Summary
Wir präsentieren ein Protokoll zur Isolierung, Kultur und adipogene Induktion von neuronalen Kamm abgeleiteten Adipose-abgeleiteten Stammzellen (NCADSCs) aus dem periaortischen Fettgewebe von Wnt-1 Cre+/-; Rosa26RFP/+ Mäuse. Die NCADSCs können eine leicht zugängliche Quelle von ADSCs zur Modellierung von Adipogenese oder Lipogenese in vitro sein.
Abstract
Eine übermäßige Menge an Fettgewebe, das die Blutgefäße umgibt (perivaskuläres Fettgewebe, auch bekannt als PVAT), ist mit einem hohen Risiko für Herz-Kreislauf-Erkrankungen verbunden. ADSCs, die aus verschiedenen Fettgeweben gewonnen wurden, weisen unterschiedliche Merkmale auf, und die von der PVAT sind nicht gut charakterisiert. In einer aktuellen Studie berichteten wir, dass einige ADSCs im periaortischen Bogenfettgewebe (PAAT) von den neuralen Kammzellen (NCCs) abstammen, einer vorübergehenden Population von Zugzellen, die aus dem Ektoderm stammen.
In diesem Beitrag beschreiben wir ein Protokoll zur Isolierung von rotem fluoreszierendem Protein (RFP)-markierten NCCs aus dem PAAT von Wnt-1 Cre+/-; Rosa26RFP/+ Mäuse und induzieren ihre adipogene Differenzierung in vitro. Kurz gesagt, die stromale Gefäßfraktion (SVF) wird enzymatisch vom PAAT getrennt, und die rFP+ neuronalen Kamm abgeleiteten ADSCs (NCADSCs) werden durch fluoreszaktivierte Zellsortierung (FACS) isoliert. Die NCADSCs unterscheiden sich sowohl in braune als auch in weiße Adipozyten, können kryokonserviert werden und behalten ihr adipogenes Potenzial für 3–5 Passagen. Unser Protokoll kann reichlich ADSCs aus dem PVAT zur Modellierung der PVAT-Adipogenese oder Lipogenese in vitro generieren. Somit können diese NCADSCs ein wertvolles System zur Untersuchung der molekularen Schalter bieten, die an der PVAT-Differenzierung beteiligt sind.
Introduction
Die Prävalenz von Adipositas nimmt weltweit zu, was das Risiko für verwandte chronische Krankheiten, einschließlich Herz-Kreislauf-Erkrankungen und Diabetes1erhöht. PVAT umgibt Blutgefäße und ist eine wichtige Quelle für endokrine und parakrine Faktoren, die an der Vaskulaturfunktion beteiligt sind. Klinische Studien zeigen, dass ein hoher PVAT-Gehalt ein unabhängiger Risikofaktor für Herz-Kreislauf-Erkrankungenist 2,3, und seine pathologische Funktion hängt vom Phänotyp der konstituierenden adipose-abgeleiteten Stammzellen (ADSCs)4ab.
Obwohl ADSC-Zelllinien wie die murinen 3T3-L1, 3T3-F442A und OP9 nützliche zelluläre Modelle sind, um Adipogenese oder Lipogenese5zu untersuchen, unterscheiden sich die regulatorischen Mechanismen für die Adipogenese zwischen Zelllinien und Primärzellen. Die ADSCs in der stromalen Vaskulären Zellfraktion (SVF) isoliert direkt aus Fettgewebeund und induziert, um in Adipozyten zu differenzieren höchstwahrscheinlich rekapitulieren in vivo Adipogenese und Lipogenese6. Die Fragilität, der Auftrieb und die Größenunterschiede und Immunphenotypen der ADSCs machen ihre direkte Isolation jedoch schwierig. Darüber hinaus können die verschiedenen Isolationsverfahren auch den Phänotyp und die adipogene Potenzialfähigkeit dieser Zellen7erheblich beeinflussen, wodurch die Notwendigkeit eines Protokolls betont wird, das die ADSC-Integrität beibehält.
