Abstract
Optisk kartlegging har vist seg å være en verdifull teknikk for å oppdage hjerte elektrisk aktivitet på både intakt ex vivo hjerter og i dyrkede myocyte monolagene. HL-1 celler har blitt mye brukt som en to-dimensjonal cellulære modell for å studere ulike aspekter av hjerte fysiologi. Men det har vært en stor utfordring for optisk kartet kalsium (Ca) transienter og aksjonspotensialer samtidig fra samme synsfelt i en kultivert HL-en atrial cellemonolag. Dette er fordi spesiell håndtering og omsorg er nødvendig for å forberede sunne celler som kan være elektrisk fanget og optisk kartlagt. Derfor har vi utviklet en optimal arbeidsprotokoll for dual channel optisk kartlegging. I dette manuskriptet, har vi beskrevet i detalj hvordan du utfører dual channel optisk kartlegging eksperiment. Denne protokollen er et nyttig verktøy for å øke forståelsen av aksjonspotensialet forplantning og Ca kinetikk i arytmi utvikling.
Introduction
En unik kalsium (Ca) og spenning (V m) dual channel optisk kartlegging teknikk 1-5 fremstår som et effektivt verktøy for å samtidig registrere V m og Ca signaler i både intakt hjerter og kultiverte cellemonolag. Denne teknikken gjør det mulig å få verdifull informasjon om forholdet mellom kalsium transienter og aksjonspotensialer for bedre å forstå de underliggende elektrofysiologiske mekanismer for hjertearytmier.
Dyrkede cellemonolagene har vist seg å være en nyttig cellulær modell for å studere hjertets elektrofysiologi og den underliggende mekanisme for arytmier. 4,6-8 HL-1-celler er en godt karakterisert atrial myocyte kultur linje. HL-1 celler også opprettholde et unikt differensiert genotype og fenotype som inkluderer morfologiske, elektrofysiologiske og farmakologiske egenskapene til voksne atrial myocytes. Disse celler uttrykker hjerte gener og proteiner, inkludert important hjerte ionekanaler (dvs. L- og T-type kalsiumkanaler) 9 og modne isoformer av sarcomeric kontraktile proteiner som normalt finnes hos voksne atrielle myocytter som andre, og vi har tidligere rapportert. 10 til 13 I tillegg kan HL-1-celler bli dyrket for å danne en to-dimensjonal (2-D) myocyte monolag. Således er fordelene ved å anvende dyrkede HL-1 monolag omfatter: 1) relativt lavere pris og enklere å vedlikeholde en myocyte kultur linje enn isolering og dyrking av primære neonatale myocytter; 2) et sammenflytende monolag av celler reduserer de strukturelle kompleksitet som resulterer fra 3-D struktur av hjertet; 3) en celle monolag kan eliminere forstyrrelser av interstitiell fibrose som oppstår i det intakte hjertet. Dette kan brukes til å dissekere spesifikke elektrofysiologiske funksjoner av en gruppe av myocytter uten innblanding av fibroblaster og interstitial matrise; 4) vurdering av funksjonelle konsekvenser fra farmakologisk eller genetisk manipulasjon i Culstilles cellemonolagene kan effektivt oppnås. Derfor har HL-1 celler blir en mye brukt mobilnettet modell for å studere ulike aspekter av myocyte fysiologi samt pace-indusert unormale elektriske aktiviteter. 13-16 er imidlertid spesiell håndtering og omsorg som kreves for å kultur sunne cellemonolag som reagerer på ytre elektrisk pacing for optiske kartleggingsstudier. I tillegg kan to fluorescerende fargestoff fargeprosedyre lett skade integriteten av dyrkede sammenflytende cellemonolag. Dermed har du utfører V m / CA tokanals optisk kartlegging i dyrkede HL-1 monolagene vært en stor utfordring.
Målet med denne metoden er å gi de viktigste trinnene for vellykket gjennomføring tokanals optisk kartlegging i dyrkede HL-1 monolagene. Her har vi gitt omfattende detaljer om en optimalisert protokoll for HL-en cellemonolag forberedelse, dual channel optisk kartlegging av en kultivert cellemonolag, og kartlegging databehandling.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Løsning Forberedelse
- Noradrenalin (NP) løsning
- Oppløs 40 mg av NP inn i 25 ml 30 mM askorbinsyre (0,1475 g ascorbinsyre i 25 ml renset Milli-Q (MQ) vann. Unngå direkte lys eksponering under denne løsningen preparat fordi noradrenalin (NP) er lysfølsomme.
