Abstract
Câncer epitelial de ovário é a neoplasia maligna ginecológica mais letal nos Estados Unidos. Embora os doentes respondem inicialmente para o padrão actual de cuidados consistindo de citorredução cirúrgica e quimioterapia de combinação que consiste em compostos de platina e taxanos, quase 90% dos pacientes que se repetem dentro de poucos anos. Nestes pacientes o desenvolvimento da doença resistente à quimioterapia, limita a eficácia dos agentes de quimioterapia actualmente disponíveis e, por conseguinte, contribui para a elevada taxa de mortalidade. Para descobrir novas opções de tratamento que podem direcionar a doença recorrente, modelos animais apropriados que imitam de perto o perfil clínico dos pacientes com câncer de ovário recorrente são obrigatórios. O desafio na monitorização (ip) doença intra-peritoneal limita o uso de modelos ip e subcutânea, assim, a maioria dos xenoenxertos são estabelecidos. Nós desenvolvemos uma plataforma de imagem ótico sensível que permite a detecção e localização anatômica da massa tumoral ip. A plataforma inclui o usi de repórteres ópticas que se estendem a partir da gama de luz visível até perto do infravermelho, o que em combinação com 2-dimensional de raios X do co-registo pode fornecer a localização anatómica de sinais moleculares. A detecção pode ser significativamente melhorada pelo uso de um sistema de rotação que conduz o animal para várias posições angulares para imagiologia de 360 graus, permitindo a identificação de tumores que não são visíveis na orientação única. Esta plataforma apresenta um modelo único para o crescimento do tumor monitor de forma não invasiva e avaliar a eficácia de novas terapias para a prevenção ou tratamento de cancro do ovário recorrente.
Introduction
Os modelos animais são ferramentas indispensáveis na pesquisa de ciências biológicas. No câncer particularmente, os dados adquiridos a partir de estudos com animais fornecem as informações necessárias para iniciar o teste de aplicações de diagnóstico ou terapêuticos em humanos 1-3. Modelos animais para tumores sólidos são classicamente estabelecida por via subcutânea, uma vez que fornece um meio fácil de medir a carga tumoral e avaliar a eficácia do tratamento sem ter que sacrificar os animais. De fato, os modelos intra-peritoneal (ip) exigem que os animais sejam sacrificados para detectar e medir as alterações no crescimento do tumor. No entanto, para cancros, tais ip cancro do ovário, modelos ortotrópicos oferecem a vantagem de se estudar a doença no seu próprio ambiente de 4-6. Para um tal modelo para ser de uso na avaliação da actividade anti-tumor, os métodos de imagem não-invasivos têm de ser desenvolvidas que permitem a quantificação da carga tumoral ip em ratos vivos.
Um grande desafio nauso de modelos animais IP é a dificuldade em quantificar com precisão a carga tumoral pelo exame físico. Quantificação precisa dos tumores ip normalmente exigem os ratos para ser sacrificado para dissecção. Esta abordagem requer a utilização de um elevado número de animais, o que poderia ser sacrificados em diferentes pontos de tempo. Em adição ao custo, que introduz a variabilidade dos dados elevado, devido a variações inerentes dentro de cada animal. Não-invasiva em imageamento óptico vivo fornece uma abordagem mais adequada para monitorar a carga tumoral ip em camundongos vivos.
Vários métodos de imagem não invasivos são atualmente utilizados em pesquisa pré-clínica para o acompanhamento do crescimento do tumor e respostas terapêuticas. Estes incluem a tomografia computadorizada (TC), ultra-sonografia (US), ressonância magnética (MRI), tomografia por emissão de pósitrons (PET) e de imagem óptico, tais como fluorescência e bioluminescência 12/07. TC é um processo de transmissão de imagem combina raios-X e computtecnologia er. Ela produz uma imagem de corte transversal de feixes detectados de fotões de alta energia, que passa através do corpo com uma velocidade diferente. EUA é um tipo de imagem de reflexão, que envia sons de alta frequência para o corpo criando ondas sonoras que são refletidas com velocidade diferente dependendo da densidade do tecido e reconhecido pelo computador para produzir uma imagem visual de. Ressonância magnética e PET são modalidades de imagem de emissões que usam energia magnética e partículas nucleares, respectivamente para produzir a imagem. RM cria um forte campo magnético que induz as células a produzir os seus próprios frequências de rádio, os quais são usados para criar uma imagem, enquanto o PET requer uma câmara sensível para detectar a radioactividade do rotulado 7,9,11-2 fluorodeoxy-D-glicose administrada. Finalmente, imagiologia óptica baseia-se na detecção da emissão de luz de repórteres ou sondas fluorescentes ou 9,12 bioluminescentes.
