Abstract
Cancer épithélial de l'ovaire est le cancer gynécologique le plus mortel aux États-Unis. Bien que les patients répondent initialement à la norme actuelle de soins composée de réduction tumorale chirurgicale et une chimiothérapie d'association comprenant des composés de platine et de taxane, près de 90% des patients se reproduise dans quelques années. Chez ces patients, le développement de la maladie de chimiorésistance limite l'efficacité des agents actuellement disponibles de chimiothérapie et contribue à la mortalité élevée donc. Pour découvrir de nouvelles options de traitement qui peuvent cibler une maladie récurrente, des modèles animaux appropriés qui imitent le profil clinique des patients atteints de cancer de l'ovaire récidivant sont nécessaires. Le défi de la surveillance (IP) maladie intra-péritonéale limite l'utilisation de modèles IP et sous-cutanée ainsi la plupart des xénogreffes sont établis. Nous avons développé une plate-forme d'imagerie optique sensible qui permet la détection et la localisation anatomique de la masse tumorale ip. La plate-forme comprend l'ude soi reporters optiques qui se prolongent à partir de la gamme de la lumière visible jusqu'au proche infrarouge, qui, en combinaison avec des rayons X de co-enregistrement de dimension 2 peut fournir l'emplacement anatomique de signaux moléculaires. La détection est considérablement améliorée par l'utilisation d'un système de rotation qui pousse l'animal à plusieurs positions angulaires des images à 360 degrés, ce qui permet l'identification de tumeurs qui ne sont pas visibles à orientation unique. Cette plate-forme fournit un modèle de croissance unique moniteur tumeur non invasive et évaluer l'efficacité de nouveaux traitements pour la prévention ou le traitement du cancer de l'ovaire récidivant.
Introduction
Les modèles animaux sont des outils indispensables à la recherche en sciences de la vie. Dans le cancer en particulier, les données acquises à partir d'études animales fournissent les informations nécessaires pour lancer le test des applications diagnostiques ou thérapeutiques chez l'homme 1-3. Les modèles animaux pour les cancers solides sont classiquement mis en place sous-cutanée car il fournit un moyen facile de mesurer la charge tumorale et d'évaluer l'efficacité du traitement sans avoir à sacrifier les animaux. En effet, intra-péritonéale (ip) modèles exigent que les animaux soient sacrifiés pour détecter et mesurer les changements dans la croissance de la tumeur. Cependant, pour des cancers tels ip cancer de l'ovaire, orthotropes modèles offrent l'avantage de l'étude de la maladie dans son environnement approprié 4-6. Pour un tel modèle pour être utile dans l'évaluation de l'activité anti-tumeur, des procédés d'imagerie non invasifs doivent être mis au point qui permet la quantification de la charge ip tumorale chez des souris vivantes.
Un défi majeur dans lautilisation de modèles animaux IP est la difficulté de quantifier avec précision la masse tumorale par un examen physique. Quantification précise des tumeurs IP nécessitent généralement la souris pour être sacrifié pour la dissection. Cette approche nécessite l'utilisation d'un nombre élevé d'animaux, qui seraient sacrifiés à des moments différents. En plus du coût, il présente une forte variabilité des données en raison des variations inhérentes au sein de chaque animal. Non-invasive de l'imagerie optique in vivo fournit une approche plus approprié pour surveiller la charge tumorale ip dans des souris vivantes.
Plusieurs méthodes d'imagerie non invasives sont actuellement utilisés dans la recherche préclinique pour la surveillance de la croissance des tumeurs et des réponses thérapeutiques. Ceux-ci comprennent la tomographie par ordinateur (CT), une échographie (US), l'imagerie par résonance magnétique (IRM), la tomographie par émission de positons (PET), et imagerie optique tel que la fluorescence et de bioluminescence 7-12. CT est un processus d'imagerie de transmission combinant X-ray et computtechnologie er. Il produit une image en coupe de faisceaux détectés des photons à haute énergie, qui passe à travers le corps avec une vitesse différente. États-Unis sont un type d'image de réflexion, qui envoie les sons haute fréquence à ondes acoustiques de corps création qui se reflète avec une vitesse différente selon la densité du tissu et reconnu par l'ordinateur pour produire une image visuelle de. IRM et la TEP sont les modalités d'imagerie d'émission qui utilisent l'énergie magnétique et particules nucléaires, respectivement pour produire l'image. IRM crée un fort champ magnétique qui induit les cellules à produire leurs propres fréquences radio, qui sont utilisés pour créer une image en PET requiert une caméra sensible pour détecter la radioactivité de l'marqué 7,9,11 2 fluorodeoxy-D-glucose administré. Enfin, l'imagerie optique est basée sur la détection de la lumière d'émission de reporters ou des sondes fluorescentes ou bioluminescentes 9,12.
