Abstract
Qui mostriamo la dissezione del cordone nervoso addominale gamberi. La preparazione comprende gli ultimi due gangli toracica (T4, T5) e la catena di gangli addominali (A1 al A6). Questa catena di gangli comprende la parte del sistema nervoso centrale (CNS) che guida locomozione coordinata dei pleopodi (swimmerets): il sistema swimmeret. E 'noto per oltre cinque decenni in gamberi ogni swimmeret è guidato da un proprio kernel generano tracciati indipendenti che genera attività alternanza ritmica 1-3. I motoneuroni che innervano la muscolatura di ogni swimmeret comprendono due anatomicamente e funzionalmente distinte popolazioni 4. Uno è responsabile per la retrazione (corsa di potenza, PS) del swimmeret. Altre unità la protrazione (corsa di ritorno, RS) del swimmeret. Neuroni motori del sistema swimmeret sono in grado di produrre spontaneamente uno schema motorio fittizia, che è identico al modello registrato in vivo 1.
Lo scopo di questo rapporto è quello di introdurre un interessante e conveniente sistema modello per lo studio delle reti di generazione del ritmo e il coordinamento di microcircuiti indipendenti per i corsi di laboratorio pratico degli studenti. Il protocollo fornito include le istruzioni passo-passo per la dissezione del cordone nervoso addominale del gambero di fiume, pinning della catena isolato di gangli, desheathing gangli e registrando il swimmerets fittizia pattern motorio extracellulare dal sistema nervoso isolato.
Inoltre, siamo in grado di monitorare l'attività dei neuroni swimmeret registrati intracellulare di dendriti. Qui abbiamo anche una breve descrizione di queste tecniche e fornire alcuni esempi. Inoltre, la morfologia dei neuroni swimmeret può essere valutata utilizzando varie tecniche di colorazione. Qui forniamo esempi di intracellulare (dalla ionoforesi) tintura piena neuroni e riporti di pool di motoneuroni swimmeret. Nel nostro laboratoriousiamo questa preparazione per studiare le funzioni di base di locomozione fittizia, l'effetto di feedback sensoriale sull'attività del SNC, e il coordinamento tra microcircuiti a livello cellulare.
Introduction
I swimmerets di gamberi hanno una funzione di controllo della postura e battere ritmicamente quando gli animali nuotano in avanti, ventilare le loro tane o femmine aerare le loro uova 5, 6. I swimmerets del gambero del segnale, Pacifastacus leniusculus, si verificano in coppie dalla seconda alla quinta segmento addominale, con un arto su ciascun lato dell'addome 7. Il sistema nervoso centrale produce propria ticchettio motore ritmica che aziona il movimento swimmeret nell'animale intatto nonché nella preparazione isolato cordone nervoso. Quando non c'è feedback sensoriale o discendente ingresso presente modello motore ritmica prodotta viene chiamato locomozione fittizia 1, 2. Nel sistema swimmeret questo schema motorio non differisce in qualsiasi parametro dall'attività delle swimmerets misurati nell'animale intatto.
Il movimento di ciascun swimmeret è guidato da un microcircuito che si trova dentro e limitato a una corresponding hemiganglion 1 -. 3 In ogni microcircuito c'è un kernel generano tracciati che comprende cinque interneuroni identificati non spike. Essi possono essere funzionalmente caratterizzati come sia Inhibitor of Power Stroke (IPS) o inibitore della corsa di ritorno (IRS) 8. Questi IPS e interneuroni IRS non sono oscillatori endogeni, piuttosto la loro attività di alternanza è guidato da inibizione reciproca 9. Poiché questi interneuroni inibiscono direttamente i motoneuroni swimmeret, il movimento alternato PS-RS è generato 10. Locomotion tuttavia, non solo richiede la generazione di attività, ma anche il coordinamento dei vari microcircuiti indipendenti. Nel sistema swimmeret tale coordinamento è stabilito dal microcircuito coordinamento che assicura che gli arti sono attivi a volte corretti. Questo microcircuito è costruito da tre neuroni identificati in ogni segmento 11-15.