Neste relatório, nós descrevemos o uso de fluorescência, que oferecealgumas vantagens sobre os outros tipos de modalidades de imagem. Com imagens de fluorescência, as células podem ser geneticamente modificadas para expressar proteínas fluorescentes constantemente sem exigir a adição de um substrato à base de sondas ou de ligação, que são necessários para a bioluminescência e ressonância magnética, respectivamente. Repórteres de fluorescência também expressam tipicamente um sinal brilhante permitindo assim a utilização de um método de detecção menos sensível 8,12. Além disso, com a imagem de fluorescência, é possível detectar tumores menores do que 1 cm, o que não é realizável com CT 7-9. Finalmente, em contraste com a bioluminescência, sinal de fluorescência não requer um ambiente aeróbico e, portanto, o sinal não é limitado em ambientes hipóxicos, que estão normalmente presentes nos núcleos de tumores grandes 13.
No entanto, como qualquer outra tecnologia, métodos de imagem baseados em fluorescente tem suas desvantagens. Uma delas é a incapacidade do machifótons de baixa energia gerada por ne para penetrar a uma profundidade suficiente. Assim, para minimizar a quantidade de fotões difusos dos tecidos dos animais deve ser fotografada em ângulos diferentes. Nós descrevemos um protocolo para estabelecer um câncer de ovário ip em camundongos nus e uma abordagem para monitoramento tumor ip que fornece imagens animal inteiro através da rotação. O rotador ângulos do rato para posições específicas e repetíveis diminuindo a interferência do tecido que ocorre frequentemente entre a fonte de luz e o detector. Isso otimiza a visualização de tumores menores, que podem passar despercebidos.
Protocol
O Comitê de Cuidados e Uso de Animais Institucional da Universidade de Yale aprovar todo o trabalho in vivo descrito. A coleta de amostras foi realizada com o consentimento do paciente e aprovado pelo Comitê da Escola de Medicina da Universidade de Yale de Investigações Humanos.
1. Preparação de células de câncer de ovário humano
- Antes de preparar as células se certificar de todos os materiais necessários para a injeção intra-uterino descrito abaixo estão prontos e de fácil acesso. Injectar a suspensão de células, logo que ele está pronto.
- Crescer células cancerígenas fluorescentes marcadas na cultura. Usamos um F2-geração de CD44 humano + / MyD88 + células câncer epitelial de ovário, que já demonstraram a abrigar propriedades stemness como tumorigenicity, chemoresistance e alta capacidade de reparação tumor 14-19. Estas células foram geradas a expressar estavelmente mCherry fluorescência (F2-mCherry, Fig. 1) utilizando lentivírus produzido a partir da polietilenimina(PEI) protocolo de 20,21.
- No dia da injecção, a colheita das células por tripsinização e lavar uma vez com solução salina tamponada com fosfato (PBS).
- Determinar a contagem de células e suspender as células a 3 x 10 6 células / 50 ul em meio de crescimento adequado. Para as células de cancro do ovário usamos 160 RPMI com 10% de FBS. Mantenha as células na incubadora até que esteja pronto para injetar, mas não manter mais de 15 min. Isso é suficiente para uma injecção mouse.