Dans ce rapport, nous décrivons l'utilisation de la fluorescence, qui offrequelques avantages par rapport aux autres types de techniques d'imagerie. Grâce à l'imagerie de fluorescence, les cellules peuvent être génétiquement modifiées pour exprimer des protéines fluorescentes en permanence sans nécessiter l'addition d'un substrat ou des sondes à base de ligature, qui sont requis pour la bioluminescence et l'imagerie par résonance magnétique, respectivement. reporters de fluorescence expriment également typiquement un signal lumineux permettant ainsi l'utilisation d'une méthode moins sensible de détection 8,12. En outre, l'imagerie par fluorescence, il est possible de détecter des tumeurs de taille inférieure à 1 cm, ce qui est irréalisable avec CT 9.7. Enfin, à la différence de la bioluminescence, le signal de fluorescence ne nécessite pas un milieu aérobie et d'où le signal ne se limite pas à des environnements hypoxiques, qui sont généralement produisent dans les noyaux des 13 grosses tumeurs.
Cependant, comme toute autre technologie, les méthodes d'imagerie à base de fluorescent a ses inconvénients. L'une d'elles est l'incapacité de la machiNe-généré photons de basse énergie de pénétrer à une profondeur suffisante. Ainsi, pour minimiser la quantité de photons de tissu diffus les animaux doivent être imagés à des angles différents. Nous décrivons un protocole pour établir une ip cancer de l'ovaire chez la souris nude et une approche pour la surveillance de la tumeur ip qui fournit des images de l'animal entier par rotation. Le rotateur angles de la souris à des positions précises et répétables diminuant l'interférence des tissus qui se produit souvent entre la source lumineuse et le détecteur. Cela permet d'optimiser la visualisation des tumeurs plus petites qui pourraient autrement être manquées.
Protocol
Le Comité de protection et d'utilisation des animaux institutionnelle Université Yale approuver tout le travail in vivo décrit. Prélèvement des échantillons a été réalisée avec le consentement du patient et approuvé par le Comité enquêtes sur les droits de l'École de médecine de l'Université Yale.
1. Préparation des cellules cancéreuses d'ovaire humain
- Avant de préparer les cellules assurez-vous que tous les documents requis pour l'injection intra-utérine décrit ci-dessous sont prêts et facilement accessible. Injecter la suspension cellulaire dès qu'il est prêt.
- Cultiver les cellules cancéreuses marquées par fluorescence dans la culture. Nous utilisons une génération F2 de CD44 humain + / MyD88 + cellules de cancer ovarien épithélial, qui nous l'avons déjà démontré à abriter des propriétés stemness tels que tumorigénicité, la chimiorésistance et de grande capacité pour la réparation de la tumeur 14-19. Ces cellules ont été générés pour exprimer de façon stable mCherry fluorescence (F2-mCherry, Fig. 1) en utilisant des lentivirus produit à partir de la polyéthylènimine(PEI) 20,21 protocole.
- Le jour de l'injection, récolter les cellules par trypsinisation et les laver une fois avec du tampon phosphate salin (PBS).
- Déterminer le nombre de cellules et les cellules en suspension à 3 x 10 6 cellules / 50 ul dans un milieu de croissance approprié. Pour les cellules de cancer de l'ovaire, nous utilisons 160 RPMI avec 10% de FBS. Maintenir les cellules dans l'incubateur jusqu'à ce que prêt à injecter, mais ne gardez pas plus de 15 min. Cela est suffisant pour une seule injection de la souris.