- Filtrer NP-løsning med en 0,22 um sprøytefilter. Delmengde løsningen i 1 ml sterile mikrorør og oppbevares ved -20 ° C. Når frosset, er NP stabile i en måned.
- Supplert Vask og Final Claycomb media
- Starter med 43,5 ml av Claycomb medium og supplere med 5 ml føtalt bovint serum (FBS), 0,5 ml penicillin / streptomycin, 0,5 ml av NP og 1: 100 fortynnet L-glutamin for å lage 50 ml endelig Claycomb supplert medium. Unngå direkte eksponering lys i løpet av denne løsningen forberedelse fordi Claycomb medium er lysfølsom.
- Klargjør vaske Claycomb medium ved å bruke den samme oppskriften som supsatt Claycomb medium unntatt legge 5% FBS og utelater NP og L-Glutamin komponenter.
MERK: supplert finalen og Wash Claycomb media er bra for to uker når oppbevart ved 4 ° C uten direkte lys eksponering.
- Soyabønnetrypsin hemmende løsning
- Oppløs 25 mg av soyabønne trypsin-inhibitor i 100 ml Ca-fri og Mg-fri Dulbeccos fosfatbufret saltløsning (PBS).
- Filtrer løsningen ved anvendelse av en 0,22 um sprøytefilter.
NB: Den steriliserte oppløsning er stabil i én måned når de lagres ved 4 ° C.
- Gelatin / Fibronektin fatet belegg løsning
- Oppløs 0,1 g gelatin i 500 ml MQ vann for å gi 0,02% gelatin.
- Autoklav, og deretter fortynne 1 ml fibronectin i 199 ml 0,02% gelatin og bland forsiktig.
- Alikvoter 6 ml gelatinoppløsning inn i separate rør og oppbevares ved -20 ° C.
- Hanks 'Salt løsning
- Ved hjelp av en røreplate, oppløse de følgende salter i MQ vann (mmol / l), NaCl (136,9), KCl (5,366), KH 2PO 4 (0,4409), NaH 2PO 4 (0,4000), MgSO4 (0,8142), D-Glc (5,051), NaHCO3 (4,162), Hepes (5,042), CaCl 2 (1.261).
- Kalsium sensitive fargestoff (Rhod2) løsning
- Fortynn 1 mg Rhod2 tørt pulver i 400 ul av 20% Pluronic F-127 i DMSO for å lage en Rhod2 fargestoff stamløsning og oppbevares ved -20 ° C.
- Fortynn denne stamoppløsning 1: 1000 med Hanks saltoppløsning for å lage en endelig arbeidsløsning før start av eksperimentet.
- Spenning sensitive fargestoff (Rh237) løsning
- Fortynne 5 mg Rh237 med 2 ml DMSO å lage stamløsning og oppbevares ved -20 ° C. Fortynne stamoppløsning 1: 1000 med Hanks saltoppløsning for å lage en endelig arbeidsløsning før start av eksperimentet.
& #160; MERK: 1-4 løsninger er basert på Claycomb HL-en cellekultur protokoll med mindre endring.
2. aging og dyrking HL-en Atriale myocytes på Dekk
MERK: HL-1 celler kan fås fra Dr. Claycomb (Louisiana State University).
- Vokse HL-1 celler i T25 kolber og mate med 5 ml supplert Claycomb Medium daglig. Passasje cellene i T25-kolber hver femte dag i henhold til Claycomb HL-1 cellekultur protokoll (beskrevet nedenfor) 10.
- Sted rundt dekkglass (20 mm diameter) i 12-brønners kulturplater 24 timer før cellene i T25-kolbe er fullt sammenflytende og klar til å bli passert, og deretter dekke Dekkglass med gelatin / fibronektin over natten ved 37 ° C.
- Neste dag, aspirer og kast gelatin / fibronektin fra kulturplater og erstatte med 1,5 ml supplert Endelig Claycomb medium i hver brønn.
- Dele celler fra en T25 culture kolbe etter å ha nådd fullt konfluens på dag 5. Aspirer medium fra T25-kolbe inneholdende sammenflytende kultur og skyll kulturen kort med PBS ved 37 ° C.
- Aspirer PBS og tilsett 3 ml av 0,05% trypsin / EDTA ved 37 ° C ved pipettering av trypsin / EDTA på bunnen av T25-kolbe for å unngå direkte kontakt med cellene. Inkuber ved 37 ° C i 1 min.
