Summary
여기에서, 우리는 기능적으로 환자에 있는 Ommaya 저수지를 닮은 murine xenograft 모형을 기술합니다. 우리는 보편적으로 치명적인 렙토멘닝에 대한 새로운 치료법을 연구하기 위해 뮤린 옴마야를 개발했습니다.
Abstract
렙토메닝게아 질환(LMD)은 뇌척수액(CSF)에 대한 중추신경계(CNS) 전이의 드문 유형이다. LMD를 일으키는 원인이 되는 일반적인 암은 유방암과 폐암 및 흑색종입니다. LMD로 진단된 환자는 아주 가난한 예후가 있고 일반적으로 단지 몇 주 또는 달 동안 살아남습니다. LMD에 대한 전신 치료의 효능의 부족에 대한 한 가지 가능한 이유는 choroid 신경총 전체에 걸쳐 온전하고 상대적으로 불투과성 혈액 뇌 장벽 (BBB) 또는 혈액 -CSF 장벽 때문에 CSF에서 약물의 치료적으로 효과적인 농도를 달성하지 못했기 때문입니다. 따라서 약물 내외 또는 정맥내 투여는 이러한 장벽을 극복할 수 있습니다. 이 그룹은 만성적으로 치료제(즉, 약물, 항체 및 세포 요법)의 효과적인 전달을 허용하는 모델을 개발하여 CSF의 약물 농도 및 표적 변조를 결정하기 위해 CSF의 반복샘플링(종양 미세환경이 마우스에서 표적화될 때). 이 모델은 임상적으로 사용되는 자기 공명 영상 호환 옴마야 저수지와 동등한 뮤린입니다. 두개골에 부착된 이 모델은 "뮤린 옴마야"로 지정되었습니다. 개념의 치료 증거로서, 인간 표피 성장 인자 수용체 2 항체(clone 7.16.4)는 인간 표피 성장 인자 수용체 2 양성 유방암으로부터 LMD로 마우스를 치료하기 위해 뮤린 옴마야를 통해 CSF로 전달되었다. Murine Ommaya는 소형 액세스 포트를 사용하여 약물 전달의 효율성을 높이고 과도한 약물의 낭비를 방지합니다. 분자 및 면역 학적 연구를위한 CSF 샘플링을 방해하지 않습니다. Murine Ommaya는 LMD의 실험 모델에서 새로운 치료법을 테스트하는 데 유용합니다.
Introduction
렙토멘닝게아 질환(LMD)은 종양 세포가 CSF에 액세스하여 뇌와 척수1의표면에 침투하는 CNS의 공격적인 후기 전이이다. LMD를 일으키는 원인이 되는 일반적인 암은 흑색종2뿐만아니라 유방과 폐의 그(것)들을 포함합니다. LMD는 두통, 두개골 신경 마비, 뻣뻣한 목 및 방사형병증과 같은 신경학적 증상과 징후의 숫자를 초래합니다. LMD를 가진 환자를 위한 예후는 일반적으로 아주 가난합니다 (평균 생존은 주에 측정됩니다) 보편적으로 치명적인3,4,5,6,7. 수술, 방사선 및 전신 화학 요법으로 치료하는 것은 완화됩니다. LMD를 위한 전신 치료는 choroid 신경총1을가로질러 온전한 BBB 또는 혈액-CSF 장벽을 통해 CSF로의 부적당한 약 침투 때문에 실패할 수 있습니다.
따라서, CSF에 직접 암 치료제(예를 들어, 약물 및 검사점 억제제 및 세포 요법을 포함하는 항체 기반 치료)를 투여하면 이러한 한계를 극복할 수있다 8. 환자에게서 CSF에 접근하고 샘플링하는 것은 두피 아래에 이식되는 Ommaya 저수지를 통해 가능합니다. 이 장치는 암 제제(예를 들어, 메토트렉세이트 및 트라스투주맙)의 투여뿐만 아니라 진단 연구를 위한 CSF의 샘플링(예를 들어, LMD의 세포학적 진단이 치료에 대한 반응을 모니터링함)을 척추 탭을 수행하지 않고 투여할 수 있도록 합니다. 뮤린 옴마야 저수지는 임상적으로 사용되는 저수지를 모방하도록 설계되었습니다. 저수지는 액세스 포트 및 스페이서 부품의 조립과 마우스 캐닝 기술의 수정을 필요로하며, 이를 통해 장치는 약물 연구 기간 동안 영구적으로 그대로 유지될 수 있습니다. 이 장치는 "뮤린 옴마야"로 지정되었습니다.