2. Injection intra-utérine de cellules cancéreuses ovariennes humaines chez la souris nude athymiques
Notez que la procédure suivante nécessite l'assistance d'une deuxième personne. En outre, étant donné que cette opération est de survie, en utilisant des instruments chirurgicaux stériles. Cette procédure de chirurgie de survie devrait prendre environ 10 à 15 min.
- Anesthésier les souris en utilisant 2% d'isoflurane. De 7 à 8 semaines d'âge des souris nude athymiques est généralement utilisé.
- Assurez-vous que l'animal est completEly anesthésiés en pinçant le coussinet plantaire avec les doigts ou une pince. L'animal doit être entièrement non-réponse à la douleur avant de commencer l'opération.
- Placez la face ventrale de souris anesthésiée sur une compresse de gaze stérile avec la tête loin de l'enquêteur.
- Appliquer une pommade sur les yeux avec un applicateur coton-tige pour prévenir la sécheresse alors que sous anesthésie.
- Immédiatement insérer la tête dans un système de cône de nez relié à un vaporisateur isoflurane (Fig. 2A). Cela offre l'anesthésie pendant toute la procédure chirurgicale.
- Désinfecter la gauche (ou à droite) des tampons d'alcool à l'aide de l'abdomen (fig. 2b), suivie par l'iode puis placez un champ opératoire stérile sur le site chirurgical.
- Utilisation des ciseaux et des pinces chirurgicales stériles faire une incision de 1-2 cm de la peau sur le quadrant inférieur gauche de la souris (Fig. 2C).
- Soulevez le muscle et faire une incision afin d'atteindre le péritoine. <li> disséquer le muscle oblique afin d'exposer la cavité abdominale.
- Localiser et identifier la corne utérine gauche (Fig. 2D).
- Utilisation hémostatique stérile, serrer les deux côtés antérieur et postérieur de la corne (Fig. 2E). Placez la pince antérieure droite en dessous de la trompe de Fallope et la pince postérieure au-dessus du col de l'utérus.
- Demandez à une autre personne injecter la suspension cellulaire. Placez l'aiguille contenant des cellules, à 45 ° angle perpendiculaire à la corne (Fig. 2F). Très injecter lentement 50 pi de suspension de cellules dans la lumière de la corne utérine.
- Retirez l'aiguille et relâchez la pince antérieure.
- Relâchez la pince postérieure et remplacer la corne utérine dans la cavité abdominale.
- Fermez le péritoine en utilisant une suture absorbable synthétique et fermer la peau à l'aide d'un adhésif de tissu.
- Débranchez la souris de l'ogive et le lieu de retour dans la cage. Si nécessaire, changez la literie pour assurer un CLEAn cage après la chirurgie. Assurez-vous que tous les animaux sont éveillés et actifs avant de quitter sans surveillance.
- Fournir de l'ibuprofène à 0,11 mg / ml de l'eau potable pour la première chirurgie de poste de 48 heures. Ensuite, remplacer avec de l'eau de consommation régulière.
- Remarque: si la souris nude athymiques sont utilisés et la peau est fermée à l'aide d'adhésif à la place de sutures des tissus, il est nécessaire de séparer la souris après la chirurgie. Souris SCID sont plus agressifs et peuvent être séparés.
- Suivre de près le site de l'incision pour une éventuelle infection due à une plaie ouverte.
3. Détection précoce de cancer de l'ovaire au stade intra-péritonéale par Live In Vivo Imaging
Déterminer la présence d'une maladie ip intra-péritonéale par live imagerie in vivo. Un système de rotation des animaux multimodal (MARS) est utilisé dans ce protocole.
- Accès au logiciel de capture MARS à partir du logiciel MI. Ce module fournitcontrôle coordonné de la MARS capturer les paramètres tout en tirant parti de capture et d'analyse des capacités du système d'imagerie. Optimiser les réglages de capture individuels pour chaque modalité en utilisant une imagerie mono-vue avant d'élaborer le protocole de rotation à l'étape 3.4.
- Entrée prédéterminée des valeurs de capture. Pour fluorescence capture, utiliser 10 exposition de sec, 2 x 2 binning, f-stop de 2,8, FOV 120 mm, ex: 550 nm, em: 600 nm paramètre filtre de capture. Pour la capture des rayons X, utilisez une exposition de 10 sec, 2 x 2 binning, f-stop de 2,8, FOV 120 mm, 35 kV, 0,4 mm Al paramètre filtre de capture.