- Fjern trypsin / EDTA ved aspirasjon og legge til en annen 1,3 ml trypsin / EDTA per T25 kolbe. Inkuber ved romtemperatur i 1 min. Undersøke under et mikroskop, og hvis cellene er fortsatt festet til kolben, trykk for å fullt løsne gjenværende cellene.
- Legg 1,3 ml soyabønnetrypsininhibitor til cellene og overføre celler fra kolben til et 15 ml sentrifugerør. Skyll den tomme flasken med 5 ml Wash Claycomb medium. Tilsett skylle til cellene i 15 ml sentrifugerør. Sentrifuger ved 500 xg i 5 min.
- Etter sentrifugering, supernatanten aspireres og forsiktig re-suspen cellepelleteni 6 ml Slutt supplert Claycomb medium.
- Seed hver brønn av en 12-brønns plate med 0,5 ml av cellesuspensjonen fra celle aging. Mate cellene med fersk supplert Endelig Claycomb medium daglig.
MERK: Nøye overvåke veksten av cellene, typisk av cellemono nå konfluent status på dag 4 og den spontane aktiviteten forblir synlig. Deretter vil den dyrkede monolag være klar for optisk mapping på dag 4-5.
3. Legge Kalsium og Spenning Sensitive Fargestoffer til cellene
- For optiske kartleggingsstudier, forsiktig fjerne dekkglass fra 12-brønn cellekultur plate og skyll med Hanks 'Salt løsning.
- For å farge cellene med Ca følsomme fargestoff Rhod2, inkubere cellemonolaget på dekkglasset med 3 ml av oksygenert (bobling med 5% CO 2/95% O2 gass) Rhod2 arbeidsløsning ved 37 ° C i et vannbad i 30 min .
- Å farge cellene med V m sensitive fargestoffRh237, nedsenkes Rhod2 lastet cellemonolaget i 3 ml oksygenert Rh237 arbeidsløsning ved 37 ° C i et vannbad i 15 min.
4. Dual Channel Optisk Mapping
- Plasser cellemonolaget, som er dobbelt-farget med V m og Ca fargestoffer, inn i et sirkulasjonskammeret på en invertert fluorescensmikroskop. Bruke et oppvarmet sirkulasjonssystem for å holde temperaturen i cellen kammer ved 35 ± 1 ° C. Styre temperaturen til perfusatet nøye ved å justere hastigheten av den sirkulerende strømning gjennom kammeret for å unngå en stigning på mer enn 0,3 ° C over kammeret.
- Før opptak V m / Ca-signaler, vaskes cellemonolaget med frisk Hanks oppløsning i ca. 5 minutter for å fjerne den gjenværende farvestoff fra de tidligere fargingstrinn.
- Pace friske cellemonolagene ved hjelp av en bipolar elektrode bestående av en glass pipette fylt med Hanks saltoppløsning og søleh metalltråd som er viklet rundt pipettespissen som tidligere beskrevet 12,17.
- Pace sunne cellemonolag på en syklus lengde på 200-500 msek og pulsbredde på 2 ms, forventer en paceterskel på ca 1 mV.
NB: For hver batch av dyrkede monolag, bør i det minste to ikke-behandlede monolag brukes til å teste tilstanden til cellen batch. Friske kontrollmonolagene bør være i stand til å bli fanget av elektrisk pacing ved sykkellengder på 200-500 ms. Hvis kontroll monolag mislykkes i å bli elektrisk pacing, tyder dette på at hele cellen batch ikke kan være egnet for optiske kartleggings eksperimenter. - Å opphisse både V m og Ca sensitive fargestoffer, bruk en LED lyskilde (520 nm bølgelengde) kombinert med en eksitasjon filter (510 nm / 40) og en dichroic speil (561 nm).
- Samle fluorescerende signalene som sendes ut av cellene via en 40X objektiv og delt med en dichroic speil (594 nm) i en V m komponent og en Ca komponent.Filtrer det utsendte lys i V m kanal med en lang pass filter (700 nm) og det emitterte lyset på Ca-kanal med et båndpassfilter (585/40 nm).
- Samle det filtrerte fluorescerende lys ved hjelp av to CCD-kameraer (80 x 80 piksler, 1000 fps, redshirt Imaging).
- For å unngå fargestoff fotobleking, gjøre opptak for mindre enn 2 sek på hver synsfelt å begrense tiden av lyseksponering. Her, typisk bilde fire forskjellige områder for hvert enkelt lag.
