Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

الإجراءات في يحفز الزرق Published: March 12, 2016 doi: 10.3791/53831
Automatic Translation
1, 2, 1
1Department of Biological Sciences, Western Michigan University, 2Department of Biomedical Sciences, Grand Valley State University

Abstract

الجلوكوما هو مرض يصيب الجهاز العصبي المركزي التأثير على الخلايا الشبكية العقدة (RGCs). محاور RGC التي تشكل العصب البصري تحمل المدخلات البصرية إلى الدماغ لالإدراك البصري. الأضرار التي لحقت RGCs والمحاور التي تؤدي إلى فقدان البصر و / أو العمى. على الرغم من أن السبب المحدد الزرق غير معروف، عامل الخطر الرئيسي لهذا المرض هو ضغط العين المرتفع. إجراءات إحداث الزرق في النماذج الحيوانية هي أداة قيمة للباحثين دراسة آلية الموت RGC. هذه المعلومات يمكن أن يؤدي إلى تطوير علاجات اعصاب الفعالة التي يمكن أن تساعد في الوقاية من فقدان البصر. يصف بروتوكول في هذه الورقة وسيلة لإحداث الزرق - مثل الأوضاع في نموذج الفئران في الجسم الحي حيث يتم حقن 50 ميكرولتر من 2 M المالحة مفرط التوتر في الضفيرة الوريدية فوق الصلبة. ابيضاض الأوعية يدل على نجاح الحقن. يؤدي هذا الإجراء فقدان RGCs لمحاكاة الزرق. شهر واحد بعدحقن، يتم التضحية الحيوانات وتتم إزالة العينين. بعد ذلك، يتم إزالة القرنية، العدسة، وزجاجي لجعل فنجان العين. غير المقشر ثم شبكية العين من الجزء الخلفي من العين ويعلق على أطباق sylgard باستخدام الإبر الصبار. عند هذه النقطة، الخلايا العصبية في شبكية العين يمكن أن تكون ملطخة لتحليلها. وتظهر النتائج من هذا المعمل أن ما يقرب من 25٪ من RGCs فقدت خلال شهر واحد من إجراء بالمقارنة مع الضوابط الداخلية. يسمح هذا الإجراء للتحليل الكمي من شبكية العين موت الخلايا العقدية في الجسم الحي في الفئران نموذج الزرق.

Introduction

الزرق هو مجموعة من الأمراض التي تؤثر على العين الخلايا العصبية في شبكية العين، وتحديدا، فإن خلايا الشبكية العقدة 1-2. المحاور من هذه الخلايا تلتقي ليصبح العصب البصري تحمل المعلومات البصرية إلى الدماغ حيث ينظر الرؤية. وبالتالي الأضرار التي لحقت RGCs والمحاور التي تسبب العيوب البصرية.

الخصائص الأساسية المرتبطة بالاضطرابات الجلوكوما هي RGC الضمور والموت، وزيادة ضغط العين (IOP)، والحجامة القرص البصري وضمور. هذه الميزات تؤدي إلى فقدان البصر أو كامل، والعمى لا رجعة فيه. حاليا، وقد تسبب العمى الزرق في 70 مليون شخص في جميع أنحاء العالم 3. على هذا النحو، هو ثالث أكبر سبب في العالم للعمى 4.

الآلية الدقيقة للوفاة RGC في الزرق لا تزال مجهولة. تم إجراء الكثير من البحوث إلى فك لغز. ومن المعروف، مع ذلك، أن عامل الخطر الرئيسي للزرق هو زيادة طن ضغط العين بسبب الدورة الدموية وعدم انتظام الخلط المائي (ه) في الغرفة الأمامية للعين. يعمل ه كبديل شفاف وعديم اللون للدم في الغرفة الأمامية اوعائية من العين. انها تغذي الخلايا المحيطة، ويزيل النفايات يفرز من عمليات التمثيل الغذائي والنقل الناقلات العصبية، ويسمح بتداول المخدرات وخلايا التهابية داخل العين أثناء الحالات المرضية 1.

صيانة تداول الخلط المائي ينطوي على الجسم الهدبي والشبكة التربيقية. ويتم إنتاج الخلط المائي من الجسم الهدبي. ومن ثم يصب في الغرفة الأمامية للحفاظ على الصحة العامة للأنسجة العين. ويفرز 80٪ من تدفق الخلط المائي بنشاط من خلال ظهارة الهدبية غير صباغية عندما يتم تصفية السوائل من خلال ثلاث طبقات من الأنسجة الاسفنجية في العضلة الهدبية - 75. مخارج السوائل من خلال شبكه التربيقية ومن خلال قناة شليم التي استباقالمنشأ في نظام الدم 5. وتبقى 20 - 25٪ من تدفق تتجاوز الشبكة التربيقية ويفرز بشكل سلبي الترشيح الفائق ونشرها من خلال مسار-uveo صلبوي. يبدو أن هذا الطريق إلى أن تكون مستقلة نسبيا من ضغط العين 1.

عندما إنتاج الخلط المائي وتدفق هم من التوازن، ويبني الضغط داخل العين. وكما ذكر، فإن هذه الزيادة في ضغط العين هو عامل الخطر الرئيسي في تطوير الزرق. يتسبب هذا الضغط الأضرار التي لحقت طبقات معقدة من الخلايا العصبية في الشبكية في الجزء الخلفي من العين. الأضرار التي لحقت محاور الخلايا الشبكية العقدة من العصب البصري يتسبب في الدماغ للم تعد تتلقى المعلومات البصرية دقيقة. ونتيجة لذلك، فقد تصور الرؤية ويمكن أن يحدث العمى الكامل.

حتى الآن، لا يوجد علاج لزرق. توجد طرق العلاج المختلفة التي تهدف في المقام الأول إلى تقليل الضغط داخل العين. وتشمل هذه الموضعيةدروس الأدوية مثل حاصرات مستقبلات هرمون التوتر beta1، أو نظائرها البروستاغلاندين الموضعية. حاصرات بيتا تقلل من ضغط العين عن طريق تقليل إنتاج الخلط المائي 7. تعمل البروستاجلاندين للحد من IOP عن طريق زيادة تدفق الخلط المائي 8-14. تستخدم ألفا مستقبلات هرمون التوتر ومثبطات الأنهيدراز الكربونيك أيضا أساليب الثانوية من العلاج. ألفا مستقبلات هرمون التوتر زيادة تدفق من خلال مسار uveoscleral 15-17. مثبطات الأنهيدراز الكربونيك تقلل من إنتاج ه عن طريق تثبيط الأنزيمي 18. بكثير كما يجري استخدام إجراءات أكثر الغازية لعلاج الجلوكوما. ويستخدم الليزر رأب التربيق لزيادة تدفق الخلط المائي 19. العلاج الجراحي آخر، دعا trabeculectomy، ويخلق الموقع الصرف بديل لتصفية ه عندما يتم حظر مسار تربيقية التقليدي 20-21.