Questo protocollo prevede the prima volta una guida passo-passo dissezione per isolare la catena di gangli (T4 al A6, Figura 1). Mostriamo come al pin isolato cordone nervoso addominale e desheathe ogni ganglio. In questo isolato preparazione del sistema nervoso, i neuroni responsabili del movimento swimmeret sono pronti per l'uso negli esperimenti elettrofisiologici e morfologici. La seconda parte di questo protocollo illustra le caratteristiche principali del modello del motore swimmeret. Ciò include una guida step-by-step per registrare extracellulare l'attività dei motoneuroni swimmeret. Gli assoni dei neuroni motori RS proiettano attraverso il ramo anteriore del nervo N1, mentre assoni dei motoneuroni PS proiettano attraverso il ramo posteriore dello stesso nervo (Figura 1) 4. Quindi la loro attività può essere registrato da questi rami con elettrodi pin differenziali.
Figura 1: Isolati sistema nervoso dal ganglio toracico 4 (T4) per ganglio addominale 6 (A6) e un diagramma schematico di esso T4:. Ganglio toracico 4; T5: ganglio toracico 5; A1, A2 ... A6 ganglio addominale 1, ganglio addominale 2 ... ganglio addominale 6; N1: nervo N1; N2: nervo N2; N3: nervo N3; PS: power-stroke; RS: return-stroke. Abbreviazioni direzionali: A = anteriore; P = posteriori.
Questa procedura dissezione e la tecnica dimostrata elettrofisiologico sono convenienti per gli studenti universitari e studenti possono integrare corsi pratici in fisiologia. La catena di gangli isolato è stato utilizzato in una serie di esperimenti per studiare la funzione del sistema nervoso, coordinamento, o la modulazione di microcircuiti swimmeret 6 così come il controllo neuronale del comportamento adattativo in locomozione 16, 17. Il sistema gamberi swimmeret fornisce pertanto una quantità enorme di insegnamento interessanti o tPiove opportunità che iniziano tutti con la dissezione del cordone nervoso ventrale di gamberi e la registrazione extracellulare del pattern motorio fittizia.
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Protocol
Questa procedura dissezione è in conformità con la Comunità europee Direttiva del Consiglio del 22 settembre 2010 (2010/63 / UE).
1. Preparazione
- Ottenere gamberi, Pacifastacus leniusculus (Dana), di entrambi i sessi ≥8 cm di dimensione. Assicurarsi che gli animali sono di vitale importanza e gli arti addome e addominali sono intatte.
- Fare attenzione a ispezionare il carapace e che questa cuticola è dura e rigida. Pre e animali postmolt hanno un carapace morbido e non sono adatti per gli esperimenti perché durante il processo di muta cambiare molti parametri (ad esempio, diminuzione dell'attività locomotoria).
- Montare tutti gli strumenti ei materiali utilizzati durante la dissezione, pinning e desheathing del cordone nervoso illustrato nella figura 2 ed elencati nei supplementi previsti.
(1) grande secchio pieno di ghiaccio; (2) salina gamberi; (3) dispenser salina; (4) microscopio dissezione; (5) piatto dissezione; (6) forbici forti; (7) forcipe (8) forbici primavera; (9) piastra Petri rivestito con chiaro Sylgard; (10) perni di fissaggio; (11) con lampade a freddo. 2. Gross Dissection 3. Belle Dissection 4. Pinning cordone nervoso nella piastra di Petri NOTA: Usare piccoli perni tagliati da filo di acciaio inossidabile (vedi supplementi) per bloccare il cordone nervoso. Toccare solo il nervo che termina con le pinze e non fare squeezvia e connettivi o gangli. 5. Desheathing gangli 6. extracellulare registrazioni da Motor neuroni 
Figura 2:
NOTA: Le seguenti operazioni (2,12-4,8) contengono istruzioni direzionali che si applicano a sperimentatori mano destra. Nei passi seguenti (2,12-6,8), è importante sostituire gamberi salina in intervalli regolari, ogni 20-30 minuti con soluzione salina fredda, per mantenere il sistema nervoso sano.