빈번한 주사9에 대한 튜브 및 연속 주입의 빈 공간을 미리 채우기 위해 과도한 액체 부피를 준비해야하는 삼투성 주입 펌프 기술과는달리,Murine Ommaya는 약물 용액의 낭비를 최소화합니다. 해밀턴 주사기, 소형 액세스 포트 및 자동 인젝터를 사용하여 소량(3-7 μL)으로 주어진 시간에 여러 번의 치료 용량을 CSF로 효과적으로 투여할 수 있습니다. 실시간으로, LMD에 대하여 시험 약의 효험은 화상 진찰에 의해 결정될 수 있습니다. 이 접근법을 사용하여, 다양한 화학요법, 항체 및 세포 면역 요법 (단일 또는 결합 된 에이전트로)은 환자를 위한 합리적 치료 전략으로 생체 내 발견을 번역하기 위해 LMD에 대해 테스트 할 수 있습니다. LMD의 환자 유래 제노이식(PDX) 모델에 대한 이미징 용량을 더욱 향상시키기 위해 제조업체와 협력하여 조립이 필요 없고 사용할 준비가 된 Murine Ommaya의 자기 공명 영상(MRI) 호환 버전을 개발하기 위한 협력이 수행되었습니다. MRI 기능은 특히 CSF의 순환 종양 세포(CtC)의 양이 제한 인자이며 CTC 의 사전 라벨링이 불가능한 PDX 모델에 유용합니다.
이 백서는 LMD로 마우스를 렌더링하기 위해 CTC를 주입하는 것으로 시작하는 자세한 프로토콜을 설명합니다. 뮤린 옴마야는 수술로 이식되고, 뮤린 옴마야를 통해 다중 약물 치료 단계가 수행됩니다. 데모를 위한 개념의 증거로서, 생체 내 나란히 비교가 수행되었으며, 이 때 뮤린 인간 표피 성장 인자 수용체 2(Her2) 항체는 클론 7.16.4(trastuzumab의 인간 동등한)가전달되었다. 항체는 뮤린 옴마야 (직접 표적 또는 장내 치료)를 통해 또는 복막 주사 (전신 요법)를 통해 Her2+ 유방암 세포를 표적으로 합니다. 결과는 직접 적인 내트라테칼 면역 요법을 수신한 LMD를 가진 마우스가 체계적으로 동일 치료로 취급된 그 보다는 현저하게 더 오래 살았다는 것을 보여주었습니다. 뮤린 옴마야를 통해 치료된 마우스의 CNS 전이는 치료의 세 번째 주 중 세 번째 투여량에 의해 거의 완전히 회귀하여 전반적인 생존을 향상시켰습니다.
Protocol
프로토콜은 사우스 플로리다 대학 기관 동물 관리 및 사용위원회 (IS00005974)에 의해 승인되었다.
1. 마우스 LMD 모델을 생성하기 위해 CF에 CtC를 주입
- CtC 준비
- 주입에 필요한 CtC수를 계산하고, 멸균 인산염 완충식식염(PBS)에서 1.0 × 104 세포/μL에서 단일 셀 서스펜션을 준비한다. 세포 현탁액을 얼음 에 놓거나 시술 내내 4 °C로 놓습니다.
참고: 트립시니화를 필요로 하는 세포주를 사용하는 경우, 살균 PBS로 세포를 두 번 세척하여 트립신을 제거하십시오. 혈전계 또는 자동화된 셀 카운터를 사용하여 셀 수를 수행합니다. 큰 코호트 (>50 마우스)가 사용되는 경우, 세포를 재검표하고 세포의 일관된 수를 보장하기 위해 주사 사이의 세포 생존가능성을 검증 마우스 당 투여.
- 주입에 필요한 CtC수를 계산하고, 멸균 인산염 완충식식염(PBS)에서 1.0 × 104 세포/μL에서 단일 셀 서스펜션을 준비한다. 세포 현탁액을 얼음 에 놓거나 시술 내내 4 °C로 놓습니다.
- 외과 전 수술
- 1 mg/kg buprenorphine 지속 방출 (Bup-SR)로 마우스를 피하로 주입하십시오.
참고: 제안된 절개 영역을 주입하지 마십시오. 사포에서 멀리 떨어진 주사 부위를 선택하십시오. - 마우스를 2-3%로 마취하여 오른쪽 반사의 징후가 보이지 않을 때까지 이소플루란으로 마취합니다. 또한, 마취 상태를 확인하기 위해 꼬리 및/ 또는 발 핀치 반사를 확인하십시오.
- 수술 영역에서 멀리 떨어진 위치에서 수술을 위해 마우스를 준비합니다. 외과 부위(즉, 두개골의 등쪽 표면)를 절개 부위를 오염시키는 데 모피를 유지하기에 충분한 국경 영역을 가진 클립; 그런 다음, 발거 피부 방부제로 사이트를 포화시키고, 부지 의 중심에서 주변까지 작업한 다음 건조할 수 있습니다. 멸균 드레이프 또는 멸균 접착제 지원 플라스틱 커튼 소재를 적용하여 수술 부위를 오염으로부터 보호합니다.