2. Injeção Intra-uterino de células de câncer de ovário humano em atímicos Nude Mice
Note-se que o procedimento a seguir requer a ajuda de uma segunda pessoa. Além disso, uma vez que esta é a cirurgia de sobrevivência, usar instrumentos cirúrgicos estéreis. Este procedimento de cirurgia sobrevivência deve levar cerca de 10 a 15 min.
- Anestesiar o mouse usando 2% de isoflurano. 7 a 8 semanas de idade, ratinhos nus atímicos é tipicamente utilizado.
- Verifique se o animal está completEly anestesiados por beliscar a almofada do pé usando os dedos ou uma pinça. O animal deve ser completamente não-responsivos à dor antes de iniciar a cirurgia.
- Posicione o mouse anestesiado lado ventral em uma compressa de gaze estéril com a cabeça longe do investigador.
- Aplicar pomada nos olhos com um aplicador de algodão-dica para evitar o ressecamento, enquanto sob anestesia.
- Imediatamente inserir a cabeça de um sistema cone de nariz ligada a um vaporizador de isoflurano (Fig. 2A). Isto proporciona a anestesia durante o procedimento cirúrgico.
- Desinfetar a esquerda (ou direita) lado do abdômen, utilizando almofadas de álcool (Fig. 2B), seguido por iodo em seguida, coloque um campo cirúrgico estéril sobre o local da cirurgia.
- Utilizando uma tesoura cirúrgica fórceps estéreis e fazer uma incisão na pele de 1-2 cm no quadrante inferior esquerdo do rato (Fig. 2C).
- Levantar o músculo e fazer uma incisão a fim de atingir o peritoneu. <li> Dissecar o músculo oblíquo para expor a cavidade abdominal.
- Localizar e identificar o corno uterino esquerdo (Fig. 2D).
- Usando pinça hemostática estéril, prenda as duas anteriores e posteriores lados do chifre (Fig. 2E). Coloque a braçadeira anterior logo abaixo da trompa de Falópio e do grampo posterior logo acima do colo do útero.
- Tem a segunda pessoa injetar a suspensão de células. Inserir a agulha contendo células, a 45 ° ângulo perpendicular à trompa (Fig. 2F). Muito lentamente injectar 50 jil de suspensão de células para o lúmen da trompa uterina.
- Remova a agulha e solte a braçadeira anterior.
- Libertar a braçadeira posterior e substituir o corno uterino na cavidade abdominal.
- Feche o peritoneu utilizando uma sutura absorvível sintética e fechar a pele com um adesivo de tecido.
- Retire o mouse do cone do nariz e coloque de volta na gaiola. Se necessário, altere os fundamentos para garantir um clean gaiola após a cirurgia. Certifique-se que todos os animais estão acordados e ativos antes de sair desacompanhado.
- Fornecer Ibuprofeno em 0,11 mg / ml de água potável para as primeiras 48 horas após a cirurgia. Depois, substitua-o por água potável regular.
- Nota: que se ratinhos nus atímicos são utilizados e a pele é fechada com cola de tecido em vez de suturas, não é necessário separar os ratos após a cirurgia. Ratinhos SCID são mais agressivas e podem ter de ser separados.
- Acompanhar de perto o local da incisão para uma possível infecção devido a ferida aberta.
3. Detecção de início de carreira intra-peritoneal câncer de ovário por Live in vivo de imagens
Determinar a presença da doença ip intra-peritoneal por live in vivo de imagens. Um animal sistema de rotação Multimodal (MARS) é usado neste protocolo.
- Acesse o software de captura de MARS de dentro do software MI. Este módulo oferececontrolo coordenado da MARS capturar configurações, aproveitando recursos de captura e análise do sistema de imagem. Otimize as configurações de captura individuais para cada modalidade utilizando uma visão única de imagem antes de desenvolver o protocolo de rotação na etapa 3.4.
- Entrada predeterminado valores de captura. Para captura de fluorescência, use 10 segundos de exposição, 2 x 2 binning, f-stop 2.8, FOV 120 mm, ex: 550 nm, em: configuração de captura filtro de 600 nm. Para a captura de raios-X, utilizar uma exposição de 10 seg, 2 x 2 bins, 2,8 f-stop, FOV 120 mm, 35 kVp, 0,4 milímetros configuração de captura filtro Al.
