors of Peripheral Arterial Disease Compared With Coronary Heart Disease in the Scottish Heart Health Extended Cohort (SHHEC). Journal of the American Heart Association. 6 (9), (2017).
- Whiteley, H. J., Stoner, H. B., Threlfall, C. J. The effect of hind limb ischaemia on the physiological activity of rabbit skin). British Journal of Experimental Pathology. 34 (4), 365-375 (1953).
- Longland, C. J.
- Waters, R. E., Terjung, R. L., Peters, K. G., Annex, B. H. Preclinical models of human peripheral arterial occlusive disease: implications for investigation of therapeutic agents. Journal of Applied Physiology. 97 (2), 773-780 (2004).
- Krishna, S. M., Omer, S. M., Golledge, J. Evaluation of the clinical relevance and limitations of current pre-clinical models of peripheral artery disease. Clinical Science (London. 130 (3), 127-150 (2016).
- Zhou, J., et al. Therapeutic angiogenesis using basic fibroblast growth factor in combination with a collagen matrix in chronic hindlimb ischemia). ScientificWorldJournal. , 652794 (2012).
- Prochazka, V., et al. Therapeutic Potential of Adipose-Derived Therapeutic Factor Concentrate for Treating Critical Limb Ischemia. Cell Transplantation. 25 (9), 1623-1633 (2016).
- Cao, R., et al. Angiogenic synergism, vascular stability and improvement of hind-limb ischemia by a combination of PDGF-BB and FGF-2. Nature Medicine. 9 (5), 604-613 (2003).
- Doi, K., et al. Enhanced angiogenesis by gelatin hydrogels incorporating basic fibroblast growth factor in rabbit model of hind limb ischemia. Heart and Vessels. 22 (2), 104-108 (2007).
- Nitta, N., et al. Vascular regeneration by pinpoint delivery of growth factors using a microcatheter reservoir system in a rabbit hind-limb ischemia model. Experimental and Therapeutic. 4 (2), 201-204 (2012).
- Karatzas, A., et al. NGF promotes hemodynamic recovery in a rabbit hindlimb ischemic model through trkA- and VEGFR2-dependent pathways. Journal of Cardiovascular Pharmacology. 62 (3), 270-277 (2013).
- Stachel, G., et al. SDF-1 fused to a fractalkine stalk and a GPI anchor enables functional neovascularization. Stem Cells. 31 (9), 1795-1805 (2013).
- Asahara, T., et al. Synergistic effect of vascular endothelial growth factor and basic fibroblast growth factor on angiogenesis in vivo. Circulation. 92, 365 (1995).
- Morishita, R., et al. Therapeutic angiogenesis induced by human recombinant hepatocyte growth factor in rabbit hind limb ischemia model as cytokine supplement therapy. Hypertension. 33 (6), 1379-1384 (1999).
- Walder, C. E., et al. Vascular endothelial growth factor augments muscle blood flow and function in a rabbit model of chronic hindlimb ischemia. Journal of Cardiovascular Pharmacology. 27 (1), 91-98 (1996).
- Anderson, E. M., et al. VEGF and IGF Delivered from Alginate Hydrogels Promote Stable Perfusion Recovery in Ischemic Hind Limbs of Aged Mice and Young Rabbits. Journal of Vascular Research. 54 (5), 288-298 (2017).
- Xie, J., et al. Induction of angiogenesis by controlled delivery of vascular endothelial growth factor using nanoparticles. Cardiovascular Therapeutics. 31 (3), e12-e18 (2013).
- Olea, F. D., et al. Vascular endothelial growth factor overexpression does not enhance adipose stromal cell-induced protection on muscle damage in critical limb ischemia. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 35 (1), 184-188 (2015).
- Ohara, N., et al. Adenovirus-mediated ex vivo gene transfer of basic fibroblast growth factor promotes collateral development in a rabbit model of hind limb ischemia. Gene Therapy. 8 (11), 837-845 (2001).
- Pyun, W. B., et al. Naked DNA expressing two isoforms of hepatocyte growth factor induces collateral artery augmentation in a rabbit model of limb ischemia. Gene Therapy. 17 (12), 1442-1452 (2010).
- Kupatt, C., et al. Cotransfection of vascular endothelial growth factor-A and platelet-derived growth factor-B via recombinant adeno-associated virus resolves chronic ischemic malperfusion role of vessel maturation. Journal of the American College of Cardiology. 56 (5), 414-422 (2010).
- Olea, F. D., et al. but not single, VEGF gene transfer affords protection against ischemic muscle lesions in rabbits with hindlimb ischemia. Gene Therapy. 16 (6), 716-723 (2009).
- Pinkenburg, O., et al. Recombinant adeno-associated virus-based gene transfer of cathelicidin induces therapeutic neovascularization preferentially via potent collateral growth. Human Gene Therapy. 20 (2), 159-167 (2009).
- Katsu, M., et al. Ex vivo gene delivery of ephrin-B2 induces development of functional collateral vessels in a rabbit model of hind limb ischemia. Journal of Vascular Surgery. 49 (1), 192-198 (2009).