참고: 악기는 사전에 자동 으로 사용되어야 하며 유리 비드 멸균기를 사용하여 동물 간에 다시 멸균된 팁이 있습니다. - 머리의 전체 복부 표면의 털을 면도하고 멸균 기술을 사용하여 피부를 준비합니다.
- 스테레오전술 장치의 수정된 L자형 코 콘으로 코를 배치하여, nares가 명확하고 개방된 상태를 유지하도록 합니다. 두 피네의 복부 표면에 테이프를 사용하여 피부를 부드럽게 당겨 코 콘에 고정하고 한 번 고정되면 약 90 ° 각도로 목을 구부립니다. 마취를 유지하기 위해 1.5 %의 이소플루란을 투여하십시오.
참고: 적절한 위치 지정으로 인해 절개 부위가 표시되어 후두 뼈의 코달 능선을 쉽게 식별할 수 있습니다. - 척추가 시스테나 마그나와 함께 수평을 유지하고 꼬리에 약간의 견인력을 바르면서 꼬리 베이스에 테이프를 놓아 고정하십시오.
- 1 mg/kg buprenorphine 지속 방출 (Bup-SR)로 마우스를 피하로 주입하십시오.
- 외과 시스테나 마그나 주사
- 목이 완전히 확장되고 피네 사이를 시작하면 외과 가위 팁을 후두 뼈를 가로 질러 약간의 압력으로 아래쪽으로 실행하십시오.
참고 : 이 중간 위치에있는 동안, 가위 팁은 시스테나 마그나 (cisterna magna)를 통해 오목한 지역에 담그면 작은 우울증이 눈에 띈다. - 만지작한 굴착성 바로 위에 작은 3-5mm 미드라인 절개를 만듭니다. 셀 서스펜션5μL을 1.0× 10 4세포/μL(총 5.0× 104세포)에서 30G 해밀턴 주사기로 그립니다.
- 1-2mm 팁이 있는 무딘 팁의 퍼프를 사용하여 시스테나 마그나를 부드럽게 누릅니다. 닫힌 위치에 팁을 소개하고 듀라에 하향 압력을 가하면서 열어 보십시오.
- 반복 무딘 해부는 dural 막이 쉽게 식별 될 때까지 이전 단계에서 설명, 관련 혈관은 노출 된 지역에서 볼 수 있습니다.
참고: 결과 주입 창은 바늘 삽입 도중 혈관이 손상되지 않았는지 확인합니다. - 주변 근육을 후퇴시키기 위해 포셉을 열어 두면서, 듀라 아래에 30 G 비 코링 바늘을 도입하여 경사를 시각화합니다. 바늘이 벨 자체를 넘어서만 도입되도록 하십시오. 주사기 플런저를 천천히 배치하고 듀라 바로 아래에 셀을 전달합니다.
- 제대로 듀라 아래에 주사를 관찰하는 bevel을 배치합니다. 신중하게 기술을 관리하고, 멤브레인의 손상을 방지하고 최소한의 누출을 보장하기 위해 30 G 비 코링 바늘을 사용합니다. 누출이 지적되면 면기울어로 부드러운 압력을 가하십시오.
- 상처 클립이나 피부 접착제의 마이크로 드롭을 적용하여 피부를 닫습니다. 주사가 성공적으로 수행되면 마우스가 따뜻한 담요에 마취에서 회복하여 흉골 위치를 유지하고 의도적 인 움직임을 입증 할 때까지 지속적으로 관찰하십시오.
- 첫 주 동안 수술 후 매일 마우스를 모니터링하십시오. 마우스가 통증이나 고통에 있는 것처럼 보이는 경우에, 수의 상담 및 지시에 따라 5 일 동안 12 에서 24 시간마다 한 번 10 mg/kg 피하 주사로 취급하십시오. 마우스가 다음 단계로 진행하기 전에 적어도 48 에서 72 시간 동안 그들을 복구하고 모니터링 할 수 있습니다.
참고: Bup-SR은 선제적으로 제공되므로 최대 72시간까지 지속되므로 추가 진통제가 필요하지 않습니다. 그러나 동물은 필요에 따라 추가 진통을 제공합니다 (무기력한 경우, 먹지 않는, 주름이 있습니다). 수술 부위가 수술 후 감염의 징후를 개발하는 경우 (즉, 발적, 붓기, 부드러움, 알로디니아, 과민증, hyperpathia, 또는 suppuration), 또는 마우스가 영향을받는 영역을 지키고있는 경우, 마우스를 안락사. 암세포가 CSF에 성공적으로 주입되는 경우, LMD 및 종양 진행은 1 또는 2 주 이내에 CNS에서 개발될 것입니다 (사용되는 CTC 또는 세포주 유형에 따라 다름)(그림 1).