Adipose-Gewebe wird in der Regel entweder als das morphologisch und funktionell ausgeprägte weiße Fettgewebe (WAT) oder das braune Fettgewebe (BAT)8klassifiziert, das unterschiedliche ADSCs9beherbergt. Während ADSCs, die aus perigonadalen und leistensubkutanen WATs isoliert sind, in früheren Studien9,10,11,12gekennzeichnet wurden, ist weniger in Bezug auf die ADSCs aus PVAT bekannt, die hauptsächlich aus BAT13bestehen.
In einer aktuellen Studie fanden wir heraus, dass ein Teil der gebietsansässigen ADSCs im periaortischen Arch-Fettgewebe (PAAT) aus neuronalen Kammzellen (NCCs) abgeleitet wird, einer vorübergehenden Population von wandernden Vorläuferzellen, die aus dem Ektoderm14,15stammen. Wnt1-Cre transgene Mäuse wurden zur Verfolgung der Entwicklung von neuronalen Kammzellen16,17verwendet. Wir kreuzten Wnt1-Cre+ Mäuse mit Rosa26RFP/+ Mäusen, um Wnt-1 Cre+/-zu erzeugen; Rosa26RFP/+ Mäuse, bei denen NCCs und ihre Nachkommen mit rotem fluoreszierendem Protein (RFP) gekennzeichnet sind und leicht in vivo und in vitro15nachverfolgt werden können. Hier beschreiben wir eine Methode zur Isolierung von neuronalen Kamm abgeleiteten ADSCs (NC-abgeleitete ADSCs oder NCADSCs) von Maus-PAAT und induzieren die NCADSCs, sich in weiße Adipozyten oder braune Adipozyten zu differenzieren.
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Protocol
Das Tierprotokoll wurde vom Animal Care Committee der Shanghai Jiao Tong University überprüft und genehmigt.
1. Erzeugung von Wnt-1 Cre+/-; Rosa26RFP/+ Mäuse
- Kreuz Wnt-1 Cre+/- Mäuse16 mit Rosa26RFP/+ Mäuse18, um Wnt-1 Cre zu erzeugen+/-; Rosa26RFP/+ Mäuse. Hausmäuse unter einem 12 h Licht/Dunkel-Zyklus in einer pathogenfreien Anlage bei 25 °C und 45% Luftfeuchtigkeit, bis sie 4–8 Wochen alt sind.
2. Zerlegung der PAAT
HINWEIS: Siehe Abbildung 1.
- Sterilisieren Sie alle chirurgischen Werkzeuge (z. B. chirurgische Schere, Standardzange und mikrochirurgische Schere und Zange) durch Autoklavieren bei 121 °C für 30 min.
- Bereiten Sie das Verdauungsmedium vor (High Glucose Dulbecco es Modified Eagle Medium [HDMEM] mit 2 mg/ml Kollagennase Typ I). Bereiten Sie das Kulturmedium vor (HDMEM enthält 10% fetales Rinderserum [FBS] und 1% v/v Penicillin-Streptomycin [PS]). Sterilisieren Sie vor Gebrauch mit einem 0,22 m Spritzenfilter.
- Sterilisieren Sie die Zellkulturreagenzien gegebenenfalls mit UV, Ethanol, Filtration oder Dampf.
- Bereiten Sie eine Petrischale mit Hanks' Balanced Saline Solution (HBSS) und ein 15 ml kegelförmiges Rohr mit 10 ml HBSS, ergänzt mit 1% v/v PS-Lösung, vor. Halten Sie beide auf Eis.
- Anästhetisieren Sie die Mäuse15 mit Isofluran und Opfer durch zervikale Dislokation. Tauchen Sie die Körper in einen Becher gefüllt mit 75% Alkohol (200 ml) für 5 min, um die Hautoberfläche zu sterilisieren.
- Schnippen und trennen Sie die Haut auf dem Bauch und schneiden Sie entlang der ventralen Mittellinie vom Becken bis zum Hals. Öffnen Sie den Bauch und bewegen Sie die Leber, um das Zwerchfell19auszusetzen.
- Schneiden Sie das Zwerchfell und die Rippen auf beiden Seiten der Mittellinie und belichten Sie das Herz und die Lunge, indem Sie die Rippen zurückschälen.
