Summary
Мы представляем протокол для изоляции, культуры и адипогенной индукции нервного гребня полученных жировые стволовые клетки (NCADSCs) из периаортной жировой ткани Wnt-1 Cre/-; Мышей Rosa26RFP/'. NCADSCs может быть легко доступным источником ADSCs для моделирования адипогенеза или липогенеза в пробирке.
Abstract
Чрезмерное количество жировой ткани, окружающих кровеносные сосуды (периваскулярная жировая ткань, также известная как PVAT) связано с высоким риском сердечно-сосудистых заболеваний. ADSCs, полученные из различных жировые ткани показывают различные особенности, и те из PVAT не были хорошо охарактеризованы. В недавнем исследовании, мы сообщили, что некоторые ADSCs в периаортной арки жировой ткани (PAAT) спуститься из нервных клеток гребня (NCCs), переходной популяции мигрирующих клеток, происходящих из эктодерма.
В этой работе мы описываем протокол для изоляции красного флуоресцентного белка (RFP) с маркировкой NCCs от PAAT Wnt-1Cre Мышей Rosa26RFP/' и индуцирование их адипогенной дифференциации in vitro. Вкратце, стромальная сосудистая фракция (SVF) ферментативно отделена от PAAT, а RFPи нервный гребень, полученный ADSCs (NCADSCs), изолированы флуоресценцией активированной сортировки клеток (FACS). NCADSCs дифференцировать в коричневые и белые адипоциты, могут быть криоконсервированы, и сохранить их адипогенный потенциал для 3-5 проходов. Наш протокол может генерировать обильные ADSCs из PVAT для моделирования PVAT адипогенез или липогенез в пробирке. Таким образом, эти NCADSCs могут обеспечить ценную систему для изучения молекулярных переключателей, участвующих в дифференциации PVAT.
Introduction
Распространенность ожирения растет во всем мире, что увеличивает риск связанных с ними хронических заболеваний, включая сердечно-сосудистые заболевания и диабет1. PVAT окружает кровеносные сосуды и является основным источником эндокринных и паракринных факторов, участвующих в функции сосудов. Клинические исследования показывают, что высокое содержание PVAT является независимым фактором риска сердечно-сосудистых заболеваний2,3, и его патологическая функция зависит от фенотипа составных жирового стволовых клеток (ADSCs)4.
Хотя линии клеток ADSC, такие как murine 3T3-L1, 3T3-F442A и OP9, являются полезными клеточными моделями для изучения адипогенеза или липогенеза5, регулирующие механизмы адипогенеза различаются между клеточными линиями и первичными клетками. ADSCs в стромальной сосудистой клетки фракции (SVF) изолированы непосредственно из жировой ткани и индуцированных дифференцировать в адипоциты, скорее всего, резюмировать in vivo адипогенез и липогенез6. Тем не менее, хрупкость, плавучесть, и различия в размерах и иммунофенотипов ADSCs сделать их прямой изоляции сложной задачей. Кроме того, различные процедуры изоляции может также существенно повлиять на фенотип и адипогенной потенциальной способности этих клеток7, таким образом подчеркивая необходимость протокола, который поддерживает целостность ADSC.
Жировая ткань, как правило, классифицируется как либо морфологически и функционально различные белые жировой ткани (WAT), или коричневой жировой ткани (BAT)8, который гавани различных ADSCs9. В то время как ADSCs изолированы от perigonadal и паховой подкожной WATs были охарактеризованы в предыдущих исследованиях9,10,11,12, меньше известно в отношении ADSCs от PVAT, который в основном состоит из BAT13.