- 목이 완전히 확장되고 피네 사이를 시작하면 외과 가위 팁을 후두 뼈를 가로 질러 약간의 압력으로 아래쪽으로 실행하십시오.
2. 뮤린 옴마야 조립 및 이식
- 역 의 준비
- 스테이션 표면을 소독합니다. 표면에 파란색 덮개를 놓고 그림 2에표시된 모든 멸균 도구 및 소모품을 준비하십시오.
- 외과 전 수술
- 진통(Bup-SR)을 적용하고, 1.2항에 설명된 바와 같이 멸균 기술을 유지한다.
- 뮤린 옴마야의 외과 이식
- 25G(외경 0.51mm) 소형 사출포트와 1mm 스페이서 디스크를 사용하여 뮤린 옴마야 분사 장치를 조립한다. 시아노아크라이레이트 멸균 접착제를 사용하여 금속 캐뉼라약 2.5mm의 오른쪽 대뇌 반구(그림3A-C)의침투를 보장한다.
참고: MRI 호환 마우스 옴마야 프로토타입은 이미 두 부품(소형 사출 포트 및 스페이서) 3D를 단일장치(그림 3D)로함께 인쇄한 실험실에서 개발되었습니다. 단일 단위 버전은 MRI에 의해 테스트되었으며 어셈블리 단계를 제거하여 시간을 절약할 수 있습니다. - 오른쪽 반사의 흔적이 없을 때까지 2-3 %의 이소플루란으로 마우스를 마취시합니다. 또한, 마취 상태를 확인하기 위해 꼬리 및/ 또는 발 핀치 반사를 확인하십시오.
- 앞서 설명한 바와 같이 모피 의 머리의 전체 복부 표면을 면도하고, 멸균 기술에 따라 피부를 준비한다 1.2.3. 절차 중에 이소플루란 투여를 계속하기 위해 코 콘을 가진 스테레오전술 장치에 마우스를 놓는다; 이소플루란을 1.5%로 줄입니다. 이어바를 부드럽게 조이면 머리를 고정하고 눈 윤활유를 발라 마우스의 눈을 가룹니다.
- 작은 피부 절개 (3mm)를 만들고, 두개골을 드러내기 위해 기본 피하 조직의 무딘 해부를 만듭니다. 과산화수소에 담근 면 팁 어플리케이터 스틱을 사용하여 두개골을 건조시십시오.
- 두개골 0.5mm 후방 및 1.1mm 의 두개골 에 버 구멍을 뚫고 두개골의 해부학적 점(관상 봉합사가 처상 봉합사(도 3A)에 의해 수직으로 교차되는 두개골의 해부학적점(도 3A)뿐만아니라 0.9mm 버 구멍이 두라 메이트어를 노출한다. 마이크로드릴을 옆으로 이동시키고, 시아노아크라이레이트 멸균 접착제를 사용하여 두개골에 부착된 사출 포트(약 2.5mm 깊이)를 삽입하기 전에 버 구멍을 둘러싼 뼈를 부드럽게 점수매로 한다. 중단 된 스티치 패턴 또는 지갑 문자열 봉합사(11)에4-0 흡수성 나일론 봉합사를 사용하여 사출 지점 주위에 주 봉합사.
- 수술 후 마우스는 수술 회복을 위한 개별 케이지에 있습니다.
참고: Murine Ommaya는 여러 수술 회수 마우스가 동일한 케이지에 보관될 때, 아마도 지속적인 변조 상호 작용으로 인해 벗겨질 수 있습니다. Murine Ommaya 이식 된 마우스는 약물 효능 시험 의 과정을 통해 개별적으로 보관 (또는 케이지 당 2 마우스 이상) 수용 하는 것이 좋습니다.
- 25G(외경 0.51mm) 소형 사출포트와 1mm 스페이서 디스크를 사용하여 뮤린 옴마야 분사 장치를 조립한다. 시아노아크라이레이트 멸균 접착제를 사용하여 금속 캐뉼라약 2.5mm의 오른쪽 대뇌 반구(그림3A-C)의침투를 보장한다.
3. 뮤린 옴마야 치료
- 뮤린 옴마야를 사용하여 마우스를 주입
- 오른쪽 반사의 흔적이 없을 때까지 2-3 %의 이소플루란으로 마우스를 마취시합니다. 또한, 마취의 유지 보수를 확인하기 위해 꼬리 및 / 또는 발 핀치 반사를 확인합니다.