- Entfernen Sie die Lunge und Thymus und extrahieren Sie die PAAT zusammen mit der Aorta und Herz.
- Schneiden Sie die Aorta an der Aortenwurzel ab, um das Herz zu entfernen. Machen Sie einen Schnitt zwischen dem Aortenbogen und absteigenden Aorta und trennen Sie sorgfältig das Fettgewebe, das beide Strukturen und die linken und rechten gemeinsamen Karotisarterien von der hinteren Brustwand umgibt. Übertragen Sie das Gewebe in den eiskalten HBSS-Puffer in der Petrischale.
- Mit sterilen Zangen möglichst viel von der Gefäßisation (z.B. Aorta, gemeine Karotisarterien und andere kleine Gefäße) und Faszien entfernen und das Fettgewebe in die 2 mL Eppendorf-Röhren übertragen, die 0,5 ml eiskalten HBSS-Puffer auf Eis enthalten.
3. Isolierung des SVF
Sammeln Sie das PAAT von 5-6 Mäusen in einem 2 ml Mikrozentrifugenrohr mit 1 ml frisch zubereitetem Verdauungsmedium und zerkleinern Sie das Gewebe mit einer chirurgischen Schere in einem Eppendorfer Rohr bei Raumtemperatur (RT).
- Die Mischung in 50 ml-Rohre mit 9 ml des Verdauungsmediums übertragen. Homogenisieren Sie das Gewebe, indem Sie mit einer 1 ml Pipette 10x nach oben und unten pfeifen.
- Inkubieren Sie die Rohre bei 37 °C mit konstantem Schütteln bei 100 U/min für 30–45 min und überprüfen Sie alle 5–10 min, um eine Überverdauung zu verhindern. Dies ist entscheidend für die Verbesserung der Zelllebensfähigkeit und Ausbeute.
HINWEIS: Eine gute Gewebeverdauung führt zu einem homogenen, hellgelben Fettgewebe, das mit bloßem Auge sichtbar ist, wenn das Rohr sanft gewirbelt wird. - Beenden Sie die Verdauung, indem Sie 5 ml HDMEM mit 10% FBS und 1% v/v PS bei RT hinzufügen und durch Pipettieren gut mischen.
- Zentrifugieren Sie die Zellsuspension bei 500 x g für 5 min bei RT. Der SVF wird als bräunliches Pellet sichtbar sein. Sorgsam die schwimmenden Adipozyten ansaugen und den restlichen Überstand dekantieren, ohne den SVF zu stören. Lösen Sie das SVF-Pellet in 10 ml Kulturmedium auf und filtern Sie es durch ein 70 m Zellsieb.
- Zentrifugieren Sie die Zellsuspension bei 500 x g für 5 min, entfernen Sie den Überstand und setzen Sie das Pellet in 5 ml Erythrozytenlysepuffer in einem 15 ml konischen Rohr für 10 min bei RT sanft wieder auf.
- Beenden Sie die Reaktion, indem Sie 10 ml 1x PBS hinzufügen, die 1% FBS enthalten. Zentrifugieren Sie die Zellsuspension bei 500 x g für 5 min bei 4 °C, entfernen Sie den Überstand und setzen Sie das Pellet in 10 ml 1x PBS mit 1% FBS wieder auf.
- Zentrifugieren Sie die Zellen bei 500 x g für 5 min bei 4 °C wieder. Entfernen Sie den Überstand und setzen Sie das Pellet in 5 ml Kulturmedium in einem 15 ml konischen Rohr bei 4 °C wieder auf.
- Nach einer letzten Zentrifugationsrunde (500 x g für 5 min bei 4 °C) die pelletierten Zellen in 5 ml FACS-Puffer (PBS mit 10% FBS, 100 Einheiten/ml DNA I und 1% v/v PS) auf Eis wieder aufesetzen und die Zellen mit einem Hämozytometer zählen.
4. Isolierung von NCADSCs durch FACS
- Richten Sie den Zellensortierer gemäß der Bedienungsanleitung ein und optimieren Sie ihn. Wählen Sie die 100-mm-Düse, sterilisieren Sie die Sammelrohre, installieren Sie das erforderliche Sammelgerät und richten Sie die Seitenströme20ein.
