Summary

Стереотаксическая хирургия для имплантации микроэлектродных массивов в общем Мармосете (Callithrix jacchus)

Published: September 29, 2019
doi:

Summary

Эта работа представляет собой протокол для выполнения стереотаксической, нейрохирургической имплантации микроэлектродных массивов в общей мармосет. Этот метод специально позволяет электрофизиологических записей в свободно себя животных, но может быть легко адаптированы к любой другой аналогичный нейрохирургического вмешательства в этом виде (например, канюля для введения наркотиков или электродов для стимуляции мозга).

Abstract

Marmosets (Callithrix jacchus) являются небольшие нечеловеческие приматы, которые набирают популярность в биомедицинских и доклинических исследований, в том числе неврологии. Филогенетически, эти животные гораздо ближе к человеку, чем грызуны. Они также отображают сложное поведение, включая широкий спектр вокализаций и социальных взаимодействий. Здесь описана эффективная стереотаксическая нейрохирургическая процедура имплантации записывающих электродных массивов в общей мармосет. В этом протоколе также подробно описаны предоперационные и послеоперационные шаги по уходу за животными, которые необходимы для успешного выполнения такой операции. Наконец, этот протокол показывает пример локального потенциала поля и записи активности шипов в свободном процессе, который ведет себя в сурке через неделю после хирургической процедуры. В целом, этот метод дает возможность изучить функцию мозга в бодрствовании и свободно ведет себя мартыны. Тот же протокол может быть легко использован исследователями, работающими с другими мелкими приматами. Кроме того, он может быть легко изменен, чтобы другие исследования, требующие имплантатов, таких как стимулирование электродов, микроинъекций, имплантация optrodes или руководство канюли, или абляции отдельных регионов ткани.

Introduction

Общие мартыцы (Callithrix jacchus) получают признание в качестве важного модельного организма во многих областях исследований, в том числе неврологии. Эти новомировые приматы представляют собой важную дополнительную модель животных как для грызунов, так и для других нечеловеческих приматов (NHPs), таких как макака-ресус. Как и грызуны, эти животные маленькие, легко манипулировать, и относительно экономичным для ухода и породы1,2,3,4, по сравнению с более крупными NHPs. Кроме того, эти животные имеют склонность к побратимству и высокой плодовитости по сравнению с другими NHPs1,2,3. Еще одно преимущество marmoset имеет над многими другими приматами являетсято,что современные инструменты молекулярной биологии3,4,5,6,7 и секвенированный геном2 ,3,4,5,8 были использованы для их генетической модификации. Оба стук-в животных, использующих lentivirus5, и нокаут животных, использующих цинк-палец nucleases (ЗФН) и транскрипционный активатор-как эффектитор nucleases (TALENS)7, дали жизнеспособных животных-основателей.

Преимущество по отношению к грызунам в том, что сурки, какприматы, филогенетически ближе к людям3,5,6,9,10,11. Как и люди, мартыны являются суточные животные, которые зависят от высокоразвитой визуальной системы, чтобы направлять большую часть их поведения10. Кроме того, мартынейские сурки проявляют поведенческую сложность, в ключая широкий спектр социального поведения, таких как использование различных вокализаций3,что позволяет исследователям решать вопросы, которые невозможны у других видов. С нейронаучной точки зрения, мартынес имеют лиссенцефалии мозги, в отличие от более часто используемых ресус макаки9. Кроме того, мармосеты имеют центральную нервную систему, похожую на человека, включая более высокоразвитую префронтальную кору9. Вместе все эти характеристики позиционировать сурков как ценную модель для изучения функции мозга в области здоровья и болезней.