من المعروف أن هذه خيارات العلاج لممثل المؤسسةectively تقليل الضغط داخل المقلة. ومع ذلك، ما يصل إلى 40٪ من المرضى الزرق تظهر مستويات IOP العادية مما يدل على الحاجة إلى أساليب علاجية أكثر اكتمالا. 22،23 بالإضافة إلى ذلك، في شبكية العين موت الخلايا العقدية ينظر في الزرق لا رجعة فيه بمجرد أن يبدأ والعلاجات الحالية لا تتوقف تطور المرض 24-28. وقد أبرزت هذه الحاجة لعلاجات اعصاب الفعالة التي تستهدف بقاء الخلايا العصبية نفسها. تطوير نماذج الزرق أمر حاسم لهذا التطور.

في هذه الدراسة تظاهرنا وسيلة لإحداث آثار مثل الزرق في الفئران طويل ايفانز البالغين باستخدام إجراء تعديل المبينة في الأصل من قبل موريسون (29). في هذا الإجراء، والحقن من 2 M المالحة مفرط التوتر في الضفيرة الوريدية فوق الصلبة تحرض ظروف شبيهة الزرق التي تندب أنسجة للحد من تدفق مائي النكتة في الشبكة التربيقية مما يؤدي إلى زيادة في ضغط العين وخسارة كبيرة من RGCs ثithin شهر واحد من إجراء 30-31. إجراءات إحداث الزرق، مثل تلك المذكورة هنا، قد يكون المفتاح لفتح التطورات الجديدة في علاج الجلوكوما.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

وكانت جميع الإجراءات باستخدام المواد الحيوانية وفقا لمعايير معهد رعاية الحيوان واللجنة الاستخدام (IACUC) في جامعة ميشيغان الغربية.

1. الحيوانات

  1. استخدام الذكور والإناث الفئران 3 أشهر من العمر في هذه الدراسة.
  2. حافظ على الحيوانات في 12 ساعة دورة الضوء / الظلام مع حرية الوصول إلى الغذاء والماء.

2. إعداد كوكتيل KAX للتخدير الحيوان

  1. حل 50 ملغ من زيلازين (20 ملغ / مل) في 5 مل الكيتامين (100 ملغ / مل) مع 1 مل آسيبرومازين (10 ملغ / مل) و 3 مل من الماء المقطر. تخلط جيدا.
  2. تعقيم مع فلتر حقنة وتخزين هذا الحل في زجاجة المصل 10 مل.

3. KAX حقن

  1. وزن الحيوان (ز) والعودة إلى القفص لتصبح جاهزة للحقن.
  2. ضخ 0.1 مل KAX / 100 غرام من وزن الجسم الحيوان البريتونى، وذلك باستخدام حقنة 1 مل الانسولين مع إبرة 28 G.
  3. السماحللحيوان ليصبح فاقدا للوعي. تحقق ردود الفعل من قبل معسر القدمين والذيل.
  4. إبقاء جميع الحيوانات بأمان في المختبر لمدة الجراحة.
  5. بعد الجراحة، محل الحيوانات في أقفاصها والحفاظ على راحة في RT حتى استعاد وعيه. العودة فقط الحيوانات إلى منشأة الحيوان عندما توقظ الحيوانات واستئناف السلوك العادي.

4. التحضير للجراحة والجمعية إبرة مجهرية

  1. جعل العقيمة 2 M كلوريد الصوديوم الحل.
  2. استخدام مجتذب مسرى مكروي (الشكل 1C) لسحب واحد 0.86 مم القطر الداخلي معيار مصقول الثقيلة ورقيقة أنبوب البورسليكات الجدران إلى قسمين microneedles زجاج مدبب ناعما (1D الشكل، الشكل 1E).
  3. ردم إبرة مجهرية واحدة من الخطوة السابقة مع 2 M المالحة باستخدام إبرة حقنة الردم وحقنة 1 مل (الشكل 1B). الاستفادة من فقاعات الهواء من طرف القطب.
  4. ملء الثانية حقنة 1 مل مع 2 Mكلوريد الصوديوم. توصيل إبرة G 18 ثم إرفاق طول (حوالي 10 بوصة) من البولي ايثلين أنابيب (الشكل 1A). استخدام المكبس حقنة لملء أنابيب البولي ايثيلين مع المياه المالحة من خلال إبرة.
  5. عندما تمتلئ كل من إبرة مجهرية وأنابيب مع المياه المالحة، وربط بعناية الاثنين. القضاء على أي الهواء في اتصال بينهما (الشكل 2).
  6. شطبة ناعما غيض من إبرة مجهرية عن طريق كشط أنها خفيفة جدا ضد حبة منشفة ورقية بالطبع.
  7. تحقق مقاومة إبرة مجهرية عن طريق دفع بلطف الغواص على حقنة حتى تيار غرامة السائل يمكن أن ينظر إليه على منشفة ورقية. يجب أن يكون تيار السائل لا تزيد اتساعا عن 0.5 مم.