- Enregistrer les paramètres dans l'étape 3.2 en tant que fichiers de session individuelles.
- Créer un protocole de séquence de rotation en sélectionnant le bouton / Créer Modifier les protocoles de la fenêtre acquérir de l'interface du système.
- Sélectionnez le fichier de session de fluorescence enregistré précédemment et enregistrer en tant que première étape. Ensuite, sélectionnez le fichier de session X-ray correspondant et enregistrer en tant que deuxième étape.
- Avec la première étape de sélection, utilisez le jeu de rotationSérie dans le menu pop-up Image Capture Avant de fixer le départ angle, la portée et augmentation souhaitée pour assurer une visualisation parfaite de fonctionnalités. Les valeurs spécifiques comprennent un angle de départ de -180 degrés, une gamme de 375 degrés, et un incrément de 15 degrés.
- Enregistrez le protocole et cliquez sur le bouton Terminé pour initialiser le MARS et de cartographier les positions du moteur pas à pas correspondant à chacun des incréments d'angle.
- Effectuer le calibrage final comme décrit ci-dessous pour aligner la ventrale, dorsale et des vues latérales de l'animal spécifique positionné dans le support de l'animal avec des degrés spécifiques de rotation pour être utilisé par le protocole de logiciel.
- Anesthésier les souris à l'aide d'un mélange d'air médical et 2% d'isoflurane à un débit de 2 L / min.
- Début de l'alignement en sélectionnant le bouton Aperçu à partir du menu Acquire pour faire apparaître l'onglet Rotator. Utilisez la modalité de la lumière réfléchie plutôt que l'onde multiples ou X-ramodalités y à accélérer le processus.
- Sélectionnez l'option Souris de charge et de passer par la série de menus de positionnement.
- Assurez-vous que la fin tubé de la coiffe pliable est dans le creux de coiffe et placer la souris dans le sens ventral avec la tête dans la coiffe.
- Commencer le calibrage à la position 0 degré à la face ventrale de l'animal vers le bas. Utilisez les deux boutons sur le système de rotation pour positionner l'animal de sorte qu'il apparaît centré dans la fenêtre de prévisualisation.
- Répétez le processus invité à -180, - 90, 90, et 180 degrés positions et cliquez sur Terminé.
- Exécuter le protocole précédemment enregistré en cliquant sur le bouton de protocole d'exécution de la fenêtre principale acquérir. Au cours de l'exécution du protocole, observer une fenêtre d'état fournissant des mises à jour de statut en temps réel pour la capture actuelle, Durée de l'exposition, et pas l'ensemble du protocole.
- Assembler des images individuelles dans un format de film en utilisant laRotation logiciel. Utilisez les contrôles d'affichage pour régler la luminosité / contraste, la transparence, et pour définir la couleur d'affichage pour le signal de fluorescence.
- Export de la séquence finale des images dans le format de fichier * .AVI pour la présentation.
4. Administration de 1 er et 2 e cycle de chimiothérapie
- Suite à la détection de la tumeur ip par MARS, déterminer la région de la charge initiale de la tumeur d'intérêt (ROI) en utilisant le positionnement en deux dimensions standard. Ceci est réalisé sur une plaque transparente munie d'animaux dans le système d'imagerie, comme décrit ci-dessous dans la section 5. Une fois que le retour sur investissement initial est déterminé, administrer 4 doses de 12 mg / kg ip Paclitaxel tous les trois jours. Le paclitaxel est obtenu à partir de Hospira Inc. dans une formulation prête à aller avec Cremaphor comme véhicule. Nous avons précédemment démontré que ce régime de traitement a une activité anti-tumorale significative par rapport au modèle de xénogreffe par rapport au contrôle du véhicule et induit une éradication complète des détectable tumor charge 20. Toutefois, en raison de la nature de la maladie, les tumeurs ip reviennent quelques jours après la fin du traitement 20.
- Surveiller la réponse au traitement par imagerie de tous les 3 jours en utilisant le positionnement en deux dimensions standard.