В недавнем исследовании, мы обнаружили, что часть резидентов ADSCs в периаортной арки жировой ткани (PAAT) являются производными от нервных клеток гребня (NCCs), переходной популяции мигрирующих клеток-прародителей, которые происходят из эктодерма14,15. Wnt1-Cre трансгенных мышей были использованы для отслеживания развития нервных гребня клеток16,17. Мы пересекли Wnt1-Creмышей с Rosa26RFP / мышей для создания Wnt-1 Cre/-; Мышей Rosa26RFP/, в которых НКК и их потомки помечены красным флуоресцентным белком (RFP) и легко отслеживаются в vivo и in vitro15. Здесь мы описываем метод изоляции нервного гребня производных ADSCs (NC-производных ADSCs, или NCADSCs) от мыши PAAT и побудить NCADSCs дифференцировать в белые адипоциты или коричневые адипоциты.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Протокол о животных был рассмотрен и одобрен Комитетом по уходу за животными Шанхайского университета Цзяо Тонг.
1. Поколение Wnt-1Cre Rosa26RFP/' Мыши
- Крест Wnt-1 CreNo /- мышей16 с Rosa26RFP / мышей 18 для создания Wnt-1Cre Мышей Rosa26RFP/'. Домашние мыши под 12 ч свет / темный цикл в патоген-свободной объекта на 25 кВ и 45% влажности, пока они не 4-8 недель.
2. Рассечение ПААТ
ПРИМЕЧАНИЕ: См. Рисунок 1.
- Стерилизовать все хирургические инструменты (например, хирургические ножницы, стандартные щипцы и микрохирургические ножницы и щипцы) путем автоматического автоматического при 121 градусах Цельсия в течение 30 мин.
- Подготовьте среду пищеварения (Высокоглюкоза Dulbecco в модифицированный eagle Medium (HDMEM), содержащий 2 мг/мл коллагеназа типа I). Подготовьте культурную среду (HDMEM, содержащую 10% сыворотки крупного рогатого скота плода (FBS) и 1% v/v пенициллин-стрептомицин (PS). Стерилизовать с помощью фильтра шприца 0,22 мкм перед использованием.
- Стерилизовать реагенты клеточной культуры с использованием УФ, этанола, фильтрации или пара, по мере необходимости.
- Приготовьте блюдо Петри с помощью сбалансированного соленого раствора Хэнкса (HBSS) и конической трубки 15 мл с 10 мл HBSS, дополненной 1% v/v раствора PS. Держите обоих на льду.
- Анестезия мышей15 с изофлуран и жертвоприношения шейки матки дислокации. Погрузите тела в стакан, наполненный 75% алкоголем (200 мл) в течение 5 минут для стерилизации поверхности кожи.
- Вырезать и отделить кожу на животе и вырезать вдоль брюшной средней линии от таза до шеи. Откройте живот и переместить печень, чтобы разоблачить диафрагму19.
- Вырезать диафрагмы и ребер с обеих сторон средней линии и подвергать сердца и легких, пилинг назад ребра.
- Удалить легких и тимуса и извлечь PAAT вместе с аортой и сердцем.
- Отрежьте аорту у корня аорты, чтобы удалить сердце. Сделайте разрез между аортатической аркой и нисходящей аортой и тщательно отделите жировую ткань, окружающую обе структуры и левую и правую общую сонную артерии, от задней грудной стенки. Перенесите ткань в ледяной буфер HBSS в чашке Петри.
- Используя стерильные щипцы, удалите как можно больше сосуд (например, аорты, общих сонных артерий и других мелких сосудистой) и фасции, а также перенесите жировую ткань в 2 мл труб Eppendorf содержат 0,5 мл ледяного буфера HBSS на льду.
3. Изоляция СВФ
Соберите PAAT 5-6 мышей в одну микроцентрифугую трубку 2 мл, содержащую 1 мл свежеприготовленной среды пищеварения и фарш ткани с помощью хирургических ножниц в трубке Eppendorf при комнатной температуре (RT).
- Перенесите смесь в трубки 50 мл, содержащие 9 мл среды пищеварения. Гомогенизировать ткани путем pipetting вверх и вниз с 1 мл пипетки 10x.
- Инкубировать трубки при 37 градусах Цельсия при постоянной тряске при 100 об/мин в течение 30-45 мин и проверяйте каждые 5-10 минут, чтобы предотвратить переварение желудка. Это имеет решающее значение для повышения жизнеспособности и урожайности клеток.