- Salve os parâmetros no passo 3.2 como arquivos de sessão individuais.
- Criar um protocolo de sequência de rotação selecionando o botão Criar / Editar protocolos de janela adquirir a interface do sistema.
- Selecione o arquivo de sessão de fluorescência salvo anteriormente e salvar como Primeiro Passo. Em seguida, selecione o arquivo de sessão de raios-X correspondente e salvar como Passo Dois.
- Com Step One selecionado, use o conjunto de rotaçãoSérie a partir do menu pop-up de Captura de Imagem Antes de definir o ângulo inicial, alcance e incremento desejado para garantir a visualização perfeita de características. Os valores específicos incluem um ângulo inicial de -180 graus, uma faixa de 375 graus, e um incremento de 15 graus.
- Salve o protocolo e clique no botão Done para inicializar o MARS e mapear as posições do motor de passo correspondentes a cada um dos incrementos angulares.
- Executar a calibragem final como descrito abaixo para alinhar o ventral, dorsal e vistas laterais para o animal específico posicionado no suporte animal com graus de rotação específicos para ser utilizada pelo protocolo de software.
- Anestesiar o rato utilizando uma mistura de ar medicinal e isoflurano a 2% a uma taxa de fluxo de 2 L / min.
- Iniciar o alinhamento, selecionando o botão de visualização a partir do menu Acquire para abrir o guia Rotator. Use a modalidade de luz reflexiva ao invés do multiwavelength ou X-ramodalidades y para agilizar o processo.
- Selecione a opção de carga Mouse e prosseguir com a série de menus de posicionamento.
- Certifique-se de que o fim entubado da nosecone dobrável é no recesso nosecone e coloque o mouse na orientação ventral com a cabeça na nosecone.
- Comece a calibração na posição de 0 graus com o lado ventral do animal voltada para baixo. Use os dois botões no sistema de rotação para posicionar o animal para que ele aparece centralizado na janela de visualização.
- Repita o processo conforme solicitado para -180, - 90, 90 e 180 graus posições e clique em Concluído.
- Executar o protocolo salvo anteriormente, clicando no botão Executar Protocolo da janela adquirir principal. Durante a execução do protocolo, observar uma janela de status fornecendo atualizações de status em tempo real para a captura atual, Exposição Duração e passo global protocolo.
- Montar imagens individuais em um formato de filme usando oSoftware de rotação. Use os controles de vídeo para ajustar o brilho / contraste, transparência, e para definir a cor de exibição do sinal de fluorescência.
- Exportar a seqüência final de imagens no formato de arquivo * .AVI para a apresentação.
4. Administração de 1ª e 2ª Quimioterapia Redonda
- Após a detecção do tumor ip por MARS, determinar a região inicial carga tumoral de interesse (ROI) usando posicionamento bidimensional padrão. Isto é realizado em uma bandeja animais transparente montado no sistema de imagem como descrito abaixo na Secção 5. Uma vez ROI inicial é determinada, administram 4 doses de 12 mg / kg ip O paclitaxel a cada três dias. O paclitaxel é obtido a partir Hospira Inc. em uma formulação pronta-a-go com cremaphor como veículo. Nós anteriormente demonstrado que este regime de tratamento tem uma actividade anti-tumoral significativa contra o modelo de xenoenxerto em comparação com o controle do veículo e induz a erradicação completa da detectável tumor carga 20. No entanto, devido à natureza da doença, tumores ip reincidência de alguns dias após o tratamento termina 20.
- Monitorizar a resposta ao tratamento por imagem a cada 3 dias usando o posicionamento de duas dimensões padrão.
- Após a quarta dose de Paclitaxel, classificar os ratinhos tendo como resposta completa (ROI inferior a 2.000), resposta parcial (redução de até 35% a partir do ROI inicial obtido a partir do passo 4.1, a doença estável (até 50% de aumento a partir da ROI inicial ), ou a progressão com o tratamento (aumento de mais de 50% de ROI inicial) com base no sinal fluorescente observado.