- Zum Sortieren von RFP+ Zellen werden ein 561 nm gelb/grüner Laser und ein optischer Filter 579/16 empfohlen. Führen Sie die Kompensation mit der Negativsteuerung und den eingefärbten Positivsteuerungen aus. Siehe Abbildung 2A für das Gating-Schema.
- Filtern Sie die Zellen durch ein 40-m-Sieb, Zentrifuge bei 500 x g für 5 min, und suspendieren Sie die Zellen in 2 ml FACS-Puffer mit einer Dichte von 0,5–1 x 107/ml. Übertragen Sie die Zellen auf klar beschriftete 5 ml runde untere Polystyrolröhren und laden Sie sie in den Sortierer.
- Führen Sie das versuchsweise Probenrohr bei 4 °C aus, schalten Sie die Umlenkplatten ein und sortieren Sie es in ein 15 ml konisches Rohr, das mit RPMI vorbeschichtet ist und 1% FBS und 1% v/v PS enthält.
HINWEIS: Schützen Sie die Proben vor starkem Licht, um das Ablöschen von RFP zu minimieren.
5. Kultur der NCADSCs
- Die sortierten Zellen mit einer Dichte von 5.000Zellen/cm2 in einer 12 Brunnenkulturplatte in einem kompletten Kulturmedium aufsieben und bei 37 °C in feuchter Atmosphäre mit 5%CO2 für 20–24 h inkubieren.
- Entfernen Sie das Kulturmedium, waschen Sie die Zellen mit vorgewärmten (37 °C) PBS, um Zellablagerungen zu entfernen und frisches Kulturmedium hinzuzufügen.
- Sobald die Zellen 80–90% konfluent sind, verdauen Sie die Monoschicht mit einer 0,25% Trypsin-EDTA-Lösung bei 37 °C in einem Inkubator für 3–5 min und neutralisieren sie mit 2 ml Kulturmedium.
- Zentrifugieren Sie die geernteten Zellen für 15 min bei 250 x g bei RT, entfernen Sie den Überstand und setzen Sie die Zellen in 1 ml Kulturmedium wieder aus. Zählen Sie die Zellen mit einem Hämozytometer.
- Säen Sie die Zellen in einer 12 Brunnenkulturplatte mit einer Dichte von 5.000 Zellen/cm2.
- Die verbleibenden Zellen im Kulturmedium, die 10% DMSO enthalten, wieder aufhängen und in flüssigem Stickstoff lagern.
6. Adipogene Induktion von NCADSCs
- Induzieren Sie adipogene Differenzierung der NCADSCs bei 80–90% Konfluenz und Standardkulturbedingungen21.
- Bei brauner adipogenic Induktion werden zunächst die kultivierten Zellen mit braunem adipogenem Induktionsmedium (HDMEM, 10% FBS, 1% v/v PS, 0,5 mM/L IBMX, 0,1 m/L Dexamethason, 1 M/L Rosiglitazon, 10 nmol/L Triiodothyronin und 1 g/ml Insulin) für 2 Tage behandelt. Waschen Sie die Zellen mit PBS 2x und ersetzen Sie sie durch frisches Medium (HDMEM, 10% FBS, 1% v/v PS, 1 M/L Rosiglitazon, 10 nmol/L Triiodothyronin und 1 g/ml Insulin). Ändern Sie dieses Medium alle 2 Tage für insgesamt 3–5x.
- Bei weißer adipogenic Induktion behandeln Sie zunächst die Zellen mit weißem adipogenem Induktionsmedium (HDMEM, 10% FBS, 1% v/v PS, 0,5 mM/L IBMX, 0,1 M/L Dexamethason und 1 g/ml Insulin) für 2 Tage. Waschen Sie die Zellen mit PBS 2x und ersetzen Sie sie durch frisches Medium (HDMEM, 10% FBS, 1% v/v PS und 1 g/ml Insulin). Ändern Sie dieses Medium alle 2 Tage für insgesamt 3-5x.