- Après la quatrième dose de paclitaxel, classer les souris comme ayant une réponse complète (ROI inférieur à 2000), réponse partielle (jusqu'à 35% de diminution de la ROI initial obtenu à l'étape 4.1, une maladie stable (jusqu'à 50% d'augmentation de la ROI initiale ), ou la progression d'un traitement (augmentation de plus de 50% par rapport à un retour sur investissement initial) en fonction du signal de fluorescence observé.
- Pour les souris présentant une réponse complète, surveiller la récidive par imagerie tous les 3 jours. Une fois la récidive est observée (ROI = initiale ROI dans l'étape 4.1), re-lancer le second tour de paclitaxel comme décrit au paragraphe 4.1.
- Chez les souris atteintes de la maladie partielle, stabilisation de la maladie, ou qui ont progressé de traitement, ré-initier deuxième série de Paclitaxel 3 jours après la 4ème dosede paclitaxel. De même, l'image de ces trois jours.
5. Suivi réponse au traitement en utilisant le positionnement standard à deux dimensions
- Anesthésier les souris à imager à l'aide d'un mélange d'air médical et 2% d'isoflurane à un débit de 2 L / min.
- Placez la tête des souris anesthésiées à pointes coniques individuels dans le bac transparent animal dans la chambre d'imagerie (Fig. 3).
- Entrée des paramètres d'exposition prédéterminées pour la fluorescence (10 exposition s, 2 x 2 binning, f-stop 2,8, FOV 120 mm, ex: 550 nm, em 600 nm) et de rayons X (exposition de 20 s, 2 x 2 binning, f-stop de 2,8, FOV 120 mm, 35 kV, 0,4 mm Al filtre).
- Cliquez Exposer à capturer deux images en séquence.
- Ouvrir les images dans le logiciel Bruker MI pour l'inspection et la région d'intérêt de l'analyse visuelle.
6. Superposition des images et de l'analyse
Pour établir une comparaison valable pour boanalyse quantitative et e visuelle du processus de la séquence d'images en fonction du temps de toutes les images d'avant-plan et d'arrière plan de façon similaire.
- Ouvrez la fois l'image de premier plan (c.-à fluorescence) et l'imagerie de fond dans le logiciel et sélectionner la fonction de tuile dans le menu de la fenêtre en haut (Fig. 4A).
- Pour traiter l'image de premier plan; ouvrez l'onglet d'affichage des images sur la barre du haut (Fig. 4A, flèche rouge) et définir les valeurs min / max à 260 et 5000, respectivement (Fig. 4A, flèche bleue)
Remarque: La gamme d'affichage d'image diffère d'une étude à fonction de l'intensité du signal de fluorescence capturés en images. Les images doivent être en contraste avec un min / max qui montrera des masses tumorales, mais pas montrer de fond autofluorescence de l'animal. - Suivant ouvert Auto-ROI onglet dans le panneau de navigation sur la gauche (Fig. 4B, flèche rouge) et sélectionnez le jeu New ROI dans le menu (Fig. 4C, un rougeRROW). Réglez les paramètres à utiliser l'algorithme de seuil à 630 niveaux de gris et désactivez l'Limiter la taille max pour que tous les potentiels de retour sur investissement sont enregistrées (Fig. 4C).
Remarque: Les paramètres de seuil peut varier d'une étude à fonction de l'intensité du signal de fluorescence capturés en images. Images seuillés pour quantifier le signal de masses tumorales encore pas mesurer le signal de fond de l'autofluorescence de l'animal. - De l'intérieur de la fenêtre d'affichage d'image sélectionner la fonction de masque. Maintenant que la zone correspondant aux pixels ayant des valeurs égales ou supérieures à la valeur seuil de 630 niveaux de gris sera affiché.
- Pour voir les résultats quantitatifs sélectionnez l'onglet Analyse de la barre de menu du haut et le Sélectionnez l'onglet d'affichage (Fig. 4D, flèches rouges).
- Dans le menu Affichage sélectionner le numéro de série, somme, la moyenne, et la région de cases à cocher, puis cliquez sur OK.
- Enregistrez l'image de sorte que les valeurs peuvent être exporté une fois le long de toutes les images de fluorescence sont traités.
- Ensuite, sélectionnez l'image à rayons X et à nouveau ouvrir l'affichage de l'image dans la barre de menu du haut. Définir les valeurs de min, max et le gamma pour donner la meilleure représentation visuelle du squelette de la souris.
