Stereotaxic kirurgi for implantation av Microelectrode arrays i Common Marmoset (Callithrix jacchus)
Summary
Dette arbeidet presenterer en protokoll for å utføre en stereotaxic, nevrokirurgisk implantation av microelectrode arrays i felles marmoset. Denne metoden muliggjør elektrofysiologisk opptak i fritt oppførte dyr, men kan lett tilpasses andre lignende nevrokirurgisk inngrep i denne arten (f. eks, kanyle for legemiddel administrasjon eller elektroder for hjerne stimulering).
Abstract
Silkeape (Callithrix jacchus) er små ikke-menneskelige primater som blir stadig mer populært i biomedisinsk og prekliniske forskning, inkludert Neurosciences. Phylogenetically, disse dyrene er mange nøyere å human enn Red. De viser også kompleks atferd, inkludert et bredt spekter av vocalizations og sosiale interaksjoner. Her beskrives en effektiv stereotaxic nevrokirurgisk prosedyre for implantation av opptak elektrode matriser i felles marmoset. Denne protokollen likeledes detaljene det pre-og postoperativ skritt av dyr bekymre det er krevde å med hell utføre slik en kirurgi. Til slutt, denne protokollen viser et eksempel på lokale feltet potensial og pigg aktivitet innspillinger i en fritt oppfører marmoset 1 uke etter kirurgisk inngrep. Samlet sett gir denne metoden en mulighet til å studere hjernens funksjon i våken og fritt oppfører silkeape. Den samme protokollen kan lett brukes av forskere som arbeider med andre små primater. I tillegg kan den enkelt endres slik at andre studier krever implantater, slik som stimulerende elektroder, microinjections, implantation av optrodes eller guide kanyler, eller ablasjon av diskrete vev regioner.
Introduction
Felles silkeape (Callithrix jacchus) er stadig anerkjennelse som en viktig modell organisme i mange felt av forskning, inkludert nevrovitenskap. Disse nye verden primater representerer en viktig komplementær dyr modell til både gnagere og andre ikke-menneskelige primater (NHPs), for eksempel rhesus macaque. Like Red, disse dyrene er liten, lett å manipulere, og relativt økonomisk å omsorg for og rase1,2,3,4, idet sammenlignet med større NHPs. Videre har disse dyrene en tilbøyelighet for samarbeid og høy fekunditet i forhold til andre NHPs1,2,3. En annen fordel marmoset har over mange andre primater er at moderne molekylærbiologi verktøy3,4,5,6,7 og et sekvensielt Genova2 ,3,4,5,8 har blitt brukt til å genetisk modifisere dem. Begge banke-inne dyrene benytter lentivirus5, og banke-ut dyrene benytter zinc-finger Nukleaser (zfner) og transkripsjon aktivator-like effektor NUKLEASER (TALENS)7, ha gitt levedyktig grunnleggeren dyrene.
En fordel i forhold til gnagere er at silkeape, som primater, er phylogenetically nærmere mennesker3,5,6,9,10,11. Like Human, silkeape er dagaktive dyrene det avhenger av en høylig bebygget synlig system å guide mange av deres opptreden10. Videre silkeape utstillingen atferdsdata kompleksitet, inkludert et bredt spekter av sosial atferd som bruk av ulike vocalizations3, slik at forskerne å ta opp spørsmål som ikke er mulig i andre arter. Fra et neuroscientific perspektiv, silkeape har lissencephaly hjerner, i motsetning til de mer vanlig brukte rhesus macaque9. Videre har silkeape et sentralt nervesystem som ligner på mennesker, inkludert en mer høyt utviklet prefrontal cortex9. Sammen, alle disse egenskapene posisjon silkeape som en verdifull modell for å studere hjernens funksjon i helse og sykdom.