- 포트 사출 어댑터와 해밀턴 주사기를 사용하여 Murine Ommaya에 액세스 할 수 있습니다. 집게를 사용하여 소형 사출 포트의 상단을 잡고 포트 인젝터 어댑터를 포트의 중격에 부드럽게 삽입합니다.
참고: 포트 인젝터는 죽은 공간을 최소한으로 줄이고 전동 주사기펌프(그림 4A)를통해 제어된 주입을 허용하는 방식으로 포트의 중격을 관통합니다. 표적/신규 치료는 마취 하에 있는 동안 1 μL/min의 유량으로 주입됩니다. 처리는 연구원의 재량에 따라, 정해진 기간 (주/달)에 대한 지정된 간격 (매일 / 주)에서 주어집니다.
3μL 사이의 부피는 3 μL< 부피가 신뢰할 수 없고, 부피가 7 μL> 너무 많은 압력을 일으킬 수 있기 때문에 최적입니다. 해밀턴 주사기의 크기는 각 치료 암의 마우스 수에 따라 10에서 100 μL까지 다양할 수 있습니다. 적절한 볼륨을 해밀턴 주사기에 미리 로드하면 주사기의 반복교체가 방지되어 오류를 최소화할 수 있습니다. 치료 팔 당 해밀턴 주사기 1개도 헌납하는 것이 가장 좋습니다. - 주사가 이루어지면, 포셉을 사용하여 포트 주입 어댑터에서 Murine Ommaya를 분리하고, 1.3.7 단계에서 전술한 바와 같이 마취로부터 회복하기 위해 마우스를 케이지로 돌려놓는다.
- 안락사
- 압축 탱크 소스로부터이산화탄소(CO2)를흡입하여 마우스를 안락사시다. 마우스를CO2의 농도 증가에 노출시(즉, 챔버 부피/분의 10%에서 30%까지의 변위율이 사용됩니다)을 피하거나 불편함이나 고통을 최소화한다. 심혈관 및 호흡 운동의 중단이 보장될 때까지 마우스를 모니터링합니다.
Representative Results
마우스에서, CSF의 총 부피는 약 35-40 μL이며 약 350nL/min의 속도로 생산된다; 그것은 12일 12 - 13 번 뒤집습니다. 주사경로를 시각화하기 위해, 2% 에반스 블루는 뮤린 옴마야 모델을 통해 주입되었으며, 그 다음에는 15분 과 30분이 분석을 위해 뇌를 수확하기 전에 경과할 수 있었다. 염료는 성공적으로 15 분에 심실과 뇌에 침투. 30분 이내에, 염료는 척수(도4)에서보였다.
개념의 증거로, BALB/c 마우스는 루시파라그라스 표지Her2+ TUBO 유방암 세포주 내 시세스테른으로 주입되었고, 뮤린 옴마야는 이식되었다. 암세포의 주입 후 약 1 주일, 마우스는 LMD를 개발하기 시작했다. 이 마우스는 뮤린 옴마야(그림5A)를통해 회대 내 주사 또는 내회경을 통해 전신 요법을 통해 Her2 항체 면역 요법으로 일주일에 한 번 치료되었다.
치료되지 않은 마우스가 19일째사망했지만, 뮤린 옴마야를 통해 인트라테칼 치료를 받은 모든 마우스는살아남았다(P= 0.004). 4주차까지 종양의 완전한 회귀가 관찰되었습니다. LMD 치료에 적당한 성공을 거둔 전신 요법으로 치료된 마우스와 비교하여, 자궁 내 치료를 받은 마우스는 전체 생존율이 훨씬 더 길어졌다고(도 5B).