NOTA: I gangli del torace e nervi associati sono in parte coperti dalla muscolatura delle gambe e sterna cephalothoracic. La sterna cephalothoracic formare uno scheletro che separa le cavità situate lateralmente delle gambe piedi una dall'altra e dalla cavità mediale in cui il cordone nervoso ventrale risiede.
NOTA: Il cordone nervoso sarà danneggiato nel processo in modo da evitare raccogliendo Nerve il cavo più volte.
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Representative Results
Con le registrazioni extracellulari simultanee da RS e PS, motoneuroni di uno ganglio, l'attività alternata di queste piscine motoneuroni, può essere monitorato (Figura 18), che rappresenta lo schema locomozione fittizia.
Figura 18: Schema di un ganglio e il posizionamento di elettrodi pin differenziale registrazione extracellulare di RS motoneuroni (traccia superiore) e PS (neuroni motori inferiori traccia)..
L'attività PS extracellulare di PS ipsilaterale 2 per PS 5 motoneuroni evidenzia aspetti interessanti di coordinamento intersegmentale nel sistema swimmeret (Figura 19A).
In primo luogo, l'attività inizia sempre con un burst PS in A5 (Figura 19A, 4 ° traccia) e l'onda di eccitazione si propaga nella direzione anteriore (<strong> Figura 19A, linea verde). In secondo luogo, il periodo (che è il tempo misurato dalla comparsa di uno scoppio all'insorgenza del prossimo burst) in ciascun segmento rimane costante (Figura 19A, freccia ciano). Questo è vero, finché il flusso di informazioni da un ganglio al successivo è intatta e le condizioni sperimentali non cambiano.
In diverse preparazioni o in diverse condizioni sperimentali i periodi e la durata di scoppio possono variare notevolmente: dai periodi di 0,25-1 sec. Al fine di confrontare questi parametri tra diverse preparazioni, hanno bisogno di essere normalizzata e graficamente in un istogramma fase (Figura 19B). Questo rivela il terzo aspetto interessante del modello del motore: la fase che intercorre tra i segmenti, il ritardo intersegmentale, rimane costante e indipendente dalla frequenza del ritmo.
Per calcolare un istogramma fase, le seguenti misure e calcoli sono necessario:
Innanzitutto, una traccia di riferimento deve essere scelto. Di solito si usa la traccia PS del ganglio più posteriore (ad esempio, PS 5) come riferimento (essendo tempo 0) per un istogramma fase del ritmo swimmeret registrata tra diverse segmenti (Figura 19A) .Poi, misurare il periodo (in ms ) del ritmo dall'inizio di una PS 5 raffica (tempo 0, Figura 19A, arancione linea tratteggiata) per l'inizio del successivo PS 5 raffica (Figura 19A, freccia ciano) .Within questo ciclo, misurare le latenze (in ms ) tra l'inizio della PS 5 scoppio (tempo 0) e l'inizio (insorgenza scoppio, Figura 19A e B, frecce arancione) e di fine (offset Figura 19A e B, frecce viola) del PS scoppio in ciascuno degli altri gangli . Quindi per calcolare l'inizio fase e offset per ogni raffica le latenze sono divisi per il periodo concomitante. Queste misure comporteranno v numericoalori tra 0 e 1. Infine, terreno questi valori in un istogramma di fase, come mostrato nella Figura 19B.
L'istogramma fase risultante (Figura 19B) contiene informazioni sul ciclo di dovere del PS scoppiare in ogni segmento. E il intersegmentale fase-lag di circa 0,25 tra i segmenti vicini è chiaramente visibile.
Figura 19: (A) Schema di posizionamento degli elettrodi e registrazione extracellulare di PS omolaterale 5 a 2. PS (B) Misure e calcoli necessari per l'istogramma di fase. L'istogramma di fase calcolato dal dieci burst consecutivi (n = 10) mostra il ritardo di fase di intersegmentale ~ 0,25.