En vanlig metode for å studere hjernens funksjon innebærer implanting elektroder på anatomisk spesifikke steder ved hjelp av stereotaxic nevrokirurgi. Dette gjør det mulig for kroniske innspilling av Neural aktivitet i ulike målområder i våken og fritt oppfører dyrene12,13. Stereotaxic nevrokirurgi er en uunnværlig teknikk som brukes i mange forsknings linjer, da det gir presis målretting av nevroanatomi regioner. Sammenlignet med macaque og gnagere litteratur, er det færre publiserte studier som beskriver stereotaxic nevrokirurgi spesifikke for marmoset, og de har en tendens til å gi sparsom detalj av trinnene som er involvert i operasjonen. Videre, de med større detalj i hovedsak fokusere på prosedyrer for elektrofysiologi innspilling i Head-behersket dyr14,15,16,17.
For å lette bredere adopsjon av silkeape som en modell organisme i nevrovitenskap forskning, den nåværende metoden definerer konkrete skritt nødvendig for en vellykket stereotaxic nevrokirurgi i denne arten. I tillegg til implantation av innspillingen arrays, som beskrevet i denne metoden, kan den samme teknikken tilpasses mange andre eksperimentelle ender, inkludert implantation av stimulerende elektroder for behandling av sykdommer18 eller causally kjøring krets atferd19; av førings kanyler for ekstraksjon og kvantifisering av nevrotransmittere20, injeksjoner av reagenser, inkludert de for inducing sykdoms modeller12 eller for krets sporing studier15; ablasjon av diskrete vevs regioner21; implantation av optrodes for optogenetic studier22; implantation av optiske Vinduer for kortikale mikroskopisk analyse23; og implantation av electrocorticographic (ECoG) arrays24. Dermed er det overordnede målet med denne prosedyren å skissere de kirurgiske trinnene som er involvert i implantation av microelectrode arrays for kroniske elektrofysiologisk innspillinger i fritt oppfører silkeape.
Protocol
Representative Results
Discussion
Dette arbeidet gir en detaljert beskrivelse av prosedyrene som er involvert i implantation av microelectrode innspillingen arrays i marmoset hjernen. Den samme protokollen kan lett brukes når implanting elektroder, enten hjemmelaget eller kommersielt tilgjengelig, i andre små primater. I tillegg kan det lett tilpasses andre eksperimentelle ender som krever presis målretting av hjernens strukturer. Derfor er denne protokollen målbevisst om stereotaxic koordinater og skallen bore teknikker, fordi de er de aspektene som…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Forfatterne vil gjerne takke Bernardo Luiz for teknisk assistanse med filming og redigering. Dette arbeidet ble støttet av Santos Dumont Institutt (ISD), brasiliansk utdanningsdepartementet (MEC) og Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (KAPPER).
Materials
| Equipments | |||
| 683 Small Animal Ventilator | Harvard Apparatus, Inc. | 55-0000 | |
| Anesthesia Assembly | BRASMED | COLIBRI | |
| Barber Clippers | Mundial | HC-SERIES | |
| Dental Drill | Norgen | B07-201-M1KG | |
| Homeothermic Heating Pad and Monitor | Harvard Apparatus, Inc. | 50-7212 | |
| Marmoset Stereotaxic Frame | Narishige Scientific Instrument Lab | SR-6C-HT | |
| Patient Monitor and Pulse Oximeter | Bionet Co., Ltd | BM3 | |
| Stereotaxic Micromanipulator | Narishige Scientific Instrument Lab | SM-15R | |
| Surgical Microscope | Opto | SM PLUS IBZ | |
| Instruments | |||