5. إعداد الحيوان

  1. تطبيق 1-2 قطرات مخدر موضعي لالقرنية (بروباراكايين هيدروكلوريد العيون الحل، جامعة جنوب المحيط الهادئ، 0.5٪). انتظر حتى لا يحدث أي رد فعل العين.
  2. تقليم شعيرات مع مقص.
  3. Saturate قضيب من القطن طرف مع حل betadine ومنطقة مسحة حول العين التجريبية.
  4. باستخدام المجهر، ونعلق مرقئ لكبح الجفن السفلي لانتفاخ العين، وفضح الوريد فوق الصلبة وتقييد حركة العين. (الشكل 3، رأس السهم)

6. يحفز الزرق المالحة حقن

  1. عندما يتم إعداد التجمع إبرة مجهرية والحيوان، ويبدأ الحقن.
  2. عندما يتم تأكيد هذا الحيوان أن لا تستجيب لقرصة قدم / الذيل، ويخترق بعناية الوريد فوق الصلبة مع إبرة مجهرية التي تأتي في زاوية منخفضة بين 10 و 20 درجة إلى الوريد (الشكل 3، السهم الأبيض). وثقب ناجحة في الوريد هو واضح عندما يدخل الدم غيض من إبرة مجهرية (الشكل 3، السهم الأسود).
  3. ببطء ويدويا ضخ ما يقرب من 50 المالحة ميكرولتر في الوريد. وهذا ينبغي أن يستغرق حوالي 10 ثانية. الأوردة سوف بلانش الأبيض والملح يدور ترولاف الأوعية الدموية (الشكل 4، رأس السهم). بعض المناطق من الحفاظ على مظهر الدم الحمراء (الشكل 4، السهم).
    1. إجراء الحقنة الثانية في الوريد، المقابل للموقع لأول مرة، لضمان الضرر الشبكية شامل لالشبكية طبقة الخلايا العقدية كاملة.
      ملاحظة: في غضون دقائق، وينبغي للمرء أن يرى مظهر غائم واضح من خلال قزحية العين كما يدور الملح من خلال نظام الأوعية الدموية.
  4. ترك العين المعاكس دون علاج لاستخدامها كعامل الرقابة الداخلية.

7. استعادة الحيوان

  1. إزالة مرقئ.
  2. استخدام قضيب من القطن لتطبيق مرهم مضاد حيوي الثلاثي (باسيتراسين الزنك وكبريتات النيوميسين، polymysin ب كبريتات) إلى الموقع فرضت من قبل مرقئ ومواقع الحقن. لا يحدث تلف الأنسجة حول العين باستخدام مرقئ.
  3. > وضع تخدير الحيوانات في أقفاصها على تعميم بطانية المياه الدافئة إلى السابقانخفاض حرارة الجسم الأنف والحنجرة. إبقاء الحيوانات تحت الملاحظة حتى استعاد وعيه والسلوك العادي. نقل الحيوانات مستيقظا إلى مستعمرة الحيوانية. تبقى الحيوانات في المستعمرة حتى وقت التضحية.

8. التضحية الحيوانية وإزالة الشبكية

  1. شهر واحد بعد إجراء للحث على الزرق، يصرح باستخدامها الحيوانات CO 2 الخنق وثقب الصدري الثانوي.
    1. وضع الحيوان في غرفة ووضع غطاء على بأمان.
    2. فتح CO 2 ومنظم الغاز صمامات للسماح حجم 20٪ / دقيقة CO 2 تهجير الأكسجين في الغرفة.
    3. السماح أربعة إلى 5 دقائق للحيوان أن تنتهي.
    4. إيقاف كل من الصمامات.
    5. إزالة الحيوان من الغرفة وإجراء البزل الصدري الثانوي مع مشرط معقم.
  2. بعد القتل الرحيم، واستخدام مشرط لقطع النسيج الضام في تجويف المداري المحيطة بالعين، باينانوغرام الحرص على عدم قطع في مقلة العين نفسها.
  3. بعناية استخدام مقص الحافة المنحنية لقطع العصب البصري وأي نوع من الأنسجة المتبقية لاستخراج مقلة العين سليمة. وضع مقلة العين المستخرجة في 60 ملم × 15 ملم طبق بتري المتاح معقمة تحتوي على برنامج تلفزيوني جديد.
  4. تقديم فنجان العين من مقلة العين. للقيام بذلك، وجعل شق صغير مع مشرط الخلفي فقط من الحدود بين القزحية والصلبة. اتبع هذا الشق حول محيط العين مع مقص الربيع صغيرة لإزالة نصف الكرة القرنية من مقلة العين. نصف الكرة متصلا العصب البصري لا يزال قائما.
  5. العثور على وردي / شبكية العين البيج رقيقة جدا داخل فنجان العين من الحيوان الموت الرحيم. عقد طبقة الصباغية في شبكية العين مع ملقط أضعفت لتحقيق الاستقرار في فنجان العين. استخدام زوج آخر من ملقط مغلقة لندف بلطف جدا الشبكية سليمة كلها الخروج من الجزء الخلفي من العين. تجنب معسر، سحب، أو الجر شبكية العين مباشرة.
  6. استخدام مقص الربيع صغيرة لقطعالمنطقة التي لا تزال تعلق العصب البصري لشبكية العين.
  7. يجب التأكد من قطع أي الظهارة الصبغية المتبقية أو الأنسجة الصلبة من شبكية العين.
  8. باستخدام ماصة نقل، ونقل بلطف جدا الشبكية معزولة إلى sylgard نظيفة المغلفة 35 ملم × 10 ملم طبق بتري تحتوي على برنامج تلفزيوني جديد.

9. إعداد كامل جبل الشبكية

  1. مرة واحدة في صحن sylgard، واستخدام الملقط والإبرة الصبار واحد دبوس الشبكية في مكانها. الحفاظ على طبقة الخلايا العقدية للشبكية مواجهة والعصب البصري إلى أسفل. شكل نصف كروي شبكية العين هو ملحوظ حتى بعد التثبيت. فإن انحناء شبكية العين حليقة نحو السقف عندما طبقة الخلايا العقدية للشبكية هي في الاتجاه المطلوب.
  2. استخدام مقص صغير لقطع شبكية العين إلى أربعة أجزاء، مما يجعل شكل أربع أوراق البرسيم يشع من رأس العصب البصري.
  3. دبوس الأرباع من شبكية العين مع الإبر الصبار إضافية لجعل شبكية العين شقة الإمكان withoالتحرير التوتر (الشكل 5).
  4. إصلاح شبكية العين معلقة في طبق sylgard مع 3 مل من 4٪ لامتصاص العرق O / N في RT.

10. تلوين الأجسام المضادة من شبكية العين

ملاحظة: شبكية العين وصمة عار ثابتة مع الأجسام المضادة الأولية والثانوية للعرض الخلايا العصبية في شبكية العين (الشكل 6).