- Para ratos com resposta completa, monitorar a recorrência por imagem a cada 3 dias. Uma vez que a recorrência é observado (ROI = rubricar ROI no passo 4.1), re-iniciar a segunda rodada de Paclitaxel como descrito em 4.1.
- Em camundongos com doença parcial, doença estável, ou aqueles que evoluíram com o tratamento, re-iniciar a segunda rodada de Paclitaxel 3 dias após a 4ª dose dede paclitaxel. Da mesma forma, a imagem destes a cada três dias.
Resposta 5. Monitoramento de Tratamento Usando Posicionamento Standard Two-dimensional
- Anestesiar os ratos para ser fotografada usando uma mistura de ar medicinal e isoflurano a 2% a uma taxa de fluxo de 2 L / min.
- Coloque a cabeça dos ratos anestesiados em nosecones individuais na bandeja animais transparente dentro da câmara de imagem (Fig. 3).
- Entrada de parâmetros pré-determinados para exposição de fluorescência (10 seg exposição, 2 x 2 bins, f-stop 2,8, FOV 120 mm, ex: 550 nm, em: 600 nm) e de raios-X (exposição de 20 seg, 2 x 2 bins, f-stop 2.8, FOV 120 mm, 35 kVp, 0,4 milímetros Al filtro).
- Clique Exposé para capturar duas imagens em sequência.
- Abra as imagens no software Bruker MI para inspeção visual e região de análise de interesse.
6. superposição de imagem e Análise
Para fornecer uma comparação válida para boanálise visual e quantitativa th do processo de sequência de imagens curso de tempo todas as imagens do primeiro plano e de forma semelhante.
- Abra tanto a imagem de primeiro plano (ou seja, fluorescência) ea imagem de fundo no software e seleccione a função de telha a partir do menu Janela, na parte superior (Fig. 4A).
- Para processar a imagem em primeiro plano; abra a aba Exibição de imagem na barra superior (Fig. 4A, seta vermelha) e defina os valores min / max de 260 e 5.000, respectivamente (Fig. 4A, seta azul)
Nota: Faixa de exibição da imagem difere de estudo para estudo, dependendo das intensidades de sinal de fluorescência capturados em imagens. Imagens deve ser contrastado com um min / max que irá mostrar massas tumorais, ainda não mostram o fundo da autofluorescência do animal. - Próxima aba aberta Auto-ROIs no painel de navegação à esquerda (Fig. 4B, seta vermelha) e selecione o Novo Conjunto de ROI a partir do menu (Fig. 4C, um vermelhorrow). Ajuste as configurações para usar o algoritmo Limiar em 630 níveis de cinza e desmarque a restringir o tamanho máximo para garantir que todos os potenciais de ROI são gravados (Fig. 4C).
Nota: As configurações de limite pode variar de estudo para estudo, dependendo das intensidades de sinal de fluorescência capturados em imagens. Imagens thresholded para quantificar sinal de massas tumorais ainda não medir sinal de fundo de autofluorescência do animal. - De dentro da Montra Imagem selecionar a função Mask. Agora somente a área correspondente aos pixels que têm valores iguais ou superiores ao valor limite de 630 níveis de cinza será exibida.
- Para visualizar os resultados quantitativos selecione a guia Análise a partir da barra de menu superior e selecione a guia de visualização (Fig. 4D, setas vermelhas).
- No menu Exibir, selecione o número de série, soma, média, e da área de caixas de seleção e clique em OK.
- Salve a imagem para que os valores podem ser exportado ao longo de uma vez todas as imagens de fluorescência são processados.
- Em seguida, destacar a imagem de raios-X e novamente abrir o Visor da imagem na barra de menu superior. Defina os valores para min, max e gama para dar a melhor representação visual do esqueleto mouse.