Note: Étant donné qu'aucune quantification est effectuée sur les images radiographiques chaque image aux rayons X de la séquence de temps peut être traité (c.-à-min, max et les valeurs gamma) pour produire la meilleure représentation à la recherche de cet ensemble de données. - Encore une fois avec l'image à rayons X mis en évidence sélectionner la case à cocher Overlay et choisissez le nom de fichier d'image de fluorescence correspondant dans le menu déroulant (Fig. 4E) vers le bas.
- Pour extraire la sortie superposée, sélectionnez l'onglet Annotations dans le menu de navigation (Fig. 4B, flèche bleue) sur la gauche. Sélectionnez languettes appropriées pour ajouter des données ou du texte supplémentaire et enfin ajouter la barre d'échelle d'intensité de sorte que les données d'intensité de fluorescence peuvent être rapidement déterminées à partir de l'imâge.
- Une fois que les annotations sont terminées point culminant de tous les objets sur la page Annotations et sélectionnez Copier dans le menu Edition en haut et coller les données d'image qui interfèrent dans le fichier approprié (par exemple Word, PowerPoint et / ou Photoshop) pour l'affichage.
- Répétez les étapes 6.1- 6.11 pour toutes les paires de fluorescence des rayons X et d'images dans la séquence. Assurez-vous de la sécurité de toutes les images avant de les fermer.
- Pour la quantification finale ouvrir toutes les images de fluorescence à la même heure et sélectionnez Tile dans le menu Fenêtre sur le haut.
- Ensuite, sélectionnez les documents d'exportation tous ouverts pour afficher les données.
Remarque: En l'absence de programme Excel, désélectionner l'onglet. MI va générer un onglet texte délimité (par exemple .txt) qui peuvent être transférées à un ordinateur approprié pour une analyse plus approfondie.
Representative Results
L'imagerie en temps réel non-invasive permet le suivi de la progression tumorale ip de la même souris au cours du temps. L'injection intra-utérine de cellules ovariennes F2 mCherry marqués cancer en utilisant le protocole décrit génère des tumeurs ip visibles au jour 5 et la carcinomatose au jour 32 (Fig. 5). La figure 6 montre la corrélation entre les images obtenues avec carcinomatose observé après avoir sacrifié les souris .
Imagerie en utilisant MARS permet la détection de tumeurs de la propriété intellectuelle qui autrement être manquées si l'image est acquise à partir de seulement un seul plan. Figure 7 (en haut) montre que même chez les souris de contrôle présentant une charge tumorale importante, la taille de la tumeur peut être sous-estimée en fonction de l'angle l'image a été prise à partir. La capacité de veiller à ce que la masse tumorale est pas raté ou sous-estimée est encore plus important à la fin du 1er tour chimiothérapie lorsque les animaux sont classés soit comme répondre complèteeuh, répondeur partiel, ou non-répondeurs (Fig. 7 du milieu). De même, au cours du traitement d'entretien, il est de la plus haute importance de détecter de très petites tumeurs récurrentes de désigner correctement jours à la récidive, qui définit l'intervalle sans progression (Fig. 7 du milieu).
L'évaluation quantitative de la charge tumorale est optimisée grâce à la rotation des animaux. La rotation de l'animal à angles permettant de minimiser l'excitation de la profondeur et de la lumière d'émission se déplace à travers permettra de capture la plus précise de photons à partir de la fluorescence, qui est indicatif de la quantité de cellules tumorales et par conséquent la charge de la tumeur. Par conséquent, la quantification est optimisée pour les tumeurs spécifiques en fonction de sa position dans la séquence de rotation de l'animal.
En présentant des images de jeux de données de rotation, il est important d'attribuer les images d'un min / max gamme de contraste de l'image qui aura pour effet d'afficher toutes les masses tumorales, tout en permettant de visu al délimitation des masses tumorales individuelles. Pour cette étude, la plage de contraste idéal a été trouvé pour être un minimum de 50 chefs d'accusation et un maximum de 1 200 chefs d'accusation. Ces valeurs peuvent être considérées comme un guide pour d'autres études, cependant, les gammes de contraste optimal peut varier d'une étude à selon le niveau de la tumeur de la charge, les niveaux d'expression de peptide fluorescent dans les cellules, la configuration du système d'imagerie, et les paramètres de capture.