ПРИМЕЧАНИЕ: Хорошее пищеварение ткани приведет к однородной, светло-желтый жировой ткани, которая видна невооруженным глазом на мягко закрученного трубки. - Остановить пищеварение, добавив 5 мл HDMEM, содержащий 10% FBS и 1% v/v PS на RT и хорошо перемешать путем пипеттинга.
- Центрифуга подвески ячейки на 500 х г в течение 5 мин на RT. SVF будет виден как коричневатый гранулы. Тщательно аспирируйте плавающие адипоциты и осечки оставшиеся супернатанты, не нарушая SVF. Растворите гранулы SVF в 10 мл культуры среды и фильтр через 70 мкм ячейки ситечко.
- Centrifuge клеточной подвески на 500 х г в течение 5 минут, удалить супернатант, и осторожно resuspend гранулы в 5 мл из буфера лиза эритроцита в 15 мл конической трубки в течение 10 минут на RT.
- Остановите реакцию, добавив 10 мл 1x PBS, содержащий 1% FBS. Centrifuge клеточной подвески на 500 х г в течение 5 минут при 4 кв С, удалить супернатант, и resuspend гранулы в 10 мл 1x PBS, содержащий 1% FBS.
- Центрифуге клетки снова на 500 х г в течение 5 мин при 4 кв. C. Удалите супернатант и resuspend гранулы в 5 мл культуры среды в 15 мл конической трубки при 4 градусах Цельсия.
- После заключительного раунда центрифугации (500 х г в течение 5 мин при 4 градусах По Цельсию) переприостановите пеллетные клетки в 5 мл буфера FACS (PBS, содержащего 10% FBS, 100 единиц/мл ДНК I и 1% v/v PS) на льду и подсчитайте клетки гемоцитометром.
4. Изоляция NCADSCs ФАКС
- Настройка и оптимизация сортировки ячейки после инструкции. Выберите сопло площадью 100 мкм, стерилизуйте трубки для сбора, установите необходимое устройство сбора и установите боковые потоки20.
- Для сортировки клеток RFPрекомендуется 561 нм желтого/зеленого лазера и оптического фильтра 579/16. Выполните компенсацию с использованием отрицательного контроля и одноцветного положительного контроля. См Рисунок 2А для схемы gating.
- Фильтр клетки через 40 мкм ситечко, центрифуга на 500 х г в течение 5 минут, и повторной работы клеток в 2 мл буфера FACS при плотности 0,5-1 х 107/мл. Перенесите клетки на четко обозначенные 5 мл круглых нижних полистироловых труб и загрузите в сортировку.
- Запустите экспериментальный образец трубки при 4 градусах Цельсия, включите плиты отклонения и сортируйте в коническую трубку 15 мл, предварительно покрытую RPMI, содержащей 1% FBS и 1% v/v PS.
ПРИМЕЧАНИЕ: Защитите образцы от сильного света, чтобы свести к минимуму закалку RFP.
5. Культура NCADSCs
- Плита отсортированных клеток при плотности 5000 клеток / см2 в 12 хорошо культуры пластины в полной среде культуры и инкубировать при 37 градусов по Цельсию во влажной атмосфере с 5% CO2 для 20-24 ч.
- Удалите культурную среду, промойте клетки с преропарированным (37 градусов по Цельсию) PBS, чтобы удалить мусор клеток и добавить свежую среду культуры.
- После того, как клетки 80-90% сливаются, переварить монослой с помощью 0,25% трипсин EDTA раствор при 37 градусов по Цельсию в инкубаторе в течение 3-5 мин, и нейтрализовать с 2 мл культуры среды.
- Центрифуги собранных клеток в течение 15 минут при 250 х г на РТ, удалить супернатант, и resuspend клеток в 1 мл культуры среды. Подсчитайте клетки гемоситометром.
- Семена клеток в 12 хорошо культуры пластины при плотности 5000 клеток / см2.
- Приостанавливать оставшиеся клетки в культурной среде, содержащей 10% ДМСО, заморозить и хранить в жидком азоте.
6. Адипогенная индукция NCADSCs
- Индуцировать адипогенную дифференциацию NCADSCs на 80-90% confluency и стандартных условиях культуры21.
