Abstract
Aqui demonstramos a dissecção do cordão nervoso abdominal lagostim. A preparação compreende os dois últimos gânglio torácico (T4, T5) e a cadeia de gânglios abdominal (A1 a A6). Esta cadeia de gânglios inclui a parte do sistema nervoso central (SNC) que leva a locomoção coordenada dos pleópodos (pleópodes): o sistema swimmeret. Ele é conhecido por mais de cinco décadas em que lagostas cada swimmeret é impulsionado por seu próprio padrão do kernel gerando independente que gera atividade rítmica alternando 1-3. Os neurônios motores que inervam a musculatura de cada swimmeret compreendem dois anatômica e funcionalmente distintas populações 4. Uma delas é responsável pela retração (curso de potência, PS) do swimmeret. O outro impulsiona o protraction (curso de retorno, RS) da swimmeret. Os neurónios motores do sistema swimmeret são capazes de produzir espontaneamente um padrão fictício do motor, que é idêntico ao padrão gravado in vivo 1.
O objetivo deste relatório é a introdução de um sistema modelo interessante e conveniente para o estudo de redes de geração de ritmo e coordenação dos microcircuitos independentes para cursos práticos de laboratório dos alunos. O protocolo fornecido inclui instruções passo-a-passo para a dissecação de cordão nervoso abdominal do lagostim, prendendo da cadeia isolado de gânglios, desheathing gânglios e registrando o swimmerets padrão motor fictício extracelular do sistema nervoso isolado.
Além disso, podemos monitorar a atividade dos neurônios swimmeret gravadas intracelular de dendritos. Aqui também descrever brevemente essas técnicas e dar alguns exemplos. Além disso, a morfologia de neurónios swimmeret pode ser avaliada utilizando várias técnicas de coloração. Aqui nós fornecemos exemplos de intracelular (por iontoforese) Dye preenchido neurônios e aterros de pools de neurônios motores swimmeret. No nosso laboratóriousamos esta preparação para estudar as funções básicas de locomoção fictício, o efeito de retorno sensorial sobre a actividade do sistema nervoso central, e a coordenação entre microcircuitos a um nível celular.
Introduction
Os swimmerets de lagostins servem a uma função no controle da postura e bater ritmicamente quando os animais nadar para a frente, ventilar suas tocas ou fêmeas arejar seus ovos 5, 6. Os swimmerets do lagostim sinal, Pacifastacus leniusculus, ocorrem em pares do segundo para o quinto segmento abdominal, com um membro de cada lado do abdômen 7. O sistema nervoso central produz por si própria o alinhador rítmica do motor que acciona o movimento swimmeret no animal intacto, bem como na preparação de nervo isolado cabo. Quando não há feedback sensorial ou descendente de entrada presente o padrão motor rítmica é chamado locomoção fictício 1, 2. No sistema swimmeret este padrão motor não diferem em qualquer parâmetro da actividade dos pleópodes medidos no animal intacto.
O movimento de cada swimmeret é accionado por um microcircuito que está localizado dentro e restrita a um corresponding hemiganglion 1 - 3. Em cada microcircuito há um núcleo de geração de padrões que compreende cinco identificados interneurons não spiking. Eles podem ser funcionalmente caracterizada como sendo ou Inibidor de Power Stroke (IPS) ou inibidor de Retorno Curso (IRS) 8. Estes IPS e interneurônios IRS não são osciladores endógenos, em vez da sua actividade alternada é impulsionado por inibição recíproca 9. Porque estes interneurônios inibem os neurônios motores swimmeret diretamente, o movimento alternado PS-RS é gerado 10. Locomoção no entanto, não requerem apenas a geração de actividade, mas também a coordenação das diferentes microcircuitos independentes. No sistema swimmeret essa coordenação é estabelecida pelo microcircuito coordenação que assegura que os membros estão ativos em horários corretos. Este microcircuito é construído por três neurônios identificados em cada segmento 11-15.
Este protocolo prevê the primeira vez um passo-a-passo para isolar a dissecção de gânglios da cadeia (T4 para A6, Figura 1). Mostramos como fixar o cordão nervoso abdominal isolada e desheathe cada gânglio. Neste isolado de preparação do sistema nervoso, os neurônios responsáveis pelo movimento swimmeret estão prontos para uso em experimentos eletrofisiológicos e morfológicos. A segunda parte deste protocolo demonstra as principais características do padrão motor swimmeret. Isto inclui um guia passo-a-passo para registro extracelular a atividade dos neurônios motores swimmeret. Os axônios dos neurônios motores RS projetar através do ramo anterior do nervo N1, enquanto axônios dos neurônios motores PS projeto por meio do ramo posterior do mesmo nervo (Figura 1) 4. Por isso a sua atividade pode ser gravado a partir destes ramos com eletrodos diferenciais pinos.