5. Data Processing av V m eller Ca Recordings
- For både V m og Ca signaler (80 x 80 piksler), gjennomsnittlig intensitetsverdiene av tjuefem (5 x 5) nabopiksler i en intensitetsverdi på ulike opptak tidspunkter for å redusere bakgrunnsstøy.
MERK: Etter at data averaging, gir hver opptakstid poenget med en individuell handling potensial eller Ca transient en datamatrise som inneholder 16 x 16 i gjennomsnitt intensitetsverdier (gjennomsnittdata-kanaler) med en romlig oppløsning på 50 um. - Definere aktiveringstiden (AT) av innspilt V m eller Ca-signaler.
- For å definere en aktiveringstiden (AT) fra et virkningspotensial eller Ca transient, bestemme tidspunktet for 50% av toppamplituden til V m eller Ca-signaler ved bruk av et skreddersydd MATLAB-basert algoritme som tidligere beskrevet. 12
- Manuelt korrekturlese analysert ATs å eliminere eventuelle feil som kan oppstå i løpet av programmet analyse.
- Oppbevar definert AT matrise (16 x 16 i gjennomsnitt datakanaler) med innspilt aksjonspotensial og kalsium forbigående, henholdsvis i programvaren som brukes.
- Beregn aksjonspotensial eller kalsiumsforbiledningshastigheten (CV) vektorer på AT matrise ved hjelp av vektorfeltet analysemetode som tidligere beskrevet med mindre modifikasjoner 12,18.
- Beregne CV vektor av en datakanal i forhold til dens omkringliggende AT datapunkter (5 ×; 5 nabo gjennomsnitt datakanaler) for å simulere en glatt polynom overflaten av aktiverings ganger (overflaten) med en minste-kvadrat algoritme i MATLAB program 12,18.
- Beregne conduction vektor ved hjelp av formlene nedenfor
Formel 1:
Formel 2:
θ = arctan [(dy / dT) / (dx / dt)]
MERK: Ve er en CV vektor projisert på x- og y-aksen; dx / dt er projeksjonen av CV vektor i x-aksen; dy / dT er projeksjonen av CV vektor i y-aksen. T er AT overflaten; x, y refererer til 2-D-koordinater; T x = ∂t / ∂x er den partielle deriverte av T med hensyn på x; T y = ∂t / ∂y er den partielle deriverte av T med hensyn på y; θ er den endelige retning av en CV-vektor. - Gruppere alle vektorene av AT matrisen til 36 reaksjonsveier, som hver dekker en ti-graders sektor på kompasset. </ Li>
- Rutevalg som inneholder den største bestanden av CV vektorer blant de 36 ledningsforstyrrelser. Beregn gjennomsnitt CV av denne veien for å representere CV av monolaget.
6. Visualisering av Wave Front Formering
- Normalisere signalstyrken for en individuell handling potensial eller Ca forbigående på ulike opptak tidspunkter i forhold til sitt høyeste verdi ved hjelp av MATLAB programvare.
- Lagre midlertidig de normalis intensitet data for hver innspilt tid punkt til et 16 x 16 intensitet matrise i MATLAB programvare som brukes.
- Konstruer en fargekodet intensitet kart fra den lagrede intensitet matrise av hver opptakstid punkt ved hjelp av surf.m funksjon.
NB: I kartet intensiteten representerer rød høy intensitet av V m eller Ca-signaler, og reflekterer blått lav intensitet av fluorescens-signaler. - Lag en AVI-fil med den avifile.m funksjon.
- Lagre alle jegntensity kart på ulike opptak tidspunkter av aksjonspotensialet eller Ca forbigående bruker addframe.m funksjon.
MERK: På dette punktet, vil to separate avi-filer fra V m og Ca forplantning bli generert.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
En kultivert konfluent monoskikt viser en vanlig iboende rytme som demonstrert i Movie 1. Vi utførte V m / Ca tokanals optisk kartlegging i et fullt konfluent HL-en enkeltlag. Figur 1a viser eksempel spor av V m og Ca signaler fra en innspilt enkelt slå. Representative isokrone kart jevnt formeres V m og Ca-signaler ved hjelp av tokanals optisk kartsystem er vist i figurene 1B og 1C. Representative kronologiske bilder av jevnt spredd aksjonspotensialer og Ca transienter ble hentet fra den samme HL-en kultur enkeltlag. Endelig Movies 2 og 3 gi animasjons eksempler på et jevnt spredte aksjonspotensial (Movie 2) og kalsium forbigående (Movie 3) i HL-en sammenflytende enkeltlag.