Per maggiori sperimentatori avanzate, registrazioni intracellulari con taglienti microelettrodi dei dendriti dei neuroni motori possono essere utili. I potenziali di membranadell intracellulare registrati motoneuroni PS mostrano oscillazioni in fase con l'attività extracellulare registrata di tutti motoneuroni PS della stessa hemiganglion (Figura 20, pannelli grigio). In alternativa, motoneuroni RS o interneuroni possono essere registrati intracellulare nello stesso modo (dati non mostrati).
Figura 20:. Schema di posizionamento degli elettrodi Il potenziale di membrana di una intracellulare registrato motoneurone PS (traccia superiore) oscilla in fase (pannelli grigi) con l'attività PS extracellulare registrato (traccia inferiore).
Per l'identificazione dei neuroni intracellulare registrati (interneuroni o neuroni motori), le cellule possono essere tintura riempiti utilizzando microelettrodi taglienti e ionoforesi (vedi la discussione). Nella Figura 21, sono mostrati due neuroni motori PS intracellulare la tintura pieni. La loro somata ventralesi trova posteriormente alla base della N1 nervosa. I progetti dei neuriti primaria anteriormente (Figura 21B-2) e filiali all'interno del laterale neuropilo (Figura 21A e B-3); progetti assone attraverso il ramo posteriore della N1 nervi alla muscolatura swimmeret (Figura 21B-4).
Figura 21: (A) Schema di un ganglio addominale (B) Due intracellulare macchiato motoneuroni PS.. (1) somata; (2) neuriti primarie; (3) dendritica ramificazione nel neuropil laterale; (4) assoni progetto attraverso il ramo posteriore del nervo N1; Bar = 100 micron.
Per meno sperimentatori avanzati, o coloro che vogliono studiare la morfologia del ganglio addominale, riporti dalle PS e del motore RS piscine neurone attraverso il nervo N1, sono un esercizio interessante. In Figura 22, i RS e PS motoneuroni di uno hemiganglion sono state colorate con Co 2+ (RS) e Ni 2 + ioni (PS), rispettivamente. Somata dei motoneuroni PS sono situati posteriormente alla base della N1 nervi (Figura 22-1). Tutti somata di RS motoneuroni si trovano anterior alla base del nervo N1 (Figura 22-2).
Figura 22: riporti dal anteriore (arancione, Co 2+) e posteriore (blu, Ni 2+) ramo del nervo N1 (1) Somata di motoneuroni PS;. (2) somata dei motoneuroni RS. Bar = 100 micron.
Figura 3: Rimozione gli artigli (1) e uropods (2). Le linee rosse (1) e (2) indicano le posizioni dei tagli. Bar = 5 centimetri.
Figura 4:. (A) L'animale è appuntato lato ventrale e fissato al telson (B) Il gambero è dissanguato attraverso l'apertura artiglio con soluzione fisiologica fredda. Bar = 5 cm.
Figura 5: (A) Decapitazione e (B) rimozione di gambe che camminano. Le linee rosse indicano le posizioni dei tagli. Bar = 1 cm.
Figura 6: (A, B, C e D) rimozione del anteriore e le parti laterali del cefalotorace. E. Apertura dell'addome lungo il lato laterale.Le linee rosse (1), (2), (4), e (5) indicano le posizioni dei tagli. (3) ghiandola digestiva. Frecce rosse indicano la cavità addominale già aperto. Bar = 1 cm.
Figura 7: (A) Il provino viene afferrato in corrispondenza di un'apertura delle gambe piedi (frecce rosse) trefoli (B) Il muscolari dorsali (1) vengono recisi, mentre il campione viene aperta.. Freccia bianca rappresenta la direzione in cui la piastra sternale è tirato. (C) Descrizione della cavità addominale con l'arteria sternale (2) e cordone nervoso (3).