Nota: Uma vez que nenhuma quantificação é realizada nas imagens de raios-X de cada imagem de raios-X individual da sequência de tempo podem ser processados (ou seja, min, max e valores de gama) para produzir a melhor representação à procura desse conjunto de dados. - Mais uma vez a imagem de raios-X com destaque selecionar a caixa de seleção Overlay e escolha o nome do arquivo de imagem de fluorescência correspondente no menu drop (Fig. 4E) para baixo.
- Para extrair a saída sobreposta, selecione a guia Anotações a partir do menu de navegação (Fig. 4B, seta azul) à esquerda. Selecione guias apropriadas para adicionar quaisquer dados ou texto adicionais e, finalmente, adicionar a barra de escala de intensidade de modo que os dados de intensidade de fluorescência pode ser rapidamente determinada a partir da imidade.
- Uma vez que as anotações sejam concluídas destaque todos os objetos na página Anotações e selecione Copiar no menu Editar no topo e colar os dados de imagem superpostos para o arquivo adequado (por exemplo, Word, PowerPoint, e / ou Photoshop) para exibição.
- Repita os passos 6.1- 6,11 para todos os pares de fluorescência de raios-X e imagens na seqüência. Certifique-se de seguros todas as imagens antes de fechá-los.
- Para a quantificação final de abrir todas as imagens de fluorescência, ao mesmo tempo e escolha a partir do menu da telha ao longo da parte superior da janela.
- Em seguida, selecione os documentos de exportação, todos abertos para ver os dados.
Nota: Na ausência de programa Excel, desmarque a guia. MI irá gerar uma guia delimitado texto (ou seja, .txt) que podem ser transferidos para um computador adequado para uma análise mais aprofundada.
Representative Results
Imagens ao vivo não invasiva permite o acompanhamento da progressão do tumor ip do mesmo ratos através do tempo. Injecção intra-uterino de células ovarianas F2 mCherry-rotulados cancro usando o protocolo descrito gera ip tumores visíveis no dia 5 e no dia 32 carcinomatose (Fig. 5). A Figura 6 mostra a correlação das imagens obtidas com carcinomatose observada após sacrificar os ratinhos .
Imagiologia utilizando MARS permite a detecção de tumores ip que, de outro modo ser perdido se a imagem é adquirida a partir de apenas um único plano. Figura 7 (painel superior) mostra que, mesmo em ratinhos de controlo com carga tumoral significativa, o tamanho do tumor pode ser subestimada, dependendo do ângulo a imagem foi tomada de. A capacidade de garantir que a massa tumoral não é perdido ou subestimado é ainda mais importante na conclusão da 1ª rodada de quimioterapia, quando os animais são classificados como qualquer um responder completoer, que responde parcial, ou de não-resposta (Fig. 7 painel do meio). Da mesma forma, durante a terapia de manutenção é de extrema importância para detectar tumores muito pequenos recorrentes para designar adequadamente dias de recorrência, que define intervalo livre de progressão (Fig. 7 painel do meio).
Avaliação quantitativa da carga tumoral é otimizada através da rotação animal. A rotação do animal para ângulos que irão minimizar a profundidade de excitação e emissão de luz viaja através irá permitir a captura de mais exacta de fótons da fluorescência, o que é indicativo da quantidade de células tumorais e, consequentemente, a carga do tumor. Assim, a quantificação é optimizado para tumores específicos no animal, dependendo da sua posição na sequência de rotação.
Ao apresentar imagens de conjuntos de dados de rotação, é importante para atribuir as imagens de um min / max intervalo de contraste de imagem que vai exibir de forma eficaz todas as massas de tumor, permitindo ao mesmo tempo visu al delimitação de massas tumorais individuais. Para este estudo, faixa de contraste ideal foi encontrado para ser um mínimo de 50 polegadas e um máximo de 1.200 contagens. Estes valores podem ser vistos como uma diretriz para outros estudos, no entanto, varia de contraste ideal será diferente de estudo para estudo, dependendo do nível tumor fardo, fluorescentes níveis de expressão de peptídeo em células, configuração de sistema de imagem e definições de captura.