도 1: 렙토멘닝게아질환및 중추신경계 전이를 연구하기 위해 뮤린 제노이식 모델에서 시스테나 마그나로 순환 종양 세포를 주입한다. (A)시스테나 마그나 및 CSF 접근 부위의 위치를 보여주는 일러스트레이션으로, CTC는 해밀턴 주사기를 사용하여 주사된다. (B)순환 종양 세포를 가진 주입2 주 후에 렙토멘닝병 및 중추 신경계 전이 (두뇌 및 척수를 따라) 개발한 마우스의 대표적인 IVIS 이미지. 세포는 루시파라제 기자 유전자로 표지되었다. 식염수로 주입된 대조군 동물은 종양(n=3)을 개발하지 않았고, 삼중에서 실험이 수행되었다. 약어: CTC = 순환 종양 세포; IVIS = 생체 내 이미징 시스템. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
도 2: 마우스에서 뮤린 옴마야 이식을 수행하기 위한 워크스테이션 설정의 예. (1) 가스 마취 기계 / 기화기. (2) 스테레오탁스 스탠드를 덮고 있는 멸균 블루 페이퍼 커튼. (3) 스테레오 탁스 장치 (스탠드 / 무대, 귀 바, 코 콘). (4) 마이크로드릴. (5) 빛으로 유리를 돋보이게 합니다. (6) 멸균 식염수 린스 용기와 멸균 면 도청 어플리케이터 스틱. (7) 과산화수소. (8) 비드 살균기. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
도 3: Murine Ommaya 장치의 이식. (A)두개골에 있는 bregma의 위치를 가리키는 화살표와 마이크로 드릴을 사용하여 브레그마에서 버 구멍이 두개골 (0.5 mm 후방/1.1 mm 측면)에 뚫는 대략적인 거리. (B)뮤린 옴마야는 금속 캐뉼라와 1mm 스페이서를 두개골에 접착제 부착을 위한 베이스로 결합하여 조립된다. (C)뮤린 옴마야를 이식한 마우스의 대표적인 이미지; 이 마우스는 어떤 주사를 수신하기 전에 밝고, 경고되고, 반응성이 있는지 확인하기 위하여 감시됩니다. (D)모린 옴마야 임플란트의 프로토타입 자기 공명 영상-Murine Ommaya 및 대표적인 뇌 자기 공명 영상 이미지의 예. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
도 4: 뮤린 옴마야를 이용한 정맥내(중추신경계) 주사. (A)주사제의 이미지, 뮤린 옴마야를 통해 심실 및 중추신경계에 접근한다. 마우스는 주입 도중 마취의 밑에 남아 있습니다. 예에서, 뮤린 옴마야는 미리 채워진 해밀턴 주사기에 부착된 소형 포트에 연결됩니다. 주사는 1 μL/min의 주입 속도와 5-7 μL의 부피로 자동 주입 세트를 사용하여 수행됩니다. 에반스 블루주입된 마우스 뇌의 이미지가 표시됩니다. 원은 뮤린 옴마야가 부착된 위치를 보여줍니다. 뇌의 외관에는 염료의 누출이 관찰되지 않았다. 뇌의 단면은 염료로 채워진 측면 심실을 보여줍니다. 염료는 뇌 의 parenchyma를 관통하지 않았다. (B)에반스 블루 염료의 주입 후 15 분 및 30 분 후 마우스 뇌의 이미지. 염료는 뇌에 침투 (15 분) 척수에 순환하기 시작했다 (30 분). 5개의 마우스 중, 4개의 가시화를 위한 염료를 수신하고, 1은 대조군으로 봉사하였다. 실험은 삼중에서 반복되었다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
도 5: Murine Ommaya를 이용한 직접 표적 면역 요법은 유방암 관련 렙토멘닝게아 질환 마우스의 전반적인 생존을 증가시킵니다. (A)BALB/c 마우스는 루시프라아제 리포터-표지된 인간 표피 성장 인자 수용체 2 양성 TUBO 세포, 뮤린 유방암 세포 세포로 주입되었다. 시스테나 마그나 주사 후 3 일, 뮤린 옴마야스는 이식되었다. 마우스는 주사 후 1 주일 렙토멘닝게인(LMD)을 개발하기 시작했다. LMD 마우스는 직접 표적 접근법으로서 관혈 주사를 통해 또는 인트라테칼(Murine Ommaya)을 통해 체계적으로 인간 표피 성장 인자 수용체 항체로 치료되었다. 주사는 최대 주 에 대 한 일주일에 한 번 주어졌다 4 주. 치료되지 않은 마우스에 비해 면역 요법을 받는 마우스는 훨씬 더 오래 살아남았습니다. 뮤린 옴마야 마우스는 4 주까지 완전한 질병 회귀를 했고, 이 마우스는 결국 질병의 치료되었습니다. (B)이들 마우스는 또한 훨씬 더 나은 중앙분리성 생존을 가졌다(Mantel-Cox 시험; P = 0.004; n = 치료 팔 당 5 마우스) 체계적으로 치료 LMD 마우스보다 더 나은 전반적인 생존. 약어: LMD = 렙토멘딩질환; IP = 복막. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
Discussion
여기서, Murine Ommaya는 LMD 및 기타 CNS 관련 질병의 전임상 모델에서 CSF 공간으로 항암제의 반복 투여를 허용하는 신뢰할 수 있는 모델로 기술되었다. CSF는 장치가 중단없이 부착된 동안 마우스로부터 샘플링되었습니다. 이 직접 표적 치료 xenograft 모델은 LMD를 위한 합리적 처리 전략을 개발하고 시험하는 중요한 단계입니다. Cisterna 마그나 주사에서 LMD 발달의 초기 표시에 시간은 암 세포 모형에 따라 다릅니다. LMD와 CNS 전이는 CTC 접종 후에 약 1 또는 2 주 양식을 취하기 시작합니다. 고증식암 세포주사용이 가능하면 <7일 이내에 전이가 발생할 수 있다. 이 경우 종양 성장으로 인한 혈관화는 때때로 뮤린 옴마야의 이식을 어렵게 만들 수 있습니다. 이 과제에 대한 한 가지 해결책은 CSF 공간으로 주입을 위한 암세포의 수를 감소시켜 종양 발달 전에 더 많은 시간을 허용하는 것입니다. 더욱이, 이 프로토콜은 마우스가 첫 번째 치료 전에 수술에서 회복할 수 있는 충분한 시간을 보장하기 위하여 cisterna 마그나 주입 후에 72 시간 후에 머린 옴마야를 이식하기 위하여 결정되었습니다. 연구원은 치료 요법을 계획하기 전에 xenograft 모형에 있는 CTC의 성장 속도를 계산해야 합니다.