Общий метод изучения функции мозга предполагает имплантацию электродов в анатомически конкретных местах с помощью стереотаксической нейрохирургии. Это позволяет хронической записи нейронной активности в различных целевых областях бодрствуя и свободно себя животных12,13. Стереотаксическая нейрохирургия является незаменимым методом, используемым во многих направлениях исследований, так как она позволяет точно ориентироваться на нейроанатомические области. По сравнению с макаки и грызунов литературы, Есть меньше опубликованных исследований, описывающих стереотаксической нейрохирургии, характерной для сурка, и они, как правило, обеспечивают редкие детали шагов, участвующих в операции. Кроме того, те, с более подробной основном сосредоточиться на процедурах для электрофизиологии записи в голову сдержанных животных14,15,16,17.

Для того, чтобы способствовать более широкому внедрению сурков в качестве образцового организма в исследованиях неврологии, настоящий метод определяет конкретные шаги, необходимые для успешной стереотаксической нейрохирургии у этого вида. В дополнение к имплантации записывающих массивов, как описано в настоящем методе, та же техника может быть адаптирована для многих других экспериментальных целей, включая имплантацию стимулирующих электродов для лечения заболеваний18 или причинно-следственной связи поведение цепи19; имплантация направляющих канюли для извлечения и количественной оценки нейротрансмиттеров20, инъекций реагентов, в том числе для индуцирования моделей заболеваний12 или для исследования трассировки цепи15; абляция отдельных областейтканей 21; имплантация оптободов для оптогенетических исследований22; имплантация оптических окон для коркового микроскопического анализа23; и имплантация электрокортикографических (ECoG) массивов24. Таким образом, общая цель этой процедуры состоит в том, чтобы наметить хирургические шаги, участвующие в имплантации микроэлектродных массивов для хронических электрофизиологических записей в свободно мягоковых смарт-мили.

Protocol

Эксперименты на животных проводились в соответствии с Национальным руководством по охране здоровья для ухода и использования лабораторных животных и утверждены Комитетом по этике Института Сантоса Дюмона (протокол 02/2015AAS). 1. Хирургическая подготовка Прикрепите к?…

Representative Results

Целью данного исследования было описать стереотаксическую нейрохирургическую процедуру имплантации микроэлектродных массивов для электрофизиологических записей в обычной мармосете. Типичная операция (от индукции анестезии до восстановления анестезии) будет длиться примерно 5–7 ч,…

Discussion

Эта работа дает подробное описание процедур, связанных с имплантацией микроэлектродных записывающих массивов в мозге сурка. Этот же протокол можно легко использовать при имплантации электродов, будь то домашние или коммерчески доступные, в других небольших приматов. Кроме того, он мо?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Авторы хотели бы поблагодарить Бернардо Луиса за техническую помощь в съемках и монтаже. Эта работа была поддержана Институтом Сантоса Дюмона (ISD), Министерством образования Бразилии (MEC) и Coordena’o de Aperfei’oamento de Pessoal de N’vel Superior (CAPES).