| Allis tissue forceps | Sklar | 36-2275 | |
| Alm Retractor, rounded point, 4×4 teeth | Rhosse | RH11078 | |
| Angled McPherson Forceps | Oftalmologiabr | 11301A | |
| Curved Surgial Scissors | Harvard Apparatus, Inc. | 72-8422 | |
| Curved Tissue Forceps | Sklar | 47-1186 | |
| Delicate Dissection forceps | WPI | WP5015 | |
| Dental Drill Bit | Microdont | ISO.806.314.001.524.010 | |
| Essring Tissue Forceps | Sklar | 19-2460 | |
| FG 1/4 Dental Drill Bit | Microdont | ISO.700.314.001.006.005 | |
| Halsey Needle Holder | WPI | 15926-G | |
| Halstead Mosquito forceps | WPI | 503724-12 | |
| Hemostatic Forceps, Straight | Sklar | 17-1260 | |
| Jewler Forceps | Sklar | 66-7436 | |
| McPherson-Vannas Optathalmic microscissor, 3 mm point | Argos Instrumental | ARGOS-4004 | |
| Pereosteal Raspatory | Golgran | 38-1 | |
| Scalpal Handle | Harvard Apparatus, Inc. | 72-8354 | |
| Screwdrivers | Eurotool | SCR-830.00 | |
| Sodering Iron | Hikari | 21K006 | |
| Surgical Scissor | Harvard Apparatus, Inc. | 72-8400 | |
| Toothed forceps | WPI | 501266-G | |
| Disposables/Single Use | |||
| 1 ml sterile syringe with 26 G needle | Descarpack | 7898283812785 | |
| 130 cm x 140 cm surgical field, presterilized | ProtDesc | 7898467276344 | |
| 24G Needle, presterilized | Descarpack | 7898283812846 | |
| 50 cm x 50 cm surgical field, presterilized | Esterili-med | 110100236 | |
| Cotton Tipped Probes, Presterilized | Jiangsu Suyun Medical Materials Co. LTD | 23007 | |
| Cotton tipped Qutips | Higie Topp | 7898095296063 | |
| Electrode Array | Home made | ||
| Endotracheal tube without cuff, internal diameter 2.0 mm, outer diameter 2.9 mm | Solidor | 7898913077201 | |
| Tinned copper wire, 0.15 mm diameter | |||
| M1.4×3 Stainless steel screws | USMICROSCREW | M14-30M-SS-P | |
| Medical Tape | Missner | 7896544910102 | |
| Nylon surgical sutures | Shalon | N540CTI25 | |
| Scalpal Blade, presterilized | AdvantiVe | 1037 | |
| solder | Kester | SN63PB37 | |
| Sterile Saline 0.9% | Isofarma | 7898361700041 | |
| Sterile Surgical Gloves | Maxitex | 7898949349051 | |
| Sterile Surgical Gown | ProtDesc | 7898467281208 | |
| Surgical Gauze, 15 cm x 26 cm presterilized | Héika | 7898488470315 | |
| Gelfoam | Pfizer | ||
| Drugs/Chemicals | |||
| 0.25mg/ml Atropine | Isofarma | ||
| 10% Lidocaine Spray | Produtos Químicos Farmacêuticos Ltda. | 7896676405644 | |
| 2.5% Enrofloxacino veterinary antibiotic | Chemitec | 0137-02 | |
| Dexametasona Veterinary Anti inflammatory | MSD | R06177091A-00-15 | |
| Hydrogen Peroxide | Farmax | 7896902211537 | |
| Isoflourane | BioChimico | 7897406113068 | |
| Jet Acrylic polymerization solution | Artigos Odontológicos Clássico | ||
| Jet Auto Polymerizing Acrylic | Artigos Odontológicos Clássico | ||
| Ketamine 10% | Syntec | ||
| Lidocaine and Phenylephrine 1.8 ml local anesthetic | SS White | 7892525041049 | |
| Povidone-Iodine solutiom | Farmax | 7896902234093 | |
| Riohex 2% surgical Soap | Rioquímica | 7897780209418 | |
| Silver Paint | SPI Supplies | 05002-AB | |
| Tramadol chloride 50 mg/ml | União Química | 7896006245452 | |
| Refresh gel (polyacrylic acid) | Allergan |
References
- Okano, H., Hikishima, K., Iriki, A., Sasaki, E. The common marmoset as a novel animal model system for biomedical and neuroscience research applications. Seminars in Fetal and Neonatal Medicine. 17 (6), 336-340 (2012).