- Analysieren Sie die adipogenen Zellen je nach Bedarf.
HINWEIS: Seien Sie sanft beim Waschen der Zellen mit PBS. Differenzierte Adipozyten können leicht weggewaschen werden.
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Representative Results
Mit dem oben beschriebenen Protokoll erhielten wir 0,5–1,0 x 106 ADSCs von 5–6 Wnt-1 Cre+/-; Rosa26RFP/+ Mäuse (48 Wochen alt, männlich oder weiblich).
Das Flussdiagramm der SAMMLUNG von PAAT von Mäusen ist in Abbildung 1dargestellt. Die Morphologie der NCADSCs ähnelte dem ADSC von anderen Mäusen Fettgewebe. Die kultivierten NCADSCs erreichten nach 7–8 Tagen Kultur 80–90 % Konfluenz, und die NCADSCs hatten eine erweiterte fibroblastenartige Morphologie (Abbildung 2B,C).
Um weiter zu bestätigen, dass NCADSCs ein adipogenes Potenzial hatten, wurde eine Differenzierung der NCADSCs in weiße oder braune Adipozyten induziert. Ölrote Färbung wurde verwendet, um die reifen Adipozyten zu erkennen (Abbildung 2). Die NCADSCs wiesen ein starkes adipogenes Potenzial sowohl für weiße als auch für braune Adipozyten nach der Induktion auf. Reife Adipozyten wurden nach 8 Tagen weißer oder brauner adipogenicr Induktion beobachtet, wobei über 60% der NCADSCs eine adipogene Differenzierung zeigten (Abbildung 2D,F,H). Die Verlängerung der adipogenen Induktionszeit verbesserte die Ernterate von reifen Adipozyten (Daten nicht dargestellt). NCADSCs hatten das adipogene Potenzial nach der Passierung stark reduziert (Abbildung 2E,G,H).
Immunoblotting und quantitative Echtzeit-PCR (qRT-PCR) (siehe Ergänzungsdatei 1 für verwendete Primer) bewiesen, dass die Expressionskonzentrationen von adipozytenspezifischen relativen Proteinen und Genen (Perilipin, PPAR, Cebp/A) in den adipogen differenzierten NCADSCs nach 8 Tagen weißer adipogenicer Induktion signifikant angestiegen sind (Abbildung 3A,B). Die qRT-PCR-Ergebnisse zeigten, dass die Induktion von adipozytenspezifischen Genen (Perilipin, PPAR, Cebp/A) und braunen Adipozyten-spezifischen Genen (Pgc1, UCP-1, PPAR, PRDM16) in 8 Tagen brauner adipogener Induktion von NCADSCs signifikant zunahm(Abbildung 3B,C,D).
Abbildung 1: Flussdiagramm der Sammlung von PAAT von Mäusen. (A) Anästhesisieren und opfern die Wnt-1 Cre+/-; Rosa26RFP/+ Mäuse und führen Längsschnitt der Maus Herz und Lunge aus; (B) Entfernen Sie die Lunge und den Thymus; (C) Belichten Sie PAAT, Aortabogen und Herz; (D) Entfernen Sie PVAT, Aorta und Herz in vorgekühlten HBSS-Puffer; (E) PAAT ernten und in vorgekühlten HBSS-Puffer übertragen. H = Herz; AA = Aortabogen; T = Thymus; L = Lunge. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 2: Adipogene Differenzierung von NCADSCs, die von PAAT isoliert sind. (A) Allgemeines Gatingschema zum Charakterisieren und Sortieren von NCADSCs (RFP)-Populationen. (B) Fluoreszenzmikroskopbilder zeigen, dass die NCADSCs nach 96 h Aussaat auf einer 12-Well-Kulturplatte haften und erweitert wurden. (C–G) Repräsentative Bilder, die zeigen, dass ölrote O-gefärbte NCADSCs von PAAT nach adipogener Induktion. (C) Steuerung (keine Induktion). (D) Primäre NCADSCs und (E) 3x-passaged NCADSCs nach 10 Tagen weißer adipogenicindtion. (F) Primäre NCADSCs und (G) 3x-passaged NCADSCs nach 10 Tagen brauner adipogenicr Induktion. (H) Statistische Ergebnisse der ölroten Färbefläche von primären und 3x durchdreten NCADSCs aus PAAT nach 8 Tagen adipogener Induktion. n = 6. Die Werte werden als Mittelwert ausgedrückt, Standardabweichung (SD). Maßstabsleiste = 50 m. