Summary

Minimal-invasive Technik für die Injektion in Ratten-Optic Nerve

Published: May 19, 2015
doi:

Summary

Direct injection into the rat optic nerve is useful for regenerative research. We demonstrate a minimally-invasive technique for direct injection into a rat optic nerve that does not involve opening the skull. Using this method, surgical complications are minimized and recovery is more rapid.

Abstract

The rat optic nerve is a useful model for stem cell regeneration research. Direct injection into the rat optic nerve allows delivery into the central nervous system in a minimally-invasive surgery without bone removal. This technique describes an approach to visualization and direct injection of the optic nerve following minor fascial dissection from the orbital ridge, using a conjunctival traction suture to gently pull the eye down and out. Representative examples of an injected optic nerve show successful injection of dyed beads.

Introduction

Der Sehnerv ist ein idealer Ort für das zentrale Nervensystem (ZNS) regenerative Forschung einschließlich ophthalmologische Erkrankungen wie Sehnervenentzündung, Glaukom und Trauma. Injektionen mit einer Vielzahl von Stammzellen wurden entweder Wirksamkeit gezeigt oder als vielversprechend bei der Ersetzung verlorener Myelin Erhöhung axonalen Zahl und / oder Prävention von degenerativen Erkrankungen. 1,2

Der menschliche Sehnerv enthält etwa 1,2 Millionen parallel Axone Weg von der Netzhaut zum chiasm mit einem Durchmesser von etwa 3,0-3,5 mm. 3 bei Erkrankungen des Menschen im Labor Modell wurde die Ratte häufig verwendet worden. Erwachsene Ratten Sehnerv enthält ungefähr 100.000 Axone innerhalb eines Durchmessers von etwa 0,5 mm. 4 eine der Hauptbeschränkungen bei der ZNS-regenerative Forschung direkten Zugriff ohne Knochen. Komplikationen und Operationsrisiken für das Tier sind höher, wenn der Schädel oder Wirbeln entfernt werden. Ähnlich zu den Vorteilenminimalinvasive Ansätze in der Wirbelsäule, 5 direkte Sehnerv Injektionen ohne Öffnen der Schädel Angebot reduziert Komplikationen und eine schnellere Erholung.

Diese Technik wurde in früheren Studien verwendet worden. 6 In diesem Manuskript und begleitende Video zeigen wir eine minimal-invasives Verfahren zur Gewinnung von Stammzellen in der Ratte Sehnerv injizieren.

Protocol

HINWEIS: Alle tierischen Verfahren wurden von der Johns Hopkins Animal Care und Verwenden Committee genehmigt. Anästhesiegeräte erfordern jährliche Inspektion und Kalibrierung nach Bedarf. 1. Anästhesie und Lagerung Anästhesie. Führen Sie alle chirurgischen Eingriffe unter Narkose mit 2-3% Isofluran. Bestätigen angemessene Höhe der Anästhesie durch toe Prise und Atemfrequenz. Überprüfen Sie, dass die Ratte nicht in Reaktion auf eine Zehe Prise zusammenzucken. HINWEIS: Ein Zu…

Representative Results

Am Ende des Experiments wurden die Ratten getötet und mit 4% Paraformaldehyd perfundiert. Die Sehnerven wurden sorgfältig seziert und für Kryostat Schnitte angebracht. Abbildung 2 zeigt ein Beispiel einer Ratte ganzen Sehnerven bei geringer Leistung, bei dem Evans-Blau-Farbstoff wurde, um die Website zu visualisieren injiziert. Der Pfeil bezeichnet die genaue Lage der Injektion. Diese Präparation wurde in wenigen Minuten von der Injektion durchgeführt, wie durch die beschränkte Diffusion des Farbs…

Discussion

Direct injection into the optic nerve of stem cells or other products intended to facilitate regeneration provides a convenient model compared to other means of injections into the CNS. This technique takes less time, requires less total anesthesia, avoids drilling or removing skull or bone tissue, reduces complications rates and allows for more rapid recovery following surgery.

The most critical steps in this protocol include: 1. Adequate hemostasis in the surgical field to allow clear visua…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This study was supported by NeuralStem, Inc., and Johns Hopkins Project RESTORE.

Materials

Name of Material/ Equipment Company Catalog Number Comments/Description
Lewis rat Charles River 4 Any rat strain will work.
Anesthesia machine Surgivet CDS9000 CDS 9000 Small Animal Anesthesia Machine – Pole Mount
Infusion pump Stoelting 53129
Dissection microscope National Optical 409-411-1105
Fiber-optic light source Fisher Scientific 12-562-21
Dissection and Stereotaxic Instrument Stoelting 51400
Pipette Puller Kopf 750
Pipettes World Precision Instruments 18150-6
Disposable scalpel blades Harvard Apparatus 810-15-021
Iridectomy scissors Electron Microscopy Sciences Uniband LA-4XF

References

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Cite This Article
Raykova, K., Jones, M. V., Huang, H., Hoffman, P. F., Levy, M. Minimally-invasive Technique for Injection into Rat Optic Nerve. J. Vis. Exp. (99), e52249, doi:10.3791/52249 (2015).

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