- Korpisalo, P., et al. Therapeutic angiogenesis with placental growth factor improves exercise tolerance of ischaemic rabbit hindlimbs. Cardiovascular Research. 80 (2), 263-270 (2008).
- Chen, F., Tan, Z., Dong, C. Y., Chen, X., Guo, S. F. Adeno-associated virus vectors simultaneously encoding VEGF and angiopoietin-1 enhances neovascularization in ischemic rabbit hind-limbs. Acta Pharmacologica Sinica. 28 (4), 493-502 (2007).
- Kobayashi, K., et al. Combination of in vivo angiopoietin-1 gene transfer and autologous bone marrow cell implantation for functional therapeutic angiogenesis. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 26 (7), 1465-1472 (2006).
- Lee, J. U., et al. A novel adenoviral gutless vector encoding sphingosine kinase promotes arteriogenesis and improves perfusion in a rabbit hindlimb ischemia model. Coronary Artery Disease. 16 (7), 451-456 (2005).
- Nishikage, S., et al. In vivo electroporation enhances plasmid-based gene transfer of basic fibroblast growth factor for the treatment of ischemic limb. Journal of Surgical Research. 120 (1), 37-46 (2004).
- Ishii, S., et al. Appropriate control of ex vivo gene therapy delivering basic fibroblast growth factor promotes successful and safe development of collateral vessels in rabbit model of hind limb ischemia. Journal of Vascular Surgery. 39 (3), 629-638 (2004).
- Tokunaga, N., et al. Adrenomedullin gene transfer induces therapeutic angiogenesis in a rabbit model of chronic hind limb ischemia: benefits of a novel nonviral vector, gelatin. Circulation. 109 (4), 526-531 (2004).
- Yamauchi, A., et al. Pre-administration of angiopoietin-1 followed by VEGF induces functional and mature vascular formation in a rabbit ischemic model. Journal of Gene Medicine. 5 (11), 994-1004 (2003).
- Zhong, J., et al. Neovascularization of ischemic tissues by gene delivery of the extracellular matrix protein Del-1. Journal of Clinical Investigation. 112 (1), 30-41 (2003).
- Shyu, K. G., Chang, H., Isner, J. M. Synergistic effect of angiopoietin-1 and vascular endothelial growth factor on neoangiogenesis in hypercholesterolemic rabbit model with acute hindlimb ischemia. Life Sciences. 73 (5), 563-579 (2003).
- Kasahara, H., et al. Biodegradable gelatin hydrogel potentiates the angiogenic effect of fibroblast growth factor 4 plasmid in rabbit hindlimb ischemia. The Journal of the American College of Cardiology. 41 (6), 1056-1062 (2003).
- Rissanen, T. T., et al. Fibroblast growth factor 4 induces vascular permeability, angiogenesis and arteriogenesis in a rabbit hindlimb ischemia model. FASEB Journal. 17 (1), 100-102 (2003).
- Taniyama, Y., et al. Therapeutic angiogenesis induced by human hepatocyte growth factor gene in rat and rabbit hindlimb ischemia models: preclinical study for treatment of peripheral arterial disease. Gene Therapy. 8 (3), 181-189 (2001).
- Vincent, K. A., et al. Angiogenesis is induced in a rabbit model of hindlimb ischemia by naked DNA encoding an HIF-1alpha/VP16 hybrid transcription factor. Circulation. 102 (18), 2255-2261 (2000).
- Gowdak, L. H., et al. Induction of angiogenesis by cationic lipid-mediated VEGF165 gene transfer in the rabbit ischemic hindlimb model. Journal of Vascular Surgery. 32 (2), 343-352 (2000).
- Shyu, K. G., Manor, O., Magner, M., Yancopoulos, G. D., Isner, J. M. Direct intramuscular injection of plasmid DNA encoding angiopoietin-1 but not angiopoietin-2 augments revascularization in the rabbit ischemic hindlimb. Circulation. 98 (19), 2081-2087 (1998).
- Witzenbichler, B., et al. Vascular endothelial growth factor-C (VEGF-C/VEGF-2) promotes angiogenesis in the setting of tissue ischemia. The American Journal of Pathology. 153 (2), 381-394 (1998).
- Prochazka, V., et al. The Role of miR-126 in Critical Limb Ischemia Treatment Using Adipose-Derived Stem Cell Therapeutic Factor Concentrate and Extracellular Matrix Microparticles. Medical Science Monitor. 24, 511-522 (2018).
- Wang, J., et al. A cellular delivery system fabricated with autologous BMSCs and collagen scaffold enhances angiogenesis and perfusion in ischemic hind limb. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 100 (6), 1438-1447 (2012).
- Hao, C., et al. Therapeutic angiogenesis by autologous adipose-derived regenerative cells: comparison with bone marrow mononuclear cells. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 307 (6), H869-H879 (2014).
- Nemoto, M., et al. Adequate Selection of a Therapeutic Site Enables Efficient Development of Collateral Vessels in Angiogenic Treatment With Bone Marrow Mononuclear Cells. Journal of the American Heart Association. 4 (9), (2015).