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 3: Charakterisierung der weißen und braunen adipogenen Induktion von NCADSCs. (A) Immunoblot zeigt Expressionsniveaus von Adipozyten-spezifischen Proteinen (Perilipin, PPAR, Cebp/A) in den weißen adipogen differenzierten NCADSCs. (B) qRT-PCR-Ergebnisse, die die Induktion von adipozytenspezifischen Genen, Cebp/A, PPAR, Perilipin, Fabp4 in den weißen und braunen adipogen differenzierten NCADSCs zeigen. (C) qRT-PCR-Ergebnisse, die die Induktion brauner Adipozyten-spezifischer Gene, Pgc1, UCP-1, PPAR, PRDM16 in den weißen und braunen adipogen differenzierten NCADSCs zeigen. Die Expressionspegel wurden mit HPRT normalisiert und mit der Ct-Methode gemessen. Repräsentatives Ergebnis von n = 3 unabhängigen Experimenten. Für Vergleiche zwischen den beiden Gruppen wurde ein 2-schwinter Schüler-T-Test verwendet. *P < 0,05. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Ergänzende Datei 1. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei anzuzeigen (Rechtsklick zum Herunterladen).
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Discussion
In dieser Studie stellen wir eine zuverlässige Methode für die Isolierung, Kultur und adipogene Induktion von NCADSCs dar, die aus dem PVAT von Wnt-1 Cre+/-extrahiert wurden. Rosa26RFP/+ transgene Mäuse zur Herstellung von RFP+ ADSCs. Frühere Berichte zeigen, dass es keinen signifikanten Unterschied in der Expression von allgemeinen multipotenten mesenchymalen Stammzellen (MSCs) Markern in NCADSCs und Nicht-NCADSCs22gibt und dass NCADSCs ein starkes Potenzial haben, sich in Adipozyten in vitro15,22,23zu unterscheiden. Daher sollten die mit diesem Protokoll isolierten NCADSCs für die meisten ADSC-Studien geeignet sein.
Der Vorteil der vorliegenden Methode besteht darin, dass der inhärente Fluoreszenzreporter in den transgenen NCADSCs den Isolationsprozess einfach und wirtschaftlich macht, ohne Antikörper oder sondenbasiertes FACS oder magnetisch aktivierte Zellsortierung24zu benötigen. Darüber hinaus ist die Fluoreszenzintensität von RFP stärker als FITC, was die Effizienz des FACS weiter verbessert.
Der Schlüssel zu diesem Protokoll ist die Nutzung junger Mäuse. Obwohl ältere und größere Mäuse eine größere Menge an Fettgewebe liefern können, nimmt der Anteil der NC-abgeleiteten Adipozyten in der PAAT mit zunehmendem Alter ab, da die NCCs in erster Linie zur frühen Entwicklung von PAAT15beitragen. So nimmt das adipogene Potenzial dieser Zellen mit dem Alter ab. Basierend auf unseren Experimenten beträgt das optimale Zeitfenster für die NCADSC-Isolierung bei Mäusen 4–8 Wochen.
Unsere Methode ist einfach, praktisch und kann reichlich ADSCs für die Untersuchung von PVAT-Adipogenese oder Lipogenese in vitro und zum Testen neuartiger Medikamente gegen Fettleibigkeit und Herz-Kreislauf-Erkrankungen generieren. Darüber hinaus sind die NCADSCs von Wnt-1 Cre+/-; Rosa26RFP/+ Mäuse können auch ein effektives In-vitro-System für andere Forschungsbereiche sein. Es bleiben jedoch einige Vorbehalte bestehen: Erstens sind diese Zellen empfindlicher und zerbrechlicher als verewigte Adipozytenlinien. Zweitens wird ihrer hohen Proliferationsrate und der adipogenen Differenzierung durch die Tatsache entgegengewirkt, dass sie dazu neigen, ihr adipogenes Potenzial nach maximal fünf Passagen zu verlieren.