Materials

Equipments
683 Small Animal Ventilator Harvard Apparatus, Inc. 55-0000
Anesthesia Assembly BRASMED COLIBRI
Barber Clippers Mundial HC-SERIES
Dental Drill Norgen B07-201-M1KG
Homeothermic Heating Pad and Monitor Harvard Apparatus, Inc. 50-7212
Marmoset Stereotaxic Frame Narishige Scientific Instrument Lab SR-6C-HT
Patient Monitor and Pulse Oximeter Bionet Co., Ltd BM3
Stereotaxic Micromanipulator Narishige Scientific Instrument Lab SM-15R
Surgical Microscope Opto SM PLUS IBZ
Instruments
Allis tissue forceps Sklar 36-2275
Alm Retractor, rounded point, 4×4 teeth Rhosse RH11078
Angled McPherson Forceps Oftalmologiabr 11301A
Curved Surgial Scissors Harvard Apparatus, Inc. 72-8422
Curved Tissue Forceps Sklar 47-1186
Delicate Dissection forceps WPI WP5015
Dental Drill Bit Microdont ISO.806.314.001.524.010
Essring Tissue Forceps Sklar 19-2460
FG 1/4 Dental Drill Bit Microdont ISO.700.314.001.006.005
Halsey Needle Holder WPI 15926-G
Halstead Mosquito forceps WPI 503724-12
Hemostatic Forceps, Straight Sklar 17-1260
Jewler Forceps Sklar 66-7436
McPherson-Vannas Optathalmic microscissor, 3 mm point Argos Instrumental ARGOS-4004
Pereosteal Raspatory Golgran 38-1
Scalpal Handle Harvard Apparatus, Inc. 72-8354
Screwdrivers Eurotool SCR-830.00
Sodering Iron Hikari 21K006
Surgical Scissor Harvard Apparatus, Inc. 72-8400
Toothed forceps WPI 501266-G
Disposables/Single Use
1 ml sterile syringe with 26 G needle Descarpack 7898283812785
130 cm x 140 cm surgical field, presterilized ProtDesc 7898467276344
24G Needle, presterilized Descarpack 7898283812846
50 cm x 50 cm surgical field, presterilized Esterili-med 110100236
Cotton Tipped Probes, Presterilized Jiangsu Suyun Medical Materials Co. LTD 23007
Cotton tipped Qutips Higie Topp 7898095296063
Electrode Array Home made
Endotracheal tube without cuff, internal diameter 2.0 mm, outer diameter 2.9 mm Solidor 7898913077201
Tinned copper wire, 0.15 mm diameter
M1.4×3 Stainless steel screws USMICROSCREW M14-30M-SS-P
Medical Tape Missner 7896544910102
Nylon surgical sutures Shalon N540CTI25
Scalpal Blade, presterilized AdvantiVe 1037
solder Kester SN63PB37
Sterile Saline 0.9% Isofarma 7898361700041
Sterile Surgical Gloves Maxitex 7898949349051
Sterile Surgical Gown ProtDesc 7898467281208
Surgical Gauze, 15 cm x 26 cm presterilized Héika 7898488470315
Gelfoam Pfizer
Drugs/Chemicals
0.25mg/ml Atropine Isofarma
10% Lidocaine Spray Produtos Químicos Farmacêuticos Ltda. 7896676405644
2.5% Enrofloxacino veterinary antibiotic Chemitec 0137-02
Dexametasona Veterinary Anti inflammatory MSD R06177091A-00-15
Hydrogen Peroxide Farmax 7896902211537
Isoflourane BioChimico 7897406113068
Jet Acrylic polymerization solution Artigos Odontológicos Clássico
Jet Auto Polymerizing Acrylic Artigos Odontológicos Clássico
Ketamine 10% Syntec
Lidocaine and Phenylephrine 1.8 ml local anesthetic SS White 7892525041049
Povidone-Iodine solutiom Farmax 7896902234093
Riohex 2% surgical Soap Rioquímica 7897780209418
Silver Paint SPI Supplies 05002-AB
Tramadol chloride 50 mg/ml União Química 7896006245452
Refresh gel (polyacrylic acid) Allergan