Figura 1: Isolado sistema nervoso de gânglio torácico 4 (T4) ao gânglio abdominal 6 (A6) e um diagrama esquemático de que T4:. Gânglio torácico 4; T5: gânglio torácico 5; A1, A2 ... A6 gânglio abdominal 1, gânglio abdominal 2 ... gânglio abdominal 6; N1: nervo N1; N2: nervo N2; N3: nervo N3; PS: power-acidente vascular cerebral; RS: return-acidente vascular cerebral. Abreviaturas direcionais: A = anterior; P = posterior.
Este procedimento de dissecção e a técnica eletrofisiológica demonstrado são convenientes para estudantes de graduação e podem complementar de estudantes de cursos práticos em fisiologia. A cadeia isolada de gânglios foi usado em uma série de experiências para estudar a função do sistema nervoso, a coordenação, ou modulação de microcircuitos swimmeret 6, bem como o controlo neuronal do comportamento adaptativo na locomoção 16, 17. O sistema de lagostas swimmeret proporciona assim uma enorme quantidade de ensino interessante ou tchovendo oportunidades que todos começam com a dissecção do cordão nervoso ventral de lagostins e gravação extracelular do padrão motor fictício.
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Protocol
Este procedimento de dissecção está em conformidade com a Directiva do Conselho das Comunidades Europeias do dia 22 de Setembro 2010 (2010/63 / UE).
1. Preparação
- Obter lagostas, Pacifastacus leniusculus (Dana), de ambos os sexos ≥8 cm de tamanho. Certifique-se de que os animais são vitais e abdome e dos membros abdominais estão intactos.
- Tome cuidado para inspecionar a carapaça e que esta cutícula é dura e rígida. Pré- e pós-muda animais têm uma carapaça macio e não são adequados para experiências porque durante o processo de muda mudar vários parâmetros (por exemplo, diminuição da actividade locomotora).
- Montar todas as ferramentas e os materiais utilizados durante a dissecção, prendendo e desheathing do cordão nervoso mostrado na Figura 2 e enumerados nos suplementos fornecidos.
(1) balde grande cheio de gelo; (2) solução salina lagostas; (3) dispensador de solução salina; (4) microscópio de dissecação; (5) prato dissecção; (6) uma tesoura forte; (7) fórceps (8) tesoura primavera; (9) placa de Petri forradas com Sylgard claro; (10) dos pinos de fixação; (11) fonte de luz fria. 2. Dissecção Gross 3. Belas Dissection 4. Fixar o cordão nervoso em placa de Petri NOTA: Use pequenos pinos cortados a partir de fio de aço inoxidável (ver suplementos) para prender o cabo dos nervos. Toque apenas a terminação nervosa com a pinça e não fazer squeezum e os conectivos ou gânglios. 5. Desheathing os gânglios 6. Extracelular Recordings de Neurônios Motores
Figura 2:
NOTA: Os passos seguintes (2,12-4,8) contêm instruções de direção que se aplicam aos experimentadores destros. Nos passos seguintes (2,12-6,8) é importante para substituir lagostas salina em intervalos regulares, a cada 20-30 min com solução salina fria, para manter o sistema nervoso saudável.
NOTA: Os gânglios torácicos e nervos associados estão parcialmente cobertas pela musculatura da perna e esternos cefalotorácico. O esternos cefalotorácico formar um esqueleto que separa as cavidades localizadas lateralmente das pernas caminhada um do outro e da cavidade medial em que o cordão nervoso ventral reside.
NOTA: O cabo de nervo é danificado durante o processo, para evitar pegar a NERVe cabo várias vezes.
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Representative Results
Com as gravações extracelulares simultâneas de RS e PS, os neurônios motores de um gânglio, a atividade alternada dessas piscinas do neurônio motor, podem ser monitorados (Figura 18), o que representa o padrão de locomoção fictício.
Figura 18: Esquema de um gânglio e colocação de eletrodos diferencial pin gravação Extracelular de RS neurônios motores (traço superior) e neurônios motores PS (menor traço)..
A atividade PS extracelular do PS ipsilateral 2 a 5 PS neurônios motores destaca aspectos interessantes da coordenação intersegmental no sistema swimmeret (Figura 19a).