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Disclosures
Die Autoren haben nichts zu verraten.
Acknowledgments
National Key R&D Program of China (2018YFC1312504), National Natural Science Foundation of China (81970378, 81670360, 81870293) und Science and Technology Commission of Shanghai Municipality (17411971000, 17140902402) stellten die Mittel für diese Studie zur Verfügung. .
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 4% PFA | BBI life sciences | E672002-0500 | Lot #: EC11FA0001 |
| Agarose | ABCONE (China) | A47902 | 1% working concentration |
| Anti-cebp/α | ABclonal | A0904 | 1:1000 working concentration |
| Anti-mouse IgG, HRP-linked | CST | 7076 | 1:5000 working concentration |
| Anti-perilipin | Abcam | AB61682 | 1 μg/mL working concentration; lot #: GR66486-54 |
| Anti-PPARy | SANTA CRUZ | sc-7273 | 0.2 μg/mL working concentration |
| Anti-rabbit IgG, HRP-linked | CST | 7074 | 1:5000 working concentration |
| Anti-β-Tubulin | CST | 2146 | 1:1000 working concentration |
| BSA | VWR life sciences | 0332-100G | 50 mg/mL working concentration; lot #: 0536C008 |
| Collagenase, Type I | Gibco | 17018029 | |
| Dexamethasone | Sigma-Aldrich | D4902 | 0.1 µM working concentration |
| Erythrocyte Lysis Buffer | Invitrogen | 00-4333 | |
| FBS | Corning | R35-076-CV | 50 mg/mL working concentration; lot #: R2040212FBS |
| HBSS | Gibco | 14025092 | |
| HDMEM | Gelifesciences | SH30243.01 | Lot #: AD20813268 |
| IBMX | Sigma-Aldrich | I7018 | 0.5 mM working concentration |
| Insulin | Sigma-Aldrich | I3536 | 1 μg/mL working concentration |
| Microsurgical forceps | Suzhou Mingren Medical Equipment Co.,Ltd. (China) | MR-F201A-1 | |
| Microsurgical scissor | Suzhou Mingren Medical Equipment Co.,Ltd. (China) | MR-H121A | |
| Oil Red O solution | Sigma-Aldrich | O1516 | 0.3% working concentration |
| PBS (Phosphate buffered saline) | ABCONE (China) | P41970 | |
| Penicillin-Streptomycin | Gibco | 15140122 | |
| PrimeScript RT reagent Kit | TAKARA | RR047A | Lot #: AK4802 |
| RNeasy kit | TAKARA | 9767 | Lot #: AHF1991D |
| Rosa26RFP/+ mice | JAX | No.007909 | C57BL/6 backgroud; male and female |
| Rosiglitazone | Sigma-Aldrich | R2408 | 1 μM working concentration |
| Standard forceps | Suzhou Mingren Medical Equipment Co.,Ltd. (China) | MR-F424 | |
| Surgical scissor | Suzhou Mingren Medical Equipment Co.,Ltd. (China) | MR-S231 | |
| SYBR Premix Ex Taq | TAKARA | RR420A | Lot #: AK9003 |
| Triiodothyronine | Sigma-Aldrich | T2877 | 10 nM working concentration |
| Wnt1-Cre+;PPARγflox/flox mice | JAX | No.009107 | C57BL/6 backgroud; male and female |
References
- Afshin, A., et al. Health Effects of Overweight and Obesity in 195 Countries over 25 Years. New England Journal of Medicine. 377 (1), 13-27 (2017).
- Brown, N. K., et al. Perivascular adipose tissue in vascular function and disease: a review of current research and animal models. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 34 (8), 1621-1630 (2014).
- Britton, K. A., et al. Prevalence, distribution, and risk factor correlates of high thoracic periaortic fat in the Framingham Heart Study. Journal of the American Heart Association. 1 (6), 004200 (2012).