- Для коричневой адипогенной индукции сначала обработайте культивированные клетки коричневым адипогенным индукционным носителем (HDMEM, 10% FBS, 1% v/v PS, 0,5 мМ/Л IBMX, 0,1 мкм/дексаметазон, 1 мкм/л розиглитазон, 10 нмоль/l триодотиронин. Вымойте клетки с PBS 2x и заменить свежей среде (HDMEM, 10% FBS, 1% V/v PS, 1 мкм / L розиглитазон, 10 нмоль / l трийодтиронин, и 1 мкг /мЛ инсулина). Изменение этой среде каждые 2 дня в общей сложности 3-5x.
- Для белой адипогенной индукции сначала обработайте клетки с белой адипогенной индукционной средой (HDMEM, 10% FBS, 1% v/v PS, 0,5 мМ/л IBMX, 0,1 мкм/л-дексаметазон и 1 мкг/мл инсулина) в течение 2 дней. Вымойте клетки с PBS 2x и заменить свежей среде (HDMEM, 10% FBS, 1% V/V PS, и 1 мкг /мл инсулина). Изменение этой среде каждые 2 дня в общей сложности 3-5x.
- Анализ адипогенных клеток по мере необходимости.
ПРИМЕЧАНИЕ: Будьте нежны при мытье клеток с PBS. Дифференцированные адипоциты могут легко смыть.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Используя описанный выше протокол, мы получили 0,5-1,0 х 106 ADSCs от 5-6 Wnt-1 Cre/-; Мышей Rosa26RFP/) (48 недель, мужчины или женщины).
Диаграмма потока сбора PAAT от мышей представлена на рисунке 1. Морфология NCADSCs была похожа на ADSC от других мышей жировой ткани. Культурные NCADSCs достигли 80-90% стоек после 7-8 дней культуры, и NCADSCs была расширена фибробластоподобной морфологии(рисунок 2B, C).
Для дальнейшего подтверждения того, что НКДАСК имели адипогенный потенциал, была введена дифференциация НКАДСК на белые или коричневые адипоциты. Масло красное окрашивание было использовано для обнаружения зрелых адипоцитов(Рисунок 2). NCADSCs продемонстрировали сильный адипогенный потенциал для белых и коричневых адипоцитов после индукции. Зрелые адипоциты наблюдались после 8 дней белой или коричневой адипогенной индукции, при этом более 60% NCADSCs показали адипогенную дифференциацию(рисунок 2D,F,H). Продление времени индукции адипогенных улучшило скорость сбора зрелых адипоцитов (данные не показаны). NCADSCs значительно сократили адипогенный потенциал после прохождения(Рисунок 2E,G,H).
Иммуноблоттинг и количественные ПЦР в реальном времени (qRT-PCR) (см. Дополнительный файл 1 для используемых грунтовок) доказали, что уровни экспрессии адипоцитов конкретных относительных белков и генов (Perilipin, PPR, Cebp /) в adipogenically дифференцированных NCADSCs значительно увеличилось после 8 дней белого адипогенной индукции (Рисунок 3A). Результаты qRT-PCR показали, что индукция генов адипоцитов (Перилипин, ППАРЗ, Cebp/) и коричневых адипоцитов конкретных генов (Pgc1, UCP-1, PPAR, PRDM16) значительно увеличилась за 8 дней коричневого адипогенного индуцирования NCADSADS(рисунок 3B).