siders = "always"> 
Figur 1: (A) Eksempler på spor av V m (blå) og Ca (rød) av et elektrisk tempo takten på en sykluslengde (CL) på 500 msek. (B) Et bilde av vår optisk kartsystem for HL-1 monolag. (C) En isokron kartet over aksjonspotensial forplantning fra samme tempo rytme gjennom hele synsfeltet. (D) En isokron kart over Ca transient forplantning fra samme tempo rytme i hele synsfeltet. I begge isokrone kart, er tid forfalle representert med farger, og starter med mørk blå som initiering og mørk rød på 50 millisekunder. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
/52542/52542fig2highres.jpg "/>
Figur 2: (A) En rekke kart V m fordeling på 60, 80, 140, og 200 msek etter at opptaket starter. (B) Kart over Ca fordeling på 60, 80, 140, og 200 msek etter opptaksstart.
Film 1: En representant film tatt opp fra en konfluent HL-1 monolayer på kultur dag fem, under et lysmikroskop med en 40X objektiv.
Movie 2 : En representant film av en spredte aksjonspotensial fra en hektisk rytme på en CL 500 msek.
Movie 3 : En representant film av en spredte Ca transient fra en paced slå på en CL 500 msek.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Denne artikkelen beskriver de viktigste aspektene ved optisk kartlegging i en kultivert HL-en atrial myocyte enkeltlag farget med kalsium og spenning sensitive fluorescerende fargestoffer. Det inkluderer dyrking av en optimal HL-en cellemonolag, oppsett av kartlegging utstyr, kartlegge en kultivert enkeltlag, og dataanalyse.
Å kunne kartlegge dyrkede celler, er nøkkelen til å forberede en jevnt fordelt cellemonolag. Når seeding cellene på å glassene, sørg for å jevnt spre cellene. Kartlegge alltid fullt vokst og helt sammenflytende cellemonolag, da disse vil beste svare på elektrisk pacing. Det er også viktig å holde cellene oksygen under innlasting av fargestoffer, men oksygen bobler bør ikke komme i direkte kontakt med cellene som dette kan drepe eller løsne dem fra dekkglass. Senking fargestoff konsentrasjon og redusere lysintensiteten vil redusere signalstørrelsen og redusere signal-til-støy-forholdet, mens økende fargestoff concentratipå og øke lysintensiteten vil øke signalstørrelsen, men også øker støyen. Derfor må en optimal balanse av fluorescerende fargestoff konsentrasjon og eksitasjonslys styrke bestemmes til å forbedre signal-til-støy-forhold på innspillingssignaler. Videre under optisk kartlegging opptak, sørg for å unngå å utsette cellemonolag til lange eksponeringer av konsentrert lys, da dette kan føre til fotodynamisk celleskader i lys eksponert område. Endelig er et optisk kartsystem som gir høy tidsmessig og romlig oppløsning på opptaks signaler som kreves for å skaffe data av høy kvalitet.
Mens tokanals optisk kartlegging i intakte hjertet har stort potensial for å studere hjerteelektro på grunn av sin evne til å samtidige Samle spenning og kalsium-signaler, er en begrensning at denne teknikken samler informasjon fra et 3-D overflate som en 2-D projeksjon kart. Innhentet 2-D data fra intakte hjerter med ignorert informasjon om 3-D curvature av hjertet kan resultere i feil i data-analyser, spesielt i ledningshastighet analyse. Med fordelene ved å bruke en kultivert 2-D HL-en mobilmodell, er vi i stand til å visualisere regelmessige og uregelmessige rytmer, vurdere Ca forbigående og action potensielle kinetikk, bestemme ledningshastighet og karakter Ca og handlingspotensial forplantning mønstre (uniform eller ikke- jevn forplantning) uten å forstyrre fra 3-D struktur av et intakt hjerte. Derfor lykkes kartlegge både kalsium transienter og aksjonspotensialer i en kultivert HL-en atrial myocyte monolayer som en gratis tilnærming stor grad kan forbedre forståelsen av de elektrofysiologiske egenskapene til atrial myocytes og de underliggende mekanismene for atrial arrhythmogenesis.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Acknowledgments
Vi ønsker å takke Dr. Claycomb for å gi HL-1 celler og detaljert vedlikeholdsprotokoll. Vi vil også gjerne takke Ms Elena Carrillo og Dr. Seth Robia for deres hjelp med å generere celle film og Mr. Pete Caron for hans hjelp med å gjøre noe tilbehør for vår dual channel optisk kartsystem.