Figura 8: vista trasversale dell'addome gamberi con filamenti muscolari dorsali fisso (1) e arteria sternale (2); Le linee rosse (3) e (4) indicano posizioni di tagli. Bar= 5 mm.
Figura 9: dorsale e parti ventrali dell'addome sono separati l'uno dall'altro (1) la linea rossa indica la posizione di taglio.. Piastra sternale (2) con il cordone nervoso ventrale; dorsale parte dell'addome (3).
Figura 10:.. (A) Posizione delle pinze per rimuovere la sterna cephalothoracic anteriore (B) Le linee rosse (1) e (2) indicare dove tagliare i muscoli tra il restante sterna cephalothoracic (C) I nervi toracici sono recisi a le linee rosse (3) per isolare i gangli toracici dal tessuto circostante. Linea rossa (4) indica il taglio tra T3 e T4. Bar = 5 mm.
Figura 11: (A e B) Vista della piastra sternale a A2. Il nervo N1 è isolato dal tessuto con un taglio lungo il ripiegamento sternale posteriore cuticolare (1) e anteriore ad entrambi ripiegamenti cuticolari sternali (B 2). (C) maggiore ingrandimento della regione intorno A2, con il nervo isolata N1. ( D) Isolamento del nervo N1 sul lato controlaterale con tagli simili. Le linee rosse (2) e (3) indicano le posizioni dei tagli; (1) anteriore e posteriore ripiegamenti cuticolari sternale; Bar = 5 mm.
Figura 12: (A e B) A6 è isolato dal tessuto e il cavo nervo può essere sollevato nervi di A6 (C). (D) cordone nervoso isolato viene trasferito in una capsula di Petri rivestito con chiaro Sylgard e riempito con soluzione fisiologica. Le linee rosse indicano le posizioni dei tagli. Bar = 5 mm.
Figura 13: Vista laterale di un ganglio Identificazione della dorsale e ventrale (linea nera) del cordone nervoso.. Bar = 5 mm
Figura 14: Il ramo anteriore del nervo N1 è separato dal ramo posteriore Bar = 5 mm..
Figura 15: Istruzioni per desheathing di un ganglio addominale (A) Posizione del primo piccolo taglio attraverso la guaina dei connettivi (freccia rossa), posto laterale e posteriore al ganglio. Il successivo taglio attraverso la guaina sopra il connettivo è segnato dalla linea rossa (1). (B) Le linee rosse (1) e (2) segnano i tagli lungo i bordi laterali del ganglio. La guaina può poi essere tirato dal ganglio. Bar = 1 mm.
Figura 16:. (A) Panoramica della configurazione di registrazione (B) Materiali e strumenti necessari per le registrazioni extracellulari. C. Materiale necessario per la registrazione elettrofisiologica. (1) Fonte lampada fredda; (2) gabbia di Faraday; (3) stereomicroscopio; (4) aria-table; (5) Tavolo microscopio; (6) specchio; (7) elettrodi pin differenziale; (8) siringa riempita con etere di petroliogelatina; (9) plastilina; (10) pinze; (11) smaltimento dei rifiuti liquidi; (12) digitalizzatore; (13) amplificatore extracellulare; (14) del computer, dotato di software di registrazione e monitor.
Figura 17: (A e B) posizione di registrazione (1) e di riferimento (2) Elettrodo pin. (C e D) Il ramo posteriore del nervo N1 è piegato attorno all'elettrodo di registrazione. E. La base (4) dell'elettrodo di registrazione è isolato con vaselina. F. L'elettrodo di registrazione completo è isolato con vaselina dalla soluzione bagno. (3) Siringa riempito di vaselina. Bar = 2 mm.
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Discussion
L'anatomia di gamberi e la loro gangli addominali è stata descritta in precedenza 5, 18, 19, 20 e si consiglia di acquisire familiarità con essi prima della dissezione, per evitare il taglio dei nervi importanti.