  1. شطف الثابتة وشبكية العين، شنت مسطحة ثلاث مرات لمدة 2 دقيقة لكل منهما في برنامج تلفزيوني.
  2. Permeabilize شبكية العين مع 1٪ تريتون X-100 مع 1٪ مصل بقري جنيني في برنامج تلفزيوني لمدة 60 دقيقة.
  3. شطف شبكية العين ثلاث مرات، 2 دقيقة لكل منهما، في برنامج تلفزيوني.
  4. شطف مرتين مع 0.1٪ تريتون X-100 في برنامج تلفزيوني، 5 دقائق لكل يغسل.
  5. شطف مرتين مع برنامج تلفزيوني، 5 دقائق لكل يغسل.
  6. احتضان مع 1٪ تريتون X-100 و 1٪ مصل بقري جنيني في برنامج تلفزيوني على RT لمدة 45 دقيقة.
  7. شطف مرتين مع 0.1٪ تريتون X-100 في برنامج تلفزيوني، 5 دقائق لكل يغسل.
  8. شطف مرتين مع برنامج تلفزيوني، 5 دقائق لكل يغسل.
  9. احتضان كل شبكية العين في 3 مل 1٪ مصل بقري جنيني في برنامج تلفزيونيمع الماوس المنقى مكافحة الفئران CD90 / الماوس CD90.1 (1: 300 تمييع) O / N في RT.
  10. شطف شبكية العين مرة واحدة مع 0.1٪ تريتون X-100 في برنامج تلفزيوني لمدة 5 دقائق.
  11. شطف مرتين مع برنامج تلفزيوني، 5 دقائق لكل يغسل.
  12. احتضان كل شبكية العين في 3 مل برنامج تلفزيوني (أي FBS) مع الثانوية اليكسا فلور 594 الماعز المضادة للماوس مفتش (1: 300) O / N في RT.
  13. غسل شبكية العين مع برنامج تلفزيوني تحرري.
  14. باستخدام مجهر تشريح، وإزالة بعناية الإبر الصبار من شبكية العين.
  15. نقل بلطف شبكية العين على الشرائح المجهر مع ماصة نقل. تأكد من الحفاظ على التوجه مع الشبكية طبقة الخلايا العقدية التي تواجه إلى السقف. شكل نصف كروي شبكية العين هو ملحوظ حتى بعد التثبيت. فإن انحناء شبكية العين حليقة نحو السقف عندما طبقة الخلايا العقدية للشبكية هي في الاتجاه المطلوب.
  16. استيعاب أي برنامج تلفزيوني الزائد مع KimWipe أو غيرها من المواد الماصة. يجب الحرص على عدم استيعاب شبكية العين.
  17. إضافة 5 قطرات من الجلسرين ونصف و½ برنامج تلفزيوني من وزنها كما صباحاوسائل الإعلام ounting.
  18. تغطية شبكية العين مع ساترة، وتجنب فقاعات الهواء.
  19. ساترة آمنة باستخدام طلاء الأظافر واضحة، والغراء، أو غيرها من المواد اللاصقة.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

يوضح هذا القسم مكونات الأجهزة والإجراءات المستخدمة للحث على ظروف شبيهة الزرق في الجسم الحي في الفئران نموذج الزرق. نقدم لك مجموعة من الأدوات الفردية والمعدات المستخدمة لإجراء الحقن بالمحلول الملحي مفرط التوتر الذي يسبب زيادة في ضغط العين. نقدم لك مجموعة من الحقن في الضفيرة الوريدية فوق الصلبة مع تأثيره ابيضاض مميزة وظهور غائم من الغرفة الأمامية أن ينتج. نحن أيضا وصف عملية إزالة شبكية العين وتصاعد للشقة لتحليل RGCs المفقودة. وأخيرا، نقدم لك مجموعة من آثار حقن على شبكية العين بقاء الخلايا العقدية. كما توزيع RGCs غير متكافئ في مناطق مختلفة من شبكية العين الفئران، ويتم الحصول على الصور من اربعة 200 ميكرون 2 المناطق في كل شبكية العين، 4 ملم بعيدا عن مركز رأس العصب البصري. يتم حساب إجمالي عدد خاصتك 1.1 RGCs المسمى في كل قسم، وبلغ متوسط ​​ومقارنة في التجريبية ومقاولات رأ شبكية العين 31. باستخدام هذه الطريقة، تغيرت التهم RGC من متوسط ​​قدره 225 في صورة الأوضاع غير المعالجة السيطرة على 168 شهر بعد العملية للحث على ظروف تشبه الجلوكوما (N = 30). أخذت معا، فإن الإجراءات المذكورة هنا يمكن اتباعها خطوة خطوة لتحليل وفاة أجسام الخلايا الشبكية العقدة والمحاور.

الشكل 1
الشكل 1. مكونات إبرة مجهرية. (A) الحقنة مع أنابيب البولي ايثيلين المستخدمة في الحقن بالمحلول الملحي. (ب) الردم حقنة تستخدم لردم إبرة مجهرية البورسليكات. (C) Narishige القطب مجتذب تستخدم في صنع microneedles البورسليكات. (D) أقطاب البورسليكات الزجاج قبل وبعد أن سحبت في القطب مجتذب. (E) مكبر نظرا لطرف مسرى مكروي إبرة بعد أن انسحبت.ftp_upload / 53831 / 53831fig1large.jpg "الهدف =" _ فارغة "> الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

الشكل 2
الشكل 2. استكمال إبرة مجهرية الجمعية. إبرة مجهرية تعلق على أنابيب البولي ايثيلين تعلق على حقنة بمحلول ملحي مفرط التوتر. الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

الشكل (3)
الشكل 3. المالحة الحقن في يحفز الزرق وفوق الصلبة وريدي الضفيرة. صورة حقن المالحة في الوريد فوق الصلبة من العيش، وتخدير طويل ايفانز الفئران. رأس السهم يشير إلى موقع مرقئ تستخدم لانتفاخ العين ومنع حركتها. يشير السهم الأبيض ل موقع الوريد حقن. ويوضح السهم الأسود يعود تدفق الدم إلى رأس إبرة مجهرية يدل على نجاح ثقب الوريد. الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

الشكل (4)
الشكل 4. ابيضاض تأثير مفرط التوتر المالحة حقن. صورة من الفئران العين حقنها بمحلول ملحي مفرط التوتر. يظهر رأس السهم تأثير ابيضاض مميزة من المياه المالحة في الضفيرة الوريدية فوق الصلبة. السهم يشير إلى وجود جزء من الضفيرة الوريدية فوق الصلبة التي لم المقشر بعد. يرجى النقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم.