Dette arbeidet ble støttet av American Heart Association (10GRNT3770030 & 12GRNT12050478 til XA), National Institutes of Health (HL113640 til XA), og Loyola University Research Development Fund (til XA).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Rhod2 dry powder | AAT Bioquest | 21062 | |
| pluronic | AAT Bioquest | 20050 | |
| DMSO | Sigma | 276855 | |
| Rh237 | Invitrogen | S-1109 | |
| NaCl | Sigma | S7653 | |
| KCl | Sigma | P3911 | |
| KH2PO4 | Sigma | P0662 | |
| NaH2PO4 | Sigma | S9638 | |
| MgSO4 | Sigma | M7506 | |
| D-Glucose | Sigma | G8270 | |
| NaHCO3 | Sigma | S6014 | |
| CaCl2 | Sigma | C3881 | |
| HEPEs | Sigma | H3375 |
References
- Efimov, I. R., Nikolski, V. P., Salama, G.
- Salama, G., Hwang, S. M., et al. Simultaneous optical mapping of intracellular free calcium and action potentials from Langendorff perfused hearts. Current protocols in cytometry / editorial board, J. Paul Robinson, managing editor ... [et al.]. 12 (Unit 12 17), (2009).
- Laurita, K. R., Singal, A. Mapping action potentials and calcium transients simultaneously from the intact heart. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 280 (5), H2053-H2060 (2001).
- Fast, V. G. Simultaneous optical imaging of membrane potential and intracellular calcium. J Electrocardiol. 38 (4 Suppl), 107-112 (2005).
- Sowell, B., Fast, V. G. Ionic mechanism of shock-induced arrhythmias: role of intracellular calcium. Heart Rhythm. 9 (1), 96-104 (2012).
- Fast, V. G., Kleber, A. G. Microscopic conduction in cultured strands of neonatal rat heart cells measured with voltage-sensitive dyes. Circ Res. 73 (5), 914-925 (1993).
- Hou, L., et al. A major role for HERG in determining frequency of reentry in neonatal rat ventricular myocyte monolayer. Circ Res. 107 (12), 1503-1511 (2010).
- Beauchamp, P., et al. Relative contributions of connexins 40 and 43 to atrial impulse propagation in synthetic strands of neonatal and fetal murine cardiomyocytes. Circ Res. 99 (11), 1216-1224 (2006).
- Xia, M., et al. Functional expression of L- and T-type Ca2+ channels in murine HL-1 cells. J Mol Cell Cardiol. 36 (1), 111-119 (2004).
- Claycomb, W. C., et al. HL-1 cells: a cardiac muscle cell line that contracts and retains phenotypic characteristics of the adult cardiomyocyte. Proc Natl Acad Sci U S A. 95 (6), 2979-2984 (1998).
- Fahrenbach, J. P., Ai, X., Banach, K. Decreased intercellular coupling improves the function of cardiac pacemakers derived from mouse embryonic stem cells. J Mol Cell Cardiol. 45 (5), 642-649 (2008).
- Yan, J., et al. c-Jun N-terminal kinase activation contributes to reduced connexin43 and development of atrial arrhythmias. Cardiovasc Res. 97 (3), 589-597 (2013).
- White, S. M., Constantin, P. E., Claycomb, W. C. Cardiac physiology at the cellular level: use of cultured HL-1 cardiomyocytes for studies of cardiac muscle cell structure and function. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 286 (3), H823-H829 (2004).
- Yang, Z., Shen, W., Rottman, J. N., Wikswo, J. P., Murray, K. T. Rapid stimulation causes electrical remodeling in cultured atrial myocytes. J Mol Cell Cardiol. 38 (2), 299-308 (2005).
- Brundel, B. J., Kampinga, H. H., Henning, R. H. Calpain inhibition prevents pacing-induced cellular remodeling in a HL-1 myocyte model for atrial fibrillation. Cardiovasc Res. 62 (3), 521-528 (2004).
- Umapathy, K., et al. Electrogram fractionation in murine HL-1 atrial monolayer model. Heart Rhythm. 5 (7), 1029-1035 (2008).
- Fast, V. G., Cheek, E. R. Optical mapping of arrhythmias induced by strong electrical shocks in myocyte cultures. Circ Res. 90 (6), 664-670 (2002).
- Bayly, P. V., et al. Estimation of conduction velocity vector fields from epicardial mapping data. IEEE Trans Biomed Eng. 45 (5), 563-571 (1998).