Figura 1: células de câncer de ovário F2 expressar de forma estável mCherry fluorescência. (A) imagem de fase; (B) imagem de fluorescência; (C) sobreposição de A e B. Note-se que 100% das células expressam o repórter de fluorescência.
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Figura 2: injeção intra-uterino de células de câncer de ovário. (A) A anestesia é administrada continuamente por meio de um cone de nariz; (BE) de pele é incisada para localizar e prender o corno uterino; (F) as células cancerosas são injectados lentamente para dentro do lúmen do útero.
Figura 3: (A) imagem de 2D com uma temperatura controlada e um circuito fechado ventilado bandeja animais transparente no interior da câmara de imagem; (B, C) bandeja está equipado com cones do nariz para entregar a anestesia e pode armazenar até cinco camundongos.
<fortes> Figura 4: painéis de janela representativas tomadas a partir do software de análise para auxiliar na análise de dados. Por favor, veja o texto de explicação.
Figura 5: Detecção de mCherry fluorescência co-localizada com raio-X em sequência de imagens longitudinal. Três ratos com tumor ip são seguidos ao longo do tempo para avaliar a progressão do tumor ip. Note-se que a progressão do tumor podem variar. Figura é uma imagem representativa de 3 camundongos com diferentes taxas de progressão do tumor e, portanto, variando a carga tumoral através do tempo.
Figura 6: Correlação entre a carga tumoral ip (painel superior) e sobreposição de fluorescência / raio-X image (painel inferior). Cerca de 32 dias após a injecção de F2-mCherry células de cancro do ovário, 2D-formação de imagens é realizada e os ratinhos sacrificados para correlacionar a carga tumoral real com a imagem adquirida. As setas vermelhas apontam para a carga tumoral.
Figura 7: Rotação conjuntos de dados de imagem, permitindo multi-angular e a detecção de tumores em controlo (painel superior), Paclitaxel tratado (painel do meio), e os ratinhos recorrente (painel inferior). A Figura mostra a imagem de um único ratinho por painel, uma vez que é rodado utilizando o sistema MARS. Note-se que, mesmo nos ratos de controlo com carga tumoral significativa, o tamanho do tumor pode ser subestimada, dependendo do ângulo da imagem foi feita a partir de.
Discussion
Nós descrevemos um protocolo para estabelecer um modelo animal ip humana câncer de ovário que imita o perfil clínico observado nos pacientes. Além disso, descreve-se a utilização de um dispositivo de rotação animal que aborda a limitação de sensibilidade de imagem 2D. Tomados em conjunto, estas técnicas podem servir como plataformas para descobrir novos compostos que podem direcionar o cancro do ovário recorrente resistente à quimioterapia. Além disso, esse modelo pode ser usado para entender a biologia da recidiva e progressão do cancro.
Devido à sua localização retroperitoneal, em estágio inicial ip xenotransplantes de câncer de ovário são quase impossíveis de detectar através do exame físico do mouse. Na maioria dos casos, uma vez que a doença pode ser palpado, a carga tumoral é já significativa e, por conseguinte, limita a avaliação da eficácia do tratamento. A utilização de células marcadas por fluorescência permite-nos avaliar o estabelecimento de tumor ip em tempo real e, consequentemente, identificar o tempo óptimo para começar tratamento. De um modo semelhante, xenoenxertos fluorescentes marcado permitir a monitorização da resposta ao tratamento. Deve salientar-ip, contudo, que os tumores mais profundo que 1 cm não são tipicamente detectáveis independentemente do sistema repórter.
