Stereotaxic chirurgie voor implantatie van micro-elektrode arrays in de gewone marmoset (Callithrix jacchus)
Summary
Dit werk presenteert een protocol voor het uitvoeren van een stereotaxic, neurochirurgische implantatie van micro-elektrode arrays in de common marmoset. Deze methode maakt het specifiek mogelijk elektrofysiologische opnames in vrij gedragen dieren, maar kan gemakkelijk worden aangepast aan elke andere soortgelijke neurochirurgische ingreep in deze soort (bv, canule voor Drug Administration of elektroden voor hersenstimulatie).
Abstract
Marmosets (Callithrix jacchus) zijn kleine niet-menselijke primaten die aan populariteit winnen in biomedisch en preklinisch onderzoek, waaronder de neurowetenschappen. Fylogenetisch, deze dieren zijn veel dichter bij de mens dan knaagdieren. Ze vertonen ook complexe gedragingen, waaronder een breed scala aan vocaliisaties en sociale interacties. Hier wordt een effectieve stereotaxic neurochirurgische ingreep voor implantatie van opname elektrode arrays in de common Hapalomys beschreven. Dit protocol geeft ook informatie over de pre-en postoperatieve stappen van dierenverzorging die nodig zijn om een dergelijke operatie succesvol uit te voeren. Tot slot toont dit protocol een voorbeeld van lokaal veld potentieel en Spike activiteit opnames in een vrijelijk gedragen Hapalomys 1 week na de chirurgische ingreep. Over het algemeen biedt deze methode de mogelijkheid om de hersenfunctie te bestuderen in wakker en vrij het gedragen van marmosets. Hetzelfde protocol kan gemakkelijk worden gebruikt door onderzoekers die met andere kleine primaten werken. Daarnaast kan het gemakkelijk worden aangepast om andere studies die implantaten vereisen, zoals stimulerende elektroden, micro injecties, implantatie van optroden of begeleiden cannulas, of ablatie van discrete weefsel regio’s.
Introduction
Gewone zijdeaapjes (Callithrix jacchus) krijgen erkenning als een belangrijk modelorganisme in veel onderzoeksgebieden, waaronder neurowetenschappen. Deze primaten van de nieuwe wereld vormen een belangrijk aanvullend diermodel voor zowel knaagdieren als andere niet-menselijke primaten (Nhp’s), zoals de rhesus macaque. Net als knaagdieren zijn deze dieren klein, gemakkelijk te manipuleren en relatief zuinig om te verzorgen en te fokken1,2,3,4, in vergelijking met grotere nhp’s. Bovendien hebben deze dieren een neiging tot jumelage en hoge feconiteit ten opzichte van andere nhp’s1,2,3. Een ander voordeel dat de Hapalomys heeft over vele andere primaten is dat moderne moleculaire biologie tools3,4,5,6,7 en een gesequenced genoom2 ,3,4,5,8 zijn gebruikt om ze genetisch te wijzigen. Zowel knock-in dieren met lentivirus5, en knock-out dieren met behulp van zink-vinger nucleasen (ZFNs) en transcriptie Activator-achtige Effector NUCLEASEN (Talens)7, hebben opgeleverd levensvatbare oprichter dieren.
Een voordeel ten opzichte van knaagdieren is dat marmosets, als primaten, phylogenetisch dichter bij de mens zijn3,5,6,9,10,11. Net als mensen, zijn zijdeaapjes diurnale dieren die afhankelijk zijn van een sterk ontwikkeld visueel systeem om veel van hun gedrag10te begeleiden. Verder vertonen zijdeaapjes gedrags complexiteit, waaronder een breed scala aan sociaal gedrag, zoals het gebruik van verschillende vocaliisaties3, waardoor onderzoekers vragen kunnen beantwoorden die niet mogelijk zijn in andere soorten. Vanuit een neurowetenschappelijk perspectief hebben marmotten lissencefalie hersenen, in tegenstelling tot de meer gebruikte rhesus makaak9. Bovendien, zijdeaapjes hebben een centraal zenuwstelsel vergelijkbaar met de mens, met inbegrip van een meer sterk ontwikkelde prefrontale cortex9. Samen positioneren al deze kenmerken zijdeaapjes als een waardevol model om de hersenfunctie in gezondheid en ziekte te bestuderen.