Em primeiro lugar, a actividade começa sempre com uma explosão PS em A5 (Figura 19A, 4 th traço) e a onda de excitação se propaga no sentido anterior (<strong> Figura 19A, linha verde). Em segundo lugar, o período (que é o tempo medido desde o início de uma rajada para o início da próxima rajada) em cada segmento mantém-se constante (Figura 19A, ciano seta). Isto é verdade, enquanto o fluxo de informação a partir de um gânglio para o próximo está intacta e as condições experimentais não mudam.
Em diferentes preparações ou sob diferentes condições experimentais e os períodos de duração de ruptura pode variar substancialmente: a partir de períodos de 0,25 a 1 seg. A fim de comparar estes parâmetros entre diferentes preparações, eles precisam ser normalizados e representados graficamente em um histograma de fase (Figura 19b). Isto revela o terceiro aspecto interessante do padrão motor: o atraso de fase entre segmentos, o atraso intersegmental, permanece constante e independente da frequência do ritmo.
Para calcular um histograma fase, as seguintes medidas e cálculos são necessary:
Em primeiro lugar, um traço de referência tem de ser escolhido. Normalmente usamos o traço PS do gânglio mais posterior (por exemplo, PS 5) como referência (sendo tempo 0) para um histograma fase do ritmo swimmeret gravado em vários segmentos (Figura 19A) .Em seguida, meça o período (em ms ) do ritmo a partir do início de um PS 5 rebentamento (tempo 0, Figura 19A, laranja linha pontilhada) para o início da próxima rajada PS 5 (Figura 19A, seta ciano) .Within este ciclo, medir as latências (em ms ) entre o início da rajada PS 5 (tempo 0) e o início (início explosão, Figura 19A e B, setas laranja) e final (offset Figura 19A e B, setas violeta) do PS explosão em cada um dos outros gânglios . Por conseguinte, para calcular a fase de início e de desvio para cada rajada as latências são divididas pelo período simultâneo. Estas medidas irão resultar em v numéricoalores entre 0 e 1. Finalmente, traçar esses valores de histograma, como se mostra na Figura 19B.
O histograma fase resultante (Figura 19b) contém informações sobre o ciclo de trabalho do PS estourar em cada segmento. E a fase de lag intersegmental de ~ 0,25 entre os segmentos vizinhos é claramente visível.
Figura 19: (A) Esquema da colocação do eléctrodo de registo e extracelular de PS ipsilateral 5 a PS 2. (B) Medições e cálculos necessários para o histograma de fase. O histograma de fase calculados a partir de dez rajadas consecutivas (n = 10) mostra o atraso de fase intersegmental de ~ 0,25.
Para mais experimentadores avançados, gravações intracelulares, com microeletrodos afiadas das dendrites dos neurónios motores pode ser útil. Os potenciais de membranado indivíduo intracelularmente gravados neurónios motores PS mostram oscilações em fase com a actividade extracelularmente gravado de todos os neurónios motores PS da mesma hemiganglion (Figura 20, painéis de cinzento). Em alternativa, neurónios motores ou RS interneurónios intracelularmente podem ser gravados na mesma forma (dados não apresentados).
Figura 20:. Esquemática da colocação de eletrodos O potencial de membrana de um neurônio motor intracelular gravado PS (traço superior) oscila em fase (painéis de cinza) com a atividade PS extracelular gravada (traço inferior).
Para a identificação dos neurônios intracelularmente gravados (interneurônios ou neurônios motores), as células podem ser preenchidas usando corante microeletrodos afiados e iontoforese (ver discussão). Na Figura 21, dois intracelularmente corante cheias neurónios motores PS são mostrados. Sua somata ventrallocalizam-se posteriormente para a base do nervo N1. Os projetos neurite primário anterior (Figura 21B-2) e sucursais na lateral Neurópilo (Figura 21A e B-3); os projetos de axônios através do ramo posterior do nervo N1 para a musculatura swimmeret (Figura 21B-4).
Figura 21: (A) Esquema de um gânglio abdominal (B) Dois intracelularmente coradas neurónios motores PS.. (1) somata; (2) neurites primárias; (3) ramificação dendrítica na neur�ilo lateral; (4) axônios projeto através do ramo posterior do nervo N1; Barra = 100 um.