A utilização de células estaminais humanas de cancro do ovário 14,15,17,22 gera xenoenxertos que imitam o perfil clínico observado em pacientes. Como uma doença primária, o modelo é sensível ao Paclitaxel, mas a cessação do tratamento, eventualmente, conduz a doença recorrente resistente à quimioterapia. Apresentando as células através dos cornos uterinos, na densidade especificada na seção Protocolo geralmente resulta em tumores de ovário dentro de 10 dias, com alguns implantes peritoniais e, portanto, imita a doença em estágio inicial. A utilização de células marcadas por fluorescência permite-nos avaliar o estabelecimento de tumor ip em tempo real e, consequentemente, identificar o tempo óptimo para começar o tratamento. De um modo semelhante, xenoenxertos fluorescentes marcado permitir o acompanhamentof resposta ao tratamento. Se forem utilizados outros tipos de linhas celulares de cancro, do ovário ou de outra forma, é possível que este perfil não pode ser observado. Quando SKOV3 é utilizada, por exemplo, tem sido relatado que os tumores iniciais ip já são resistentes 23. No entanto, se marcado com um repórter tal como fluorescência, ip, a doença pode ser seguido em tempo real.
Se outro repórter fluorescente é usado, é importante realizar imagem inicial com um controlo (nenhum tumor) dos animais. Isso permitirá a otimização do protocolo de imagem para atingir o melhor fundo para sinalizar a relação. Em nossa experiência, os camundongos nus normalmente têm alta de fundo quando fotografada usando as configurações de aquisição de GFP.
É importante que as células injectadas intra-uterino estão em suspensão única para evitar o estabelecimento de tumores no útero. É também importante para evitar riscar a camada epitelial do útero, o que também facilita o enxerto da célula cancerosas no útero, produzindo assim um tumor intra-uterina em vez de uma doença ip. Além disso, durante a análise de dados, é importante para definir o valor de gama para 1. Isso assegura que a intensidade das imagens é linear e permite a comparação entre as imagens.
Durante a aquisição de imagens MARS, é importante para garantir que a extremidade do cone de protecção, entubado é dobrável no recesso cone de protecção. O nosecone serve como um ponto de contato para o rato e, portanto, é necessário para a obtenção dos ângulos precisamente calibrados. Para protocolos de imagem mais longos (isto é, mais do que 1 hora), injectar 100 ul de solução salina estéril por via subcutânea para ajudar a prevenir a desidratação. A temperatura do corpo de animal deve ser mantida usando ar quente fluiu através do sistema a cerca de 37 ° C. Uma limitação do sistema MARS é que apenas um animal pode ser trabalhada ao mesmo tempo com um tempo total de funcionamento de cerca de 1 hora por animal.
Em conclusão, podemos descrever o establishment de um modelo animal que imita o câncer de ovário, tanto doença primária e recorrente. Este modelo pode ser utilizado para avaliar a eficácia de modalidades de diagnóstico ou terapêuticos.
Disclosures
Taxas de publicação para este artigo foram parcialmente patrocinado pela Bruker Corporation.
Acknowledgments
Este estudo foi suportado por concessões do NIH RO1CA118678 e RO1CA127913, pela Fundação Família Sands, ea descoberta para curar Programa.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| RPMI 1640 media | GIBCO, by Life Technologies | 23400-021 | |
| fetal bovine serum | Gemini Bioproducts | 100-106 | |
| T75 cell culture flasks | Corning | 430641 | |
| PBS | Life Technologies | 10010-023 | |
| Trypsin | GIBCO, by Life Technologies | 25300-054 | |
| Isoflurane | Butler Schein | NDC 11695-6776-1 | |
| Alcohol pads | Fischer Scientific | 06-669-62 | |
| 1 ml syringe | Becton Dickinson | 309602 | |
| 25 gauge needle | Becton Dickinson | 305122 | |
| synthetic absorbable suture | Covidien | SL-636 | |
| tissue adhesive | Vetbond | 1469SB | |
| surgical scissors | VWR | 82027-584 | |
| surgical forceps | VWR | 82027-386 | |
| hemostat | VWR | 82027-422 | |
| Paclitaxel | Hospira, Inc. | NDC 61703-345-50 | |
| Ibuprofen | Walgreens | Children's Ibuprofen 100 (100 mg/5 ml) | |
| Puralube Vet ointment | Pharmaderm | ||
| In vivo MS FX PRO | Bruker Corporation | ||
| MI software | Bruker Corporation | ||
| athymic nude mice | Harlan |
References
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