Рисунок 1: Диаграмма потока сбора PAAT от мышей. (A) Обезболаживать и жертвовать Wnt-1Cre Rosa26RFP / я мышей и выполнять продольное вскрытие мыши, чтобы разоблачить сердце и легкие; (B) Удалить легкие и тимуса; (C) Разоблачить PAAT, аорта арки, и сердце; (D) Удалить PVAT, аорты и сердца в предварительно охлажденных HBSS буфера; (E) Урожай PAAT и передачи в предварительно охлажденный буфер HBSS. H и сердце; А. А. и Аорта арка; Т й Тимус; Л и легких. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 2: Адипогенная дифференциация NCADSCs, изолированная от PAAT. (A)Общая схема gating для характеристики и сортировки ПОПУЛЯЦИй NCADSCs (RFP). (B) Флуоресценция микроскоп изображения показывают, что NCADSCs придерживались и расширились после 96 ч посева на 12 хорошо культуры пластины. (C-G) Представитель изображения, показывающие, что масло красный O окрашенных NCADSCs от PAAT после адипогенной индукции. (C) Контроль (без индукции). (D) Первичные NCADSCs и (E) 3x-проходной NCADSCs после 10 дней белой адипогенной индукции. (F) Первичные NCADSCs и (G) 3x-проходной NCADSCs после 10 дней коричневого адипогенной индукции. (H) Статистические результаты нефти красной области окрашивания первичной и 3x проходной NCADSCs от PAAT после 8 дней адипогенной индукции. n No 6. Значения выражаются в виде среднего стандартного отклонения (SD). Шкала бар 50 мкм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 3: Характеристика белой и коричневой адипогенной индукции NCADSCs. ()Иммуноблот, показывающий уровни экспрессии адипоцитов конкретных белков (Перилипин, ППАРЗ, Cebp /) в белом адипогенически дифференцированных NCADSCs. (B) qRT-PCR результаты, показывающие индукцию адипоцитов конкретных генов, Cebp / , PPAR, Perilipin, Fabp4 в белом и коричневом адипогенически дифференцированных NCADSCs. (C) qRT-PCR результаты, показывающие индукцию коричневых адипоцитов конкретных генов, Pgc1 , UCP-1, PPAR, PRDM16 в белом и коричневом адипогенически дифференцированных NCADSCs. Уровни экспрессии были нормализованы по отношению к HPRT и измерялись методом Ct (кВ). Представительный результат n No 3 независимых экспериментов. Значения выражаются в виде среднего значения SD. Для сравнения между двумя группами использовался 2-хвостый студенческий t-тест. Злт; 0,05. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Дополнительный файл 1. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть этот файл (Право нажмите, чтобы скачать).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
В этом исследовании мы представляем надежный метод изоляции, культуры и адипогенной индукции NCADSCs, извлеченных из PVAT Wnt-1Cre Трансгенные мыши Rosa26RFP/', предназначенные для производства РППи ADSC. Предыдущие доклады показывают, что нет существенной разницы в выражении общих многопотентных мезенхимальных стволовых клеток (MSCs) маркеров в NCADSCs и не NCADSCs22, и что NCADSCs имеют большой потенциал, чтобы дифференцировать в адипоциты в пробирке15,22,23. Таким образом, НКАДСК, изолированные этим протоколом, должны быть пригодны для большинства исследований ADSC.
Преимущество нынешнего метода заключается в том, что присущий флуоресцентный репортер в трансгенных NCADSCs делает процесс изоляции простым и экономичным без необходимости в антителах или на основе зонда FACS, или магнитной активированной ячейки сортировки24. Кроме того, интенсивность флуоресценции RFP сильнее, чем FITC, что еще больше повышает эффективность FACS.
Ключом к этому протоколу является использование молодых мышей. Хотя старые и крупные мыши могут дать большее количество жировой ткани, доля NC-производных адипоцитов в PAAT уменьшается с возрастом, потому что NCCs в первую очередь способствовать раннему развитию PAAT15. Таким образом, адипогенный потенциал этих клеток снижается с возрастом. Основываясь на наших экспериментах, оптимальное время изоляции NCADSC у мышей составляет 4–8 недель.
Наш метод прост, практический, и может генерировать обильные ADSCs для изучения PVAT адипогенеза или липогенеза в пробирке, а также для тестирования новых препаратов против ожирения и сердечно-сосудистых заболеваний. Кроме того, NCADSCs Wnt-1Cre Мышей Rosa26RFP/' также может быть эффективной системой in vitro для других исследовательских областей. Тем не менее, остается несколько оговорок: во-первых, эти клетки более чувствительны и хрупки, чем увековеченные линии адипоцитов. Во-вторых, их высокий уровень распространения и адипогенная дифференциация противодействуют тому факту, что они, как правило, теряют свой адипогенный потенциал после максимум пяти проходов.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторам нечего раскрывать.