31 / 53831fig5.jpg "/>
الرقم 5. شقة جبل من الفئران شبكية العين. صورة كاملة جبل الشبكية إزالتها من العين الفئران ويشبك مسطحة في طبق sylgard باستخدام الإبر الصبار. السهم الأسود يشير إلى رأس العصب البصري. الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

الشكل (6)
الشكل 6. تلف خلايا العقدة الشبكية بعد جراحة الجلوكوما الذي يحفز مقارنة بين السيطرة العين غير المعالجة (A) إلى العين التجريبية (ب) شهر واحد بعد تلقي الزرق حمل الحقن بالمحلول الملحي. وصفت شبكية العين مع الأجسام المضادة ضد علامة RGC، خاصتك 1.1 (CD90). وتشير السهام رقيقة RGCs الفردية في كل من السيطرة والظروف التجريبية. الإجراء يؤدي إلى انخفاض في عدد RGCs، ديتليف من المحاور قبالة حزم محور عصبي الرئيسية، وتشويه للدائرية من RGCs المتبقية. وتشير السهام كتلة المحاور defasciculating المميزة الناتجة عن الحقن بالمحلول الملحي. يظهر رأس السهم وعاء دموي في شبكية العين. انقر نقرا مزدوجا العضوية السهام تسمية حزم محور عصبي. الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

يصف هذا البروتوكول وسيلة لإحداث ظروف شبيهة الزرق في الجسم الحي في نموذج الفئران. يستخدم هذا الإجراء حقن محلول ملحي مفرط التوتر للحث على تندب في الشبكة التربيقية 29، 32. تطوير ندبا تسبب انسداد تدفق الخلط المائي مما يزيد الضغط في الغرفة الأمامية. مع انخفاض تدفق وضغط تتراكم، عدسة علق من الأربطة المطاطية يدفع مرة أخرى في غرفة زجاجي. ثم يطبق النكتة الزجاجي الضغط على شبكية العين إتلاف الخلايا العصبية للشبكية الهشة. وتشير نتائجنا باستخدام هذا الإجراء أن أعداد الخلايا الشبكية العقدة تبدأ في التناقص في 2 أسابيع مع خسائر كبيرة في فقدان الخلايا العقدية في 1 الشهر بعد الإجراء.

هذا البروتوكول هو وسيلة واحدة فقط من حمل الزرق في القوارض. وهناك العديد من النماذج التجريبية الأخرى التي يتم إنجاز تلف خلايا الشبكية العقدة إما عن طريق زيادة ضغط العين أو عن طريق دا المباشرماجى في العصب البصري 30. في كثير من الأحيان، وقد وضعت هذه الأساليب في الحيوانات الكبيرة وتعديلها لتطبيقها على الفئران والجرذان 33. الحقن داخل العين من السموم مثل staurosporine 34 و NMDA، الغلوتامات التناظرية غير hydrolyzable 35 تحفز السريع الشبكية موت الخلايا العقدية. وقد أظهرت الدراسات، مع ذلك، أن هذه السموم تتبع منحنى الاستجابة للجرعة في الفئران وخلايا تأثير أخرى من الخلايا العقدية الهدف 35. بالإضافة إلى ذلك، تلف خلايا الشبكية العقدة في هذا النموذج هو أكثر مباشرة بكثير من تطور تدريجي للزرق البشري.

الأضرار المباشرة في العصب البصري يمكن أيضا أن يلحق. الليزر axotomy هو وسيلة شائعة لقطع المحاور التي تشكل العصب البصري في الفئران (36). ومع ذلك، يعرض هذه الطريقة بعض المضاعفات. صغر حجم مدارات القوارض يجعل من الصعب الضرر بدقة العصب البصري دون التأثير على تدفق الدم من خلال الشريان الشبكي المركزيوالوريد. للتغلب على هذا، فإن بعض الباحثين باتباع نهج أكثر الغازية التي تنطوي على إزالة جزء صغير من الدماغ من أجل توفير فرص أفضل للوصول إلى العصب البصري 37. البصرية نماذج سحق العصبية الوصول إلى العصب البصري intraorbitally كذلك. في هذا النموذج، هو مقروص العصب بواسطة ملقط ذاتية الإغلاق وتدفق الدم في العين لم يتم المساس بها. النتائج هذا الإجراء في إهانة فورية وفاة متزامن من الخلايا العقدية للشبكية. وتشير الدراسات التي تستخدم هذا النموذج خسائر كبيرة في RGCs 38. ومع ذلك، يرى البعض أنه ربما تتسبب في المزيد من الضرر من تلك التي تسببها IOP مرتفعة وحدها 39. بالإضافة إلى ذلك، يتميز الزرق التي كتبها بطيئة، المزمنة، وفقدان متزامنة في خلايا الشبكية 33، 39-42. لذلك، وبالطبع الوقت والآلية الكامنة وراء الأضرار التي لحقت مع سحق العصب البصري يمكن أن تكون مختلفة تماما عن تلك التي تحدث في الزرق البشري. في المقابل، فإن النموذجية التي تم مناقشتها في هذه الورقة يتجنب الحاجة إلى الملحقات و المباشرSS في العصب البصري، ويزيل أي تشريح أنسجة المخ، ويسمح تدريجيا تلف الخلايا العقدية في شبكية العين.

نماذج انسداد ميكروبيدات من استخدام الزرق البوليسترين أو حبات مغناطيسية حقنها في غرف الأمامي من الفئران أو الفئران لرفع IOP. معظم هذه الأعمال تم انجازه في الفئران وأنها تظهر فقط منخفضة إلى مستوى معتدل من ضرر في العصب البصري مع تباين واسع في نتائج وبيانات غير متناسقة 43-50. عند استخدام الفئران، وكانت مدة IOP مرتفعة قصيرة جدا لتسبب ما يكفي من الضرر لخلايا 48. حتى مع التعديلات على إجراء، فإن النموذج لا تزال تسبب أضرارا بالغة في مدة قصيرة تعد نموذجا الأعصاب الحاد بدلا من نموذج الزرق المزمن 51. Smedowski وآخرون 43 قد وضعت مؤخرا إجراء ميكروبيدات مزيد من التعديل باستخدام الأولية "إصابة بارتفاع ضغط" إضافية لتحقيق أطول ارتفاع الضغط داخل المقلة مع الضرر المزمن الذي ظبية دائمالصورة الوعد المعرض. المزيد من الدراسات باستخدام هذه التقنية وهي ضرورية لزيادة التحقق من صحة هذا النموذج.