- Harris, R. A., et al. Evolutionary genetics and implications of small size and twinning in callitrichine primates. Proceedings of the National Academy of Sciences. 111 (4), 1467-1472 (2014).
- Kishi, N., Sato, K., Sasaki, E., Okano, H. Common marmoset as a new model animal for neuroscience research and genome editing technology. Development, Growth & Differentiation. 56 (1), 53-62 (2014).
- Sasaki, E. Prospects for genetically modified non-human primate models, including the common marmoset. Neuroscience Research. 93, 110-115 (2015).
- Sasaki, E., et al. Generation of transgenic non-human primates with germline transmission. Nature. 459 (7246), 523-527 (2009).
- Sasaki, E. Creating Genetically Modified Marmosets. The Common Marmoset in Captivity and Biomedical Research. , 335-353 (2019).
- Sato, K., et al. Generation of a Nonhuman Primate Model of Severe Combined Immunodeficiency Using Highly Efficient Genome Editing. Cell Stem Cell. 19 (1), 127-138 (2016).
- Sato, K., et al. Resequencing of the common marmoset genome improves genome assemblies and gene-coding sequence analysis. Scientific Reports. 5, 16894 (2015).
- Chaplin, T. A., Yu, H. H., Soares, J. G. M., Gattass, R., Rosa, M. G. P. A Conserved Pattern of Differential Expansion of Cortical Areas in Simian Primates. Journal of Neuroscience. 33 (38), 15120-15125 (2013).
- Mitchell, J. F., Leopold, D. A. The marmoset monkey as a model for visual neuroscience. Neuroscience Research. 93, 20-46 (2015).
- Brok, H. P. M., et al. Non-human primate models of multiple sclerosis: Non-human primate models of MS. Immunological Reviews. 183 (1), 173-185 (2001).
- Santana, M. B., et al. Spinal Cord Stimulation Alleviates Motor Deficits in a Primate Model of Parkinson’s disease. Neuron. 84 (4), 716-722 (2014).
- MacDougall, M., et al. Optogenetic manipulation of neural circuits in awake marmosets. Journal of Neurophysiology. 116 (3), 1286-1294 (2016).
- Wakabayashi, M., et al. Development of stereotaxic recording system for awake marmosets (Callithrix jacchus). Neuroscience Research. 135, 37-45 (2018).
- Johnston, K. D., Barker, K., Schaeffer, L., Schaeffer, D., Everling, S. Methods for chair restraint and training of the common marmoset on oculomotor tasks. Journal of Neurophysiology. 119 (5), 1636-1646 (2018).
- Sedaghat-Nejad, E., et al. Behavioral training of marmosets and electrophysiological recording from the cerebellum. Journal of Neurophysiology. , (2019).
- Kringelbach, M. L., Owen, S. L., Aziz, T. Z. Deep-brain stimulation. Future Neurology. 2 (6), 633-646 (2007).
- Talakoub, O., Gomez Palacio Schjetnan, A., Valiante, T. A., Popovic, M. R., Hoffman, K. L. Closed-Loop Interruption of Hippocampal Ripples through Fornix Stimulation in the Non-Human Primate. Brain Stimulation. 9 (6), 911-918 (2016).
- Oddo, M., Hutchinson, P. J. Understanding and monitoring brain injury: the role of cerebral microdialysis. Intensive Care Medicine. 44 (11), 1945-1948 (2018).
- Metz, G. A., Whishaw, I. Q. Cortical and subcortical lesions impair skilled walking in the ladder rung walking test: a new task to evaluate fore- and hindlimb stepping, placing, and co-ordination. Journal of Neuroscience Methods. 115 (2), 169-179 (2002).
- Gradinaru, V., Mogri, M., Thompson, K. R., Henderson, J. M., Deisseroth, K. Optical Deconstruction of Parkinsonian Neural Circuitry. Science. 324, 354-359 (2009).