Acknowledgments
Национальная программа исследований и разбивки по естественным исследованиям Китая (2018YFC1312504), Национальный фонд естественных наук Китая (81970378, 81670360, 81870293) и Научно-техническое управление муниципалитета Шанхая (17411971000, 17140902402) предоставили средства для этого исследования .
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 4% PFA | BBI life sciences | E672002-0500 | Lot #: EC11FA0001 |
| Agarose | ABCONE (China) | A47902 | 1% working concentration |
| Anti-cebp/α | ABclonal | A0904 | 1:1000 working concentration |
| Anti-mouse IgG, HRP-linked | CST | 7076 | 1:5000 working concentration |
| Anti-perilipin | Abcam | AB61682 | 1 μg/mL working concentration; lot #: GR66486-54 |
| Anti-PPARy | SANTA CRUZ | sc-7273 | 0.2 μg/mL working concentration |
| Anti-rabbit IgG, HRP-linked | CST | 7074 | 1:5000 working concentration |
| Anti-β-Tubulin | CST | 2146 | 1:1000 working concentration |
| BSA | VWR life sciences | 0332-100G | 50 mg/mL working concentration; lot #: 0536C008 |
| Collagenase, Type I | Gibco | 17018029 | |
| Dexamethasone | Sigma-Aldrich | D4902 | 0.1 µM working concentration |
| Erythrocyte Lysis Buffer | Invitrogen | 00-4333 | |
| FBS | Corning | R35-076-CV | 50 mg/mL working concentration; lot #: R2040212FBS |
| HBSS | Gibco | 14025092 | |
| HDMEM | Gelifesciences | SH30243.01 | Lot #: AD20813268 |
| IBMX | Sigma-Aldrich | I7018 | 0.5 mM working concentration |
| Insulin | Sigma-Aldrich | I3536 | 1 μg/mL working concentration |
| Microsurgical forceps | Suzhou Mingren Medical Equipment Co.,Ltd. (China) | MR-F201A-1 | |
| Microsurgical scissor | Suzhou Mingren Medical Equipment Co.,Ltd. (China) | MR-H121A | |
| Oil Red O solution | Sigma-Aldrich | O1516 | 0.3% working concentration |
| PBS (Phosphate buffered saline) | ABCONE (China) | P41970 | |
| Penicillin-Streptomycin | Gibco | 15140122 | |
| PrimeScript RT reagent Kit | TAKARA | RR047A | Lot #: AK4802 |
| RNeasy kit | TAKARA | 9767 | Lot #: AHF1991D |
| Rosa26RFP/+ mice | JAX | No.007909 | C57BL/6 backgroud; male and female |
| Rosiglitazone | Sigma-Aldrich | R2408 | 1 μM working concentration |
| Standard forceps | Suzhou Mingren Medical Equipment Co.,Ltd. (China) | MR-F424 | |
| Surgical scissor | Suzhou Mingren Medical Equipment Co.,Ltd. (China) | MR-S231 | |
| SYBR Premix Ex Taq | TAKARA | RR420A | Lot #: AK9003 |
| Triiodothyronine | Sigma-Aldrich | T2877 | 10 nM working concentration |
| Wnt1-Cre+;PPARγflox/flox mice | JAX | No.009107 | C57BL/6 backgroud; male and female |
References
- Afshin, A., et al. Health Effects of Overweight and Obesity in 195 Countries over 25 Years. New England Journal of Medicine. 377 (1), 13-27 (2017).
- Brown, N. K., et al. Perivascular adipose tissue in vascular function and disease: a review of current research and animal models. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 34 (8), 1621-1630 (2014).
- Britton, K. A., et al. Prevalence, distribution, and risk factor correlates of high thoracic periaortic fat in the Framingham Heart Study. Journal of the American Heart Association. 1 (6), 004200 (2012).