Een gemeenschappelijke methode voor het bestuderen van hersenfunctie impliceert het implanteren van elektroden in anatomisch specifieke locaties door middel van stereotaxic neurochirurgie. Dit zorgt voor een chronische registratie van de neurale activiteit in verschillende doelgebieden in wakker en vrij gedragen dieren12,13. Stereotaxic Neurochirurgie is een onmisbare techniek die wordt gebruikt in veel onderzoekslijnen, omdat het precieze targeting van neuroanatomische regio’s mogelijk maakt. In vergelijking met makaak en knaagdieren literatuur, er zijn minder gepubliceerde studies beschrijven de stereotaxic Neurochirurgie specifiek voor de marmoset, en ze hebben de neiging om sparse detail van de stappen die betrokken zijn bij de operatie te bieden. Bovendien richten de mensen met meer detail zich voornamelijk op procedures voor de opname van elektrofysiologie in hoofd-ingetogen dieren14,15,16,17.
Om de bredere adoptie van zijdeaapjes als modelorganisme in neurowetenschappelijk onderzoek te vergemakkelijken, definieert de huidige methode specifieke stappen die nodig zijn voor een succesvolle stereotaxic Neurochirurgie in deze soort. Naast de implantatie van opname arrays, zoals beschreven in de huidige methode, kan dezelfde techniek worden aangepast voor vele andere experimentele uiteinden, waaronder implantatie van stimulerende elektroden voor de behandeling van ziekten18 of causaal rijden circuit gedrag19; implantatie van geleidings canules voor extractie en kwantificering van neurotransmitters20, injecties van reagentia, met inbegrip van die voor het inducerende ziekte modellen12 of voor circuit tracing studies15; ablatie van discrete weefsel gebieden21; implantatie van optroden voor optogenetische studies22; implantatie van optische Vensters voor corticale microscopische analyse23; en implantatie van electrocorticografische (ECoG) arrays24. Het algemene doel van deze procedure is dus het beschrijven van de chirurgische stappen die betrokken zijn bij de implantatie van micro-elektrode arrays voor chronische elektrofysiologische opnames in het vrijelijk gedragen van marmosets.
Protocol
Representative Results
Discussion
Dit werk geeft een gedetailleerde beschrijving van de procedures die betrokken zijn bij de implantatie van micro elektrode-opname arrays in de hersenen van de Hapalomys. Dit zelfde protocol kan gemakkelijk worden gebruikt bij het implanteren van elektroden, of het nu zelfgemaakte of commercieel beschikbaar is, in andere kleine primaten. Bovendien kan het gemakkelijk worden aangepast voor andere experimentele uiteinden die precieze targeting van hersenstructuren vereisen. Daarom is dit protocol doelgericht vaag met betrek…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
De auteurs willen Bernardo Luiz graag bedanken voor technische assistentie bij het filmen en bewerken. Dit werk werd gesteund door het Santos Dumont Institute (ISD), het Braziliaanse Ministerie van onderwijs (MEC) en Coordenação de Aperfeiçoamento de pessoal de nível Superior (CAPES).