References

  1. Okano, H., Hikishima, K., Iriki, A., Sasaki, E. The common marmoset as a novel animal model system for biomedical and neuroscience research applications. Seminars in Fetal and Neonatal Medicine. 17 (6), 336-340 (2012).
  2. Harris, R. A., et al. Evolutionary genetics and implications of small size and twinning in callitrichine primates. Proceedings of the National Academy of Sciences. 111 (4), 1467-1472 (2014).
  3. Kishi, N., Sato, K., Sasaki, E., Okano, H. Common marmoset as a new model animal for neuroscience research and genome editing technology. Development, Growth & Differentiation. 56 (1), 53-62 (2014).
  4. Sasaki, E. Prospects for genetically modified non-human primate models, including the common marmoset. Neuroscience Research. 93, 110-115 (2015).
  5. Sasaki, E., et al. Generation of transgenic non-human primates with germline transmission. Nature. 459 (7246), 523-527 (2009).
  6. Sasaki, E. Creating Genetically Modified Marmosets. The Common Marmoset in Captivity and Biomedical Research. , 335-353 (2019).
  7. Sato, K., et al. Generation of a Nonhuman Primate Model of Severe Combined Immunodeficiency Using Highly Efficient Genome Editing. Cell Stem Cell. 19 (1), 127-138 (2016).
  8. Sato, K., et al. Resequencing of the common marmoset genome improves genome assemblies and gene-coding sequence analysis. Scientific Reports. 5, 16894 (2015).
  9. Chaplin, T. A., Yu, H. H., Soares, J. G. M., Gattass, R., Rosa, M. G. P. A Conserved Pattern of Differential Expansion of Cortical Areas in Simian Primates. Journal of Neuroscience. 33 (38), 15120-15125 (2013).
  10. Mitchell, J. F., Leopold, D. A. The marmoset monkey as a model for visual neuroscience. Neuroscience Research. 93, 20-46 (2015).
  11. Brok, H. P. M., et al. Non-human primate models of multiple sclerosis: Non-human primate models of MS. Immunological Reviews. 183 (1), 173-185 (2001).
  12. Santana, M. B., et al. Spinal Cord Stimulation Alleviates Motor Deficits in a Primate Model of Parkinson’s disease. Neuron. 84 (4), 716-722 (2014).
  13. MacDougall, M., et al. Optogenetic manipulation of neural circuits in awake marmosets. Journal of Neurophysiology. 116 (3), 1286-1294 (2016).
  14. Wakabayashi, M., et al. Development of stereotaxic recording system for awake marmosets (Callithrix jacchus). Neuroscience Research. 135, 37-45 (2018).
  15. Johnston, K. D., Barker, K., Schaeffer, L., Schaeffer, D., Everling, S. Methods for chair restraint and training of the common marmoset on oculomotor tasks. Journal of Neurophysiology. 119 (5), 1636-1646 (2018).
  16. Sedaghat-Nejad, E., et al. Behavioral training of marmosets and electrophysiological recording from the cerebellum. Journal of Neurophysiology. , (2019).
  17. Kringelbach, M. L., Owen, S. L., Aziz, T. Z. Deep-brain stimulation. Future Neurology. 2 (6), 633-646 (2007).
  18. Talakoub, O., Gomez Palacio Schjetnan, A., Valiante, T. A., Popovic, M. R., Hoffman, K. L. Closed-Loop Interruption of Hippocampal Ripples through Fornix Stimulation in the Non-Human Primate. Brain Stimulation. 9 (6), 911-918 (2016).
  19. Oddo, M., Hutchinson, P. J. Understanding and monitoring brain injury: the role of cerebral microdialysis. Intensive Care Medicine. 44 (11), 1945-1948 (2018).
  20. Metz, G. A., Whishaw, I. Q. Cortical and subcortical lesions impair skilled walking in the ladder rung walking test: a new task to evaluate fore- and hindlimb stepping, placing, and co-ordination. Journal of Neuroscience Methods. 115 (2), 169-179 (2002).
  21. Gradinaru, V., Mogri, M., Thompson, K. R., Henderson, J. M., Deisseroth, K. Optical Deconstruction of Parkinsonian Neural Circuitry. Science. 324, 354-359 (2009).