Por menos experimentadores avançados, ou aqueles que querem estudar a morfologia do gânglio abdominal, backfills dos PS e RS motoras piscinas neurônio através do nervo N1, são um exercício interessante. Na Figura 22, o RS e PS neurônios motores de um hemiganglion foram coradas com Co 2+ (RS) e íons Ni 2+ (PS), respectivamente. Somata do PS neurônios motores estão localizados posterior à base da N1 nervo (Figura 22-1). Todos somata de RS neurônios motores estão localizados anterior para a base do nervo N1 (Figura 22-2).
Figura 22: backfills do anterior (laranja, Co 2+) e posterior (azul, Ni 2+) ramo do nervo N1 (1) Somata do PS neurônios motores;. (2) somata de neurónios motores RS. Barra = 100 um.
Figura 3: Remoção das garras (1) e urópodos (2). As linhas vermelhas (1) e (2) indicam posições de cortes. Barra = 5 cm.
Figura 4:. (A) O animal é preso lado ventral e fixado no telson (B) O lagostim é sangrados através da abertura de garra com soro fisiológico frio. Bares = 5 cm.
Figura 5: (A) decapitação e (B) a remoção de pés de passeio. As linhas vermelhas indicam as posições dos cortes. Bares = 1 cm.
Figura 6: (A, B, C e D) A remoção do anterior e as partes laterais da cefalotòrax. E. Abertura do abdômen ao longo do lado lateral.As linhas vermelhas (1), (2), (4) e (5) indicam as posições dos cortes. (3) glândula digestiva. As setas vermelhas apontam para a cavidade abdominal já aberto. Bares = 1 cm.
Figura 7: (A) O espécime é agarrado a uma abertura das pernas de passeio (setas vermelhas) vertentes (B) O músculo dorsal (1) são seccionadas, enquanto a amostra é aberto.. Seta branca representa a direcção na qual a placa é puxada esternal. (C) Resumo da cavidade abdominal com a artéria esternal (2) e cordão nervoso (3).
Figura 8: visão transversal do abdômen lagostins com cadeias musculares dorsal fixo (1) e artéria esternal (2); As linhas vermelhas (3) e (4) indicam posições de cortes. Bares= 5 mm.
Figura 9: dorsais e ventrais partes do abdómen são separados um do outro (1) A linha vermelha indica a posição de corte.. Placa esternal (2) com cordão nervoso ventral; dorsal parte do abdome (3).
Figura 10:.. (A) As posições dos pinça para remover o esternos cefalotorácico anterior (B) As linhas vermelhas (1) e (2) indicam onde cortar os músculos entre o esternos cefalotorácico restante (C) Os nervos torácicos são seccionadas em as linhas vermelhas (3) para isolar o gânglio torácica a partir do tecido circundante. A linha vermelha (4) indica o corte entre T3 e T4. Bares = 5 mm.
Figura 11: (A e B) Vista da placa esternal na A2. O nervo N1 é isolado a partir do tecido com um corte ao longo da infolding cuticular esternal posterior (1) e anterior para ambos os invaginações cuticulares esternais B (2). (C) Maior ampliação da região à volta A2, com o nervo isolado N1. ( D) O isolamento do nervo N1 no lado contralateral com cortes semelhantes. As linhas vermelhas (2) e (3) indicam as posições dos cortes; (1) anterior e posterior dobramentos cuticulares esternal; Bares = 5 mm.
Figura 12: (A e B) A6 é isolado a partir do tecido e o cabo de nervo pode ser suprimidos os nervos da A6 (C). (D) cordão nervoso Isolado é transferido para uma placa de Petri forradas com Sylgard claro e cheio com solução salina. As linhas vermelhas indicam as posições dos cortes. Bares = 5 mm.
Figura 13: Vista lateral de um gânglio Identificação da dorsal e ventral (linha preta) do cordão nervoso.. Barra de 5 mm
Figura 14: O ramo anterior do nervo N1 é separada do ramo posterior Barra = 5 mm..
Figura 15: Modo de desheathing de um gânglio abdominal (A) Posição do primeiro corte pequeno através da bainha dos conectivos (seta vermelha), colocado lateral e posterior ao gânglio. O corte posterior através da bainha acima do conjuntivo é marcada pela linha vermelha (1). (B) As linhas vermelhas (1) e (2) marcar os cortes ao longo das bordas laterais do gânglio. A bainha pode depois ser puxado a partir do gânglio. Bares = 1 mm.