Materials
| Equipments | |||
| 683 Small Animal Ventilator | Harvard Apparatus, Inc. | 55-0000 | |
| Anesthesia Assembly | BRASMED | COLIBRI | |
| Barber Clippers | Mundial | HC-SERIES | |
| Dental Drill | Norgen | B07-201-M1KG | |
| Homeothermic Heating Pad and Monitor | Harvard Apparatus, Inc. | 50-7212 | |
| Marmoset Stereotaxic Frame | Narishige Scientific Instrument Lab | SR-6C-HT | |
| Patient Monitor and Pulse Oximeter | Bionet Co., Ltd | BM3 | |
| Stereotaxic Micromanipulator | Narishige Scientific Instrument Lab | SM-15R | |
| Surgical Microscope | Opto | SM PLUS IBZ | |
| Instruments | |||
| Allis tissue forceps | Sklar | 36-2275 | |
| Alm Retractor, rounded point, 4×4 teeth | Rhosse | RH11078 | |
| Angled McPherson Forceps | Oftalmologiabr | 11301A | |
| Curved Surgial Scissors | Harvard Apparatus, Inc. | 72-8422 | |
| Curved Tissue Forceps | Sklar | 47-1186 | |
| Delicate Dissection forceps | WPI | WP5015 | |
| Dental Drill Bit | Microdont | ISO.806.314.001.524.010 | |
| Essring Tissue Forceps | Sklar | 19-2460 | |
| FG 1/4 Dental Drill Bit | Microdont | ISO.700.314.001.006.005 | |
| Halsey Needle Holder | WPI | 15926-G | |
| Halstead Mosquito forceps | WPI | 503724-12 | |
| Hemostatic Forceps, Straight | Sklar | 17-1260 | |
| Jewler Forceps | Sklar | 66-7436 | |
| McPherson-Vannas Optathalmic microscissor, 3 mm point | Argos Instrumental | ARGOS-4004 | |
| Pereosteal Raspatory | Golgran | 38-1 | |
| Scalpal Handle | Harvard Apparatus, Inc. | 72-8354 | |
| Screwdrivers | Eurotool | SCR-830.00 | |
| Sodering Iron | Hikari | 21K006 | |
| Surgical Scissor | Harvard Apparatus, Inc. | 72-8400 | |
| Toothed forceps | WPI | 501266-G | |
| Disposables/Single Use | |||
| 1 ml sterile syringe with 26 G needle | Descarpack | 7898283812785 | |
| 130 cm x 140 cm surgical field, presterilized | ProtDesc | 7898467276344 | |
| 24G Needle, presterilized | Descarpack | 7898283812846 | |
| 50 cm x 50 cm surgical field, presterilized | Esterili-med | 110100236 | |
| Cotton Tipped Probes, Presterilized | Jiangsu Suyun Medical Materials Co. LTD | 23007 | |
| Cotton tipped Qutips | Higie Topp | 7898095296063 | |
| Electrode Array | Home made | ||
| Endotracheal tube without cuff, internal diameter 2.0 mm, outer diameter 2.9 mm | Solidor | 7898913077201 | |
| Tinned copper wire, 0.15 mm diameter | |||
| M1.4×3 Stainless steel screws | USMICROSCREW | M14-30M-SS-P | |
| Medical Tape | Missner | 7896544910102 | |
| Nylon surgical sutures | Shalon | N540CTI25 | |
| Scalpal Blade, presterilized | AdvantiVe | 1037 | |
| solder | Kester | SN63PB37 | |
| Sterile Saline 0.9% | Isofarma | 7898361700041 | |
| Sterile Surgical Gloves | Maxitex | 7898949349051 | |
| Sterile Surgical Gown | ProtDesc | 7898467281208 | |
| Surgical Gauze, 15 cm x 26 cm presterilized | Héika | 7898488470315 | |
| Gelfoam | Pfizer | ||
| Drugs/Chemicals | |||
| 0.25mg/ml Atropine | Isofarma | ||
| 10% Lidocaine Spray | Produtos Químicos Farmacêuticos Ltda. | 7896676405644 | |
| 2.5% Enrofloxacino veterinary antibiotic | Chemitec | 0137-02 | |
| Dexametasona Veterinary Anti inflammatory | MSD | R06177091A-00-15 | |
| Hydrogen Peroxide | Farmax | 7896902211537 | |
| Isoflourane | BioChimico | 7897406113068 | |
| Jet Acrylic polymerization solution | Artigos Odontológicos Clássico | ||
| Jet Auto Polymerizing Acrylic | Artigos Odontológicos Clássico | ||
| Ketamine 10% | Syntec | ||
| Lidocaine and Phenylephrine 1.8 ml local anesthetic | SS White | 7892525041049 | |
| Povidone-Iodine solutiom | Farmax | 7896902234093 | |
| Riohex 2% surgical Soap | Rioquímica | 7897780209418 | |
| Silver Paint | SPI Supplies | 05002-AB | |
| Tramadol chloride 50 mg/ml | União Química | 7896006245452 | |
| Refresh gel (polyacrylic acid) | Allergan |
References
- Okano, H., Hikishima, K., Iriki, A., Sasaki, E. The common marmoset as a novel animal model system for biomedical and neuroscience research applications. Seminars in Fetal and Neonatal Medicine. 17 (6), 336-340 (2012).