- Hammer, D. X., et al. Longitudinal vascular dynamics following cranial window and electrode implantation measured with speckle variance optical coherence angiography. Biomedical Optics Express. 5 (8), 2823-2836 (2014).
- Komatsu, M., Kaneko, T., Okano, H., Ichinohe, N. Chronic Implantation of Whole-cortical Electrocorticographic Array in the Common Marmoset. Journal of Visualized Experiments. (144), (2019).
- Oliveira, L. M. O., Dimitrov, D. . Surgical Techniques for Chronic Implantation of Microwire Arrays in Rodents and Primates. , (2008).
- Santana, M. B., et al. Spinal Cord Stimulation Alleviates Motor Deficits in a Primate Model of Parkinson’s disease. Neuron. 84 (4), 716-722 (2014).
- Santana, M., Palmér, T., Simplício, H., Fuentes, R., Petersson, P. Characterization of long-term motor deficits in the 6-OHDA model of Parkinson’s disease in the common marmoset. Behavioural Brain Research. 290, 90-101 (2015).
- Misra, S., Koshy, T. A review of the practice of sedation with inhalational anaesthetics in the intensive care unit with the AnaConDa device. Indian Journal of Anaesthesia. 56 (6), 518-523 (2012).
- Freire, M. A. M., et al. Distribution and Morphology of Calcium-Binding Proteins Immunoreactive Neurons following Chronic Tungsten Multielectrode Implants. PLOS ONE. 10 (6), 0130354 (2015).
- Budoff, S., et al. Astrocytic Response to Acutely- and Chronically Implanted Microelectrode Arrays in the Marmoset (Callithrix jacchus) Brain. Brain Sciences. 9 (2), 19 (2019).
- Dzirasa, K., Fuentes, R., Kumar, S., Potes, J. M., Nicolelis, M. A. L. Chronic in vivo multi-circuit neurophysiological recordings in mice. Journal of Neuroscience Methods. 195 (1), 36-46 (2011).
- Nicolelis, M. A. L., et al. Chronic, multisite, multielectrode recordings in macaque monkeys. Proceedings of the National Academy of Sciences. 100 (19), 11041-11046 (2003).
- Lehew, G., Nicolelis, M. A. L. . State-of-the-Art Microwire Array Design for Chronic Neural Recordings in Behaving Animals. , (2008).
- Paxinos, G., Watson, C., Petrides, M., Rosa, M., Tokuno, H. . The Marmoset Brain in Stereotaxic Coordinates. , (2012).
- Brown, M. J., Pearson, P. T., Tomson, F. N. Guidelines for animal surgery in research and teaching. American Journal of Veterinary Research. 54 (9), 1544-1559 (1993).
- Flecknell, P. A. Anaesthesia of Animals for Biomedical Research. British Journal of Anaesthesia. 71 (6), 885-894 (1993).
- Kurihara, S., et al. A Surgical Procedure for the Administration of Drugs to the Inner Ear in a Non-Human Primate Common Marmoset (Callithrix jacchus). Journal of Visualized Experiments. (132), (2018).
- Boer, R. A., de Vries, A. M. O., Louwerse, A. L., Sterck, E. H. M. The behavioral context of visual displays in common marmosets (Callithrix jacchus). American Journal of Primatology. 75 (11), 1084-1095 (2013).
- Kudo, C., Nozari, A., Moskowitz, M. A., Ayata, C. The impact of anesthetics and hyperoxia on cortical spreading depression. Experimental Neurology. 212 (1), 201-206 (2008).
- Ghomashchi, A., et al. A low-cost, open-source, wireless electrophysiology system. 2014 36th Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. , 3138-3141 (2014).
- Fu, T. M., Hong, G., Viveros, R. D., Zhou, T., Lieber, C. M. Highly scalable multichannel mesh electronics for stable chronic brain electrophysiology. Proceedings of the National Academy of Sciences. 114 (47), 10046-10055 (2017).