وتهدف نماذج من ارتفاع ضغط الدم المزمن العين لعرقلة مائي تدفق الفكاهة. الليزر الضوئي من فوق الصلبة والأوردة الحوفي 52 وفوق الصلبة الوريد انسداد 53 نوعان من هذه الأساليب. ومع ذلك، فقد تبين أيضا أن أساليب الاستئصال بالليزر تنتج سوى عابرة ارتفاع الضغط داخل المقلة ومستوى معتدل من فقدان الخلية الفعلية 36، 54-55.

الجلوكوما هو مرض مزمن ينتج من أضرار وخسائر في خلايا الشبكية التي تشكل العصب البصري المحاور. آلية هذه الخسارة غير معروف. في حين أن الزيادة في ضغط العين هي عامل خطر السمة المميزة، وقد اقترح البعض إشراك عوامل أخرى. وتشمل هذه العوامل العمليات الالتهابية، الاكسدة، والمخالفات التمثيل الغذائي، أو اضطرابات تدفق الدم 56-58. من أجل الكشف عن الآلية الدقيقة لسلوفاة لتر في هذا المرض، والباحثين بحاجة الى طرق بسيطة، قابلة للتكرار، والوظيفية لبدقة الظروف تقليد الظهور في الزرق البشري. عندها فقط يمكن أن يأمل الباحثون في إيجاد طريقة لحماية خلايا الشبكية العقدة من الموت. للإجراءات المنصوص عليها في هذه الورقة يستخدم ارتفاع اصطناعي من معهد جامعة هارفارد لإنتاج، وفقدان رجعة تدريجي في خلايا الشبكية مماثلة لتلك التي شوهدت في مرضى الجلوكوما 31. هذا الإجراء هو الغازية الحد الأدنى. يقاس كبيرة الشبكية فقدان الخلايا العقدية خلال شهر واحد من عملية جراحية. هذا الأسلوب هو أداة مهمة واحدة لدراسة الزرق. وجود قيود محتملة من هذا الأسلوب هو حقن اليدوي من المياه المالحة مفرط التوتر. بسبب هذه الطريقة اليدوية، فمن الممكن أن نتوقع تقلبات كبيرة في النتائج. ومع ذلك، حددنا تأثير ابيضاض في هذا السياق أن يكون خطوة حاسمة. في حالة حدوث ابيضاض، الشبكية فقدان الخلايا العقدية هي دائما بين 18 و 29٪. لدعم هذا، يمكن لجميع الدراسات المستقبلية موديالسنة المالية الاجراء ليشمل قياسات IOP الروتينية للتأكد من أن هذه الحقن تؤدي إلى زيادة ملموسة في معهد جامعة هارفارد. 29،31. ولعل هذا النموذج من الموت RGC سوف يؤدي إلى تطوير علاج اعصاب أكثر اكتمالا التي تحارب فقدان البصر مدمرة تؤثر على الملايين من الناس في جميع أنحاء العالم.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Xylazine hydrochloride, Minimum 99% Sigma, Life Science X1251-1G
Ketamine hydrochloride injection, USP, 100mg/ml  Putney, Inc NDC 26637-411-01 10 ml bottle
Acepromazine Maleate, 10mg/ml Phoenix Pharmaceutical, Inc NDC 57319-447-04, 670008L-03-0408 50 ml bottle
Serum bottle, 10 ml VWR 16171319 Borosilicate glass
1 ml insulin syringe  VWR BD329410 28 G needle 
Sodium chloride Sigma  S7653 2 M Solution 
Microelectrode Puller  Narishige Group PP-830
Heavy Polished Standard and Thin Walled Borosilicate Tubing  Sutter Instruments B150-86-10HP without filament, 0.86 mm
Microfil syringe needle for filling micropipettes World Precision Instruments, Inc MF28G
18 gauge Luer-Lock needle Fisher Scientific 1130421 Syringe needle
Flexible Polyethylene Tubing Fisher Scientific 22046941 0.034 inch diameter, approximately 10 inches 
Proparacaine Hydrochloride Opthalmic Solution, USP, 0.5% Akorn, Inc NDC 17478-263-12 15 ml  sterile bottle 
Curved Scissors Fine Science Tools 14061-11
Microscope Leica  StereoZoom 4
Hemostat Clamp  Fine Science Tools 1310912 curved edge
Triple Antibiotic Ointment  Fisher Scientific NC0664481
Scalpel handle Fine Science Tools  10004-13
Scalpel blade #11 Fine Science Tools  10011-00
60 mm x 15 mm Disposable Petri Dish VWR 351007
Phosphate Buffered Saline 10x Concentrate Sigma, Life Science  P7059-1L 1x dilution 
Spring Scissors Fine Science Tools  15009-08
Forceps (2), Dumont # 5 Fine Science Tools 11251-30
3 ml Transfer Pipets, polyethylene, non sterile BD Biosciences 357524 or 52947-948 1 and 2 ml graduations
35 mm x 10 mm Easy Grip Petri Dish  BD Biosciences 351008
Sylgard 184 VWR 102092-312
Cactus Needles
Paraformaldehyde EMD Millipore  PX0055-3 or 818715.0100 Made into a 4% solution 
Triton X-100 Sigma  T9284-100 ml Made into both a 1% and 0.1% solution 
Fetal Bovine Serum  Atlanta Biological S11150 500 ml
Purified Mouse Anti-Rat CD90/mouse CD90.1 BD Pharmingen Cat 554892 1:300 dilution 
Alexa Fluor 594 goat anti-mouse  Life Technologies  A11005 1:300 dilution 
Microscope Slides Corning  2948-75x25
Glycerol  Sigma  G5516-100 ml  50% glycerol to 50% PBS, by weight 
Coverglass  Corning  2975-225 Thickness 1 22 x 50 mm 
Confocal Microscope Nikon  C2 Eclipse Ti