È fondamentale per mantenere il preparato a temperature inferiori a 23 ° C per evitare la degradazione del cordone nervoso isolato. Ciò può essere ottenuto facilmente mediante sostituzione della soluzione di balneazione ogni 20-30 min con soluzione salina gamberi freddo. In queste circostanze, la catena di gangli può essere utilizzato per esperimenti elettrofisiologici fino a 12 ore.
A volte motoneuroni swimmeret sono inattivi e non mostrano alcuna attività di scoppio spontanea. L'agonista colinergico carbachol viene usato per indurre attività scoppio in queste preparazioni. Disciolto in soluzione salina gamberi freddo, le applicazioni per il bagno di 1-3 micron carbacolo sono sufficienti per attivare il ritmo swimmeret 21.
ove_content "> La locomozione fittizia e soprattutto il coordinamento degli arti registrati in questo sistema forniscono un sacco di informazioni sulle proprietà cellulari di attività ritmica e coordinamento. In questo sistema le componenti neuronali 8-10 dei microcircuiti locali sono identificati e inoltre la rete di coordinamento è conosciuto in dettaglio cellulare 11,14,15. I risultati tratti dagli esperimenti eseguiti con registrazioni extracellulari, permettono già le previsioni per i modelli matematici e di robotica.Tutti i neuroni swimmeret mostrano dendritica branching all'interno del laterale neuropilo e può essere intracellulare registrati da tali dendriti. Nella Figura 20, è mostrata una registrazione intracellulare di un motoneurone PS. Per questo un microelettrodo tagliente (vedi supplementi) riempita con 1 M Kac + 0,1 M KCl (resistenza dell'elettrodo tra 35 - 45 MW) è posto al di sopra del laterale neuropilo. I potenziali di membrana oscillanti come wELL picchi dei dendriti di PS e RS motoneuroni possono essere registrati quando l'elettrodo è inserito vicino alla base del nervo N1.
Per colorare singoli neuroni (ad esempio, motoneuroni) intracellulare come mostrato nella Figura 21, il microelettrodo tagliente deve essere ulteriormente riempito con colorante fluorescente (ad esempio 1% destrano Texas Red, vedi supplementi) sciolto in 1 M KAC + 0,1 M KCl. Per riempire motoneuroni intracellulare dalla ionoforesi, polarizzando impulsi di 1 nA con una durata di 250 ms a 2 Hz si applicano per almeno 10 min. Per coloranti carica positiva usano depolarizzante impulsi e coloranti caricati negativamente utilizzare impulsi iperpolarizzanti. Riempimenti più lunghi comportano un forte neurone etichettati. Per la visualizzazione del cordone nervoso deve essere fissato, disidratati, e montato 22.
Un metodo per macchiare un pool di motoneuroni è usare riporti dalla N1 nervi (Figura 22) 4, 23. Mettere un pozzo di vaselina attorno al ramo posteriore del nervo N1 per riempire la piscina dei motoneuroni PS. Per macchiare il pool di motore RS neuroni un pozzo è posto sul ramo anteriore del nervo N1. La salina gamberi nel pozzo è sostituito da DDH 2 O. Poi tagliare questo nervo all'interno del pozzo e lasciare per 15 minuti in DDH 2 O a temperatura ambiente (RT). Successivamente, sostituire il DDH 2 O nei pozzetti o con 5% CoCl 2 - o 5% NiCl 2 - soluzione (sciolto in DDH 2 O) e chiudere i pozzi con vaselina. Il campione deve essere incubate per almeno 15 ore a 4 ° C. Aprire i pozzetti, rimuovere il colorante e lavare il campione tre volte con soluzione fisiologica. Precipitare le ioni Co 2+ Ni 2+ o con 10 gocce di Dithiooxamid (soluzione satura sciolti in 100% EtOH) per ogni 10 ml di soluzione salina gamberi nella piastra di Petri, sotto il cofano per 20 minuti a RT. Ni 2+ - ioni precipiterà al blu Ni (SCH) e Co 2+