Figura 16:. (A) Visão geral da configuração de gravação (b) os materiais e as ferramentas necessárias para gravações extracelular. C. Equipamento necessário para a gravação eletrofisiológico. (1) fonte de luz fria; (2) gaiola de Faraday; (3) microscópio estéreo; (4) mesa-ar; (5) Mesa de microscópio; (6) espelho; (7) os eléctrodos de pinos diferencial; (8) cheia com petróleogeléia; (9) massa de modelar; (10) uma pinça; (11) eliminação de resíduos líquidos; (12) digitador; (13) amplificador extracelular; (14) computador, equipado com software de gravação e monitor.
Figura 17: (A e B) Posição de gravação (1) e de referência (2) eléctrodo pino. (C e D) O ramo posterior do nervo N1 é dobrar em torno do eletrodo de registro. E. A base (4) do eletrodo de registro é isolado com vaselina. F. O eletrodo de gravação completo é isolado com vaselina da solução de banho. (3) Seringa enchida com vaselina. Bares = 2 mm.
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Discussion
A anatomia de lagostins e seus gânglios abdominal tem sido descrito anteriormente 5, 18, 19, 20 e recomenda-se a familiarizar-se com eles antes da dissecção, a fim de evitar o corte de nervos importantes.
É crítico para manter a preparação, a temperaturas inferiores a 23 ° C para evitar degradação do cabo de nervo isolado. Isto pode ser facilmente conseguido por substituição da solução de banho a cada 20-30 min com solução salina fria lagostas. Nestas circunstâncias, a cadeia de gânglios pode ser utilizado para experiências electrofisiológicas para até 12 horas.
Às vezes, os neurônios motores swimmeret estão inativos e não apresentam qualquer actividade de ruptura espontânea. O carbacol agonista colinérgico é utilizado para induzir a actividade de ruptura nestas preparações. Dissolvido em solução salina lagostas frio, aplicações de banho de 1-3 mM carbacol são suficientes para ativar o ritmo swimmeret 21.
ove_content "> A locomoção fictícia e, especialmente, a coordenação dos membros registrados neste sistema fornecer uma série de informações sobre as propriedades celulares de atividade e coordenação rítmica. Neste sistema os componentes neuronais 8-10 dos microcircuitos locais são identificados e, adicionalmente, o rede de coordenação é conhecido em detalhe celular 11,14,15. Os resultados extraídos dos experimentos realizados com gravações extracelulares, permitem já previsões para modelos matemáticos e para especialistas em robótica.Todos os neurónios swimmeret mostram dendrítica de ramificação dentro do Neurópilo lateral e pode ser intracelularmente registadas a partir destes dendritos. Na Figura 20, um registo intracelular de um neurónio motor PS é mostrado. Para este um microeléctrodo afiado (ver suplementos) encheu-se com 1 M + KAc 0,1 M de KCl (resistência de eléctrodo entre 35 - 45 mohms) é colocada acima da lateral Neurópilo. Os potenciais de membrana oscilantes como wspikes ell dos dendritos de PS e RS neurônios motores pode ser gravado quando o eletrodo é introduzido perto da base do nervo N1.
Para corar neurónios individuais (por exemplo, neurónios motores) intracelularmente como mostrado na Figura 21, o microeléctrodo afiado deve ser, adicionalmente, preenchido com corante fluorescente (por exemplo, 1% de dextrano vermelho do Texas, ver suplementos) dissolvido em 1 M + KAc 0,1 M de KCl. Para preencher os neurônios motores intracelularmente por iontoforese, polarizando pulsos de 1 nA com uma duração de 250 ms a 2 Hz são aplicadas por pelo menos 10 min. Para corantes carregados positivamente usar pulsos despolarizantes e para corantes carregadas negativamente usar pulsos hiperpolarizantes. Preenchimentos mais longos resultam em um neurónio mais forte rotulado. Para visualização do cordão nervoso devem ser fixadas, desidratadas e montadas 22.