Figure 1: des cellules de cancer de l'ovaire F2 expriment de manière stable mCherry fluorescence. (A) l'image de phase; (B) image de fluorescence; (C) superposition de A et B. A noter que 100% des cellules expriment le rapporteur de fluorescence.
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Figure 2: injection intra-utérine de cellules de cancer de l'ovaire. (A) l'anesthésie est administré de manière continue par l'intermédiaire d'un cône de nez; (BE) la peau est incisée pour localiser et serrer la corne utérine; (F) les cellules cancéreuses sont injectés lentement dans le lumen de l'utérus.
Figure 3: (A) de formation d'image 2D avec une température contrôlée et à proximité circuit ventilé plateau animal transparent à l'intérieur de la chambre d'imagerie; (B, C) plateau est équipé d'ogives à livrer anesthésie et peut contenir jusqu'à cinq souris.
<strong> Figure 4: Représentant des panneaux de fenêtres prises à partir du logiciel d'analyse pour aider à l'analyse des données. Se il vous plaît voir le texte pour explication.
Figure 5: Détection de fluorescence mCherry co-localisé avec des rayons X dans la séquence d'imagerie longitudinal. Trois souris avec ip tumeur sont suivies dans le temps pour évaluer la progression de la tumeur ip. A noter que la progression de la tumeur peut varier. La figure est une image représentative de 3 souris avec différents taux de progression de la tumeur et donc la charge tumorale variant dans le temps.
Figure 6: Corrélation entre la charge ip de la tumeur (en haut) et la superposition fluorescence / X-ray image (panneau du bas). Environ 32 jours après l'injection des cellules cancéreuses de l'ovaire F2-mCherry, 2D-imagerie est effectuée et a sacrifié les souris pour établir une corrélation entre la masse tumorale réelle avec l'image acquise. Les flèches rouges indiquent la charge tumorale.
Figure 7: Rotation des ensembles de données permettant l'imagerie multi-angle et la détection de tumeurs dans le contrôle (panneau supérieur), le paclitaxel traité (panneau central), et souris récurrent (panneau du bas). Figure montre l'image d'un simple clic de souris par panneau comme il est tourné en utilisant le système MARS. Notez que même chez les souris de contrôle présentant une charge tumorale importante, la taille de la tumeur peut être sous-estimée en fonction de l'angle de l'image a été prise à partir.
Discussion
Nous décrivons un protocole pour établir un modèle animal ip de cancer ovarien humain qui imite le profil clinique observée chez les patients. En outre, nous décrivons l'utilisation d'un dispositif de rotation de l'animal qui porte sur la limitation de la sensibilité de l'imagerie 2D. Pris ensemble, ces techniques peuvent servir de plates-formes de découvrir de nouveaux composés capables de cibler le cancer ovarien récurrent de chimiorésistance. En outre, un tel modèle peut être utilisé pour comprendre la biologie de la récidive du cancer et à la progression.
Grâce à son emplacement rétropéritonéale, IP à un stade précoce de xénogreffes de cancer de l'ovaire sont presque impossibles à détecter par l'examen physique de la souris. Dans la plupart des cas, une fois la maladie peut être palpé, la charge tumorale est déjà considérable, et l'évaluation de l'efficacité du traitement conséquent. L'utilisation de cellules marquées par fluorescence permet d'évaluer la mise en place de la propriété intellectuelle tumeur en temps réel et par conséquent d'identifier le meilleur moment pour commencer à traitement. De la même manière, les xénogreffes marqués par fluorescence permettent la surveillance de la réponse au traitement. Il convient de noter cependant que, ip tumeurs plus profond que 1 cm sont généralement pas détectable indépendamment du système rapporteur.