- Police, S. B., Thatcher, S. E., Charnigo, R., Daugherty, A., Cassis, L. A. Obesity promotes inflammation in periaortic adipose tissue and angiotensin II-induced abdominal aortic aneurysm formation. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 29 (10), 1458-1464 (2009).
- Farmer, S. R.
- Aune, U. L., Ruiz, L., Kajimura, S. Isolation and differentiation of stromal vascular cells to beige/brite cells. Journal of Visualized Experiments. (73), e50191 (2013).
- Ruan, H., Zarnowski, M. J., Cushman, S. W., Lodish, H. F. Standard isolation of primary adipose cells from mouse epididymal fat pads induces inflammatory mediators and down-regulates adipocyte genes. Journal of Biological Chemistry. 278 (48), 47585-47593 (2003).
- Cinti, S. Between brown and white: novel aspects of adipocyte differentiation. Annals of Medicine. 43 (2), 104-115 (2011).
- Van Harmelen, V., Rohrig, K., Hauner, H. Comparison of proliferation and differentiation capacity of human adipocyte precursor cells from the omental and subcutaneous adipose tissue depot of obese subjects. Metabolism. 53 (5), 632-637 (2004).
- Rodeheffer, M. S., Birsoy, K., Friedman, J. M. Identification of white adipocyte progenitor cells in vivo. Cell. 135 (2), 240-249 (2008).
- Church, C. D., Berry, R., Rodeheffer, M. S. Isolation and study of adipocyte precursors. Methods in Enzymology. 537, 31-46 (2014).
- Chen, Y., et al. Isolation and Differentiation of Adipose-Derived Stem Cells from Porcine Subcutaneous Adipose Tissues. Journal of Visualized Experiments. (109), e53886 (2016).
- Ye, M., et al. Developmental and functional characteristics of the thoracic aorta perivascular adipocyte. Cellular and Molecular Life Sciences. 76 (4), 777-789 (2019).
- Medeiros, D. M. The evolution of the neural crest: new perspectives from lamprey and invertebrate neural crest-like cells. Wiley Interdisciplinary Reviews. Developmental Biology. 2 (1), 1-15 (2013).
- Fu, M., et al. Neural Crest Cells Differentiate Into Brown Adipocytes and Contribute to Periaortic Arch Adipose Tissue Formation. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. , (2019).
- Danielian, P. S., Muccino, D., Rowitch, D. H., Michael, S. K., McMahon, A. P. Modification of gene activity in mouse embryos in utero by a tamoxifen-inducible form of Cre recombinase. Current Biology. 8 (24), 1323-1326 (1998).
- Tamura, Y., et al. Neural crest-derived stem cells migrate and differentiate into cardiomyocytes after myocardial infarction. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 31 (3), 582-589 (2011).
- Madisen, L., et al. A robust and high-throughput Cre reporting and characterization system for the whole mouse brain. Nature Neuroscience. 13 (1), 133-140 (2010).
- Tan, P., Pepin, É, Lavoie, J. L. Mouse Adipose Tissue Collection and Processing for RNA Analysis. Journal of Visualized Experiments. (131), e57026 (2018).
- Basu, S., Campbell, H. M., Dittel, B. N., Ray, A. Purification of specific cell population by fluorescence activated cell sorting (FACS). Journal of Visualized Experiments. (41), e1546 (2010).
- Gupta, R. K., et al. Zfp423 expression identifies committed preadipocytes and localizes to adipose endothelial and perivascular cells. Cell Metabolism. 15 (2), 230-239 (2012).
- Sowa, Y., et al. Adipose stromal cells contain phenotypically distinct adipogenic progenitors derived from neural crest. PLoS One. 8 (12), 84206 (2013).
- Billo, N., et al. The generation of adipocytes by the neural crest. Development. 134 (12), 2283-2292 (2007).
- Thelen, K., Ayala-Lopez, N., Watts, S. W., Contreras, G. A. Expansion and Adipogenesis Induction of Adipocyte Progenitors from Perivascular Adipose Tissue Isolated by Magnetic Activated Cell Sorting. Journal of Visualized Experiments. (124), e55818 (2017).