- Mikami, S., et al. Autologous bone-marrow mesenchymal stem cell implantation and endothelial function in a rabbit ischemic limb model. PLoS One. 8 (7), (2013).
- Wang, S., et al. Transplantation of vascular endothelial growth factor 165transfected endothelial progenitor cells for the treatment of limb ischemia. Molecular Medicine Reports. 12 (4), 4967-4974 (2015).
- Yin, T., et al. Genetically modified human placentaderived mesenchymal stem cells with FGF2 and PDGFBB enhance neovascularization in a model of hindlimb ischemia. Molecular Medicine Reports. 12 (4), 5093-5099 (2015).
- Annex, B. H. Therapeutic angiogenesis for critical limb ischaemia. Nature Reviews Cardiology. 10 (7), 387-396 (2013).
- Das, S., et al. Syndesome Therapeutics for Enhancing Diabetic Wound Healing. Advanced Healthcare Materials. 5 (17), 2248-2260 (2016).
- Jang, E., Albadawi, H., Watkins, M. T., Edelman, E. R., Baker, A. B. Syndecan-4 proteoliposomes enhance fibroblast growth factor-2 (FGF-2)-induced proliferation, migration, and neovascularization of ischemic muscle. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (5), 1679-1684 (2012).
- Monteforte, A. J., et al. Glypican-1 nanoliposomes for potentiating growth factor activity in therapeutic angiogenesis. Biomaterials. 94, 45-56 (2016).
- Das, S., et al. Syndecan-4 Enhances Therapeutic Angiogenesis after Hind limb Ischemia in Mice with Type 2 Diabetes. Advanced Healthcare Materials. 5 (9), 1008-1013 (2016).
- Das, S., Majid, M., Baker, A. B. Syndecan-4 enhances PDGF-BB activity in diabetic wound healing. Acta Biomaterialia. 42, 56-65 (2016).
- Das, S., Singh, G., Baker, A. B. Overcoming disease-induced growth factor resistance in therapeutic angiogenesis using recombinant co-receptors delivered by a liposomal system. Biomaterials. 35 (1), 196-205 (2014).
- Kikuchi, R., et al. An antiangiogenic isoform of VEGF-A contributes to impaired vascularization in peripheral artery disease. Nature Medicine. 20 (12), 1464-1471 (2014).
- Shafat, I., Ilan, N., Zoabi, S., Vlodavsky, I., Nakhoul, F. Heparanase levels are elevated in the urine and plasma of type 2 diabetes patients and associate with blood glucose levels. PLoS One. 6 (2), (2011).
- Wang, Y., et al. Endothelial cell heparanase taken up by cardiomyocytes regulates lipoprotein lipase transfer to the coronary lumen after diabetes. Diabetes. 63 (8), 2643-2655 (2014).
- Fan, C. L., et al. Therapeutic angiogenesis by intramuscular injection of fibrin particles into ischaemic hindlimbs. Clinical and Experimental Pharmacology and Physiology. 33 (7), 617-622 (2006).
- Liddell, R. P., et al. Endovascular model of rabbit hindlimb ischemia: a platform to evaluate therapeutic angiogenesis. Journal of Vascular Interventional Radiology. 16 (7), 991-998 (2005).
- Gowdak, L. H., et al. Adenovirus-mediated VEGF(121) gene transfer stimulates angiogenesis in normoperfused skeletal muscle and preserves tissue perfusion after induction of ischemia. Circulation. 102 (121), 565-571 (2000).
- Zhang, H., Wang, X., Guan, M., Li, C., Luo, L. Skeletal muscle evaluation by MRI in a rabbit model of acute ischaemia. The British Journal of Radiology. 86 (1026), 20120042 (2013).
- Jang, E., Albadawi, H., Watkins, M. T., Edelman, E. R., Baker, A. B. Syndecan-4 proteoliposomes enhance fibroblast growth factor-2 (FGF-2)-induced proliferation, migration, and neovascularization of ischemic muscle. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (5), 1679-1684 (2012).
- Das, S., et al. Syndesome Therapeutics for Enhancing Diabetic Wound Healing. Advanced Healthcare Materials. 5 (17), 2248-2260 (2016).
- Das, S., Majid, M., Baker, A. B. Syndecan-4 enhances PDGF-BB activity in diabetic wound healing. Acta Biomateriala. 42, 56-65 (2016).
- Baker, A. B., et al. Regulation of heparanase expression in coronary artery disease in diabetic, hyperlipidemic swine. Atherosclerosis. 213 (2), 436-442 (2010).
- Das, S., et al. Syndecan-4 Enhances Therapeutic Angiogenesis after Hind Limb Ischemia in Mice with Type 2 Diabetes. Advanced Healthcare Materials. 5 (9), 1008-1013 (2016).
- Popesko, P., Rajtová, V., Ji Horák, A Colour Atlas of the Anatomy of Small Laboratory Animals. , Wolfe Publishing. London. (1992).