  22. Hammer, D. X., et al. Longitudinal vascular dynamics following cranial window and electrode implantation measured with speckle variance optical coherence angiography. Biomedical Optics Express. 5 (8), 2823-2836 (2014).
  23. Komatsu, M., Kaneko, T., Okano, H., Ichinohe, N. Chronic Implantation of Whole-cortical Electrocorticographic Array in the Common Marmoset. Journal of Visualized Experiments. (144), (2019).
  24. Oliveira, L. M. O., Dimitrov, D. . Surgical Techniques for Chronic Implantation of Microwire Arrays in Rodents and Primates. , (2008).
  25. Santana, M. B., et al. Spinal Cord Stimulation Alleviates Motor Deficits in a Primate Model of Parkinson’s disease. Neuron. 84 (4), 716-722 (2014).
  26. Santana, M., Palmér, T., Simplício, H., Fuentes, R., Petersson, P. Characterization of long-term motor deficits in the 6-OHDA model of Parkinson’s disease in the common marmoset. Behavioural Brain Research. 290, 90-101 (2015).
  27. Misra, S., Koshy, T. A review of the practice of sedation with inhalational anaesthetics in the intensive care unit with the AnaConDa device. Indian Journal of Anaesthesia. 56 (6), 518-523 (2012).
  28. Freire, M. A. M., et al. Distribution and Morphology of Calcium-Binding Proteins Immunoreactive Neurons following Chronic Tungsten Multielectrode Implants. PLOS ONE. 10 (6), 0130354 (2015).
  29. Budoff, S., et al. Astrocytic Response to Acutely- and Chronically Implanted Microelectrode Arrays in the Marmoset (Callithrix jacchus) Brain. Brain Sciences. 9 (2), 19 (2019).
  30. Dzirasa, K., Fuentes, R., Kumar, S., Potes, J. M., Nicolelis, M. A. L. Chronic in vivo multi-circuit neurophysiological recordings in mice. Journal of Neuroscience Methods. 195 (1), 36-46 (2011).
  31. Nicolelis, M. A. L., et al. Chronic, multisite, multielectrode recordings in macaque monkeys. Proceedings of the National Academy of Sciences. 100 (19), 11041-11046 (2003).
  32. Lehew, G., Nicolelis, M. A. L. . State-of-the-Art Microwire Array Design for Chronic Neural Recordings in Behaving Animals. , (2008).
  33. Paxinos, G., Watson, C., Petrides, M., Rosa, M., Tokuno, H. . The Marmoset Brain in Stereotaxic Coordinates. , (2012).
  34. Brown, M. J., Pearson, P. T., Tomson, F. N. Guidelines for animal surgery in research and teaching. American Journal of Veterinary Research. 54 (9), 1544-1559 (1993).
  35. Flecknell, P. A. Anaesthesia of Animals for Biomedical Research. British Journal of Anaesthesia. 71 (6), 885-894 (1993).
  36. Kurihara, S., et al. A Surgical Procedure for the Administration of Drugs to the Inner Ear in a Non-Human Primate Common Marmoset (Callithrix jacchus). Journal of Visualized Experiments. (132), (2018).
  37. Boer, R. A., de Vries, A. M. O., Louwerse, A. L., Sterck, E. H. M. The behavioral context of visual displays in common marmosets (Callithrix jacchus). American Journal of Primatology. 75 (11), 1084-1095 (2013).
  38. Kudo, C., Nozari, A., Moskowitz, M. A., Ayata, C. The impact of anesthetics and hyperoxia on cortical spreading depression. Experimental Neurology. 212 (1), 201-206 (2008).
  39. Ghomashchi, A., et al. A low-cost, open-source, wireless electrophysiology system. 2014 36th Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. , 3138-3141 (2014).
  40. Fu, T. M., Hong, G., Viveros, R. D., Zhou, T., Lieber, C. M. Highly scalable multichannel mesh electronics for stable chronic brain electrophysiology. Proceedings of the National Academy of Sciences. 114 (47), 10046-10055 (2017).

Play Video

Cite This Article
Budoff, S. A., Rodrigues Neto, J. F., Arboés, V., Nascimento, M. S. L., Kunicki, C. B., Araújo, M. F. P. d. Stereotaxic Surgery for Implantation of Microelectrode Arrays in the Common Marmoset (Callithrix jacchus). J. Vis. Exp. (151), e60240, doi:10.3791/60240 (2019).

View Video