- Harris, R. A., et al. Evolutionary genetics and implications of small size and twinning in callitrichine primates. Proceedings of the National Academy of Sciences. 111 (4), 1467-1472 (2014).
- Kishi, N., Sato, K., Sasaki, E., Okano, H. Common marmoset as a new model animal for neuroscience research and genome editing technology. Development, Growth & Differentiation. 56 (1), 53-62 (2014).
- Sasaki, E. Prospects for genetically modified non-human primate models, including the common marmoset. Neuroscience Research. 93, 110-115 (2015).
- Sasaki, E., et al. Generation of transgenic non-human primates with germline transmission. Nature. 459 (7246), 523-527 (2009).
- Sasaki, E. Creating Genetically Modified Marmosets. The Common Marmoset in Captivity and Biomedical Research. , 335-353 (2019).
- Sato, K., et al. Generation of a Nonhuman Primate Model of Severe Combined Immunodeficiency Using Highly Efficient Genome Editing. Cell Stem Cell. 19 (1), 127-138 (2016).
- Sato, K., et al. Resequencing of the common marmoset genome improves genome assemblies and gene-coding sequence analysis. Scientific Reports. 5, 16894 (2015).
- Chaplin, T. A., Yu, H. H., Soares, J. G. M., Gattass, R., Rosa, M. G. P. A Conserved Pattern of Differential Expansion of Cortical Areas in Simian Primates. Journal of Neuroscience. 33 (38), 15120-15125 (2013).
- Mitchell, J. F., Leopold, D. A. The marmoset monkey as a model for visual neuroscience. Neuroscience Research. 93, 20-46 (2015).
- Brok, H. P. M., et al. Non-human primate models of multiple sclerosis: Non-human primate models of MS. Immunological Reviews. 183 (1), 173-185 (2001).
- Santana, M. B., et al. Spinal Cord Stimulation Alleviates Motor Deficits in a Primate Model of Parkinson’s disease. Neuron. 84 (4), 716-722 (2014).
- MacDougall, M., et al. Optogenetic manipulation of neural circuits in awake marmosets. Journal of Neurophysiology. 116 (3), 1286-1294 (2016).
- Wakabayashi, M., et al. Development of stereotaxic recording system for awake marmosets (Callithrix jacchus). Neuroscience Research. 135, 37-45 (2018).
- Johnston, K. D., Barker, K., Schaeffer, L., Schaeffer, D., Everling, S. Methods for chair restraint and training of the common marmoset on oculomotor tasks. Journal of Neurophysiology. 119 (5), 1636-1646 (2018).
- Sedaghat-Nejad, E., et al. Behavioral training of marmosets and electrophysiological recording from the cerebellum. Journal of Neurophysiology. , (2019).
- Kringelbach, M. L., Owen, S. L., Aziz, T. Z. Deep-brain stimulation. Future Neurology. 2 (6), 633-646 (2007).
- Talakoub, O., Gomez Palacio Schjetnan, A., Valiante, T. A., Popovic, M. R., Hoffman, K. L. Closed-Loop Interruption of Hippocampal Ripples through Fornix Stimulation in the Non-Human Primate. Brain Stimulation. 9 (6), 911-918 (2016).
- Oddo, M., Hutchinson, P. J. Understanding and monitoring brain injury: the role of cerebral microdialysis. Intensive Care Medicine. 44 (11), 1945-1948 (2018).
- Metz, G. A., Whishaw, I. Q. Cortical and subcortical lesions impair skilled walking in the ladder rung walking test: a new task to evaluate fore- and hindlimb stepping, placing, and co-ordination. Journal of Neuroscience Methods. 115 (2), 169-179 (2002).