Um método para corar uma piscina de neurónios motores é a utilização de aterros do nervo N1 (Figura 22) 4, 23. Coloque um bem de vaselina ao redor do ramo posterior do nervo N1 para aterrar a piscina do PS neurônios motores. Para corar o conjunto de motor de RS neurónios um bem é colocado sobre o ramo anterior do nervo N1. A solução salina de lagostas no bem é substituído por ddH 2 O. Em seguida, corte este nervo dentro do poço e deixe agir por 15 min em DDH 2 O em temperatura ambiente (RT). Depois disso, substituir o ddH2O nos poços com 5% ou CoCl2 - 5% ou NiCl2 - solução (dissolvido em ddH 2 O) e cavidades estreitas com geleia de petróleo. A amostra deve ser incubada durante pelo menos 15 horas a 4 ° C. Abra os poços, remover o corante e lavar a amostra 3 vezes com solução salina. Precipitar o Ni2 + ou iões Co 2+, com 10 gotas de Dithiooxamid (solução saturada dissolvido em EtOH a 100%) para cada 10 ml de solução salina lagostas na placa de Petri, sob o capô, durante 20 min à TA. Ni 2+ - íons irá precipitar a azul Ni (SCH) e Co 2+
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Acknowledgments
Agradecemos Jos Burgert para ajudar com algumas das figuras. Somos gratos a Ingo Selbach (e do grupo "Edelkrebsprojekt NRW") por seus esforços para fornecer o laboratório com animais experimentais. Agradecemos a Anna C. Schneider para reler primeiras versões do manuscrito. Esta pesquisa foi apoiada por uma bolsa de SM Emmy Noether DFG 206 / 3-1 e uma subvenção de arranque da Universidade de Colônia para professores do sexo feminino.
Materials
Name | Company | Catalog Number | Comments |
4-channel extracellular amplifier: MA 102 | Amplifier | Elektroniklabor, Zoologie, Universität zu Köln, Germany | |
air-table | Technical Manufacturing Corporation (TMC) a unit of AMETEK Ultra Precision Technologies, Peabody, MA, USA |
63-534 | |
Axon Digidata 1440A | Digitizer | Axon Instruments, Molecular Devices Design, Union City, CA | DD1440A |
big bucket | |||
Clampex & Clampfit | pClamp 10, recording and analysis software | Molecular Devices Design, Union City, CA | pClamps 10 Standard |
cold lamp source | with flexible light guide (fiber optic bundle) | Euromex microscopes holland, Arnhem, BD | LE.5211 & LE.5235 |
computer and monitor | equipped with recording software | ||
container and pipette for liquid waste | |||
crayfish saline | contains (in mM): 5.4 KCl, 2.6 MgCl2, 13.5 CaCl2, and 195 NaCl, buffered with 10mM Tris base and 4.7mM maleic acid; aerated for 3 hours. Adjust at pH of 7.4. | ||
dextran, Texas Red (3000MW, lysine fixable) | fluorescent dye, lysine fixable | Life Technologies GmbH, Darmstadt, Germany | D3328 |
dissection dish | (l x w x h) 15x7x5 cm; linned with black silicone | ||
faraday cage | |||
fixing pins | |||
forceps (biology, Dumont #5) | Forceps: Biology, tip 0.05 x 0.02 mm, length 11cm, INOX | Fine Science Tools (FST), Germany | 11252-20 |
forceps (biology, Dumont #55) | Forceps: Biology, tip 0.05 x 0.02 mm, length 11cm, INOX | Fine Science Tools (FST), Germany | 11255-20 |
forceps (electronic, Dumont #5) | Forceps: Standard, tip 0.1 x 0.06 mm, length 11cm, INOX | Fine Science Tools (FST), Germany | 11251-20 |
intracellular electrode | Borosilicate glass capillaries (outer/inner diameter: 1mm/0.5mm), with filament | Sutter Instruments, Novato, CA | BF100-50-10 |
Leica S8 Apo StereoZoom | Dissection Microscope Zoom 1x - 8x | Leica, Germany | 10446298 |
microscope table | |||
mirror | to illuminate preparation from below | ||
modeling clay | |||
Olympus SZ61 | Dissection Microscope Zoom 0.67x - 4.5x | Olympus, Germany | |
petri dish | 94 x 16 mm; lined with clear silicone | Greiner bio-one, Germany | 633180 |
ring scissors | ThoughCut, cutting edge: sharp/blunt, straight: 13cm | Fine Science Tools (FST), Germany | 14054-13 |
spring scissors or alternative: Vannas spring scissors | cutting edge: 8 mm, tip diameter: 0.2mm, straight: 10cm or cutting edge 2.5 mm, tip diameter 0.075 mm, straight: 8cm | Fine Science Tools (FST), Germany | 15024-10 or 15000-08 |
student Vannas spring scissors or alternative: Moria Spring Scissors | cutting edge: 5mm, tip diameter: 0.35mm, straight: 9cm or cutting edge: 5mm, tip diameter 0,1 mm, straight: 8 cm | Fine Science Tools (FST), Germany | 91500-09 or 15396-00 |
sylgard | 184 Silicone Elastomer Base and Curing Agent; for black sylgard add activated carbon | Dow Corning, Midland, MI, USA | |
syringe filled with petroleum jelly and equipped with a 20 gauche needle with rounded tip |
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