이전에설명된 바와 같이 삼투성 펌프 시스템 또는 인트레이스역(ICV) 볼루스 주입과 같은 다른 직접적인 심폐실 전달 방법이 있지만, Murine Ommaya 모델을 사용하는 데는 몇 가지 장점이 있다. 예를 들어, ICV bolus 주사는 단일 전달에서 이루어집니다., Murine Ommaya 는 언제 든 지 치료의 여러 복용량에 대 한 허용 하는 반면, 단일 에이전트 또는 결합 된 치료로 주어진 여부. 삼투압 펌프는 펌프교체가 필요하기 전에 최대 14일, 28일 또는 42일 동안 유지하도록 설계되었으며, 더 작은 펌프를 사용하는 경우 더 자주 사용할 수 있습니다. 삼투압 펌프를 변경하려면 종양을 낳는 쥐에 스트레스를 더하는 수술 절차가 필요합니다. Murine Ommaya 교체는 장치가 그대로 유지되는 한 장기 실험에 필요하지 않습니다. 또한 펌프9를변경하여 발생하는 잠재적 인 가변성을 최소화합니다. 실험 마우스에 이식된 Murine Ommayas는 42일 이상 그대로 유지되었으며, 이 기간은 장수 치료 요법을 허용했습니다.
이전 연구 결과는 CSF로 맥동 간헐적 투약이 주입에 의한 장기간 약물 전달 과정보다 LMD에 대한 더 나은 효능을 가지고 있음을 시사한다13. 삼투성 펌프 시스템을 사용하여 반복된 단일 용량 주사를 수행하는 것은 불가능할 것입니다. 각 주입 후 남아있는 갇힌 액체를 플러시하는 쉬운 방법은 없습니다. 삼투성 펌프는 또한 호환되는 또는 단일 약물의 혼합물을 전달하는 것으로 제한되며 전형적으로 지속적인 주입을 위한 더 많은 양의 약물 준비가 필요합니다. 대조적으로, Murine Ommaya는 죽은 공간을 고려하지 않고 3 에서 7 μL만큼 작은 정확한 미세 주사를 위해 설계되었으며, 면역 세포 치료를 포함하여 연구원이 사용할 수있는 약물의 유형에는 제한이 없습니다. Murine Ommaya는 특정 샘플이 귀중하고 해당 자원의 사용을 극대화하는 경우 시약 폐기물을 최소화합니다. 항암 요법의 다중 복용량을 요구하는 모든 치료 요법의 경우, Murine Ommaya는 사용하기 쉽고, 감염 또는 외과 적 모험의 최소한의 위험이 있다, 반복적으로 CSF에 액세스의 대안 접근과 함께 또는 바늘반복 전달을 통해. Murine Ommaya는 연구자가 약물 농도및 측정 주파수를 조정하고 관심연구에 따라 목표 변조 및 연구 기간을 평가할 수 있는 유연성을 제공합니다.
뮤린 옴마야의 한계는 연구원이 더 작은 마우스에 있는 장치를 이식하기 어려운 것을 찾아볼 수 있다는 것입니다. 따라서, 적어도 8 ~ 10 주 나이의 쥐를 사용 하 여 더 나은. Murine Ommaya는 이식 단계 동안 두개골에 장치가 고정되지 않고 접착제가 마모되거나 마우스가 연마로 변조된 경우 치료 시험 중에 벗겨질 수 있습니다. 후자의 시나리오는 여러 마우스가 동일한 케이지에 보관되었을 때 더 자주 발생합니다. 따라서, 치료 일정의 기간 동안 케이지 당 두 마리 이상의 뮤린 옴마야 이식 마우스를 수용하는 것이 좋습니다. 이 프로토콜은 스페이서에 시아노아크라이레이트 멸균 접착제를 적용하도록 수정되었으며, 이는 스페이서를 두개골 표면에 대고 뮤린 옴마야가 벗겨지는 것을 방지하는 데 가장 효과적인 접착제로 밝혀졌다. 결과는 LMD 마우스가 Murine Ommaya를 통해 직접 장내 치료에서 유익했다는 것을 보여주었습니다, 증가한 전반적인 생존과. 단일 마이크로리터 부피를 안전하게 투여하여 BBB를 우회하여 약물 제제의 양을 줄일 수 있습니다. 가장 중요한 것은, Her2 항체 면역 요법 연구 결과에서 CNS 전이의 치료된 마우스는 건강하게 남아 있습니다.