- Police, S. B., Thatcher, S. E., Charnigo, R., Daugherty, A., Cassis, L. A. Obesity promotes inflammation in periaortic adipose tissue and angiotensin II-induced abdominal aortic aneurysm formation. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 29 (10), 1458-1464 (2009).
- Farmer, S. R. Transcriptional control of adipocyte formation. Cell Metabolism. 4 (4), 263-273 (2006).
- Aune, U. L., Ruiz, L., Kajimura, S. Isolation and differentiation of stromal vascular cells to beige/brite cells. Journal of Visualized Experiments. (73), e50191 (2013).
- Ruan, H., Zarnowski, M. J., Cushman, S. W., Lodish, H. F. Standard isolation of primary adipose cells from mouse epididymal fat pads induces inflammatory mediators and down-regulates adipocyte genes. Journal of Biological Chemistry. 278 (48), 47585-47593 (2003).
- Cinti, S. Between brown and white: novel aspects of adipocyte differentiation. Annals of Medicine. 43 (2), 104-115 (2011).
- Van Harmelen, V., Rohrig, K., Hauner, H. Comparison of proliferation and differentiation capacity of human adipocyte precursor cells from the omental and subcutaneous adipose tissue depot of obese subjects. Metabolism. 53 (5), 632-637 (2004).
- Rodeheffer, M. S., Birsoy, K., Friedman, J. M. Identification of white adipocyte progenitor cells in vivo. Cell. 135 (2), 240-249 (2008).
- Church, C. D., Berry, R., Rodeheffer, M. S. Isolation and study of adipocyte precursors. Methods in Enzymology. 537, 31-46 (2014).
- Chen, Y., et al. Isolation and Differentiation of Adipose-Derived Stem Cells from Porcine Subcutaneous Adipose Tissues. Journal of Visualized Experiments. (109), e53886 (2016).
- Ye, M., et al. Developmental and functional characteristics of the thoracic aorta perivascular adipocyte. Cellular and Molecular Life Sciences. 76 (4), 777-789 (2019).
- Medeiros, D. M. The evolution of the neural crest: new perspectives from lamprey and invertebrate neural crest-like cells. Wiley Interdisciplinary Reviews. Developmental Biology. 2 (1), 1-15 (2013).
- Fu, M., et al. Neural Crest Cells Differentiate Into Brown Adipocytes and Contribute to Periaortic Arch Adipose Tissue Formation. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. , (2019).
- Danielian, P. S., Muccino, D., Rowitch, D. H., Michael, S. K., McMahon, A. P. Modification of gene activity in mouse embryos in utero by a tamoxifen-inducible form of Cre recombinase. Current Biology. 8 (24), 1323-1326 (1998).
- Tamura, Y., et al. Neural crest-derived stem cells migrate and differentiate into cardiomyocytes after myocardial infarction. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 31 (3), 582-589 (2011).
- Madisen, L., et al. A robust and high-throughput Cre reporting and characterization system for the whole mouse brain. Nature Neuroscience. 13 (1), 133-140 (2010).
- Tan, P., Pepin, É, Lavoie, J. L. Mouse Adipose Tissue Collection and Processing for RNA Analysis. Journal of Visualized Experiments. (131), e57026 (2018).
- Basu, S., Campbell, H. M., Dittel, B. N., Ray, A. Purification of specific cell population by fluorescence activated cell sorting (FACS). Journal of Visualized Experiments. (41), e1546 (2010).
- Gupta, R. K., et al. Zfp423 expression identifies committed preadipocytes and localizes to adipose endothelial and perivascular cells. Cell Metabolism. 15 (2), 230-239 (2012).
- Sowa, Y., et al. Adipose stromal cells contain phenotypically distinct adipogenic progenitors derived from neural crest. PLoS One. 8 (12), 84206 (2013).
- Billo, N., et al. The generation of adipocytes by the neural crest. Development. 134 (12), 2283-2292 (2007).
- Thelen, K., Ayala-Lopez, N., Watts, S. W., Contreras, G. A. Expansion and Adipogenesis Induction of Adipocyte Progenitors from Perivascular Adipose Tissue Isolated by Magnetic Activated Cell Sorting. Journal of Visualized Experiments. (124), e55818 (2017).