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Goel, M., Picciani, R. G., Lee, R. K., Bhattacharya, S. K. Aqueous Humor Dynamics: A Review. Open Ophthalmol. J. 4, 52-59 (2010).
  2. Thylefors, B., Negrel, A. D. The global impact of glaucoma. Bull. World Health Organ. 72 (3), 323-326 (1994).
  3. Thylefors, B., Negrel, A. D., Pararajasegaram, R., Dadzie, K. Y. Global data on blindness. Bull. World Health Organ. 73 (1), 115-121 (1995).
  4. Roodhooft, J. M. Leading causes of blindness worldwide. Bull Soc. Belge. Ophtalmol. 283, 19-25 (2002).
  5. Sacca, S., Pulliero, A., Izzotti, A. The Dysfunction of the Trabecular Meshwork During Glaucoma Course. J. Cell. Physiol. 230 (3), 510-525 (2014).
  6. McKinnon, S. J., Goldberg, L. D., Peeple, P., Walt, J. G., Bramley, T. J. Current Management of Glaucoma and the Need for Complete Therapy. Am. J. Manag. Care. 14 (1 Suppl), S20-S27 (2008).
  7. Lee, D. A., Higginbotham, E. J. Glaucoma and its treatment: a review. Am. J. Health Syst. Pharm. 62, 691-699 (2005).
  8. Brandt, J. D., Vandenburgh, A. M., Chen, K., Whitcup, S. M. Bimatoprost Study Group. Comparison of once- or twice-daily bimatoprost with twice-daily timolol in patients with elevated IOP: a 3-month clinical trial. Ophthalmology. 108, 1023-1031 (2001).
  9. Camras, C. B. Comparison of latanoprost and timolol in patients with ocular hypertension and glaucoma: a six-month masked, multicenter trial in the United States. The United States Latanoprost Study Group. Ophthalmology. 103, 138-147 (1996).
  10. Netland, P. A., et al. Travoprost compared with latanoprost and timolol in patients with open-angle glaucoma or ocular hypertension. Am. J. Ophthalmol. 132, 472-484 (2001).
  11. Sherwood, M., Brandt, J. Bimatoprost Study Groups 1 and 2. Six-month comparison of bimatoprost once-daily and twice-daily with timolol twice-daily in patients with elevated intraocular pressure. Surv. Ophthalmol. 45 (Suppl 4), S361-S368 (2001).
  12. Watson, P., Stjernschantz, J. A six-month, randomized, double-masked study comparing latanoprost with timolol in open-angle glaucoma and ocular hypertension. The Latanoprost Study Group. Ophthalmology. 103, 126-137 (1996).
  13. Hedman, K., Alm, A., Gross, R. L. Pooled-data analysis of three randomized double-masked, six-month studies comparing intraocular pressure-reducing effects of latanoprost and timolol in patients with ocular hypertension. J. Glaucoma. 12 (6), 463-465 (2003).
  14. Schumer, R. A., Podos, S. M. The nerve of glaucoma! Arch. Ophthalmol. 112, 37-44 (1994).
  15. Tsai, J. C., Chang, H. W. Comparison of the effects of brimonidine 0.2% and timolol 0.5% on retinal nerve fiber layer thickness in ocular hypertensive patients: a prospective, unmasked study. J. Ocul. Pharmacol. Ther. 21 (6), 475-482 (2005).
  16. Wilhelm, B., Ludtke, H., Wilhelm, H. The BRAION Study Group. Efficacy and tolerability of 0.2% brimonidine tartrate for the treatment of acute non-arteritic anterior ischemic optic neuropathy (NAION): a 3-month, double-masked, randomised, placebo-controlled trial. Graefes Arch. Clin. Exp. Ophthalmol. 244, 551-558 (2006).
  17. Fazzone, H. E., Kupersmith, M. J., Leibmann, J. Does topical brimonidine tartrate help NAION? Br. J. Ophthalmol. 87, 1193-1194 (2003).
  18. Harris, A., Arend, O., Kagemann, L., Garrett, M., Chung, H. S., Martin, B. Dorzolamide, visual function and ocular hemodynamics in normal-tension glaucoma. J. Ocul. Pharmacol. Ther. 15, 189-197 (1999).
  19. Leahy, K. E., White, A. J. Selective laser trabeculoplasty: current perspectives. Clin. Ophthalmol. 11 (9), 833-841 (2015).
  20. Nesaratnam, N., Sarkies, N., Martin, K. R., Shahid, H. Pre-operative intraocular pressure does not influence outcome of trabeculectomy surgery: a retrospective cohort study. BMC Ophthalmol. 15 (1), 17 (2015).
  21. Cairns, J. E. Trabeculectomy. Preliminary report of a new method. Am. J. Ophthalmol. 66 (4), 673-679 (1968).
  22. Cheng, J. W., Cai, J. P., Wei, R. L. Meta-analysis of medical intervention for normal tension glaucoma. Ophthalomology. 116 (7), 1243-1249 (2009).
  23. Dielmans, I., Vingerling, J. R., Wolfs, R. C. W., Hofman, A., Grobbee, D. E., deJong, P. T. V. M. The prevalence of primary open-angle glaucoma in a population based study in The Netherlands: the Rotterdam Study. Ophthalmology. 101, 1851-1855 (1994).
  24. Lichter, P. R., et al. Interim clinical outcomes in the Collaborative Initial Glaucoma Treatment Study comparing initial treatment randomized to medications or surgery. Ophthalmology. 108 (11), 1943-1953 (2001).
  25. Heijl, A., et al. Reduction of intraocular pressure and glaucoma progression: results from the Early Manifest Glaucoma Trial. Arch. Ophthalmol. 120 (10), 1268-1279 (2002).
  26. Kass, M. A., et al. The Ocular Hypertension Treatment Study: a randomized trial determines that topical ocular hypotensive medication delays or prevents the onset of primary open-angle glaucoma. Arch. Ophthalmol. 120 (6), 701-713 (2002).
  27. Beidoe, G., Mousa, S. A. Current primary open-angle glaucoma treatments and future directions. Clin. Ophthalmol. 6, 1699-1707 (2012).
  28. Jeong, J. H., Park, K. H., Jeoung, J. W., Kim, D. M. Preperimetric normal tension glaucoma study: long-term clinical course and effect of therapeutic lowering of intraocular pressure. Acta. Ophthalmol. 92 (3), e185-e193 (2014).
  29. Morrison, J. C., Moore, C. G., Deppmeier, L. M., Gold, B. G., Meshul, C. K., Johnson, E. C. A Rat Model of Chronic Pressure-Induced Optic Nerve Damage. Exp. Eye Res. 64 (1), 85-96 (1997).
  30. Morrison, J. C., Johnson, E., Cepurna, W. O. Rat Models for Glaucoma Research. Prog. Brain Res. 173, 285-301 (2008).