LMD의 PDX 모델에 대한 Murine Ommaya의 MRI 호환 버전을 개발하는 것을 목표로 제조 업체와의 협력. 이 프로토타입 버전에는 스페이서가 통합되어 있으므로 어셈블리가 필요하지 않으므로 두개골을 더 잘 준수할 수 있습니다. 이 프로토타입의 제한은 장치가 MRI 호환이지만 장치가 삽입되는 그림자를 생성하여 정량화 분석을 위한 이미지의 가시성을 감소시라는 것입니다. MRI 호환 버전은 ex vivo CTC 샘플링이 제한 요소이며 셀 의 사전 라벨링이 가능하지 않을 때 좋은 대체 도구입니다. LMD 이노이식 모델과 Murine Ommaya 기술의 조합은 BBB를 우회하는 직접 표적 약물 효능을 연구하는 데 유용합니다. 생체 내 연구에서 이러한 결과 LMD 환자에 대 한 합리적인 치료 전략을 설계 임상적으로 관련 된.
Disclosures
피터 포리스는 애비 사, 바이엘, 브리스톨 마이어스 스퀴브, BTG, 이노비오, 노보큐어, 토카겐, 지오팜자문위원회에서 근무하고 있습니다. 다른 모든 저자는 공개 할 것이 없습니다.
Acknowledgments
우리는 미셸 L. 다니엘슨, 트리샤 호의 - 왓슨, 그리고 사우스 플로리다 대학의 비교 의학 팀의 나머지 사람들에게 기술 적 지원과 우리의 동물을 유지해 주셔서 감사드립니다. MRI 호환 Murine Ommaya 를 개발해 달라는 당사의 요청에 따라 Instech 연구소, Inc.가 우리와 함께 일한 것에 감사드립니다. 이 작품은 국립 보건원 (NIH) R21 CA216756 (K.S.M. 스몰리), 국방부 (DOD) W81XWH1910675 (B. 체르니에키와 P. 칼린스키), 그리고 모피트 암 센터 CBMM 혁신적인 상 (P Forthy) 에 의해 지원됩니다. 편집 지원은 박사 폴 플레처와 데일리 드루커에 의해 과학 쓰기의 Moffitt 암 센터의 사무실에 의해 제공되었다. 정규 급여 를 넘어서는 보상은 없었습니다.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1 mm spacer disc | Alzet, Durect Corporation | #0008670 | Spacer disc only |
| 4-0 ethilon nylon suture | Any vendor | n/a | |
| Automatic syringe pumps | Harvard Syringe Pumps (or any vendor) | #70-4505 | Pump 11 Elite |
| Bead sterilizer | Braintree Scientific Inc. (or any vendor) | #GER 5287-120V | Germinator 500 |
| Buprenorphine Sustained-Release (Bup-SR) | Zoopharm | DEA controlled | |
| Cyanoacrylate sterile adhesive | Any vendor | ||
| Gas inhalation anestehsia system | VeteEquip | #901812 | COMPAC5 |
| Hamilton microliter syringes | Hamilton | 10, 25, 50, and 100 μL | 30 G for cisterna magna injection |
| Hydrogen peroxide | Any vendor | n/a | |
| IVIS 200 imaging system | Caliper Life Sciences | n/a | |
| Magnifying glass with light | Any vendor | n/a | |
| Microdrill | Stoelting (or any vendor) | #51555M | |
| MRI imaging | Bruker | BioSpec series | Optional |
| Murine Ommaya (MRI-compatible) prototype | Instech Laboratories, Inc. | #VAB620-25MRI-3.3 | |
| Phosphate-buffered saline (PBS) | Any vendor | n/a | 0.1 mm Sterile-Filtered |
| PinPort injector | Instech Laboratories, Inc. | #PNP3M-50 | |
| PinPort | Instech Laboratories, Inc. | #1-PNP3F28-50 | |
| Rodent Surgical Instruments (Scissors, Forceps) | Roboz Surgical Instrument (or any vendor) | ||
| Stereotaxic device | Stoelting (or any vendor) | #51730M | |
| Sterile blue paper/ drape covering | Any vendor | n/a | n/a |
| Sterile cotton sticks | Any vendor | n/a |
References
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