L'utilisation de cellules humaines de cancer de l'ovaire souches 14,15,17,22 génère des xénogreffes qui imitent le profil clinique observée chez les patients. Comme une maladie primaire, le modèle est sensible au paclitaxel, mais l'arrêt du traitement par la suite conduit à la maladie de chimiorésistance récurrent. Présentation des cellules à travers les cornes utérines à la densité spécifiée dans la section Protocole traduit généralement dans les tumeurs de l'ovaire dans les 10 jours avec quelques implants péritonéaux, et imite ainsi la maladie à un stade précoce. L'utilisation de cellules marquées par fluorescence permet d'évaluer la mise en place de la propriété intellectuelle tumeur en temps réel et par conséquent d'identifier le meilleur moment pour commencer le traitement. De la même manière, les xénogreffes marqués par fluorescence permettent la surveillance of réponse au traitement. Si d'autres types de lignées cellulaires de cancer sont utilisées, de l'ovaire ou autre, il est possible que ce profil peut pas être observée. Lorsque SKOV3 est utilisé par exemple, il a été rapporté que les tumeurs ip initiales sont déjà 23 résistant. Néanmoins, si marqué avec un rapporteur tel que la fluorescence, ip, la maladie peut être suivie en temps réel.
Si autre rapporteur fluorescent est utilisé, il est important d'effectuer une imagerie initiale avec un témoin (pas de tumeur) animal. Cela permettra l'optimisation de protocole d'imagerie pour obtenir le meilleur rapport signal à fond. Dans notre expérience, les souris nues ont généralement un bruit de fond lorsque imagé en utilisant les paramètres d'acquisition de la GFP.
Il est important que les cellules injectées intra-utérin est en suspension simple pour éviter la mise en place des tumeurs de l'utérus. Il est également important d'éviter de rayer la couche epitheliale de l'utérus, ce qui facilite également la prise de greffe des cellules cancéreusess dans l'utérus produisant ainsi une tumeur intra-utérin à la place d'une maladie ip. En outre, au cours de l'analyse des données, il est important de régler la valeur de gamma à 1. Ceci assure que l'intensité des images est linéaire et permet la comparaison entre les images.
Au cours de l'acquisition d'images de MARS, il est important de veiller à ce que l'extrémité de la coiffe tubé pliable est dans l'évidement de la coiffe. La coiffe sert de point de contact pour la souris et est donc nécessaire pour obtenir des angles précisément calibrés. Pour les protocoles d'imagerie (autrement dit, plus de 1 heure), injecter 100 ml de solution saline stérile sous-cutanée pour aider à prévenir la déshydratation. température des animaux de corps doit être maintenue avec de l'air chaud coulait à travers le système à environ 37 ° C. Une limitation du système MARS est que un seul animal peut être imagée à la fois avec un temps d'exécution total d'environ 1 heure par animal.
En conclusion, nous décrivons l'ESTablishment d'un modèle animal qui imite étroitement le cancer des ovaires, la maladie à la fois primaire et récurrente. Ce modèle peut être utilisé pour évaluer l'efficacité de nouvelles modalités diagnostiques ou thérapeutiques.
Disclosures
Frais de publication de cet article ont été partiellement parrainés par Bruker Corporation.
Acknowledgments
Cette étude a été soutenue par des subventions des NIH RO1CA118678 et RO1CA127913, par la Fondation de la famille Sands et la découverte de Cure programme.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| RPMI 1640 media | GIBCO, by Life Technologies | 23400-021 | |
| fetal bovine serum | Gemini Bioproducts | 100-106 | |
| T75 cell culture flasks | Corning | 430641 | |
| PBS | Life Technologies | 10010-023 | |
| Trypsin | GIBCO, by Life Technologies | 25300-054 | |
| Isoflurane | Butler Schein | NDC 11695-6776-1 | |
| Alcohol pads | Fischer Scientific | 06-669-62 | |
| 1 ml syringe | Becton Dickinson | 309602 | |
| 25 gauge needle | Becton Dickinson | 305122 | |
| synthetic absorbable suture | Covidien | SL-636 | |
| tissue adhesive | Vetbond | 1469SB | |
| surgical scissors | VWR | 82027-584 | |
| surgical forceps | VWR | 82027-386 | |
| hemostat | VWR | 82027-422 | |
| Paclitaxel | Hospira, Inc. | NDC 61703-345-50 | |
| Ibuprofen | Walgreens | Children's Ibuprofen 100 (100 mg/5 ml) | |
| Puralube Vet ointment | Pharmaderm | ||
| In vivo MS FX PRO | Bruker Corporation | ||
| MI software | Bruker Corporation | ||
| athymic nude mice | Harlan |
References
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