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Acknowledgments
Ringraziamo Jos Burgert per aiutare con alcune delle figure. Siamo grati a Ingo Selbach (e il gruppo "Edelkrebsprojekt NRW") per i suoi sforzi per fornire il laboratorio con animali da esperimento. Ringraziamo Anna C. Schneider per la correzione prime versioni del manoscritto. Questa ricerca è stata sostenuta da un Emmy Noether DFG concessione SM 206 / 3-1 e una sovvenzione di avvio dell'Università di Colonia per docenti di sesso femminile.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 4-channel extracellular amplifier: MA 102 | Amplifier | Elektroniklabor, Zoologie, Universität zu Köln, Germany | |
| air-table | Technical Manufacturing Corporation (TMC) a unit of AMETEK Ultra Precision Technologies, Peabody, MA, USA |
63-534 | |
| Axon Digidata 1440A | Digitizer | Axon Instruments, Molecular Devices Design, Union City, CA | DD1440A |
| big bucket | |||
| Clampex & Clampfit | pClamp 10, recording and analysis software | Molecular Devices Design, Union City, CA | pClamps 10 Standard |
| cold lamp source | with flexible light guide (fiber optic bundle) | Euromex microscopes holland, Arnhem, BD | LE.5211 & LE.5235 |
| computer and monitor | equipped with recording software | ||
| container and pipette for liquid waste | |||
| crayfish saline | contains (in mM): 5.4 KCl, 2.6 MgCl2, 13.5 CaCl2, and 195 NaCl, buffered with 10mM Tris base and 4.7mM maleic acid; aerated for 3 hours. Adjust at pH of 7.4. | ||
| dextran, Texas Red (3000MW, lysine fixable) | fluorescent dye, lysine fixable | Life Technologies GmbH, Darmstadt, Germany | D3328 |
| dissection dish | (l x w x h) 15x7x5 cm; linned with black silicone | ||
| faraday cage | |||
| fixing pins | |||
| forceps (biology, Dumont #5) | Forceps: Biology, tip 0.05 x 0.02 mm, length 11cm, INOX | Fine Science Tools (FST), Germany | 11252-20 |
| forceps (biology, Dumont #55) | Forceps: Biology, tip 0.05 x 0.02 mm, length 11cm, INOX | Fine Science Tools (FST), Germany | 11255-20 |
| forceps (electronic, Dumont #5) | Forceps: Standard, tip 0.1 x 0.06 mm, length 11cm, INOX | Fine Science Tools (FST), Germany | 11251-20 |
| intracellular electrode | Borosilicate glass capillaries (outer/inner diameter: 1mm/0.5mm), with filament | Sutter Instruments, Novato, CA | BF100-50-10 |
| Leica S8 Apo StereoZoom | Dissection Microscope Zoom 1x - 8x | Leica, Germany | 10446298 |
| microscope table | |||
| mirror | to illuminate preparation from below | ||
| modeling clay | |||
| Olympus SZ61 | Dissection Microscope Zoom 0.67x - 4.5x | Olympus, Germany | |
| petri dish | 94 x 16 mm; lined with clear silicone | Greiner bio-one, Germany | 633180 |
| ring scissors | ThoughCut, cutting edge: sharp/blunt, straight: 13cm | Fine Science Tools (FST), Germany | 14054-13 |
| spring scissors or alternative: Vannas spring scissors | cutting edge: 8 mm, tip diameter: 0.2mm, straight: 10cm or cutting edge 2.5 mm, tip diameter 0.075 mm, straight: 8cm | Fine Science Tools (FST), Germany | 15024-10 or 15000-08 |
| student Vannas spring scissors or alternative: Moria Spring Scissors | cutting edge: 5mm, tip diameter: 0.35mm, straight: 9cm or cutting edge: 5mm, tip diameter 0,1 mm, straight: 8 cm | Fine Science Tools (FST), Germany | 91500-09 or 15396-00 |
| sylgard | 184 Silicone Elastomer Base and Curing Agent; for black sylgard add activated carbon | Dow Corning, Midland, MI, USA | |
| syringe filled with petroleum jelly and equipped with a 20 gauche needle with rounded tip |
References
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