- Gradinaru, V., Mogri, M., Thompson, K. R., Henderson, J. M., Deisseroth, K. Optical Deconstruction of Parkinsonian Neural Circuitry. Science. 324, 354-359 (2009).
- Hammer, D. X., et al. Longitudinal vascular dynamics following cranial window and electrode implantation measured with speckle variance optical coherence angiography. Biomedical Optics Express. 5 (8), 2823-2836 (2014).
- Komatsu, M., Kaneko, T., Okano, H., Ichinohe, N. Chronic Implantation of Whole-cortical Electrocorticographic Array in the Common Marmoset. Journal of Visualized Experiments. (144), (2019).
- Oliveira, L. M. O., Dimitrov, D. . Surgical Techniques for Chronic Implantation of Microwire Arrays in Rodents and Primates. , (2008).
- Santana, M. B., et al. Spinal Cord Stimulation Alleviates Motor Deficits in a Primate Model of Parkinson’s disease. Neuron. 84 (4), 716-722 (2014).
- Santana, M., Palmér, T., Simplício, H., Fuentes, R., Petersson, P. Characterization of long-term motor deficits in the 6-OHDA model of Parkinson’s disease in the common marmoset. Behavioural Brain Research. 290, 90-101 (2015).
- Misra, S., Koshy, T. A review of the practice of sedation with inhalational anaesthetics in the intensive care unit with the AnaConDa device. Indian Journal of Anaesthesia. 56 (6), 518-523 (2012).
- Freire, M. A. M., et al. Distribution and Morphology of Calcium-Binding Proteins Immunoreactive Neurons following Chronic Tungsten Multielectrode Implants. PLOS ONE. 10 (6), 0130354 (2015).
- Budoff, S., et al. Astrocytic Response to Acutely- and Chronically Implanted Microelectrode Arrays in the Marmoset (Callithrix jacchus) Brain. Brain Sciences. 9 (2), 19 (2019).
- Dzirasa, K., Fuentes, R., Kumar, S., Potes, J. M., Nicolelis, M. A. L. Chronic in vivo multi-circuit neurophysiological recordings in mice. Journal of Neuroscience Methods. 195 (1), 36-46 (2011).
- Nicolelis, M. A. L., et al. Chronic, multisite, multielectrode recordings in macaque monkeys. Proceedings of the National Academy of Sciences. 100 (19), 11041-11046 (2003).
- Lehew, G., Nicolelis, M. A. L. . State-of-the-Art Microwire Array Design for Chronic Neural Recordings in Behaving Animals. , (2008).
- Paxinos, G., Watson, C., Petrides, M., Rosa, M., Tokuno, H. . The Marmoset Brain in Stereotaxic Coordinates. , (2012).
- Brown, M. J., Pearson, P. T., Tomson, F. N. Guidelines for animal surgery in research and teaching. American Journal of Veterinary Research. 54 (9), 1544-1559 (1993).
- Flecknell, P. A. Anaesthesia of Animals for Biomedical Research. British Journal of Anaesthesia. 71 (6), 885-894 (1993).
- Kurihara, S., et al. A Surgical Procedure for the Administration of Drugs to the Inner Ear in a Non-Human Primate Common Marmoset (Callithrix jacchus). Journal of Visualized Experiments. (132), (2018).
- Boer, R. A., de Vries, A. M. O., Louwerse, A. L., Sterck, E. H. M. The behavioral context of visual displays in common marmosets (Callithrix jacchus). American Journal of Primatology. 75 (11), 1084-1095 (2013).
- Kudo, C., Nozari, A., Moskowitz, M. A., Ayata, C. The impact of anesthetics and hyperoxia on cortical spreading depression. Experimental Neurology. 212 (1), 201-206 (2008).
- Ghomashchi, A., et al. A low-cost, open-source, wireless electrophysiology system. 2014 36th Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. , 3138-3141 (2014).
- Fu, T. M., Hong, G., Viveros, R. D., Zhou, T., Lieber, C. M. Highly scalable multichannel mesh electronics for stable chronic brain electrophysiology. Proceedings of the National Academy of Sciences. 114 (47), 10046-10055 (2017).