  31. Iwamoto, K., Birkholz, P., Schipper, A., Mata, D., Linn, D. M., Linn, C. L. A Nicotinic Acetylcholine Receptor Agonist Prevents Loss of Retinal Ganglion Cells in a Glaucoma Model. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 55 (2), 1078-1087 (2014).
  32. Morrison, J. C., Fraunfelder, F. W., Milne, S. T., Moore, C. G. Limbal Microvasculature of the Rat Eye. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 36 (3), 751-756 (1995).
  33. McKinnon, S. J., Schlamp, C. L., Nickells, R. W. Mouse Models of Retinal Ganglion Cell Death and Glaucoma. Exp. Eye Res. 88 (4), 816-824 (2009).
  34. Maass, A., et al. Assessment of Rat and Mouse RGC Apoptosis Imaging in Vivo with Different Scanning Laser Ophthalmoscopes. Curr. Eye Res. 32 (10), 851-861 (2007).
  35. Li, Y., Schlamp, C. L., Nickells, R. W. Experimental induction of retinal ganglion cell death in adult mice. Investig. Ophthalmol. Vis. Sci. 40 (5), 1004-1008 (1999).
  36. Gross, R. L., et al. A mouse model of elevated intraocular pressure: retina and optic nerve findings. Trans. Am. Ophthalmol. Soc. 101, 163-171 (2003).
  37. Cenni, M. C., Bonfanti, L., Martinou, J. C., Ratto, G. M., Strettoi, E., Maffei, L. Long-term survival of retinal ganglion cells following optic nerve section in adult bcl-2 transgenic mice. Eur. J. Neurosci. 8 (8), 1735-1745 (1996).
  38. Templeton, J. P., Geisert, E. E. A practical approach to optic nerve crush in the mouse. Mol. Vis. 18, 2147-2152 (2012).
  39. Schlamp, C. L., Johnson, E. C., Li, Y., Morrison, J. C., Nickells, R. W. Changes in Thy1 gene expression associated with damaged retinal ganglion cells. Mol. Vis. 7, 192-201 (2001).
  40. Libby, R. T., et al. Susceptibility to neurodegeneration in a glaucoma is modified by Bax gene dosage. PLoS Genet. 1, 17-26 (2005).
  41. Yang, Z., et al. Changes in gene expression in experimental glaucoma and optic nerve transection: the equilibrium between protective and detrimental mechanisms. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 48 (12), 5539-5548 (2007).
  42. Huang, W., Fileta, J., Guo, Y., Grosskreutz, C. L. Downregulation of Thy1 in retinal ganglion cells in experimental glaucoma. Curr. Eye Res. 31 (3), 265-271 (2006).
  43. Smedowski, A., Pietrucha-Dutczak, M., Kaarniranta, K., Lewin-Kowalik, J. A rat experimental model of glaucoma incorporating rapid-onset elevation of intraocular pressure. Sci. Rep. 4, 1-11 (2014).
  44. Cone, F. E., Gelman, S. E., Son, J. L., Pease, M. E., Quigley, H. A. Differential susceptibility to experimental glaucoma among 3 mouse strains using bead and viscoelastic injection. Exp. Eye Res. 91 (3), 415-424 (2010).
  45. Pease, M. E., Cone, F. E., Gelman, S., Son, J. L., Quigley, H. A. Calibration of the TonoLab tonometer in mice with spontaneous or experimental glaucoma. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 52 (2), 858-864 (2011).
  46. Cone, F. E., et al. The effects of anesthesia, mouse strain and age on intraocular pressure and an improved murine model of experimental glaucoma. Exp. Eye Res. 99, 27-35 (2012).
  47. Frankfort, B. J., et al. Elevated intraocular pressure causes inner retinal dysfunction before cell loss in a mouse model of experimental glaucoma. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 54 (1), 762-770 (2013).
  48. Sappington, R. M., Carlson, B. J., Crish, S. D., Calkins, D. J. The microbead occlusion model: a paradigm for induced ocular hypertension in rats and mice. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 51 (1), 207-216 (2010).
  49. Kalesnykas, G., et al. Retinal ganglion cell morphology after optic nerve crush and experimental glaucoma. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 53 (7), 3847-3857 (2012).
  50. Cone-Kimball, E., et al. Scleral structural alterations associated with chronic experimental intraocular pressure elevation in mice. Mol. Vis. 19, 2023-2039 (2013).
  51. Samsel, P. A., Kisiswa, L., Erichsen, J. T., Cross, S. D., Morgan, J. E. A novel method for the induction of experimental glaucoma using magnetic microspheres. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 52 (3), 1671-1675 (2011).
  52. WoldeMussie, E., Ruiz, G., Wijono, M., Wheeler, L. A. Neuroprotection of retinal ganglion cells by brimonidine in rats with laser-induced chronic ocular hypertension. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 42 (12), 2849-2855 (2001).
  53. Garcia-Valenzuela, E., Shareef, S., Walsh, J., Sharma, S. C. Programmed cell death of retinal ganglion cells during experimental glaucoma. Exp. Eye Res. 61 (1), 33-44 (1995).
  54. Aihara, M., Lindsey, J. D., Weinreb, R. N. Experimental mouse ocular hypertension: establishment of the model. Investig. Ophthalmol. Vis. Sci. 44 (10), 4314-4320 (2003).
  55. Ji, J., et al. Effects of elevated intraocular pressure on mouse retinal ganglion cells. Vision Res. 45 (2), 169-179 (2005).
  56. Flammer, J., et al. The eye and the heart. Eur. Heart J. 34 (17), 1270-1278 (2013).
  57. Gugleta, K., et al. Association between risk factors and glaucomatous damage in untreated primary open-angle glaucoma. J. Glaucoma. 22 (6), 501-505 (2013).
  58. Mozaffarieh, M., Flammer, J. New insights in the pathogenesis and treatment of normal tension glaucoma. Curr. Opin. Pharmacol. 13 (1), 43-49 (2013).

Tags

الطب، العدد 109، الفئران، والزرق، والحقن،
الإجراءات في يحفز الزرق<em&gt; في فيفو</em&gt; نموذج الفأر وجبل لالجامع إعداد الشبكية
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Gossman, C. A., Linn, D. M., Linn,… More

Gossman, C. A., Linn, D. M., Linn, C. Glaucoma-inducing Procedure in an In Vivo Rat Model and Whole-mount Retina Preparation. J. Vis. Exp. (109), e53831, doi:10.3791/53831 (2016).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter